全 文 ：植物生理学报 Plant Physiology Journal 2011, 47 (12): 1195~1200 1195
收稿 2011-08-24　　修定 2011-10-09
资助 国家自然基金(30970228和31170237)、山东省自然基金
(ZR2010CM024)和植物生理学与生物化学国家重点实验
室开放课题(SKLPPBKF11001)。
* 通讯作者(E-mail: liuxin6080@yahoo.com.cn; Tel: 0532-
88030224)。
H2O2介导H2S诱导的拟南芥气孔关闭
叶青, 侯智慧, 刘菁, 刘瑞清, 刘新*
青岛农业大学生命科学学院, 山东省高等学校植物生物技术重点实验室, 山东青岛266109
摘要: 以拟南芥(Arabidopsis thaliana)为材料, 研究了过氧化氢(H2O2)在硫化氢(H2S)调控气孔运动信号转导中的作用。结果
表明, 光下H2S的供体硫氢化钠(NaHS)能够诱导拟南芥气孔关闭; 且能够显著提高叶片和保卫细胞胞质H2O2含量; H2O2的清
除剂AsA和H2O2合成酶的抑制剂可不同程度地抑制NaHS诱导的拟南芥气孔关闭及叶片和保卫细胞胞质H2O2水平的升高;
NaHS对AtrbohD、AtrbohF、Atpao2和Atpao4突变体气孔关闭、叶片和保卫细胞胞质H2O2水平升高的诱导作用要明显的小
于野生型, 但对AtPAO2和AtPAO4过表达株系叶片和保卫细胞H2O2水平的升高较野生型显著。据此推测, 来源于NADPH氧
化酶、细胞壁过氧化物酶和多胺氧化酶途径的H2O2参与H2S诱导的拟南芥气孔关闭。
关键词: 硫化氢; 过氧化氢; 气孔关闭; 拟南芥
H2O2 Involvement in H2S-Induced Stomatal Closure of Arabidopsis thaliana L.
YE Qing, HOU Zhi-Hui, LIU Jing, LIU Rui-Qing, LIU Xin*
College of Life Sciences, Qingdao Agricultural University, Key Lab of Plant Biotechnology in Universities of Shandong Province,
Qingdao, Shandong 266109, China
Abstract: Through pharmacological combined with spectrophotography and confocal laser scanning microsco-
py to study the effects of hydrogen peroxide (H2O2) in hydrogen sulphide (H2S)-regulated guard cell move-
ment of Arabidopsis thaliana. The results showed that NaHS (a donor of H2S) caused stomatal closure in the
light, and NaHS was able to induce H2O2 generation in guard cell cytoplasm and leaves of Arabidopsis thaliana
obviously. The H2O2 scavenger and H2O2 synthesis inhibitors all prevented H2S-induced stomatal closure and
the level of H2O2 raised in guard cell and leaves. The effects of NaHS were more significant in AtrbohD,
AtrbohF, Atpao2 and Atpao4 mutants than in wild-type, while in AtPAO2, AtPAO4 overexpression Arabidopsis
were less effective. These results showed that H2O2 derived from NADPH oxidase, cell wall peroxidase and
polyamine oxidase is involved in the signal transduction pathway of H2S-induced stomatal closure in Arabidop-
sis thaliana.
