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2011 年 第 56 卷 第 30 期：2515 ~ 2522
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英文版见: Liu J, Hou L X, Liu G H, et al. Hydrogen sulfide induced by nitric oxide mediates ethylene-induced stomatal closure of Arabidopsis thaliana.
Chinese Sci Bull, 2011, 56, doi: 10.1007/s11434-011-4819-y
《中国科学》杂志社
SCIENCE CHINA PRESS 论 文 专辑: 娄成后教授诞辰 100 周年纪念
NO介导的 H2S合成参与乙烯诱导的拟南芥气孔关闭
刘菁①, 侯丽霞①, 刘国华①, 刘新①*, 王学臣②
① 青岛农业大学生命科学学院, 山东省高校植物生物技术重点实验室, 青岛 266109;
② 中国农业大学生物学院, 植物生理学与生物化学国家重点实验室, 北京 100094
* 联系人, E-mail: liuxin6080@yahoo.com.cn
2011-06-15 收稿, 2011-09-01 接受
国家自然科学基金(30970288 和 31170237)、山东省自然科学基金(ZR2010CM024)和植物生理学与生物化学国家重点实验室开放课题
(SKLPPBKF09001)资助项目

摘要 以拟南芥 (Arabidopsis thaliana) 野生型和突变体为材料, 利用激光共聚焦显微技术、实
时定量 PCR 和分光光度法, 结合药理学实验, 探讨两种气体信号分子硫化氢 (hydrogen
sulfide, H2S) 和一氧化氮 (nitric oxide, NO) 在乙烯 (ethylene, Eth) 调控气孔运动中的相互关
系. 结果表明, H2S 合成抑制剂能明显抑制乙烯诱导的拟南芥气孔关闭; 乙烯能够显著增加拟
南芥叶片的 H2S 含量, 提高 L-/D-半胱氨酸脱巯基酶 (磷酸吡哆盐依赖性酶) (L-/D-cysteine
desulfhydrase, L-/D-CDes) 活性及 AtL-CDes和 AtD-CDes的转录水平; 清除 NO可减弱乙烯的
诱导效应; 乙烯亦可明显诱导 Atnoa1突变体叶片 H2S的积累, 但对 Atnia1,nia2突变体没有明
显作用; H2S 合成抑制剂对乙烯诱导气孔保卫细胞和叶片的 NO 水平升高以及硝酸还原酶
(nitrate reductase, NR) 活性增强没有明显影响, 同样乙烯可以诱导 Atl-cdes和 Atd-cdes突变体
保卫细胞 NO水平升高, 说明 H2S和 NO均参与乙烯诱导的拟南芥叶片气孔关闭, 且 NO可能
位于 H2S上游参与调控这一信号通路.
关键词
硫化氢
一氧化氮
L-/D-半胱氨酸
脱巯基酶
拟南芥
乙烯
气孔关闭


气孔作为植物与环境之间气体和水分交换的门
户 , 其开闭运动在植物生命活动中起着极其重要的
作用[1], 气孔运动调控机制的研究一直受到人们的极
大重视. 尽管人们对气孔运动研究已有百年历史, 并
取得了一些重要进展, 例如已知光照、温度、CO2 浓
度及植物激素等均可调控气孔的开闭[2], 但对其信号
转导途径的认识还有待进一步深入 . 各种信使系统
在气孔运动信号转导中的作用 , 应答基因鉴定等研
究不够系统, 信号转导网络还有待进一步完善.
乙烯(ethylene, Eth)是广泛存在于植物各组织器
官中的气态植物激素. 有报道表明, 乙烯可以诱导拟
南芥气孔关闭, 且在这一过程中有来自 NADPH 氧化
酶及细胞壁过氧化物酶的过氧化氢 (hydrogen per-
oxide, H2O2) 的参与[3]; 亦有证据显示参与此过程的
H2O2 同时还介导了来自硝酸还原酶 (nitrate reduc-
tase, NR) 途径一氧化氮 (nitric oxide, NO) 的合成,
而一氧化氮合酶 (nitric oxide synthase, NOS) 途径产
生的 NO 在乙烯诱导气孔关闭过程中不起主导作用[3].
近期又发现 , 乙烯诱导气孔关闭过程中发生胞内
Ca2+升高[4]和胞质碱化[5], 且均可进而诱导 NO 含量
的上升. 由此看来, 多信号组分形成的复杂信号网介
导了乙烯诱导的气孔关闭过程 , 明晰乙烯调控气孔
运动的信号转导机制对于深入掌握气孔关闭机理具
有重要的意义.
硫化氢 (hydrogen sulfide, H2S), NO 和一氧化碳
(carbon monoxide, CO) 是近年来被确认的 3 种新的
气体信号分子 , 它们参与了植物体内多种生理活动
过程 [6,7], 在各种应答反应信号转导途径中有重要的



