全 文 :植物生理学报 Plant Physiology Journal 2011, 47 (5): 443~451 443
收稿 2011-03-01 修定 2011-03-22
资助 中央高校基本科研业务费专项资金(DL09AB18)。
* 通讯作者(E-mail: lyhshen@126.com; Tel: 0451-82191783)。
植物对非生物逆境响应的转录调控和代谢谱分析的研究进展
邵常荣, 张旸, 解莉楠, 李玉花*
东北林业大学生命科学学院, 哈尔滨150040
摘要: 非生物逆境严重影响植物的生长发育, 植物响应非生物逆境是通过复杂的转录调控网络和代谢网络实现的。植物转
录组学和代谢组学的技术方法有助于研究植物对非生物逆境的应答机制。本文对植物非生物逆境响应中的转录调控和代
谢谱分析的研究进展进行了综述。
关键词: 转录组学; 代谢组学; 非生物逆境; 调控网络
Progress in Transcriptional Regulation and Metabolic Profiling of Plants Re-
sponse to Abiotic Stress
SHAO Chang-Rong, ZHANG Yang, XIE Li-Nan, LI Yu-Hua*
College of Life Sciences, Northeast Forestry University, Harbin 150040, China
Abstract: Plants have been subjected to different degrees of abiotic stresses throughout the life process, which
seriously affected growth and development. Plants respond to abiotic stresses through the complex transcrip-
tional regulatory networks and metabolic networks. Technology of transcriptomics and metabolomics is crucial
to study mechanisms of plant respond to abiotic stress. This paper reviews recent advances on transcriptional
regulatory and metabolic profiling analyses in plant respond to abiotic stress.
Key words: transcriptomics; metabolomics; abiotic stress; regulatory network
干旱、高盐和低温等逆境严重影响植物的生
长和生产力。植物必须在分子、细胞、生理和生
化水平上响应非生物逆境, 获得各种胁迫耐受机
制, 发生适应性或形态学的变化, 以求在各种环境
条件下得以生存(Yamaguchi-Shinozaki和Shinozaki
2006)。基因组水平研究的最新进展已经显示出复
杂的调控网络能够调控总体的基因表达、蛋白质
修饰和代谢产物的组成。基因芯片技术从整个转
录水平入手, 全面揭示逆境胁迫下整个基因组水
平的表达情况, 获取转录图谱信息, 构建逆境基因
组转录调控网络。基因调控和表观遗传调控, 包
括核小体分布的变化, 组蛋白修饰, DNA甲基化等
在非生物胁迫基因网络中起到重要的作用。在后
基因组时代, 利用功能基因组学进行全面深入的
研究, 能够增加对胁迫适应和耐受相关的复杂调
控网络的理解。代谢谱的研究, 在植物逆境研究
方面发挥了极为重要的作用(Urano等2010; Hiraya-
ma和Shinozaki 2010)。本文综述了近年来转录
调控和代谢谱分析在植物对非生物逆境响应中
的研究进展, 并讨论了基因组研究的现状和发展
前景。
1 非生物逆境胁迫下植物的转录调控研究
基因芯片技术具有高通量、微型化和自动化
等特点, 能够从转录水平入手, 同步平行分析大量
基因并进行信息筛选, 从而全面揭示逆境胁迫下
整个基因组水平的表达情况, 是综合研究转录本
的有力工具(Greco等2008)。植物应答非生物逆境
胁迫的反应是涉及众多信号途径的复杂过程, 其
中需要一系列的信号分子传递胁迫信号的跨膜感
受和识别信息, 如MAP激酶、Ca2+、bZIP转录因
子、MYB/MYC转录因子等。转录调控是通过非
编码RNA、细胞质颗粒及转录后RNA的加工修饰
等过程对其下游胁迫相关基因的表达进行调节,
从而在复杂的信号网络中发挥重要的作用。组蛋
白修饰等表观遗传调控在逆境胁迫研究中也有较
快的进展。
1.1 非生物逆境胁迫下植物表达全基因组分析
人们对非生物逆境反应理解的局限性, 直接
植物生理学报444
制约了基因工程方法在提高植物逆境胁迫耐受性
中的应用。因此, 对植物逆境胁迫抗性的复杂机
制进行全基因组水平的整合研究成为逆境生物学
研究中的重要课题。拟南芥和水稻‘日本晴’等模
式植物基因组测序工作的完成极大地促进了该研
究领域的进展。完整的基因组序列使得研究植物
响应各种非生物逆境胁迫的全基因组的基因表达
谱成为可能(Kilian等2007)。
在拟南芥、水稻等植物中已利用基因芯片大
规模地进行了干旱、高盐和低温等胁迫响应相关
的基因表达谱分析(Seki等2002; Winter等2007), 鉴
定了数千种胁迫应答基因并提供了逆境胁迫下大
量基因的表达模式信息。在大量的微阵列实验中
鉴定的胁迫诱导基因产物可分为两类(Shinozaki等
2003): 一类主要含有直接应答非生物胁迫的功能
蛋白质, 例如, 胚胎发育晚期富集蛋白(LEA); 另一
类是由细胞内信号肽和胁迫诱导基因表达的调控
因子组成, 如MAP激酶、磷酸酶类、磷脂代谢酶
类和各类转录因子。
运用抑制消减杂交(SSH)或mRNA差异显示
等技术, 可对具有不同逆境胁迫抗性的材料、不
同的组织器官、在不同的生长发育阶段对不同的
环境胁迫因子进行响应时表现出的基因表达产物
的差异进行分析, 从而根据基因的差异表达模式
筛选出胁迫响应中的关键功能基因。基于构建
cDNA文库或cDNA消减文库 , 从中随机选择
cDNA克隆进行大规模的两端测序, 获得大量的逆
境胁迫相关的表达序列标签, 从而建立逆境EST
数据库。对积累的数据进行已知数据库的序列比
