全 文 ：植物生理学报 Plant Physiology Journal 2012, 48 (8): 739~746 739
收稿 2012-01-20　　修定 2012-06-25
资助 国家自然科学基金面上项目(31070372)、高等学校博士学
科点专项科研基金(20110211110022)和中央高校基本科研
业务项目(lzujbky-2012-k17)。
* 通讯作者 (E-mail: xiongyc@lzu.edu.cn; Tel: 0931-8914500)。
植物ABA-H2O2介导的气孔关闭
熊俊兰, 谭瑞 , 孔海燕, 白雪, 熊友才*
兰州大学生命科学学院, 草地农业生态系统国家重点实验室, 兰州730000
摘要: 本文综述了脱落酸作为根源信号物质经由木质部被传递到叶片, 经重新分配再与脱落酸受体结合, 然后刺激气孔开
放因子, 调节烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸氧化酶等关键酶活性产生过氧化氢, 过氧化氢可使胞质碱化并刺激钙离子通道使
钙离子内流, 活化阴离子通道使阴离子外流, 最终导致气孔关闭的一系列过程。该过程涉及到的因子包括: 脱落酸受体、
气孔开放因子、磷脂酰环己六醇、分裂原激活蛋白激酶、烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸氧化酶、Ca2+、pH、一氧化氮等。
关键词: 气孔关闭; 脱落酸; 过氧化氢; 信号转导
Stomatal Closure Mediated by ABA-H2O2 in Plants
XIONG Jun-Lan, TAN Rui-Yue, KONG Hai-Yan, BAI Xue, XIONG You-Cai*
School of Life Sciences, State Key Laboratory of Grassland Agro-Ecosystem, Lanzhou University, Lanzhou 730000, China
Abstract: This paper summarized a series of processes in which abscisic acid (ABA) as a root source signal
induces stomatal closure. Free ABA is transported to leaf by xylem, redistributed in leaf and combined with
ABA receptor. The conjugated ABA activates open stomata 1 (OST1) and thereafter regulates the activities of
key enzymes such as nicotinamide adenine dinucleotide phosphate oxidase (NOX), which results in the
biosynthesis of H2O2. H2O2 can facilitate the cytoplasmic alkalinization and activate calcium ion channels,
which leads to the influx of calcium ions and stimulate anion channels so as to trigger the efflux of anion. The
factors involved in this process include ABA receptor, OST1, phosphatidylinositol (PI), mitogen-activated
protein kinase (MAPK), NOX, Ca2+, pH, nitric oxide (NO) and so on.
Key words: stomatal closure; abscisic acid; hydrogen peroxide; signaling transduction
脱落酸(abscisic acid, ABA)是植物最重要的激
素之一, 与种子休眠、叶片脱落、根系发育、响
应生物和非生物胁迫等密切相关(Seki等2007;
Walton 1980), 是迄今为止得到最广泛认同的干旱
胁迫激素, 是调节植物根冠通讯过程的重要根源
信号物质(Blackman和Davies 1985; Davies和Zhang
1991)。
植物根部可以通过感受非生物因子(如土壤
含水量)的变化调节生长适应环境。干旱胁迫下,
植物根系感受水分缺失产生根源信号, 经运输系
统长距离传递至地上部分。该信号被分为非水力
根源信号(也称化学信号)和水力根源信号, 非水力
根源信号主要调控胁迫早期植物的响应, 涉及到
的物质种类繁多, 包括ABA、pH、细胞分裂素等,
其中以ABA介导的根冠通讯相关研究最为集中
(Davies和Zhang 1991; Schachtman和Goodger
2008)。水分缺失时, 植物根部合成大量ABA, 经蒸
腾流运送其到叶片细胞质外, 影响质外体中的pH,
改变叶片中ABA的含量和分布位置, 与此同时, 保
卫细胞本身也可能合成ABA, 两者相互作用共同
提高细胞中ABA含量, 保卫细胞感受到ABA含量
上升后通过一系列信号级联反应调控气孔开度
(Auge和Moore 2002; Cowan和Railton 1986; Sauter
等2001)。
1 过氧化氢(hydrogen peroxide, H2O2)
ABA介导气孔关闭信号机制是近年研究热点