Key words: hydrogen sulphide; hydrogen peroxide; stomatal closure; Arabidopsis thaliana
气孔由高等植物叶片表皮上的保卫细胞构成,
是植物与环境间气体与水分交换的门户, 气孔开
闭运动可以对多种环境刺激, 如光照、干旱、病
原菌侵染和植物激素等做出灵敏反应(Israelsson等
2006; Melotto等2006; Shimazaki等2007), 进而调控
植物体内各项生理过程, 影响植物的生长发育。
气孔开闭的调控和信号转导机制一直是人们关注
的热点, 现已证明脱落酸(abscisic acid, ABA)、茉
莉酸(jasmonate acid, JA)和一氧化氮(nitric oxide,
NO)等均可诱导气孔关闭, 钙和过氧化氢(hydrogen
peroxide, H2O2)是气孔运动信号转导途径中的重要
组分(孙丽等2004; 吕东等2005)。在多变的环境中
是否还存在其他调控植物体气孔运动的因子？其
作用机制怎样？还有待于深入研究。
硫化氢(hydrogen sulphide, H2S)最早被发现是
参与动物体多种生理活动的内源性气体信号分子
(Li等2006; Yang等2008)。近年来发现植物体中亦
有内源H2S的存在, 它主要通过L-/D-半胱氨酸脱巯
基酶、亚硫酸盐和硫酸盐的代谢作用产生(Rie-
menschneider等2005)。同时证明逆境激素ABA可
通过提高L-/D-半胱氨酸脱巯基酶活性, 分解L-/D-
半胱氨酸生成H2S, 进而引起叶片中H2S含量的增
DOI:10.13592/j.cnki.ppj.2011.12.011
植物生理学报1196
加(刘菁等2011); 并且一定浓度的外源H2S可以激
活植物抗氧化信号途径, 提高植物抵御非生物胁
迫的能力 , 如提高大豆幼苗的抗旱性(Zhang等
2010a); 抵御硼胁迫对黄瓜幼苗的损伤(Wang等
2010); 提高小麦萌发早期过程中β-淀粉酶的活性,
进而促进小麦萌发(Zhang等2010b)等等。有报道,
一定浓度的H2S可以诱导蚕豆气孔关闭(García-
Mata和Lamattina 2010), 但H2S调控气孔运动的信
号转导机制尚不明确。
H2O2是植物体内广泛存在的一种信号分子,
在植物生长发育和对胁迫的应答过程中起重要作
用, 参与ABA、NO、乙烯和壳聚糖等多种因子对
气孔运动的调控(Srivastava等2009; 刘国华等
2 0 0 9 )。植物可以通过细胞壁过氧化物酶、
NADPH氧化酶、多胺氧化酶、光合电子传递过程
及脂质过氧化反应等多条途径合成H2O2。气孔运
动是通过复杂的网络信号进行调节的, 那么在H2S
调控拟南芥气孔运动过程中是否有H2O2的参与？
其来源怎样？为此, 本实验以拟南芥及其突变体
AtrbohD、AtrbohF、Atpao2、Atpao4、AtPAO2和
AtPAO4过表达株系为材料, 研究了H2O2在H2S调控
气孔运动中的作用。
材料与方法
材料为拟南芥(Arabidopsis thaliana L.)野生型
(生态型为Col-0)及H2O2缺失型突变体(AtrbohF和
AtrbohD突变体由河北师范大学陈玉玲教授惠赠;
AtPAO2的T-DNA插入突变体(SALK_046281)和
AtPAO4的T-DNA插入突变体(SALK_020782)购自
美国的拟南芥生物资源中心)。AtPAO2和AtPAO4
过表达株系种子经10% NaClO表面消毒15 min, 无
菌水冲洗5次后, 点种于无菌MS固体培养基, 4 ℃
条件下处理2~4 d打破休眠, 转入光照培养箱(22 ℃,