较分析, 获得一些基因片段的功能信息, 鉴定基因
组中的功能基因(Kawasaki等2001; Ayoubi等
2002), 并结合生物信息学的方法推测EST的编码
基因可能涉及的植物应激反应。EST技术能够快
速而有效地筛选新基因和未知基因 (陈全求等
2010)。Ma等(2009a)在条形柄锈菌与小麦的互作
研究中, 进行了基于EST数据的基因芯片技术的
构建, 筛选到相关应答基因并进行了功能基因注
释。运用已知功能的EST序列信息制备DNA芯片,
能够获得大量已鉴定的cDNA克隆资源, 并对发现
因环境刺激而发生表达状态改变的特异性基因具
有重要意义。
基因组数据库的信息在不断更新扩充, 但大量
受胁迫诱导的候选基因的功能信息仍很缺乏。利
用正向遗传学和反向遗传学的方法对候选基因的
功能进行研究。基因敲除、随机突变、T-DNA插
入或转座子转座等技术被广泛应用于胁迫应答基
因的功能验证。基因组信息已被用于经农杆菌转
化的T-DNA插入或转座子产生的许多基因敲除突
变体的位点鉴定(Kuromori等2009)。拟南芥和水
稻的T-DNA插入或转座子库为筛选耐受胁迫或对
胁迫敏感目的基因敲除突变体提供了大量的研究
资料。获得的插入突变体已被用于对应基因的功
能分析。上述突变几乎可以用于所有的拟南芥基
因并增强了对植物非生物逆境胁迫响应的研究。
1.2 非生物逆境胁迫中的信号转导通路
MAP激酶级联途径作为真核生物中的主要细
胞信号通路, 其代表基因已经被检测用以确定它
们是否参与各种应激反应(张腾国等2010)。机械
损伤能够诱导烟草中SIPK和WIPK基因的表达, 两
种蛋白激酶被迅速激活并对损伤作出反应。逆境
胁迫快速诱导表达拟南芥M P K 3基因 (高飞等
2010)。高等植物中发现的大量MAPK基因编码的
激酶可作为多种胁迫信号的传递体。干旱、低温
以及高盐胁迫可诱导水稻中MAPK5a基因的表
达。紫花苜蓿在干旱和冷胁迫时p44MKK4蛋白也
会被激活。根据拟南芥基因组信息鉴定了一些
MAP激酶、MAP激酶的激酶和MAP激酶的激酶
的激酶, 分析显示这些MAP激酶组分在一些不同
的信号转导过程中均具有功能, 由此推定它们可
能并不是简单的级联而是构成了MAPK级联系统,
从而形成网络共同作用, 因而增加了鉴定每个组
分功能的难度。许多遗传和生化的研究已经证实
了MAP激酶级联途径(Nakagami等2005), 其中有些
胁迫信号如高盐、低温和干旱等可通过同一条
MAP级联途径传递。Teige等(2004)阐明了拟南芥
MEKK1-MKK2-MPK4/6级联途径参与转导盐和冷
激信号。然而, 目前MAP激酶级联途径的直接上
游因子尚未被确定。
ABA的作用是非生物胁迫响应研究中的热点
之一。ABA受体的鉴定对于了解其功能是极为必
要的。已报告的两种ABA受体分别为可溶性型和
膜锚定型。最近使用化学遗传学和生物化学的方
邵常荣等: 植物对非生物逆境响应的转录调控和代谢谱分析的研究进展 445
法鉴定了PYR1 (pyrabactin resistance1)/PYR1相似
蛋白(PYR1-like proteins, PYLs)/ABA受体1型
(RCAR1)或START型可溶性ABA受体的调节组
分。进一步研究表明, 这些蛋白质直接结合蛋白
磷酸酶2C (PP2C), 如ABI1, 并且抑制其在ABA依
赖途径中的活性(Ma等2009b; Park等2009)。Sant-
ner和Estelle (2009)研究表明, ABA通过调节PP2C
活性调控细胞代谢, 成为植物激素信号途径中的
独特调节系统。
SNF1相关激酶(包括SnRK1、SnRK2和SnRK3)
在各种胁迫和ABA应答中具有重要功能。在拟南
芥中 , 两类SnRK1型激酶 (KIN10/SnRK1.1和
KIN11/SnRK1.1)被推定在调控代谢途径中起到一
定作用(Baena-González等2007)。除了SRK2J/
SnRK2.9, 渗透胁迫条件下9种拟南芥SnRK2s被激
活(Boudsocq等2004)。其中, SRK2D/SnRK2.2、
SRK2I/SnRK2.3和SRK2E/OST1/SnRK2.6均可被
ABA强烈激活。Fujii和Zhu (2009)新近研究表明,
这3种ABA激活的SnRK2s是ABA信号转导中必不
可少的。这一结果暗示了其他SnRK2型激酶在激
活它们的信号转导中发挥着关键的作用。最近生
化分析显示出PP2Cs与ABA激活的SnRK2s互作,
并通过在特定的氨基酸残基上去磷酸化来有效地
抑制其激酶活性。PYR1/PYLs/RCAR1型ABA受
体结合PP2C并抑制PP2C磷酸化活性, 从而激活了
SnRK2s。SnRK2s进一步磷酸化和激活一些ABA
依赖性转录因子AREB/ABF。AREB/ABF含bZIP
型D N A结合域 , 能够结合A B A应答元件 ( T /
CACGTGGC), 激活ABA依赖性基因, 诱发ABA应
答反应。三个ABA激活的SnRK2s的三重敲除突变
体对ABA极不敏感(Fujii和Zhu 2009)。ABA受体
不能结合突变型PP2C, 并且突变型PP2C有足够的
磷酸化活性来抑制SnRK2s激活, 因而不能引发
ABA应答反应。
可溶性ABA受体-PP2C-SnRK2可能是ABA信
号通路的主要途径, 这显著增强了人们对非生物逆
境胁迫响应的理解。膜锚定G蛋白偶联受体型蛋白
GTG1和GTG2, 是另一类潜在的ABA受体(Pandey
等2009)。但是下游信号通路和多种类型的ABA受
体的生理学相关信息尚未得到充分的阐释。
在植物响应细胞外刺激时, 钙是最重要的第
二信使。细胞质内Ca2+水平的增加受胁迫条件下
的信号分子所诱导, 如三磷酸肌醇(IP3)、甘油二
酯、六磷酸肌醇(IP6)、cADP-核糖等。活性氧作
为信号分子, 是植物对逆境响应中细胞信号转导
和调控的重要组分(Chen和Polle 2010; Tamás等
2010), 可以通过激发Ca2+信号的产生来应对各种
逆境胁迫。不同环境胁迫刺激引发细胞内Ca2+信
号的不同途径, 或源于胞外Ca2+的内流或源于胞内
Ca2+的释放。甘露醇处理拟南芥幼苗试验发现, 胞
质Ca2+浓度的增加是由于液泡Ca2+的释放。烟草受
到风刺激时, 胞质Ca2+信号源于细胞器Ca2+的释放,
而因冷诱导产生的Ca2+信号却来源于胞壁Ca2+的内
流。植物细胞是如何识别感受不同的外界刺激并
引发由此而产生的不同Ca2+信号机制, 目前尚不清