之一, 其中过氧化氢(hydrogen peroxide, H2O2)作为
其第二信使调控气孔开度方面尤其受到研究者的
关注。H2O2是活性氧(reactive oxygen species,
ROS)的一种, 是植物中重要的第二信使, 也是保卫
细胞响应ABA的下游物质之一(Pitzschke和Hirt
2006)。保卫细胞感受ABA上升后会通过不同途径
合成H2O2, 然后定位于作用位点, 影响气孔开度,
植物生理学报740
还要保持胞内氧化还原系统平衡。
1.1 H2O2的来源
在研究ABA-H2O2介导气孔关闭机制早期, 对
于H2O2的来源, 研究者多集中在烟酰胺腺嘌呤二
核苷酸磷酸氧化酶(nicotinamide adenine dinucle-
otide phosphate oxidase, NOX)上。质膜NOX (PM-
NOX)是产生和积累H 2O 2的重要酶 , 由核心酶
(p40phox、p67phox、p67phox、p22phox和gp91phox)和鸟
苷酸结合蛋白(Rac2和Rap1A)两部分组成, 分3个
亚型: 原始型、DUOX型和NOX5-like型(Foreman
等2003; 周丛义等2010)。NOX可催化烟酰胺腺嘌
呤二核苷酸磷酸(nicotinamide adenine dinucleotide
phosphate, NADPH)和氧气生成超氧阴离子, 超氧
阴离子在超氧化物歧化酶的歧化下生成H2O2。
AtrbohD和AtrbohF是拟南芥(Arabidopsis thanliana)
保卫细胞NOX催化亚基基因, 在atrbohD/F双突变
体中, ABA诱导的气孔关闭程度减弱, 而ABA诱导
的H2O2的产生、Ca
2+通道的激活和Ca2+含量的增
加也受到抑制, 外源施加H2O2可使Ca
2+通道的激活
和气孔关闭得到一定恢复(Kwak等2003)。还有研
究发现ABA-H2O2激活Ca
2+通道需要NAD(P)H,
NAD(P)H是NOX介导产生H2O2的重要底物(Murata
等2001)。
有研究指出在ABA-H2O2诱导气孔关闭过程
中, H2O2也来源于保卫细胞其他器官的多种反应,
如叶绿体Mehler反应、线粒体电子传递和过氧化
物体光呼吸等(Leshem等2010; Neill等2002; Pospi-
sil 2012; Wang和Song 2008; 周从义等2010)。ABA
处理可以显著增加液泡、质体中ROS (H2O2等)的
含量(Leshem等2010)。但也有实验不支持该论点,
过氧化氢酶(catalase, CAT)是植物清除多余H2O2的
重要酶之一, 使用CAT突变体cat3、cat1cat3或直
接向拟南芥施加CAT抑制剂氨基三唑(3-aminotri-
azole, 3-AT)均能显著降低CAT活性, 增加保卫细胞
H2O2水平, 但并未影响气孔开度(Jannat等2011)。
不同的是, 向cat或3-AT处理后拟南芥施加ABA后,
可增加H2O2, 关闭气孔。因此推测由ABA诱导胞
质H2O2产生才具有诱导气孔关闭的作用, 其他途
径不具备该效果(Jannat等2011)。
1.2 H2O2的定位
ABA诱导各信号因子相互作用产生H2O2后,
需要去除阻碍和定位才能准确作用于质膜各离子
通道。研究发现蛋白磷酸酶2C (protein phos-
phatase 2 C, PP2C)型蛋白激酶ABI2在H2O2到离子
通道之间起阻碍作用(Murata等2001)。而谷胱甘
肽过氧化物酶3 (glutathione peroxidase 3, GPX3)可
结合ABI2, 去除ABI2对H2O2结合Ca
2+通道的阻碍
(Wang和Song 2008)。另外, 拟南芥中AtVAMP71
蛋白也对H2O2定位有重要作用, 但具体作用还不
清楚(Leshem等2010)。
1.3 H2O2的清除
H2O2是植物重要的第二信使, 但是含量过多
反而会对细胞产生毒害作用, 保卫细胞需要清除
多余H2O2以维持胞内氧化还原的平衡。去除H2O2
系统分为非酶清除和酶清除两类。非酶清除系统
有抗坏血酸和谷胱甘肽等, 酶清除系统包括抗坏
血酸过氧化物酶、谷胱甘肽过氧化物酶和过氧化
氢酶等(Wang和Song 2008; 张怡和路铁刚 2011)。
当然也有其他成分有该作用, 如捕光叶绿素a/b结
合蛋白(LHCB)。LHCB是植物最多的膜冗余蛋白,
在ABA信号通路中可能通过调节H2O2平衡发挥正
调作用 , 下调或破坏 L H C B家族任意成员
(LHCB1、LHCB2、LHCB3、LHCB4、LHCB5、
LHCB6)都会减弱气孔对ABA的响应, 其突变体
lhcb的H2O2平衡遭到了破坏(Xu等2011)。
2 ABA-H2O2介导气孔关闭信号通路
气孔运动为研究植物细胞信号和特殊信号交
互提供了理想模式, 保卫细胞为ABA信号研究提
供了一个典型的单细胞系统(Sirichandra等2009b;
Kim等2010)。植物气孔运动信号转导基本过程如
下, 保卫细胞膜上受体感受外界信号, 通过跨膜转
换, 经第二信使(G蛋白异源三聚体、Ca2+和脂质信
号中的其他蛋白等)介导, 启动一系列包含蛋白激
酶磷酸化和去磷酸化、转录调节和转录后蛋白修
饰等的下游级联反应, 激活或抑制不同离子通道,
调节膨压, 控制气孔运动(Assmann 1993; Chater等
2011; Fan等2004; Hetherington 2001; Kim等2010;
Schroeder等2001; Vahisalu等2008)。
ABA诱导气孔关闭信号转导分为依赖于Ca2+
和独立于Ca2+两种类型, 其中以依赖于Ca2+信号途