16 h/8 h光周期)垂直生长约1周, 转入到培养土(市
售花卉营养土)和蛭石按体积比1: 1混合的培养介
质中, 光/暗周期16 h/8 h, 温度18~22 ℃, 光照强度
120 μmol·m-2·s-1, 相对湿度70%, 培养4~5周后取生
长良好拟南芥完全展开的莲座叶供实验用。
实验试剂有表皮条缓冲液(10 mmol·L-1 Mes/
KOH、0.1 mol·L-1 CaCl2、50 mmol·L-1 KCl, pH 6.1),
1 mmol·L-1 H2O2供体硫氢化钠(sodium hydrosulfi de,
NaHS)母液、50 μmol·L-1 H2O2特异性荧光探针
2,7-dichlorodihydrofluorescein diacetate (H2DCF-
DA)、0.1 mmol·L-1 H2O2清除剂抗坏血酸(ascorbic
acid, AsA)、0.01 mmol·L-1 NADPH氧化酶抑制剂二
苯基碘(diphenylene iodonium, DPI)、0.01 mmol·L-1
细胞壁过氧化物酶抑制剂水杨羟肟酸(salicylhy-
droxamic acid, SHAM)、1 mmol·L-1多胺氧化酶抑
制剂β-羟乙基肼(β-hydroxyethylhydrazine, β-HEH)
和0.5 mmol·L-1多胺氧化酶抑制剂二氨基十二烷
(1,12-diaminododecane, DADD)。其中NaHS、H2D-
CF-DA、AsA、DPI、SHAM、DADD和β-HEH等药
理学试剂购于Sigma公司(美国), 其它药品均为国
产分析纯。
气孔开度的测定参考刘国华等(2009)的方
法。以生长良好4~5周龄拟南芥野生型及突变体
完全展开的叶片为材料, 用显微测微尺测量气孔
孔径的初始大小, 测量过程中, 随机取5个视野, 每
个视野中随机取10个气孔。然后分别将切成0.5
cm×0.5 cm的拟南芥野生型表皮条分别置于6种不
同处理(NaHS、NaHS+AsA、NaHS+DPI、NaHS+
SHAM、NaHS+DADD、NaHS+β-HEH共处理)的
表皮条缓冲液中, 光照强度200 μmol·m-2·s-1下处理
30 min, 记录终态孔径。其中将NaHS处理测量后
的表皮条, 放入表皮条缓冲液中, 置于光下30min
进行洗脱, 再测其气孔孔径。每个处理取3次重复
的平均值和标准误差。
拟南芥气孔保卫细胞胞质H2O2的检测参考刘
国华等(2009)的方法, 使用H2O2特异性荧光探针
H2DCF-DA检测保卫细胞内的H2O2。以生长良好
4~5周龄拟南芥野生型及突变体完全展开的叶片
为材料, 光诱导气孔完全张开, 撕取其下表皮, 小
心刷掉上面粘附的叶肉细胞。进行与测定气孔开
度相同的处理后分别加入50 μmol·L-1 H2DCF-DA,
25 ℃分别避光孵育20 min, 孵育完毕后, 清洗, 制
片。用488 nm蓝光激发, 发射波长在505~530 nm
之间, 使用激光共聚焦扫描显微镜(Zeiss LSM 510
META)扫描, 气孔保卫细胞中H2O2的静态分布图
像在LSM 5 Image Browse软件包下获得。每个处
理至少重复3次。
取0.1 g处理过的拟南芥叶片进行H2O2含量测
定, 具体操作参考Brennan和Frenkel (1977)的方法。
叶青等: H2O2介导H2S诱导的拟南芥气孔关闭 1197
结果与讨论
1 NaHS对拟南芥气孔关闭的影响
从图1可以看出, 一定浓度的H2S供体NaHS可
以诱导气孔关闭, 且具有浓度效应。但0.2 mmol·L-1
NaHS处理的表皮条进行洗脱后, 气孔无法恢复到
正常开度, 表明此浓度处理导致保卫细胞丧失部