楚。植物细胞质Ca2+浓度的增加, 使得信号通过
Ca2+感受器不断地传递并放大, 如拟南芥Ca2+感受
器CBL5 (钙调磷酸酶B类蛋白)过表达试验证明,
Ca2+增强了拟南芥对干旱和渗透胁迫的抗性(Cheong
等2010)。
植物中的两类蛋白激酶被假定为Ca2+信号的
目标。一类是SnRK3, 其活性依赖于CBL蛋白
(Hrabak等2003), 拟南芥中有25种SnRK3型激酶。根
据基因组信息, 其中最典型的是盐过敏感2(SOS2)/
CIPK24/SnRK3.11, 作为盐胁迫响应中的重要因子
而被鉴定。与SOS3/ScaBP8/CBL10钙离子结合蛋
白连同, SOS2激活耐盐所需的原生质细胞膜Na+/
H+反向转运体(SOS1)。另一类蛋白激酶是钙离子
依赖性激酶(CDPK), 各种刺激可诱导细胞内Ca2+
水平的增加从而激活CDPKs。据推测, 这些转录
因子可能作为一个枢纽, 整合复杂的非生物胁迫
条件下的信号输入而起作用。现已发现拟南芥有
超过30个CDPK基因(Hrabak等2003), 其中一些被
证明在非生物胁迫和ABA响应中具有功能。CPK3
和CPK6调节保卫细胞中的ABA响应 , CPK4、
CPK11和CPK32可以积极调节ABA响应。此外,
CPK4和CPK11在ABA依赖性调节方式中能够磷酸
化AREB/ABF转录因子。
1.3 小分子RNA调控非生物逆境应激反应
在非生物逆境应激反应基因调控系统中, 小
分子RNA在转录水平或转录后水平精细的调节基
因表达。真核生物中小分子RNA的合成机制和作
植物生理学报446
用机制基本相同(Siomi和Siomi 2009)。Brodersen
和Voinnet (2006)推测, 植物已经具有自身特性的
小分子RNA调控机制。综合转录组研究显示, 超
过7000个转录单元有可能产生内源性的siRNA (自
然反义转录相关的siRNA, nat-siRNA)。非生物逆
境胁迫诱导新型反义重叠转录本的积累和源于转
座子或假基因的转录本的积累。
在非生物逆境胁迫条件下, 拟南芥中一些小
分子RNA的变化, 表明了它们在非生物胁迫应答
中的功能。在拟南芥盐胁迫应答反应中发现第一
个nat-siRNA, nat-siRNA是由正义-反义对P5CDH
和SRO5的重叠区衍生(Borsani等2005)。P5CDH编
码蛋白D1-吡咯啉-5-羧酸脱氢酶, 其功能是参与脯
氨酸代谢, 而SRO5的功能是未知的。Borsani等
(2005)研究显示盐胁迫下, SRO5转录物和24-nt nat-
siRNAs的积累是上调的, 而P5CDH的积累是下调
的。在此模型中, 24-nt nat-siRNAs指导P5CDH转
录初始断裂, 通过逐步分裂生成次级21-nt nat-siR-
NAs。次级nat-siRNAs也抑制P5CDH转录物, 并随
后积累渗透保护剂脯氨酸, 使拟南芥获得高盐耐
受性。但是P5CDH-SRO5调控体系的功能仅在拟
南芥中表现, 尚未在其他植物中发现。此外, 同源
性检索表明, P5CDH同系物存在于水稻、大豆、
杨树、葡萄、百脉根和小立碗藓的基因组中, 但
在这6种植物中SRO5同系物并不存在于P5CDH基
因的反义链上。在拟南芥中nat-siRNA的功能是否
仅是对高盐具有耐受性仍是未知的。
天然反义转录物(NATs)根据来源可以分为顺
式NATs (cis-NATs)和反式NATs (trans-NATs)两种,
普遍存在于基因组中。Zhou等(2009)发现在水稻
遭受干旱或盐胁迫条件下 , 水稻的cis-NATs和
trans-NATs也可以形成丰富的nat-siRNAs。从这两
类nat-siRNAs的形成来看 , 存在于基因组中的
NATs可能对植物适应逆境胁迫起到重要作用。
1.4 非生物逆境胁迫诱导转录本的转录后调节
转录组研究表明mRNA的积累并不一定意味
着表达基因的mRNAs被积极地翻译。miRNA可以
通过靶基因mRNA切割或翻译抑制的沉默机制, 对
其靶基因的表达进行转录后水平的负调控, 从而
使得植物抵御逆境胁迫(丁艳菲等2010; Kantar等
2011; Miura等2011)。miR398作为植物逆境miR-
NA, 通过介导CSD基因mRNA裂解的转录后调节
来调控靶基因的表达。Dugas和Bartel (2008)研究
发现 , 拟南芥突变体中CSD mRNA含量上升但
CSD蛋白累积下降, 由此推测是miR398对CSD基
因mRNA进行翻译抑制负调控的结果。
除了转录组图谱, 研究胁迫条件下哪些mRNAs
被翻译、降解或暂时性储存同样重要。拟南芥突
变体的遗传学研究显示出对非生物胁迫和ABA的
一种异常反应, 揭示mRNA加工和代谢与应激反应
有着密切的联系。Owttrim (2006)研究发现, RNA
解旋酶涉及包括植物体在内的各种生物体应答非
生物胁迫响应。选择性拼接, 使得来源于同一基
因的不同种多肽的产生, 这是受如冷胁迫等各种
非生物胁迫调控的。此外, 冷胁迫改变剪接因子
的选择性拼接谱, 表明在非生物逆境应激响应中
是复杂的多步骤调控的拼接谱(Reddy 2007)。
根据发育阶段或环境条件转录的mRNAs形成
信使核糖核蛋白复合体(mRNPs)。多聚核糖体相
关的mRNA通常被翻译。相反, 非翻译的mRNA被
局部化在2种细胞质mRNP颗粒: mRNA处理小体
(P小体, P-body, PB)或应激颗粒(SG)。P小体和SG
在mRNA的稳定性、转运、翻译的起始与抑制,
mRNA降解中具有重要作用。
近年报告已经显示PBs和SGs也存在于植物中
(Weber等2008; Goeres等2007)。Weber等(2008)使
用DCP1、DCP2和XRN4作为PBs的标记或用
eIF4E、RBP47和UBP1作为SGs的标记, 观察到在
热胁迫下这些颗粒装配过程中的动力学变化。
UBP1和RBP47是RRM-type RNA结合蛋白。Lam-
bermon等(2000)研究显示UBP1的功能是参与核前
体mRNA的成熟并通过结合它的3′-UTR区保护
mRNA免于降解。Weber等(2008)指出在对照条件
下UBP1和RBP47主要定位在细胞核中, 而当细胞
遭受热胁迫时, 他们重新定位在一些细胞质颗粒
中。环己酰亚胺处理, 可以阻止翻译延伸, 防止
SGs的形成。因此, 植物SGs处于一种与多聚核糖
体动态交换的调节中。Lambermon等(2002)的酵