径为主(权宏等2003)。依赖于Ca2+信号途径是指保
卫细胞受体结合ABA后, 通过H2O2激活Ca
2+通道使
熊俊兰等: 植物ABA-H2O2介导的气孔关闭 741
胞外Ca2+内流, 还可经过跨膜转换, 在胞内产生其
他第二信使如三磷酸肌醇(inositol triphosphate,
IP3)、环ADP核糖(cyclic ADP ribose, cADPR)等促
进胞内钙库释放Ca2+, 两者共同作用使胞内[Ca2+]cyt
上升, 引发一系列反应, 关闭气孔。此过程途径涉
及到的信号分子包括磷脂酰肌醇(phosphatidy li-
nositol, PI)、一氧化氮(nitric oxide, NO)、分裂原
激活蛋白激酶(mitogen activated protein kinase,
MAPK)、Ca2+、IP3、H2O2、蛋白激酶和蛋白磷酸
酶(ABR、PP1、PP2C/A)等(Fan等2004; Hamilton
等2000; Israelsson等2006; Kim等2010; Li等2006;
MacRobbie 1998; Schroeder等2001; Vahisalu等
2008)。独立于Ca2+信号途径是指ABA诱导胞质碱
化, 改变胞内离子浓度, 实现气孔关闭。发挥作用
的关键因子有pH、蛋白激酶和磷脂酶(phosp holi-
pase D, PLD)等(Jacob等1999; Kim等2010; Li等
2006; Schroeder等2001; Zhang等2009)。
ABA-H2O2介导气孔关闭信号途径包含于上
述网络中, 无论是否依赖于Ca2+, ABA-H2O2都需要
作用于离子通道调节胞内离子浓度控制气孔开
度。保卫细胞质膜和液泡膜上有多种离子通道,
发挥主要作用的为Ca2+离子通道、K+离子通道[K+
内流通道(K+in)和K
+外流通道(K+out)]和阴离子通
道。ABA-H2O2介导调节离子浓度分为3个方面(图
1): 抑制K+in通道, 阻止K
+内流; 激活Ca2+通道使胞
外Ca2+内流和诱导胞内钙库释放Ca2+, 使[Ca2+]cyt含
量上升, 进一步激活Ca2+/CaM复合物激酶, 活化S
型阴离子通道, 使阴离子外流; 诱导胞质碱化激活
K+out通道, 使K
+外流, 三者共同作用, 使胞内K+和阴
离子含量降低, 保卫细胞失水最终导致气孔关闭
(Kim等2010)。
Pei等(2000)报道向拟南芥保卫细胞施加ABA
可诱导产生H2O2, H2O2再激活Ca
2+通道, 关闭气
孔。ABA不敏感突变体gca2中, H2O2和ABA分别
诱导的钙离子通道的激活和气孔关闭不能正常进
行, 说明H2O2及其诱导的Ca
2+通道的激活是ABA诱
导气孔关闭的重要机制。利用H2O2清除剂CAT和
NOX抑制剂二联苯碘(diphenyleneiodonium chlo-
ride, DPI), 发现ABA介导的气孔关闭需要H2O2参
与。另外, ABA-H2O2通路还可直接作用于细胞膜
K+in通道诱导气孔关闭(Zhang等2001a, b)。不仅如
此, Murata等(2001)还简单描述了ABA-H2O2介导
气孔关闭的信号转导过程 : A B A — a b i 1 - 1 —
NAD(P)H依赖的ROS的产生—abi2-1—Ca2+通道的
激活—气孔关闭, 其中ROS主要是指H2O2, ABI1和
ABI2是PP2C型蛋白激酶。使用气孔开放因子
(open stomata 1, OST1)突变体ost1 和ost2发现OSTI
可上调ABA-H2O2信号通路, Kwak等(2003)结合前
人研究归纳了该过程: ABA—abi1-1—OST1—
NAD(P)H—ROS—Ca2+通道的激活—K+和阴离子
通道作用—气孔关闭。还有研究者归纳了类似于
Kwak的结果: ABA—abi1-1—OST1—H2O2—离子
通道活化—气孔关闭(Wang和Song 2008)。他们还
推测保卫细胞感受胞外ABA后引发的一系列反应:
ABA/GCR2—GPA1—PLD—磷脂酸(phosphatidic
acid, PA)。该级联反应中PA可以与ABI1结合, 去
除Kwak结论中ABI1对OST1的抑制, 协同活化
OST1, 促进合成H2O2, 诱导气孔关闭(Mishra等
2006; Wang和Song 2008)。本文归纳了上述及最新
研究成果, 总结了ABA-H2O2介导气孔关闭信号途
径(图1), 该过程是一个高度复杂的交互网络, 已经
图1 保卫细胞中ABA-H2O2诱导的气孔关闭信号转导机制
Fig.1 The signal transduction mechanism of ABA-H2O2
inducing stomatal closure in guard cells
尖箭头表示正调控; T型箭头表示负调控。
植物生理学报742
受到了越来越多的关注。
3 ABA-H2O2介导过程中的重要物质
3.1 ABA受体
ABA-H2O2介导气孔运动的第一步就是ABA
与相应受体结合, 因此ABA受体的研究就显得尤
为重要。早在研究ABA受体前期, 就有多位研究
者以保卫细胞为材料, 发现ABA的反应作用位点
可能在原生质体质膜上(Hornberg和Weiler 1984)。
后有实验表明ABA在保卫细胞胞外和胞内都有作
用位点(Schwartz等1994; 张骁等2001)。但是因为
研究方法等限制, 早期并未成功鉴定出保卫细胞
ABA特异受体。近年来结合化学遗传学、结构比
较和生化分析等方法, ABA受体研究取得了重大
突破, 发现PYR/PYL/RCARs、镁螯合酶H亚基
ABAR/CHLH和G蛋白偶联受体(GTGs和GCR2)