分活性, 因此确定0.1 mmol·L-1为最佳的NaHS作用
浓度。同时还发现含Na+或含S2-复合物NaNO2和
Na2SO4均对气孔运动没有影响(结果未列出), 由此
推断, 由NaHS诱导产生的H2S具有诱导拟南芥气
孔关闭的作用。
示, 一定浓度的DPI、SHAM、β-HEH、DADD和
AsA单独处理对气孔开度无明显影响, 但是均可不
同程度地减弱NaHS诱导气孔关闭的作用。由此初
步推断, H2O2参与H2S诱导的拟南芥气孔关闭过程,
并且来自NADPH氧化酶、细胞壁过氧化物酶和多
胺氧化酶途径产生的H2O2在NaHS诱导拟南芥气
孔关闭过程中都起其作用, 其中NADPH氧化酶和
细胞壁过氧化物酶是H2O2的主要来源。
由图3得知, 拟南芥叶片含有一定水平的内源
H2O2, NaHS可诱导拟南芥叶片H2O2含量显著增加,
且在处理后30 min达到最大值。而NADPH氧化酶
的抑制剂DPI、细胞壁过氧化物酶抑制剂SHAM
和多胺氧化酶抑制剂β-HEH和DADD均不同程度
地抑制NaHS诱导的H2O2含量升高(图4), 由此进一
步说明, 来自NADPH氧化酶、细胞壁过氧化物酶
和多胺氧化酶途径的H2O2均参与H2S诱导的H2O2
2 H2O2参与H2S诱导拟南芥气孔关闭
AsA为H2O2的清除剂, DPI和SHAM分别是
NADPH氧化酶和细胞壁过氧化物酶抑制剂, 而
β-HEH和DADD为多胺氧化酶的抑制剂。图2显
图1 不同浓度NaHS对拟南芥气孔关闭的影响
Fig.1 Effects of different concentrations of NaHS
on stomatal closure of Arabidopsis
不同小写字母表示同一浓度下不同处理间差异显著(P<0.05)。
下图同此。
图2 H2O2清除剂及合成抑制剂对H2S诱导的
拟南芥气孔关闭的影响
Fig.2 Effects of H2O2 synthesis inhibitors on H2S-induced
stomatal closure in Arabidopsis
图3 NaHS对拟南芥叶片中H2O2含量的影响
Fig.3 Effect of NaHS on H2O2 contents in
leaves of Arabidopsis
图4 H2O2清除剂和H2O2合成抑制剂对H2S引起的
拟南芥叶片中H2O2变化的影响
Fig.4 Effects of H2O2 scavenger and H2O2 synthesis inhibitors
on H2S-induced H2O2 content in leaves of Arabidopsis
植物生理学报1198
变化。
3 H2O2参与H2S诱导拟南芥气孔关闭的细胞学实
验证据
利用H2O2的特异性荧光探针H2DCF-DA结合
激光共聚焦显微技术, 观测了H2S对拟南芥气孔保
卫细胞中H2O2水平的影响。结果表明, 气孔保卫
细胞具有一定含量的H2O2, 0.1 mmol·L-1 NaHS能够
显著提高拟南芥气孔保卫细胞的H2O2含量(图5-A
和B), 这为H2O2参与H2S诱导拟南芥气孔关闭提供
了直接的证据。
图5-C~L显示, H2O2清除剂AsA及合成抑制剂
DPI、SHAM、β-HEH和DADD均可显著减弱H2S引
起的保卫细胞H2O2水平的增加。可以进一步证明
NADPH氧化酶, 细胞壁过氧化物酶和多胺氧化酶途
径产生的H2O2参与NaHS诱导的拟南芥气孔关闭。
4 H2O2参与H2S诱导拟南芥气孔关闭的遗传学实
验证据
由图6可以看出, 光下H2O2缺失型型突变体
图5 H2O2清除剂和合成抑制剂对H2S诱导拟南芥保卫细胞H2O2含量变化的影响