母双杂交和体外结合试验发现, RRM-type RNA结
合蛋白UBA1和UBA2是UBP1的相互作用者。在
对照条件下UBA2a定位遍及整个细胞核。然而,
ABA处理导致UBA2a重新定位在核小体结构, 是
邵常荣等: 植物对非生物逆境响应的转录调控和代谢谱分析的研究进展 447
剪接体组件的储存地点。Bove等 (2008)证明
UBA2a和UBA2c转录物的剪接变异体的水平由创
伤胁迫引起上调。在胁迫条件下一些RRM-type
RNA结合蛋白可能在mRNA代谢调节和细胞内环
境稳定中发挥重要作用。微阵列研究表明, 在编
码脱帽复合物组件的DCP2突变株中, 一些胁迫应
答转录物如RD20、COR15A、AtGolS2和PP2C被
上调(Goeres等2007)。总之, 对SGs和PBs的研究表
明, 它们是调控植物应激响应中基因表达的关键
细胞质结构。
1.5 非生物逆境胁迫下基因表达的表观遗传调控
非生物逆境胁迫引起基因表达的长期调控,
主要是表观遗传基因调控机制。例如通过各种组
蛋白修饰或DNA甲基化过程的染色质重塑(Chin-
nusamy和Zhu 2009)。植物中组蛋白N端尾部翻译
后修饰如乙酰化、甲基化和磷酸化(Strahl和Allis
2000)的过程发生在胁迫应答过程中(Kwon等2009;
Kim等2008)。组蛋白中的赖氨酸甲基化在基因的
表观遗传转录调控中发挥重要的作用。
染色质免疫沉淀(ChIP)试验是检测胁迫条件
下组蛋白修饰状态的最好方法。组蛋白H3 Lys27
的三甲基化(H3K27me3)通常是一个转录物的阴性
标记(Zhang等2007)。通过ChIP试验, Kwon等
(2009)证明暴露在低温时, 两个冷应答基因, CO-
R15A和AtGolS3位点上的H3K27me3的修饰逐渐减
少。当受冷处理植物恢复到正常条件时, 这些基
因的转录物被抑制到初始水平, 但冷处理引发的
H3K27me3减少仍维持不变。当植物再次被返回
到低温环境时, 这种甲基化位点的减少也不会增
强诱导冷应答基因的转录物。
通过ChIP试验, Kim等(2008)观察到在脱水胁
迫时, 组蛋白H3修饰发生在3个脱水胁迫应答基因
RD29A、RD29B、RD20和一个AP2转录因子
(At2g20880)的编码区。在所有4个基因位点, 有一
个H3K4me3 (H3 Lys4三甲基化)和H3K9ac (H3
Lys9乙酰化)的富集, 是响应脱水胁迫时基因转录
激活的一个阳性标记。Pol II(聚合酶II)积累后,
H3K4me3富集在RD29A和At2g20880的编码区。
这说明H 3 K 4 m e 3富集在R D 2 9 A和转录因子
At2g20880的编码区需要依赖Pol II。脱水胁迫导
致了H3K23ac和H3K27ac在RD29B、RD20和
At2g20880编码区的富集, 但不能在RD29A编码区
富集。然而, 以上研究结果仍只是胁迫应答中染
色质修饰的个例。因此, 应用ChIP-seq或ChIP-chip
的方法进行大规模研究对增加理解非生物胁迫应
答中组蛋白修饰作用是极为必要的。
全面可用的基因组信息, 染色质状态检测, 如
DNA芯片, DNA修饰碱基如亚硫酸盐法等技术的
发展, 已经不仅可以研究感兴趣的基因, 甚至于研
究整个基因组。应用这些技术, 胁迫诱导的染色
质修饰已经被论证。有许多研究结果证实染色质
修饰和非生物胁迫反应之间的关联。脱乙酰酶样
蛋白HOS15缺陷引起了对ABA和非生物胁迫的异
常反应。染色质重塑蛋白AtCHR12, 被胁迫条件
下生长抑制所需。SWI3B已被确定为ABA相关的
PP2C-HAB1的目标之一。DNA甲基化也被证实包
含在逆境胁迫响应中(Matzke等2007), 并有研究证
明由此引发的DNA甲基化是能够遗传的。DNA甲
基化状态的改变, 不仅会导致基因表达水平的改
变, 而且通过重新定位如转座子等可动的DNA成
份改变染色体结构。高盐处理可以导致水稻DNA
甲基化状态的改变(韩雅楠等2010)。甘露醇、聚
乙二醇等渗透胁迫能够引发烟草、豇豆基因组
DNA特异区段的甲基化(毛新国等2010)。超低温
保存拟南芥幼苗后 , 其DNA甲基化发生遗传变
异。低温诱导或保存玉米、番木瓜和烟草的研究
表明 , DNA的甲基化状态均发生改变。Tan等
(2010)基因表达分析显示, 盐胁迫诱导玉米ABA负
调控因子ZmPP2C内含子区甲基化, 致使ZmPP2C
的表达量显著下调, 而诱导参与活性氧(ROS)代谢
的ZmGST去甲基化, 使得其表达水平上调。这些
研究表明, ABA和/或非生物胁迫通过修饰表观遗
传状态改变基因表达图谱和发育程序, 以此应对
逆境胁迫。
2 植物响应非生物逆境胁迫的代谢谱研究
代谢能够反映生物活性和状态并与植物生产
密切相关。随着质谱技术等代谢产物检测和鉴定
技术的不断改进, 植物响应逆境胁迫的代谢调节
得以被广泛的研究(Shulaev等2008; Sawada等
2009)。为了更深入了解非生物逆境胁迫下的细胞
状态, 代谢组学已经在拟南芥和其他植物物种研
究中广泛应用(Schauer和Fernie 2006)。在胁迫状
植物生理学报448
态下, 植物可以重新组织其代谢网络。因此, 以代
谢变化作为标记, 进行代谢组的综合研究, 有助于
找到调节代谢的关键因素, 增强人们对植物如何
响应各种逆境胁迫的理解。
代谢谱分析是对某一特定代谢途径或交叉的
代谢途径功能的描述, 是对预先设定的一系列同
类型的目标代谢物, 如脂类、糖类等进行定性和
定量研究。代谢谱分析技术已被用于研究植物应
答非生物逆境时的信号转导途径的最终步骤。
2.1 激素诱导响应脱水胁迫的代谢谱变化
脱落酸(ABA)是植物体内一种重要的胁迫激
素。ABA合成和代谢途径已被揭示(Nambara和
Marion-Poll 2005)。ABA生物合成途径中的限速
酶NCEDs (9-顺式-环氧类胡萝卜素双加氧酶)和
ABA代谢途径中的P450 CYP707A3的鉴定, 极大
地增加了人们对植物如何调控激素水平的了解。
编码这两种酶的基因可以被各种胁迫处理激活:
NCED3因复水而强烈地下调, 而CYP707A3会被进
一步上调。由此表明ABA水平的精确调整是由
ABA合成和分解系统协同调节。此外, ABA是以
非激活形式, 即ABA葡萄糖酯存储在液泡和质外
体中。在脱水情况下, ABA从葡萄糖酯的形式被β-
葡萄糖苷酶释放(Lee等2006)。
NCED3突变体是研究胁迫条件下转录组学和