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生理效应[8]. 业已证明, 在植物中 H2S 的主要合成酶
为半胱氨酸脱巯基酶, 在 L-或 D-半胱氨酸脱巯基酶
(磷酸吡哆盐依赖性酶) 的作用下催化半胱氨酸降解
成 H2S, 丙酮酸盐和 NH4+. 近期发现, 病原体的侵入
可以诱导油菜 H2S 的释放, 从而提高其防御功能[9].
那么 H2S 是否参与乙烯调控气孔运动的信号转导途
径呢? 动物实验数据显示, NO 供体能够促进大鼠主
动脉组织内源性 H2S 的产生, 提高血管平滑肌细胞
中 H2S 的合成酶胱硫醚-γ-裂解酶 (cystathionine-γ-
lyase, CSE) 的表达[10]. 植物体的研究表明, H2S 位于
NO 上游促进甘薯不定根的形成[11]. 气孔运动是由复
杂的信号网络进行调控的 , 那么在乙烯调控气孔运
动信号转导链中 H2S 与 NO 等其他信号组分的关系怎
样? 为此 , 本实验以拟南芥 (野生型 , Atl-cdes, Atd-
cdes, Atnoa1 及 Atnia1,nia2 突变体) 为实验材料, 对
乙烯的诱导效应进行了检测, 为初步揭示 H2S 在气
孔开闭运动中的作用, NO 和 H2S 在乙烯调控气孔运
动过程中的相互关系提供实验证据.
1 材料与方法
(ⅰ ) 药品和试剂 . 表皮条缓冲液 Mes/KOH
(10 mmol/L, 含 KCl 50 mmol/L, CaCl2 0.1 µmol/L, pH
6.1); 20 mmol/L Tris-HCl; 2.5 mmol/L 二硫苏糖醇
(dithiothrei tol , DTT); 0 .8 mmol/L L-半胱氨酸
(L-cysteine); 0.8 mmol/L D-半胱氨酸 (D-cysteine); 30
mmol/L FeCl3; 20 mmol/L N,N-二甲基-对苯二胺
(N,N-dimethyl-p-phenylenediamine dihydrochloride);
0.2 mmol/L 2-4,4,5,5-苯-四甲基咪唑-1-氧-3-氧化
物[2-(4-carboxyenyl)-4,4,5,5-tetramethylimidazoline-1-
oxyl-3-oxidepotassium salt, cPTIO]; 0.025 mmol/L Nω-
硝基-L-精氨酸-甲酯 (Nω-nitro-L-arginine methyl ester,
L-NAME); 10 µmol/L 4,5-diaminofluorescein diacetate
(DAF-2DA); 0.1 mmol/L 钨酸钠(Na2WO4); 0.004%乙
烯利 (ethephon, Eth); 0.4 mmol/L 羧甲氧基胺半盐酸
盐 (aminooxy acetic acid, AOA); 0.2 mmol/L 丙酮酸
钾 (potasium pyruvate, C3H3KO3); 0.2 mmol/L NH3;
0.4 mmol/L NH2OH; 其中乙烯利、 AOA, cPTIO,
L-NAME, DAF-2DA, L-半胱氨酸和 D-半胱氨酸均购
于 Sigma 公司(美国); 其他药品为国产分析纯.
(ⅱ) 实验材料. 拟南芥以 Columbia (Col-0)生态
型为遗传背景 , AtL-CDes 的 T-DNA 插入突变体
(SALK_041918, 命名为 Atl-cdes)、AtD-CDes 的 T-DNA
插入突变体(CS853264, 命名为 Atd-cdes) 购自美国
拟南芥生物资源中心, Atnoa1 突变体由中国农业大学
李颖章教授惠赠, Atnia1, nia2 突变体由河北师范大学
陈玉玲教授惠赠 . 将野生型及突变体种子经 10%
NaClO 灭菌 15 min, 无菌水冲洗 5 次后, 点种于无菌
MS 固体培养基, 4℃条件下处理 2~4 d 打破休眠, 转入
光照培养箱 (22℃, 16 h/8 h 光周期) 垂直生长约 1 周,
转入到培养土 (市售花卉营养土) 和蛭石按体积比
1:1 混合的培养介质中, 于光/暗周期为 16 h/8 h, 温度
18~22℃, 光强 120 μmol m2 s1, 相对湿度 70%下培养,
4~5 周后取生长良好、拟南芥完全展开的莲座叶供实
验用.
(ⅲ) 气孔开度的测定. 气孔开度的测定参照刘
国华等人[3]的方法. 取生长良好、4~5 周龄、拟南芥
完全展开的莲座叶, 光诱导使气孔张开. 撕取其下表
皮, 小心刷涂上面黏附的叶肉细胞, 切成 0.5 cm ×
0.5 cm 的小块, 用显微测微尺测量气孔的初始孔径,
然后分别置于含有不同处理液的 MES 缓冲液中, 在
光下 (光强 200 μmol m–2 s–1) 处理 30 min. 记录终态
孔径, 测量时, 随机取 3 个视野, 每个视野内随机取
10 个气孔. 每个处理重复 3 次, 取 3 次重复的平均值
和标准误差.
(ⅳ) 荧光实时定量 PCR 检测. 用 TRIzol 试剂
盒(Invitrogen, 美国) 提取拟南芥总 RNA, 以总 RNA
为模板, Oligo d(T)18 为引物, 在逆转录酶 M-MLV
(TaKaRa, 日本)作用下合成第一链 cDNA. 荧光实时
定量 PCR 反应及检测以 SYBR green I (Sigma)为荧光
探针在 Bio-Rad 公司的 MyiQ Real-Time PCR Detec-
tion System 上进行, 严格遵照该仪器的操作程序. 为
保证 PCR 结果的准确性, 对每一种样品的分析都至
少重复 3 次, 包括目标基因和作为内参的管家基因
(β-actin). AtL-CDes 的定量 PCR 正向引物, 5′-TGTA-
TGTGAGGAGGAGGC-3′; 反向引物 , 5′-GTTTCAT-
ACTGATGCTGCTC-3′. AtD-CDes 的定量 PCR 正向引
物 , 5′-ATAGAAGCAGCAAGGGAA-3′; 反 向 引 物 ,
5′-TGAGGCTCTTACTAATGCT-3′. 用熔解曲线法来
检测实时定量 PCR 的产物是否特异 , 采用 MyiQ
software 进行数据分析.
(ⅴ) 拟南芥叶片 H2S 含量的测定. 拟南芥叶片
H2S 含量的测定参照 Sekiya 等人[12]的亚甲基蓝法并
稍作修改. 外施乙烯利处理 0, 1, 2, 4, 6, 8 h 后, 取 0.1 g
叶片加 0.9 mL 20 mmol/L Tris-HCl (pH 8.0)匀浆, 离