Fig.5 Effects of the H2O2 scavenger and H2O2 synthesis inhibitors on H2S-induced
H2O2 contents in guard cells of Arabidopsis thaliana
A: MES; B: NaHS; C: AsA; D: AsA+NaHS; E: DPI; F: DPI+NaHS; G: SHAM; H: SHAM+NaHS; I: DADD; J: DADD+ NaHS; K: β-HEH; L:
β-HEH+NaHS。
叶青等: H2O2介导H2S诱导的拟南芥气孔关闭 1199
讨　　论
H2S是继NO和CO之后, 在动物体内发现的第
3种气体信号分子, 其在动物中的作用已有较深入
的研究, 但在植物中作用机制的研究还刚起步。
有报道, 外施H2S的供体NaHS可以缓解干旱胁迫
所引起的甘薯幼苗叶绿素含量降低、H2O2和丙二
醛含量升高等过程, 从而提高甘薯幼苗抵抗干旱
诱导的氧化胁迫的能力(Zhang等2009)。有实验证
明H2S能够作为信号分子在调控拟南芥巯基水平
中起到作用(Riemenschneider等2005); 能够提高植
物体对生物和非生物胁迫的抵御能力, 例如, H2S
作为信号分子调控甘蓝型油菜L-半胱氨酸脱巯基
酶活性, 促进H2S的释放, 进而缓解甘蓝型油菜的
真菌感染情况(Bloem等2004)。近期又发现, H2S参
与ABA诱导的蚕豆气孔关闭(刘菁等2011; García-
Mata和Lamattina 2010), 而Lisjak等(2010)的研究结
果证明光下H2S供体NaHS和GYY4137 (phosphino-
dithioate)可以阻断黑暗诱导的拟南芥气孔关闭, 并
减少ABA引起的气孔保卫细胞胞质NO的积累。
业已证明H2S自身能够诱导气孔关闭, 但尚未见其
调控气孔运动信号转导机制的研究报道。
H2O2是植物内普遍存在的一种信号分子, 本
实验研究发现, H2S供体NaHS同样可以诱导拟南
芥叶片及保卫细胞胞质H2O2水平的升高(图3和5),
H2O2的清除剂AsA可以抑制NaHS诱导拟南芥气孔
关闭运动(图2), 由此说明H2O2同样可以是H2S调控
拟南芥气孔关闭的重要组分。植物体内可以由多
条途径形成H2O2, 如Kwak等(2006)和Lin等(2009)
研究发现, NADPH氧化酶途径产生的H2O2参与
ABA诱导的拟南芥叶片气孔关闭和抵御干旱及盐
胁迫过程; 多胺氧化酶途径产生的H2O2参与JA介
导的伤信号转导过程(Angelini等2008); 最近有报
道显示, 来自NADPH氧化酶、细胞壁过氧化物酶
和多胺氧化酶途径的H2O2位于NO的上游参与乙
烯诱导的拟南芥气孔关闭运动过程 (刘国华等
2009)。本实验以H2O2缺失型突变体AtrbohD、
AtrbohF、Atpao2、Atpao4、AtPAO2和AtPAO4过
表达株系为材料, 利用植物生理学、细胞生物学
和遗传学的技术方法, 结合药理学实验和激光共
聚焦显微技术, 对H2S诱导气孔关闭过程中H2O2的
具体来源进行了较为系统的探究。结果表明 ,
AtrbohD、AtrbohF、Atpao2和Atpao4叶片中气孔
开度(图6-A)和H2O2含量(图6-B)均略低于野生型,
NaHS诱导突变体气孔关闭和H2O2含量升高的作
用明显减弱; 而AtPAO2和AtPAO4过表达株系能够
显著增强NaHS处理所引起气孔关闭和H2O2含量
升高的作用。
正常情况下H2O2缺失型突变体中保卫细胞
H2O2含量与野生型没有明显差异, H2S供体NaHS
处理后H2O2缺失型突变体中保卫细胞H2O2含量有