代谢组学变化, 用以评价胁迫诱导ABA生物合成
的一个极好模式。内源ABA水平显著增加对水分
亏缺的响应, 以调节生理应激反应和基因表达。
近年来, 脱水胁迫应答代谢组和转录组的综合研
究使用气相色谱-飞行时间-质谱(GC-TOF-MS)、
毛细管电泳-质谱(CE-MS)和DNA微阵列的方法。
Urano等(2009)应用这些方法研究拟南芥NCED3敲
除突变体和野生型植株的脱水胁迫响应。代谢谱
分析显示脱水过程中积累的ABA调节各种氨基酸
和糖, 如葡萄糖和果糖的积累。特别是, 脱水诱导
的支链氨基酸(branch-chain amino acids, BCCAs)、
酵母氨酸、脯氨酸以及胍丁胺的积累, 与它们的生
物合成关键基因(BCAT2、LKR/SDH、P5CS1和
ADC2)的脱水诱导表达相关, 这是受内源ABA调节
的。相反, 棉子糖和肌醇半乳糖苷的含量水平不
受脱水胁迫ABA的调节。代谢网络研究表明, 在
野生型拟南芥中由于脱水增加的氨基酸间有整体
的代谢物-代谢物相关性, 但在NCED3突变体中脱
水胁迫和棉子糖之间具有很强的相关性。这些研
究表明, 植物体内累积ABA的一个重要作用是调
节脱水胁迫响应过程中的代谢变化。
2.2 转录因子参与的应激响应代谢谱变化
许多转录因子参与低温、干旱或渗透胁迫应
激的转录调控系统。代谢谱分析精确地显示出植
物对温度胁迫响应和驯化的特征。最近代谢组研
究显示了应对冷和其他胁迫的常规代谢物, 并证
明在冷胁迫应答中DREB1/CBF (脱水应答元件结
合因子/C-重复)转录网络的重要作用(Cook等2004;
Maruyama等2009)。DREB1/CBF家族是包含AP2
结构的转录因子, 识别DRE/CRT并具有应对冷胁
迫的功能。DREB1A/CBF3的表达是在转录水平
被ICE1 (inducer of CBF expression 1)调控的, ICE1
是一类MYC类型的转录因子。DREB1C/CBF2的
表达是在转录水平被钙调蛋白结合转录激活因子
(CAMTA)调控。CAMTA转录因子识别保守基序
(CM)序列, 能够提供与非生物胁迫应答中激活的
Ca2+信号转导的连接, 是含有钙调蛋白结合域的
CAMTA蛋白。Vogel等(2005)证明锌指蛋白ZAT12
也参与了DREB/CBF的表达调节。
在拟南芥和水稻中, DREB1/CBF冷应答途径
是在冷应答基因的表达和驯化中最具特征的遗传
体系之一。转基因拟南芥过表达DREB1A/CBF3
的代谢组研究显示, 在受低温调节的代谢组(单
糖、双糖、寡糖和糖醇)与其受DREB1A/CBF3转
录因子调节之间具有显著相似性(Cook等2004;
Maruyama等2009)。特别是, 低温诱导肌醇半乳糖
苷与棉子糖的积累与DREB1A/CBF3靶基因GolS3
基因的表达相关。受低温胁迫处理的拟南芥中
DREB1A被迅速强烈的诱导, 而DREB2A是另一个
含AP2结构的转录因子, 识别DRE/CRT, 受干旱和
高盐诱导。因而DREB1A和DREB2A两个转录因
子具有不同的表达模式。DREB2被证明是由
DREB转录因子相互作用蛋白DRIP1和DRIP2通过
泛素化调控的。DREB2A经转录后激活可以转变
为激活形式DREB2A-CA (Sakuma等2006), 能够促
进下游胁迫应答基因的表达, 增强植株的胁迫耐
性。Maruyama等(2009)研究冷处理的植物所增加
的代谢物时发现, 在35S:DREB1A过表达的转基因
邵常荣等: 植物对非生物逆境响应的转录调控和代谢谱分析的研究进展 449
植株和35S:DREB2A-CA过表达的转基因植株中均
有积累。据此前报道, 转基因植株的DREB2A-CA
过表达增加了它们对脱水胁迫的耐性, 对冰冻胁
迫的耐受性只有轻度增加。在转基因植株中过量
表达DREB2A并没有增加任何低温调节代谢物的
水平(Maruyama等2009)。这些结果表明, 过表达
DREB1A的转基因植株对冰冻胁迫耐受性的增加
可能是依靠积累低温调节代谢物, 尤其是蔗糖、
棉子糖、肌醇半乳糖苷和肌醇。
2.3 不同代谢谱变化的比较研究
GC-MS和芯片技术被用来研究拟南芥和与之
密切相关的模式盐生植物——盐芥 (Kempa等
2008)。应用代谢谱研究阐明盐胁迫下模式植物间
基因组进化的各个方面。代谢组研究显示两个物
种之间存在完全不同的代谢谱。与拟南芥相比,
在缺乏和存在盐胁迫下盐芥均保持较高的代谢物
水平。即使在对照情况下, 与拟南芥相比, 盐芥仍
包含较高水平的各种渗透调节物质, 如果糖、蔗
糖、复杂的糖类、苹果酸和脯氨酸。Gong等
(2005)的转录组研究也表明, 即使在缺乏盐胁迫的
情况下, 盐芥中一些胁迫相关基因的表达仍处于
高水平。这表明盐芥处于一种预想的胁迫准备的
稳定状态。
Cramer等(2006)在脱水和盐胁迫间比较了葡
萄的转录物和代谢物谱。与盐胁迫植物相比, 代
谢分析发现脱水处理的植物含有更高浓度的葡萄
糖、苹果酸和脯氨酸。这些在代谢物水平的差异
与许多参与能量代谢和氮同化的基因的转录水平
相关。与盐胁迫下的植物相比, 脱水处理的植物
更加需要调整渗透势、解毒活性氧(ROS)及减轻光
抑制(Cramer等2006)。Rizhsky等(2004)的代谢谱
分析显示, 在剧烈的脱水和热胁迫结合处理的植物,
蔗糖将会取代脯氨酸作为主要的渗透保护剂。
Wienkoop等(2008)使用GC-MS和GC-TOF-
MS进行响应热休克和冷休克的拟南芥(Col-0)植株
间的比较代谢研究, 发现响应热休克所产生的大
部分代谢产物与冷休克响应所产生的代谢产物是
重叠的。此外, 这些结果表明包含有脯氨酸、单
糖(葡萄糖、果糖)、肌醇半乳糖苷和棉子糖的相
容性溶质的代谢网络对耐受温度胁迫具有重要作
用。基因组转录谱和代谢谱分析相结合研究植物
冷驯化发现, 代谢谱的总体变化与植物响应冷胁
迫间并不相关, 然而转录组图谱中的总体变化与
植物冷驯化能力是相关的。
3 结语
植物对外界环境胁迫产生耐受性的过程中涉
及到诸多胁迫相关基因表达、信号转导和代谢物
的形成。转录组学研究鉴定了许多非生物胁迫诱
导表达的基因, 为了解植物耐受非生物逆境胁迫
的复杂机制提供了大量有用的信息。阐明新近鉴
定的胁迫应答的蛋白编码RNA和非编码RNA的功
能, 对了解植物复杂的非生物胁迫响应是很重要
的。代谢组学大规模的研究鉴定植物在逆境条件
下上调或下调的代谢产物, 有助于对它们在胁迫
应答中的功能分析。代谢组和转录组的综合研究