等。
Park等(2009)运用人工合成ABA结构类似物
Pyrabactin, 在拟南芥中成功鉴定了ABA受体PYR/
PYL, 另有研究小组将其命名为ABA管理组件受
体(regulatory components of ABA receptor, RCARs)
(Ma等2009)。PYR/PYL/RCARs是一个拥有14个
亚家族, 包含START特征区的蛋白家族。该受体
结合ABA后聚集蛋白磷酸酶PP2C并抑制其活性,
解除PP2C对蛋白激酶气孔开放因子/蔗糖非酵解
型蛋白激酶(sucrose non-fermenting 1-related ki-
nase, SnRK)活性的抑制, 使ABA信号得以向下传
递。已有多个研究所得出了PYR1介导ABA信号
转导模式为ABA—PYR—PP2C—SnRK (Nishimu-
ra等2009; Santiago等2009; Soon等2012)。保卫细
胞中PYR/PYL/RCARs是ABA重要受体之一, ABA
含量很低时, PYR/PYL/RCARs与PP2C (如ABI1)结
合并通过物理作用抑制阴离子通道(SLAC1); ABA
含量升高后, ABA和PYR/PYL/RCARs结合可使
PP2C失活从而活化OST1, 进一步通过H2O2等活化
SLAC1, 促进阴离子外流(Chater等2011; Raghaven-
dra等2010)。
ABAR/CHLH是定位于质体/叶绿体的蛋白,
为镁螯合酶H亚基 , 可正向调节ABA信号转导
(Shen等2006; Wu等2009; 张大鹏2011)。ABAR定
位于叶绿体, 其C末端位于细胞质中, 该末端可与
一组转录抑制因子相互作用, 阻碍下游ABA重要
因子的表达, 负调控ABA信号通路(张大鹏2011)。
蚕豆(Vicia faba)中ABAR/CHLH是调节气孔运动
的ABA特异性结合蛋白, 可正向调节种子萌发、
气孔运动等(Shen等2006)。
GTGs作为一种新型G蛋白 , 是一类膜定位
ABA受体。GTG1和GTG2均能特异性结合ABA,
其GTGs-GDP态比GTGs-GTP态更能结合ABA,
GTGs与GPA1-GTP相互作用生成GTGs-GTP, 抑制
GTGs结合ABA, 负调控ABA信号通路。GTGs的
拟南芥双突变体gtg1/gtg2在ABA抑制气孔开放方
面, 与野生型没有显著区别, 在ABA促进气孔关闭
方面, 对ABA不敏感(Pandey等2009)。
GCR2作为一种G蛋白偶联受体, 位于质膜表
面, 结合ABA后, 可控制种子萌发、幼苗生长和气
孔运动(Johnston等2007; Shen等2006)。向GCR2拟
南芥突变体gcr2施加ABA后, 气孔开度不会减小,
甚至大于野生型。应用膜片钳技术发现gcr2不能
实现ABA诱导的K+外流(Liu等2007)。膜外ABA与
GCR2结合后, 可协同活化OST1, 促进H2O2合成,
诱导气孔关闭(Wang和Song 2008)。
3.2 气孔开放因子(open stomata 1, OST1)
拟南芥OST1突变体ost1表现为不能正常合成
H2O2, 气孔关闭行为减弱。向ost1施加H2O2后, ost1
与野生型的气孔开度几乎一致, 说明SnRK2型蛋白
激酶OST1是ABA-H2O2信号通路的正调节因子
(Cutler等2010; Mustilli等2002)。
拟南芥中, HAB1 (hypersensitive to ABA 1)、
ABI1 (ABA insensitive 1)和ABI2 (ABA insensitive
2)均为PP2C型蛋白磷酸酶 , 能从多方面负调控
ABA信号通路(Vlad等2009), ABI1和ABI2位于
ABA-H 2O 2介导气孔关闭信号过程中 (Nei l l等
2002)。在ABI1突变体abi1-1中OST1/SRK2E的激
活会受到强烈抑制, 而在ABI2突变体abi2-1中未出
现该现象 , 说明该通路中OST1位于ABI2之前
(Yoshida等2006)。ABA通过OST1 (SRK2E/
SnRK2.6)调节气孔关闭作用顺序如下: ABA—
ABI1-1—OST1—H2O2—ABI2-1 (Sirichandra等
2009a)。OST1通过其Ser13和Ser174磷酸化NOX
的AtrbohF亚基, 调节NOX活性, 促进H2O2产生
(Chater等2011; Raghavendra等2010; 谢晓东等
2009)。近期研究发现HAB1也可直接调节和磷酸
熊俊兰等: 植物ABA-H2O2介导的气孔关闭 743
化OST1 (Vlad等2009)。
此外, OST1传递信号后的再利用也非常重
要。序列分析表明OST1催化结构域C末端有
SnRK2-specific box和ABA-specific box, 其中
SnRK2-specific box在OST1激酶活化再结合中发挥
作用, 研究发现去除SnRK2-specific box的功能会
阻碍OST1重组激酶的活化(Belin等2006)。
3.3 磷脂酰环己六醇(phospatidylinosital, PI)
PI是高等植物信号通路的重要成分, 可以通
过参与光合作用、激素调控等影响植物生长发育
和抗逆(Jung等2002)。已有报道表明植物保卫细
胞含有磷脂酰肌醇-3-激酶(phosphatidylinositol-3-
kinase, PI3K)和磷脂酰肌醇-4-激酶(phosphati-
dylinositol-4-kinase, PI4K)的产物磷脂酰肌醇-3-磷
酸(Phosphatidylinositol 3-phosphate, PI3P)和磷脂酰