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论 文
心取上清用于检测, 蛋白浓度为 100 μg/mL. 将装有
醋酸锌的吸收井放入装有上清的小测试管内(12 mm
× 75 mm), 加入 100 μL 30 mmol/L FeCl3 (溶于 1.2
mol/L HCl) 和 100 μL 20 mmol/L N,N-二甲基-对苯二
胺 (溶于 7.2 mol/L HCl) 后, 将测试管用封口膜迅速
封好, 37℃反应 30 min, 在 670 nm 波长下, 测定吸光
度值.
(ⅵ) 拟南芥叶片 L-/D-半胱氨酸脱巯基酶活性的
测定. 拟南芥叶片 L-/D-半胱氨酸脱巯基酶活性的
测定参照 Riemenschneider 等人[13]的方法. 乙烯利处
理 4 h 后取 0.1 g 叶片加 0.9 mL 20 mmol/L Tris-HCl
(pH 8.0) 匀浆 , 离心取上清用于检测 , 蛋白浓度为
100 μg/mL.
L-半胱氨酸脱巯基酶活性的测定是通过测定 L-
半胱氨酸 (含 DTT) 释放的 H2S 来测定的. 1 mL 的反
应体系包括 : 0.8 mmol/L L-半胱氨酸 , 2.5 mmol/L
DTT, 100 mmol/L Tris-HCl (pH 9.0) 和 10 μg 蛋白溶
液. 加入 L-半胱氨酸后置于 37℃反应 30 min, 最后
加入 100 μL 30 mmol/L FeCl3 (溶于 1.2 mol/L HCl)
和 100 μL 20 mmol/L N,N-二甲基-对苯二胺 (溶于 7.2
mol/L HCl) 终止反应, 在 670 nm 波长下, 测定吸光
度值.
D-半胱氨酸脱巯基酶活性的测定除了将 L-半胱
氨酸换成 D-半胱氨酸以及 Tris-HCl 为 pH 8.0 外, 其
余与 L-半胱氨酸脱巯基酶活性的测定完全相同. 对
照和处理都是 3 次重复的平均值和标准误差.
(ⅶ) 保卫细胞胞内 NO 的检测. 保卫细胞 NO
的检测参照 Gonugunta 等人 [14]的方法并稍作修改 .
选取生长良好、4~5 周龄、拟南芥完全展开的莲座叶,
进行与测定气孔开度相同的处理后, 加入 NO 的荧光
探针 DAF-2DA (Sigma), 25℃下避光孵育 10 或 20 min,
清洗, 制片. 制片用 488 nm 蓝光激发, 发射波长在
505~530 nm 之间 , 经激光共聚焦扫描显微镜(Zeiss
LSM 510 META)扫描, 气孔保卫细胞 NO 的静态分
布图像通过 LSM 5 Image Browse 软件获得. 每个处
理至少重复 3 次.
(ⅷ) 拟南芥叶片 NO 含量和 NOS 活性的测定.
用 NO 和 NOS 试剂盒测定 (南京建成生物工程研究
所, 中国).
(ⅸ) 拟南芥叶片 NR 活性的测定. 拟南芥叶片
NR 活性的测定参照文献[15]的方法并稍作修改. 对
照和处理都是 3 次以上重复的平均值和标准误差.
2 结果
2.1 H2S参与乙烯诱导的拟南芥气孔关闭
(ⅰ) H2S 合成抑制剂对乙烯诱导的拟南芥气孔
关闭、H2S 含量和 L-/D-半胱氨酸脱巯基活性的影响.