显示, 许多重要的代谢途径是在转录水平上被调
节的。然而, 也有许多代谢途径不是在转录水平
上被调节, 而是在转录后水平, 如RNA加工、翻
译、翻译后调节或反馈机制。此外, 代谢物不仅
在胁迫耐受中具有功能性的作用, 而且也可以作
为信号分子参与到信号转导途径中。
近年来, 高通量基因组测序、基因芯片、基
因敲除、基因过量表达、突变体筛选分析、反义
RNA或RNAi载体转基因及胁迫相关代谢模型的
研究等技术发展迅速, 为植物逆境“组学”研究
提供了先进技术。
至今, 人们对于整个植物胁迫应答机制的认
识仍然是十分有限的。要剖析植物非生物胁迫响
应和耐受的机制, 更加需要后基因组时代的“组
学”研究。将传统的相对独立的信导途径、代谢
途径的研究扩展为复杂的信号传递网络和代谢网
络的研究, 从而更深入的揭示各种网络中不同途
径间的相互关系, 了解胁迫间相互作用的分子基
础。因而, 综合的“组学”研究将在了解非生物
胁迫应答的分子网络, 鉴定非生物胁迫应答和发
育过程联系之间的关键因子, 以及鉴定不同非生
物胁迫条件下代谢调控网络的功能中发挥更为重
要的作用。
参考文献
陈全求, 詹先进, 蓝家样, 黄云, 符家平(2010). EST分子标记在基因
组学中应用的研究进展. 中国农学通报, 26 (3): 59~63
丁艳菲, 王光钺, 傅亚萍, 朱诚(2010). miR398在植物逆境胁迫应答
中的作用. 遗传, 32 (2): 129~134
高飞, 苏琦, 范云六, 王磊(2010). 拟南芥AtMPK3启动子应答逆境信
植物生理学报450
号的表达模式和必需区域分析. 中国科学, 40 (10): 963~969
韩雅楠, 赵秀娟, 蔡禄(2010). MSAP技术在植物抗逆性方面的应用.
生物技术通报, (6): 71~74
毛新国, 李昂, 景蕊莲(2010). 植物DNA甲基化与作物种质资源保
存. 植物遗传资源学报, 11 (6): 659~665
张腾国, 张艳, 王娟, 杨宁, 安黎哲(2010). 高山离子芥MAP激酶基
因CbMAPK3的克隆. 植物生理学通讯, 46 (4): 335~340
Ayoubi P, Jin X, Leite S, Liu X, Martajaja J, Abduraham A, Wan Q,
Yan W, Misawa E, Prade RA (2002). PipeOnline 2.0: automated
EST processing and functional data sorting. Nucleic Acids Res,
30 (21): 4761~4769
Baena-González E, Rolland F, Thevelein JM, Sheen J (2007). A
central intergrator of transcription networks in plant stress and
energy signalling. Nature, 448 (7156): 938~942
Borsani O, Zhu J, Verslues PE, Sunkar R, Zhu JK (2005). Endogenous
siRNAs derived from a pair of natural cis-antisense transcripts
regulate salt tolerance in Arabidopsis. Cell, 123 (7): 1279~1291
Boudsocq M, Barbier-Brygoo H, Lauriere C (2004). Identification of
nine sucrose nonfermenting 1-related protein kinases 2 activated
by hyperosmotic and saline stresses in Arabidopsis thaliana. J
Biol Chem, 279 (40): 41758~41766
Bove J, Kim CY, Gibson CA, Assmann SM (2008). Characterization
of wound-responsive RNA-binding proteins and their splice
variants in Arabidopsis. Plant Mol Biol, 67 (1-2): 71~88
Brodersen P, Voinnet O (2006). The diversity of RNA silencing path-
ways in plants. Trends Genet, 22 (5): 268~280
Chen S, Polle A (2010). Salinity tolerance of Populus. Plant Biol, 12
(2): 317~333
Cheong YH, Sung SJ, Kim BG, Pandey GK, Cho JS, Kim KN, Luan S
(2010). Constitutive overexpression of the calcium sensor CBL5
confers osmotic or drought stress tolerance in Arabidopsis. Mol
Cell, 29 (2): 159~165
Chinnusamy V, Zhu JK (2009). Epigenetic regulation of stress re-
sponses in plants. Curr Opin Plant Biol, 12 (2): 133~139
Cook D, Fowler S, Fiehn O, Thomashow MF (2004). A prominent
role for the CBF cold response pathway in configuring the low-
temperature metabolome of Arabidopsis. Proc Natl Acad Sci
USA, 101 (42): 15243~15248
Cramer GR, Ergul A, Grimplet J, Tillett RL, Tattersall EA, Bohlman
MC, Vincent D, Sonderegger J, Evans J, Osborne C et al (2006).