肌醇-4-磷酸(Phosphatidylinositol 4-phosphate,
PI4P) (Jung等2002)。向拟南芥保卫细胞施加PI3K
抑制剂wortmannin或LY294002, 会增加气孔开度
和削弱ABA诱导的Ca2+增加(Jung等2002), 同时限
制ABA诱导H2O2产生和气孔关闭, 这说明PI3P作
用于ABA-H2O2介导气孔关闭信号通路(Park等
2003)。在动物嗜中性粒细胞中, PI3P可以结合
NOX非催化成分p40phox4, 有人据此推测植物保卫
细胞PI3P可通过调节NOX修饰ABA-H2O2通路,
PI4P也有类似功能(Kwak 2006; Wang和Song
2008)。
3.4 分裂原激活蛋白激酶(mitogen activated pro-
tein kinase, MAPK)
MAPK是MAPK信号通路的上游激活因子, 可
以调控细胞周期的运行和基因表达 ( M o r r i s
2001)。早期发现豌豆(Pisum sativum)保卫细胞中
MAPK可被ABA激活(Burnett等2000; Pitzschke和
Hirt 2006)。后有研究表明, MAPK可以诱导ABA
介导气孔关闭信号途径中H 2O 2的产生 (江静等
2003; Jiang等2008; Jammes等2009)。MAPK激酶
(mitogen extracellular kinase, MEK1/2)是MAPK信
号通路三个核心元件之一 , 向蚕豆叶片施加
MEK1/2专一抑制剂PD98059后, 运用激光共聚焦
扫描和表皮条生物学技术, 发现PD98059可以抑制
ABA而不是水杨酸诱导的H2O2和气孔关闭, 由此
表明MEK1/2可以专一调节ABA诱导的H2O2 (江静
等2003)。p38-l ike-MAPK的特异性抑制剂是
SB203580, 应用膜片钳技术和激光共聚焦扫描, 发
现SB203580会阻碍蚕豆保卫细胞中ABA诱导的
H2O2的产生, 说明p38-like-MAPK作用于H2O2产生
之前(Jiang等2008)。MPK9和MPK12在保卫细胞
高度表达, MPK9和MPK12拟南芥双突变体mpk9-
1/12-1的阴离子通道不能被ABA或Ca2+活化, 其气
孔对ABA和H2O2不敏感。MPK12位于细胞质和细
胞核, ABA和H2O2处理能增加其活性(Jammes等
2009, 2011)。
3.5 pH
正常情况下, 植物细胞内pH相对稳定, 受到外
界一定刺激后, pH发生变化。ABA可以改变胞质
pH, 然后调节离子通道, 关闭气孔。外源施加H2O2
可以使蚕豆保卫细胞胞质快速碱化和液泡酸化
(Zhang等2001b), 推测ABA诱导的胞质碱化可能是
H2O2所致。
3.6 一氧化氮(nitric oxide, NO)
前期研究表明, 在ABA诱导气孔关闭过程中,
合成H2O2后也能合成NO, 并且是气孔关闭所必须
的(Bright等2006)。因为在不能产生NO的Atno-
al1、nial1和nial2拟南芥突变体中ABA诱导的气
孔关闭不能正常进行(Bright等2006)。后有研究发
现ABA限制气孔开放分为依赖和不依赖于NO两
种(Yang等2008)。NO可能更多作用于充分供水条
件下的气孔运动, 干旱胁迫下NO是否起到信号作
用还有待研究(Neill等2008)。Neill等(2008)研究发
现水分胁迫下, nial1和nial2突变体中快速萎蔫叶
片的气孔关闭速度同野生型植物的类似, 而abi1突
变体的部分叶片气孔仍然开放, 说明干旱下气孔
关闭可能更依赖于ABA而非NO信号途径。
4 结束语
干旱胁迫下, 植物根部感受土壤水分缺失, 诱
导合成ABA, ABA合成后随木质部运至保卫细胞,
关闭气孔, 减少水分散失。该过程中, 气孔关闭是
植物对干旱胁迫最直接的应答 , 是多个信号交
互、共同作用的结果。ABA诱导的一系列反应非
常复杂, 在诱导气孔关闭过程中, H2O2可以作为第
二信使 , 传递信号 , 调控离子通道。当然ABA-
H2O2介导气孔关闭还存在很多问题, 如ABA-H2O2
是否是ABA诱导气孔关闭信号通路中独立的一
植物生理学报744
支？是否只有ABA诱导的产生H2O2才能介导气孔
关闭？该通路中介导的信号物质还有哪些及具体
作用等都还有待研究。还有报道指出H2O2并不是
ABA诱导气孔关闭通路的第二信使, ABA和H2O2
可分别作用于离子通道诱导气孔关闭(Wang和Song
2008)。就目前而言, 已有部分报道证明了ABA-
H2O2的存在性(Pei等2000; Kwak等2003; Mishra等
2006; Zhao等2010)。而ABA受体等研究的深入和
更多试验方法如膜片钳技术、激光共聚焦扫描等
的成熟都可为揭示气孔关闭机制提供重要的理论
和技术基础, 同时保卫细胞单细胞系统也能为研
究复杂的ABA信号通路提供一个好的模式。
参考文献
江静, 安国勇, 王鹏程, 王棚涛, 韩锦峰, 贾艳斌, 宋纯鹏(2003).
MAP激酶调节蚕豆保卫细胞中ABA诱导的H2O2产生. 科学通
报, 48 (12): 1256~126
权宏, 施和平, 李玲(2003). 脱落酸诱导气孔关闭的信号转导研究.
植物学通报, 20 (6): 664~670
谢晓东, 王俊斌, 李明, 陈帅君, 孙守钧(2009). OST1蛋白激酶通过
调控植物保卫细胞的膜系统运输来应答ABA信号. 2009中国
作物学会学术年会, 中国广东广州, 111
张大鹏(2011). 始于质体/叶绿体的ABA信号通路. 植物学报, 46 (4):
361~369
张骁, 上官周平, 高俊凤, 宋纯鹏(2001). 保卫细胞的ABA信号转导.