所升高, 但却明显低于野生型的, 且Atpao2和At-
pao4突变体的反应更弱; 而正常条件下AtPAO2和
AtPAO4过表达株系中保卫细胞H2O2含量较野生型
略有升高, 但是加入NaHS后保卫细胞H2O2含量的
升高更加显著(结果未列出)。综合以上实验结果
可以进一步推测, H2O2参与H2S诱导的拟南芥气孔
关闭, 且H2O2来源于NADPH氧化酶、细胞壁过氧
化物酶和多胺氧化酶途径, 其中NADPH氧化酶和
细胞壁过氧化物酶途径产生的H2O2起主要作用。
图6 H2S对H2O2缺失型突变体和AtPAO表达株系
叶片气孔开度和H2O2含量的影响
Fig.6 Effects of H2S on stomatal closure and H2O2 content in
wild-type, AtrbohD, AtrbohF, Atpao2 and Atpao4 mutants
and AtPAO2, AtPAO4 over-expression Arabidopsis
植物生理学报1200
H2O2合成酶抑制剂DPI、SHAM、DADD和β-HEH
处理均可对NaHS诱导的拟南芥叶片气孔关闭及叶
片和保卫细胞的H2O2水平的升高有抑制作用, 但
多胺氧化酶抑制剂DADD和β-HEH的作用要小于
NADPH氧化酶抑制剂DPI和细胞壁过氧化氢酶抑
制剂SHAM (图2、4和5)。此外还发现NaHS同样
可以诱导突变体气孔关闭及叶片H2O2水平的升高,
但其诱导作用却明显的小于野生型, 而NaHS对
AtrbohD和AtrbohF突变体气孔关闭及叶片H2O2水
平升高的诱导作用要略小于AtPAO2和AtPAO4缺失
突变体, 过表达株系叶片H2O2水平的升高较野生
型显著(图6)。由此可以进一步推测NADPH氧化
酶、细胞壁过氧化物酶及多胺氧化酶均参与了
H2S诱导拟南芥气孔关闭过程中H2O2 的合成。
本实验首次证明了H2O2参与H2S诱导的拟南
芥气孔运动, 并对H2O2的来源进行了初步探讨, 为
全面了解H2S在植物体内信号转导机制提供了新
的证据。最近有研究表明, H2S可以通过PKA和
PLC/PKC途径调控细胞Ca2+水平(Yong等2010), 而
Ca2+也是植物体内普遍存在的第二信使, 那么, 在
保卫细胞和叶肉细胞中, 胞质Ca2+是否也参与了
H2S对气孔的调控？其与H2O2之间是否存在相互
关系?这一过程中除了NADPH氧化酶, 细胞壁过氧
化物酶及多胺氧化酶外, H2O2的来源还有哪些？
在调控气孔运动中的其他信号组分, 如胞质pH、
NO和胞外ATP等信号分子是否也参与了H2S对气
孔的调控？它们之间是怎样相互作用的？这些问
题都值得进一步的研究。
参考文献
刘国华, 侯丽霞, 刘菁, 刘新, 王学臣(2009). H2O2介导的NO合成参
与乙烯诱导的拟南芥叶片气孔关闭. 自然科学进展, 19 (7):
8~18
刘菁, 侯智慧, 赵方贵, 刘新(2011). H2S介导ABA诱导的蚕豆气孔
关闭. 西北植物学报, 31 (2): 298~304
吕东, 张骁, 江静, 安国勇, 张玲瑞, 宋纯鹏(2005). NO可能作为H2O2
的下游信号介导ABA诱导的蚕豆气孔关闭. 植物生理与分子
生物学学报, 31 (1): 62~70
孙丽, 吴忠义, 李学东, 于荣(2006). 植物气孔运动过程中的信号转
导机制. 植物生理学通讯, 42 (6): 1203~1210
Angelini R, Tisi A, Rea G, Chen MM, Botta M, Federico R, Cona A
(2008). Involvement of polyamine oxidase in wound healing.