Water and salinity stress in grapevines: early and late changes in
transcript and metabolite profiles. Funct Integr Genomics, 7 (2):
111~134
Dugas DV, Bartel B (2008). Sucrose induction of Arabidopsis miR398
represses two Cu/Zn superoxide dismutases. Plant Mol Biol, 67
(4): 403~417
Fujii, H, Zhu JK (2009). Arabidopsis mutant deficient in 3 abscisic
acid-activated protein kinases reveals critical roles in growth,
reproduction, and stress. Proc Natl Acad Sci USA, 106 (20):
8380~8385
Goeres DC, Van Norman JM, Zhang W, Fauver NA, Spencer ML,
Sieburth LE (2007). Components of the Arabidopsis mRNA
decapping complex are required for early seedling development.
Plant Cell, 19 (5): 1549~1564
Gong Q, Li P, Ma S, Indu Rupassara S, Bohnert HJ (2005). Salinity
stress adaptation competence in the extremophile Thellungiella
halophila in comparison with its relative Arabidopsis thaliana.
Plant J, 44 (5): 826~839
Greco D, Leo D, Porzio UD, Capano CP, Auvinen P (2008). Pre-
filtering improves reliability of Affymetrix GeneChips results
when used to analyze gene expression in complex tissues. Mol
Cell Probes, 22 (2): 115~121
Hirayama T, Shinozaki K (2010). Research on plant abiotic stress re-
sponses in the post-genome era: past, present and future. Plant J,
61 (6): 1041~1052
Hrabak EM, Chan CW, Gribskov M, Harper JF, Choi JH, Halford N,
Kudla J, Luan S, Nimmo HG, Sussman MR et al (2003). The
Arabidopsis CDPK-SnRK superfamily of protein kinases. Plant
Physiol, 132 (2): 666~680
Kantar M, Lucas SJ, Budak H (2011). miRNA expression patterns of
Triticum dicoccoides in response to shock drought stress. Planta,
233 (3): 471~484
Kawasaki S, Borchert C, Deyholos M, Wang H, Brazille S, Kawai K,
Galbraith D, Bohnert HJ (2001). Gene expression profiles during
the initial phase of salt stress in rice. Plant Cell, 13 (4): 889~905
Kempa S, Krasensky J, Dal Santo S, Kopka J, Jonak C (2008). A
central role of abscisic acid in stress-regulated carbohydrate me-
tabolism. PLoS One, 3 (12): e3935
Kilian J, Whitehead D, Horak J, Wanke D, Weinl S, Batistic O,
D’Angelo C, Bornberg-Bauer E, Kudla J, Harter K (2007). The
AtGenExpress global stress expression data set: protocols, evalu-
ation and model data analysis of UV-B light, drought and cold
stress responses. Plant J, 50 (2): 347~363
Kim JM, To TK, Ishida J, Morosawa T, Kawashima M, Matsui A,
Toyoda T, Kimura H, Shinozaki K, Seki M (2008). Alterations
of lysine modifications on the histone H3 N-tail under drought
stress conditions in Arabidopsis thaliana. Plant Cell Physiol, 49
(10): 1580~1588
Kuromori T, Takahashi S, Kondou Y, Shinozaki K, Matsui M (2009).
Phenome analysis in plant species using loss-of-function and
gain-of-function mutants. Plant Cell Physiol, 50 (7): 1215~1231
Kwon CS, Lee D, Choi G, Chung WI (2009). Histone occupancy-
dependent and -independent removal of H3K27 trimethylation at
cold-responsive genes in Arabidopsis. Plant J, 60 (1): 112~121
Lambermon MHL, Fu Y, Wieczorek Kirk DA, Dupasquier M, Fili-
powicz W, Lorkovic ZJ (2002). UBA1 and UBA2, two proteins
that interact with UBP1, a multifunctional effector of pre-mRNA
maturation in plants. Mol Cell Biol, 22 (12): 4346~4357
Lambermon MH, Simpson GG, Wieczorek Kirk DA, Hemmings-
Mieszczak M, Klahre U, Filipowicz W (2000). UBP1, a
novel hnRNP-like protein that functions at multiple steps of
higher plant nuclear pre-mRNA maturation. EMBO J, 19 (7):
1638~1649
Lee K, Piao H, Kim H, Choi SM, Jiang F, Hartung W, Hwang I, Kwak
JM, Lee IJ, Hwang I (2006). Activation of glucosidase via stress-
induced polymerization rapidly increases active pools of abscisic
acid. Cell, 126 (6): 1109~1120
Ma JB, Huang XL, Wang XJ, Chen XM, Qu ZP, Huang LL, Kang ZS
(2009a). Identification of expressed genes during compatible
interaction between stripe rust (Puccinia striiformis) and wheat
邵常荣等: 植物对非生物逆境响应的转录调控和代谢谱分析的研究进展 451
using a cDNA library. BMC Genomics, 8 (10): 586~597
Ma Y, Szostkiewicz I, Korte A, Moes D, Yang Y, Christmann A, Grill
E (2009b). Regulators of PP2C phosphatase activity function as
abscisic acid sensors. Science, 324 (5930): 1064~1068
Maruyama K, Takeda M, Kidokoro S, Yamada K, Sakuma Y, Urano K,
Fujita M, Yoshiwara K, Matsukura S, Morishita Y et al (2009).