植物生理学报, 27 (5): 361~368
张怡, 路铁刚(2011). 植物中的活性氧研究概述. 生物技术进展, 1
(4): 242~248
周丛义, 吴国利, 段壮芹, 吴丽丽, 高永生, 陈坤明(2010). H2O2-NOX
系统: 一种植物体内重要的发育调控与胁迫响应机制. 植物学
报, 45 (5): 615~631
Assmann SM (1993). Signal transduction in guard cells. Annu Rev
Cell Biol, 9: 345~375
Auge RM, Moore JL (2002). Stomatal response to nonhydraulic root-
to-shoot communication of partial soil drying in relation to foliar
dehydration tolerance. Environ Exp Bot, 47 (3): 217~229
Belin C, de Franco PO, Bourbousse C, Chaignepain S, Schmitter JM,
Vavasseur A, Giraudat J, Barbier-Brygoo H, Thomine S (2006).
Identification of features regulating OST1 kinase activity and
OST1 function in guard cells. Plant Physiol, 141 (4): 1316~1327
Blackman PG, Davies WJ (1985). Root to shoot communication in
maize plants of the effects of soil drying. J Exp Bot, 36 (162):
39~48
Bright J, Desikan R, Hancock JT, Weir IS, Neill SJ (2006). ABA-
induced NO generation and stomatal closure in Arabidopsis are
dependent on H2O2 synthesis. Plant J, 45 (1): 113~122
Burnett EC, Desikan R, Moser RC, Neill SJ (2000). ABA activation
of an MBP kinase in Pisum sativum epidermal peels correlates
with stomatal responses to ABA. J Exp Bot, 51 (343): 197~205
Chater C, Kamisugi Y, Movahedi M, Fleming A, Cuming AC, Gray
JE, Beerling DJ (2011). Regulatory mechanism controlling sto-
matal behavior conserved across 400 million years of land plant
evolution. Curr Biol, 21: 1025~1029
Cowan AK, Railton ID (1986). Chloroplasts and the biosynthesis
and catabolism of abscisic-acid. J Plant Growth Regul, 4 (4):
211~224
Cutler SR, Rodriguez PL, Finkelstein RR, Abrams SR (2010). Absci-
sic acid: emergence of a core signaling network. Annu Rev Plant
Biol, 61: 651~679
Davies WJ, Zhang JH (1991). Root signals and the regulation of
growth and development of plants in drying soil. Annu Rev Plant
Physiol Plant Mol Biol, 42: 55~76
Fan LM, Zhao Z, Assmann SM (2004). Guard cells: a dynamic signa-
ling model. Curr Opin Plant Biol, 7 (5): 537~546
Foreman J, Demidchik V, Bothwell JH, Mylona P, Miedema H, Torres
MA, Linstead P, Costa S, Brownlee C, Jones JD et al (2003).
Reactive oxygen species produced by NADPH oxidase regulate
plant cell growth. Nature, 422 (6930): 442~446
Hamilton DWA, Hills A, Kohler B, Blatt MR (2000). Ca2+ channels
at the plasma membrane of stomatal guard cells are activated by
hyperpolarization and abscisic acid. Proc Natl Acad Sci USA, 97
(9): 4967~4972
Hetherington AM (2001). Guard cell signaling. Cell, 107 (6): 711~714
Hornberg C, Weiler EW (1984). High-affinity binding sites for absci-
sic acid on the plasmalemma of Vicia faba guard cells. Nature,
310 (3975): 321~324
Israelsson M, Siegel RS, Young J, Hashimoto M, Iba K, Schroeder
JI (2006). Guard cell ABA and CO2 signaling network updates
and Ca2+ sensor priming hypothesis. Curr Opin Plant Biol, 9 (6):
654~663
Jacob T, Ritchie S, Assmann SM, Gilroy S (1999). Abscisic acid sig-
nal transduction in guard cells is mediated by phospholipase D
activity. Proc Natl Acad Sci USA, 96 (21): 12192~12197
Jammes F, Song C, Shin D, Munemasa S, Takeda K, Gu D, Cho D,
Lee S, Giordo R, Sritubtim S et al (2009). MAP kinases MPK9
and MPK12 are preferentially expressed in guard cells and posi-
tively regulate ROS mediated ABA signaling. Proc Natl Acad
Sci USA, 106 (48): 20520~20525
Jammes F, Yang X, Xiao S, Kwak JM (2011). Two Arabidopsis guard
cell preferential MAPK genes, MPK9 and MPK12, function in
biotic stress response. Plant Signal Behav, 6 (11): 1875~1877
Jannat R, Uraji M, Morofuji M, Islam MM, Bloom RE, Nakamura Y,
McClung CR, Schroeder JI, Mori IC, Murata Y (2011). Roles of
intracellular hydrogen peroxide accumulation in abscisic acid
signaling in Arabidopsis guard cells. J Plant Physiol, 168 (16):
1919~1926
Jiang J, Wang P, An G, Song CP (2008). The involvement of a P38-
like MAP kinase in ABA-induced and H2O2-mediated stomatal
closure in Vicia faba L. Plant Cell Rep, 27 (2): 377~385
Johnston CA, Temple BR, Chen JG, Gao Y, Moriyama EN, Jones AM,