Plant Physiol, 146 (1): 162~177
Bloem E, Riemenschneider A, Volker J, Papenbrock J, Schmidt A,
Salac I, Haneklaus S, Schnug E (2004). Sulphur supply and
infection with Pyrenopeziza brassicae infl uence L-cysteine des-
ulphydrase activity in Brassica napus L. J Exp Bot, 55 (406):
2305~2312
Brennan T, Frenkel C (1977). Involvement of hydrogen peroxide in
the regulation of senescence in pear. Plant Physiol, 3: 411~416
García-Mata C, Lamattina L (2010). Hydrogen sulphide, a novel gas-
otransmitter involved in guard cell signalling. New Phytol, 188
(4): 977~984
Israelsson M, Siegel RS, Young J, Hashimoto M, Iba K, Schroeder
JI (2006). Guard cell ABA and CO2 signaling network updates
and Ca2+ sensor priming hypothesis. Curr Opin Plant Biol, 9 (6):
654~663
Kwak JM, Nguyen V, Schroeder JI (2006). The role of reactive
oxygen species in hormonal responses. Plant Physiol, 141 (2):
323~329
Li L, Bhatia M, Moore PK (2006). Hydrogen sulphide--a novel me-
diator of infl ammation? Curr Opin Pharmacol, 6 (2):125~129
Lin F, Ding H, Wang J, Zhang H, Zhang A, Zhang Y, Tan M, Dong W,
Jiang M (2009). Positive feedback regulation of maize NADPH
oxidase by mitogen-activated protein kinase cascade in abscisic
acid signalling. J Exp Bot, 60 (11): 3221~3238
Lisjak M, Srivastava N, Teklic T, Civale L, Lewandowski K, Wilson I,
Wood ME, Whiteman M, Hancock JT (2010). A novel hydrogen
sulfi de donor causes stomatal opening and reduces nitric oxide
accumulation. Plant Physiol Biochem, 48 (12): 931~935
Melotto M, Underwood W, Koczan J, Nomura K, He SY (2006). Plant
stomata function in innate immunity against bacterial invasion.
Cell, 126 (5): 969~980
Riemenschneider A, Nikiforova V, Hoefgen R, De Kok LJ, Papen-
brock J (2005). Impact of elevated H2S on metabolite levels,
activity of enzymes and expression of genes involved in cysteine
metabolism. Plant Physiol Biochem, 43 (5): 473~483
Shimazaki K, Doi M, Assmann SM, Kinoshita T (2007). Light regula-
tion of stomatal movement. Annu Rev Plant Biol, 58: 219~247
Srivastava N, Gonugunta VK, Puli MR, Raghavendra AS (2009). Ni-
tric oxide production occurs downstream of reactive oxygen spe-
cies in guard cells during stomatal closure induced by chitosan
in abaxial epidermis of Pisum sativum. Planta, 229 (4): 757~765
Wang BL, Shi L, Li YX, Zhang WH (2010). Boron toxicity is allevi-
ated by hydrogen sulfi de in cucumber (Cucumis sativus L.) seed-
lings. Planta, 231 (6): 1301~1309
Yang G, Wu L, Jiang B, Yang W, Qi J, Cao K, Meng Q, Mustafa AK,
Mu W, Zhang S et al (2008). H2S as a physiologic vasorelaxant:
hypertension in mice with deletion of cystathionine gamma-
lyase. Science, 322 (5901): 587~590
Yong QC, Choo CH, Tan BH, Low CM, Bian JS (2010). Effect of hy-
drogen sulfi de on intracellular calcium homeostasis in neuronal
cells. Neurochem Int, 56 (3): 508~515
Zhang H, Dou W, Jiang CX, Wei ZJ, Liu J, Jones RL (2010a). Hydro-
gen sulfi de stimulates β-amylase activity during early stages of
wheat grain germination. Plant Signal Behav, 5 (8): 1031~1033
Zhang H, Jiao H, Jiang CX, Wang SH, Wei ZJ, Luo JP, Jones RL
(2010b). Hydrogen sulfide protects soybean seedlings against
drought-induced oxidative stress. Acta Physiol Plant, 32:
849~857
Zhang H, Tang J, Liu XP, Wang Y, Yu W, Peng WY, Fang F, Ma DF,
Wei ZJ, Hu LY (2009). Hydrogen sulfi de promotes root organo-
genesis in Ipomoea batatas, Salix matsudana and Glycine max. J
Integr Plant Biol, 51 (12): 1086~1094