Metabolic pathways involved in cold acclimation identified by
integrated analysis of metabolites and transcripts regulated by
DREB1A and DREB2A. Plant Physiol, 150 (4): 1972~1980
Matzke M, Kanno T, Huettel B, Daxinger L, Matzke AJ (2007). Tar-
gets of RNA-directed DNA methylation. Curr Opin Plant Biol,
10 (5): 512~519
Miura E, Kato Y, Sakamoto W (2010). Comparative transcriptome
analysis of green/white variegated sectors in Arabidopsis yellow
variegated2: responses to oxidative and other stresses in white
sectors. J Exp Bot, 61 (9): 2433~2445
Nakagami H, Pitzschke A, Hirt H (2005). Emerging MAP kinase path-
ways in plant stress signaling. Trends Plant Sci, 10 (7): 339~346
Nambara E, Marion-Poll A (2005). Abscisic acid biosynthesis and ca-
tabolism. Annu Rev Plant Biol, 56: 165~185
Owttrim GW (2006). RNA helicases and abiotic stress. Nucleic Acids
Res, 34 (11): 3220~3230
Pandey S, Nelson DC, Assmann SM (2009). Two novel GPCRtype G
proteins are abscisic acid receptors in Arabidopsis. Cell, 136 (1):
136~148
Park SY, Fung P, Nishimura N, Jensen DR, Fujii H, Zhao Y, Lumba
S, Santiago J, Rodrigues A, Chow TF et al (2009). Abscisic acid
inhibits type 2C protein phosphatases via the PYR/PYL family
of START proteins. Science, 324 (5930): 1068~1071
Reddy ASN (2007). Alternative splicing of pre-messenger RNAs in
plants in the genomic era. Annu Rev Plant Biol, 58: 267~294
Rizhsky L, Liang H, Shuman J, Shulaev V, Davletova S, Mittler R
(2004). When defense pathways collide. The response of Arabi-
dopsis to a combination of drought and heat stress. Plant Physiol,
134 (4): 1683~1696
Sakuma Y, Maruyama K, Osakabe Y, Qin F, Seki M, Shinozaki K,
Yamaguchi-Shinozaki K (2006). Functional analysis of an Ara-
bidopsis transcription factor, DREB2A, involved in drought-
responsive gene expression. Plant Cell, 18 (5): 1292~1309
Santner A, Estelle M (2009). Recent advances and emerging trends in
plant hormone signaling. Nature, 459 (7250): 1071~1078
Sawada Y, Akiyama K, Sakata A, Kuwahara A, Otsuki H, Sakurai T,
Saito K, Hirai MY (2009). Widely targeted metabolomics based
on large-scale MS/MS data for elucidating metabolite accumula-
tion patterns in plants. Plant Cell Physiol, 50 (1): 37~47
Schauer N, Fernie AR (2006). Plant metabolomics: towards biological
function and mechanism. Trends Plant Sci, 11 (10): 508~516
Seki M, Narusaka M, Ishida J, Nanjo T, Fujita M, Oono Y, Kamiya A,
Nakajima M, Enju A, Sakurai T et al (2002). Monitoring the ex-
pression profiles of 7000 Arabidopsis genes under drought, cold
and high-salinity stresses using a full-length cDNA microarray.
Plant J, 31 (3): 279~292
Shinozaki K, Yamaguchi-Shinozaki K, Seki M (2003). Regulatory
network of gene expression in the drought and cold stress re-
sponses. Curr Opin Plant Biol, 6 (5): 410~417
Shulaev V, Cortes D, Miller G, Mittler R (2008). Metabolomics for
plant stress response. Physiol Plant, 132 (2): 199~208
Siomi H, Siomi C (2009). On the road to reading the RNA-interfer-
ence code. Nature, 457 (7228): 396~404
Strahl BD, Allis CD (2000). The language of covalent histone modifi-
cations. Nature, 403 (6765): 41~45
Tamás L, Mistrík I, Huttová J, Halusková L, Valentovicová K,
Zelinová V (2010). Role of reactive oxygen species-generating
enzymes and hydrogen peroxide during cadmium, mercury and
osmotic stresses in barley root tip. Planta, 231 (2): 221~231
Tan MP (2010). Analysis of DNA methylation of maize in response to
osmotic and salt stress based on methylation-sensitive amplified
polymorphism. Plant Physiol Biochem, 48 (1): 21~26
Teige M, Scheikl E, Eulgem T, Dóczi R, Ichimura K, Shinozaki K,
Dangl JL, Hirt H (2004). The MKK2 pathway mediates cold and
salt stress signaling in Arabidopsis. Mol Cell, 15 (1): 141~152
Urano K, Kurihara Y, Seki M, Shinozaki K (2010). ‘Omics’ analyses
of regulatory networks in plant abiotic stress responses. Curr
Opin Plant Biol, 13 (2): 132~138
Urano K, Maruyama K, Ogata Y, Morishita Y, Takeda M, Sakurai N,
Suzuki H, Saito K, Shibata D, Kobayashi M (2009). Character-
ization of the ABA-regulated global responses to dehydration in
Arabidopsis by metabolomics. Plant J, 57 (6): 1065~1078
Vogel JT, Zarka DG, Van Buskirk HA, Fowler SG, Thomashow MF
(2005). Roles of the CBF2 and ZATI2 transcription factors in
configuring the low temperature transcriptome of Arabidopsis.
Plant J, 41 (2): 195~211
Weber C, Nover L, Fauth M (2008). Plant stress granules and mRNA
processing bodies are distinct from heat stress granules. Plant J,
56 (4): 517~530
Wienkoop S, Morgenthal K, Wolschin F, Scholz M, Selbig J, Weck-
werth W (2008). Integration of metabolomic and proteomic phe-
notypes: analysis of data covariance dissects starch and RFO me-
tabolism from low and high temperature compensation response
in Arabidopsis thaliana. Mol Cell Proteomics, 7 (9): 1725~1736
Winter D, Vinegar B, Nahal H, Ammar R, Wilson GV, Provart NJ
(2007). An electronic fluorescent pictograph browser for explor-
ing and analyzing large-scale biological data sets. PLoS One, 2
(8): e718
Yamaguchi-Shinozaki K, Shinozaki K (2006). Transcriptional regula-
tory networks in cellular responses and tolerance to dehydration
and cold stresses. Annu Rev Plant Biol, 57: 781~803
Zhang X, Clarenz O, Cokus S, Bernatavichute YV, Pellegrini M, Goo-
drich J, Jacobsen SE (2007). Whole-genome analysis of histone
H3 lysine 27 trimethylation in Arabidopsis. PLoS Biol, 5 (5): e129
Zhou X, Sunkar R, Jin H, Zhu JK, Zhang W (2009). Genome-wide
identification and analysis of small RNAs originated from natu-
ral antisense transcripts in Oryza sativa. Genome Res, 19 (1):
70~78