Siderovski DP, Willard FS (2007). Comment on "A G protein-
coupled receptor is a plasma membrane receptor for the plant
hormone abscisic acid". Science, 318 (5852): 914
Jung JY, Kim YW, Kwak JM, Hwang JU, Young J, Schroeder JI,
熊俊兰等: 植物ABA-H2O2介导的气孔关闭 745
Hwang I, Lee Y (2002). Phosphatidylinositol 3- and 4-phosphate
are required for normal stomatal movements. Plant Cell, 14 (11):
2976~2976
Kim TH, Bohmer M, Hu H, Nishimura N, Schroeder JI (2010). Guard
cell signal transduction network: advances in understanding
abscisic acid, CO2, and Ca
2+ signaling. Annu Rev Plant Biol, 61:
561~591
Kwak JM (2006). The role of reactive oxygen species in hormonal
responses. Plant Physiol, 141 (2): 323~329
Kwak JM, Mori IC, Pei ZM, Leonhardt N, Torres MA, Dangl JL,
Bloom RE, Bodde S, Jones JD, Schroeder JI (2003). NADPH
oxidase AtrbohD and AtrbohF genes function in ROS-dependent
ABA signaling in Arabidopsis. EMBO J, 22 (11): 2623~2633
Leshem Y, Golani Y, Kaye Y, Levine A (2010). Reduced expression of
the v-SNAREs AtVAMP71/AtVAMP7C gene family in Arabi-
dopsis reduces drought tolerance by suppression of abscisic acid-
dependent stomatal closure. J Exp Bot, 61 (10): 2615~2622
Li S, Assmann SM, Albert R (2006). Predicting essential components
of signal transduction networks: a dynamic model of guard cell
abscisic acid signaling. PLoS Biol, 4 (10): e312
Liu X, Yue Y, Li B, Nie Y, Li W, Wu WH, Ma L (2007). A G protein-
coupled receptor is a plasma membrane receptor for the plant
hormone abscisic acid. Science, 315 (5819): 1712~1716
Ma Y, Szostkiewicz I, Korte A, Moes D, Yang Y, Christmann A, Grill
E (2009). Regulators of PP2C phosphatase activity function as
abscisic acid sensors. Science, 324 (5930): 1064~1068
MacRobbie EA (1998). Signal transduction and ion channels in
guard cells. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci, 353 (1374):
1475~1488
Mishra G, Zhang WH, Deng F, Zhao J, Wang XM (2006). A bifurca-
ting pathway directs abscisic acid effects on stomatal closure and
opening in Arabidopsis. Science, 312 (5771): 264~266
Morris PC (2001). MAP kinase signal transduction pathways in
plants. New Phytol, 151: 67~89
Murata Y, Pei ZM, Mori IC, Schroeder J (2001). Abscisic acid activa-
tion of plasma membrane Ca2+ channels in guard cells requires
cytosolic NAD(P)H and is differentially disrupted upstream and
downstream of reactive oxygen species production in abi1-1
and abi2-1 protein phosphatase 2C Mutants. Plant Cell, 13 (11):
2513~2523
Mustilli AC, Merlot S, Vavasseur A, Fenzi F, Giraudat J (2002). Ara-
bidopsis OST1 protein kinase mediates the regulation of stomatal
aperture by abscisic acid and acts upstream of reactive oxygen
species production. Plant Cell, 14 (12): 3089~3099
Neill S, Barros R, Bright J, Desikan R, Hancock J, Harrison J, Morris
P, Ribeiro D, Wilson I (2008). Nitric oxide, stomatal closure, and
abiotic stress. J Exp Bot, 59 (2): 165~176
Neill S, Desikan R, Hancock J (2002). Hydrogen peroxide signalling.
Curr Opin Plant Biol, 5 (5): 388~395
Nishimura N, Hitomi K, Arvai AS, Rambo RP, Hitomi C, Cutler SR,
Schroeder JI, Getzoff ED (2009). Structural mechanism of ab-
scisic acid binding and signaling by dimeric PYR1. Science, 326
(5958): 1373~1379
Pandey S, Nelson DC, Assmann SM (2009). Two novel GPCR-type G
proteins are abscisic acid receptors in Arabidopsis. Cell, 136 (1):
136~148
Park KY, Jung JY, Park J, Hwang JU, Kim YW, Hwang I, Lee Y (2003).
A role for phosphatidylinositol 3-phosphate in abscisic acid-
induced reactive oxygen species generation in guard cells. Plant
Physiol, 132 (1): 92~98
Park SY, Fung P, Nishimura N, Jensen DR, Fujii H, Zhao Y, Lumba
S, Santiago J, Rodrigues A, Chow TF et al (2009). Abscisic acid
inhibits type 2C protein phosphatases via the PYR/PYL family
of START proteins. Science, 324 (5930): 1068~1071
Pei ZM, Murata Y, Benning G, Thomine S, Klusener B, Allen GJ,
Grill E, Schroeder JI (2000). Calcium channels activated by hy-
drogen peroxide mediate abscisic acid signalling in guard cells.
Nature, 406 (6797): 731~734
Pitzschke A, Hirt H (2006). Mitogen-activated protein kinases and re-
active oxygen species signaling in plants. Plant Physiol, 141 (2):
351~356
Pospisil P (2012). Molecular mechanisms of production and scaveng-
ing of reactive oxygen species by photosystem II. Biochim Bio-
phys Acta, 1817 (1): 281~231
Raghavendra AS, Gonugunta VK, Christmann A, Grill E (2010). ABA
perception and signalling. Trends Plant Sci, 15 (7): 395~401
Santiago J, Dupeux F, Round A, Antoni R, Park SY, Jamin M, Cutler
SR, Rodriguez PL, Marquez JA (2009). The abscisic acid recep-
tor PYR1 in complex with abscisic acid. Nature, 462 (7273):
665~668
Sauter A, Davies WJ, Hartung W (2001). The long-distance abscisic
acid signal in the droughted plant: the fate of the hormone on its
way from root to shoot. J Exp Bot, 52 (363): 1991~1997
Schachtman DP, Goodger JQD (2008). Chemical root to shoot signal-
ing under drought. Trends Plant Sci, 13 (6): 281~287
Schroeder JI, Allen GJ, Hugouvieux V, Kwak JM, Waner D (2001).
Guard cell signal transduction. Annu Rev Plant Physiol Plant
Mol Biol, 52: 627~658
Schwartz A, Wu WH, Tucker EB, Assmann SM (1994). Inhibition of
inward K+ channels and stomatal response by abscisic acid: an
intracellular locus of phytohormone action. Proc Natl Acad Sci
USA, 91 (9): 4019~4023
Seki M, Umezawa T, Urano K, Shinozaki K (2007). Regulatory meta-
bolic networks in drought stress responses. Curr Opin Plant Biol,
10 (3): 296~302
Shen YY, Wang XF, Wu FQ, Du SY, Cao Z, Shang Y, Wang XL, Peng
CC, Yu XC, Zhu SY et al (2006). The Mg-chelatase H subunit is
an abscisic acid receptor. Nature, 443 (7113): 823-826
Sirichandra C, Gu D, Hu HC, Davanture M, Lee S, Djaoui M, Valot B,
Zivy M, Leung J, Merlot S et al (2009a). Phosphorylation of the
Arabidopsis AtrbohF NADPH oxidase by OST1 protein kinase.
FEBS Lett, 583 (18): 2982~2986
Sirichandra C, Wasilewska A, Vlad F, Valon C, Leung J (2009b). The
guard cell as a single-cell model towards understanding drought
tolerance and abscisic acid action. J Exp Bot, 60 (5): 1439~1463
Soon FF, Ng LM, Zhou XE, West GM, Kovach A, Tan MH, Suino-
Powell KM, He Y, Xu Y, Chalmers MJ et al (2012). Molecular
mimicry regulates ABA signaling by SnRK2 kinases and PP2C
植物生理学报746
phosphatases. Science, 335 (6064): 85~88
Vahisalu T, Kollist H, Wang YF, Nishimura N, Chan WY, Valerio G,
Lamminmaki A, Brosche M, Moldau H, Desikan R et al (2008).
SLAC1 is required for plant guard cell S-type anion channel
function in stomatal signalling. Nature, 452 (7186): 487~491
Vlad F, Rubio S, Rodrigues A, Sirichandra C, Belin C, Robert N,
Leung J, Rodriguez PL, Lauriere C, Merlot S (2009). Protein
phosphatases 2 C regulate the activation of the snf1-related ki-
nase OST1 by abscisic acid in Arabidopsis. Plant Cell, 21 (10):
3170~3184
Walton DC (1980). Biochemistry and physiology of abscisic acid.
Annu Rev Plant Physiol, 31: 453~489
Wang P, Song CP (2008). Guard-cell signalling for hydrogen peroxide
and abscisic acid. New Phytol, 178 (4): 703~718
Xu YH, Liu R, Yan L, Liu ZQ, Jiang SC, Shen YY, Wang XF, Zhang
DP (2012). Light-harvesting chlorophyll a/b-binding proteins are
required for stomatal response to abscisic acid in Arabidopsis. J
Exp Bot, 63 (3): 1095~1106
Yang J, Matsumoto Y, Etoh T, Iwai S (2008). Nitric oxide (NO)-
dependent and NO-independent signaling pathways act in
ABA-inhibition of stomatal opening. Plant Signal Behav, 3 (2):
131~132
Yoshida R, Umezawa T, Mizoguchi T, Takahashi S, Takahashi F,
Shinozaki K (2006). The regulatory domain of SRK2E/OST1/
SnRK2.6 interacts with ABI1 and integrates abscisic acid (ABA)
and osmotic stress signals controlling stomatal closure in Arabi-
dopsis. J Biol Chem, 281 (8): 5310~5318
Zhang X, Miao YC, An GY, Zhou Y, Shangguan ZP, Gao JF, Song
CP (2001a). K+ channels inhibited by hydrogen peroxide medi-
ate abscisic acid signaling in Vicia guard cells. Cell Res, 11 (3):
195~202
Zhang X, Zhang L, Dong FC, Gao JF, Galbraith DW, Song CP (2001b).
Hydrogen peroxide is involved in abscisic acid-induced stomatal
closure in Vicia faba. Plant Physiol, 126 (4): 1438~1448
Zhang Y, Zhu H, Zhang Q, Li M, Yan M, Wang R, Wang L, Welti R,
Zhang W, Wang X (2009). Phospholipase dalpha1 and phospha-
tidic acid regulate NADPH oxidase activity and production of
reactive oxygen species in ABA-mediated stomatal closure in
Arabidopsis. Plant Cell, 21 (8): 2357~2377
Zhao Z, Stanley BA, Zhang W, Assmann SM (2010). ABA-regulated
G protein signaling in Arabidopsis guard cells: a proteomic per-
spective. J Proteome Res, 9 (4): 1637~1647