从图 1 得知 , 0.004%乙烯利能够诱导气孔关闭(图
1(a))、明显增加叶片的 H2S 含量(图 1(b)), H2S 合成酶
(磷酸吡哆盐依赖性酶)抑制剂 AOA 和 NH2OH 以及
L-/D-半胱氨酸脱巯基酶产物 C3H3KO3+NH3均可不同
程度地抑制乙烯利诱导的拟南芥气孔关闭(图 1(a))
及叶片 H2S 含量的增加(图 1(b)).
为了探明乙烯利诱导拟南芥气孔关闭过程中
H2S 的主要合成途径, 对 H2S 的主要合成酶的活性进
行了测定 . 结果表明 , 0.004%的乙烯利可明显增加
L-/D-半胱氨酸脱巯基酶活性 , AOA, NH2OH 以及
C3H3KO3+NH3 可部分逆转乙烯利的作用(图 1(c)和
(d)), 推测 H2S 参与乙烯诱导的拟南芥气孔关闭, 且
H2S 主要由 L-/D-半胱氨酸脱巯基酶途径合成.
(ⅱ) 乙烯对拟南芥野生型、Atl-cdes 和 Atd-cdes
叶片气孔开度的影响. 为了进一步探明 H2S 在乙烯
诱导拟南芥气孔关闭过程中的具体作用 , 观测了乙
烯利对 H2S 突变体 Atl-cdes 和 Atd-cdes 气孔开度的影
响. 由图 2 所示, 与野生型相比 0.004%乙烯利对突
变体的气孔开度没有明显作用 , 说明 AtL-CDes 和
AtD-CDes 对乙烯诱导的拟南芥气孔关闭有正调控
作用.
2.2 NO参与乙烯诱导的 H2S合成
(ⅰ) NO 清除剂和合成抑制剂对乙烯诱导拟南芥
叶片中 H2S 含量及 L-/D-半胱氨酸脱巯基酶活性的影
响. H2S 和 NO 均参与乙烯诱导气孔关闭过程, 为探
明二者在信号链中的上下游关系, 检测了 NO 的清除
剂和合成酶抑制剂对乙烯调控的 H2S 水平和合成酶
活性的影响. 结果表明, NO 的清除剂 cPTIO 和 NR 的
抑制剂 Na2WO4 均可不同程度地抑制乙烯利诱导的
拟南芥叶片 H2S 含量的升高(图 3)及 L-/D-半胱氨酸脱
巯基酶活性的增强(图 4); NOS 抑制剂 L-NAME 对乙
烯利诱导的 H2S 合成没有明显影响(图 3 和 4). 由此
推测, 在乙烯调控气孔运动过程中, 通过 NR 途径合
成的 NO 调控 H2S 的形成, 进而诱导拟南芥气孔关闭.
(ⅱ) NO 清除剂和合成抑制剂对乙烯调控的拟南
芥叶片 AtL-CDes 和 AtD-CDes 表达量的影响. 采用



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图 1 H2S合成抑制剂对乙烯诱导的拟南芥气孔关闭(a)、H2S含量(b)、L-半胱氨酸脱巯基活性(c)和 D-半胱氨酸脱
巯基活性(d)的影响
A, 对照; B, 0.4 mmol/L AOA; C, 0.4 mmol/L NH2OH; D, 0.2 mmol/L C3H3KO3+0.2 mmol/L NH3


图 2 0.004%乙烯利对拟南芥野生型 Atl-cdes和 Atd-cdes
气孔开度的影响



图 3 NO清除剂及抑制剂对乙烯调控的拟南芥叶片 H2S
含量的影响
A, 对照; B, 0.2 mmol/L cPTIO; C, 0.1 mmol/L Na2WO4; D, 0.025
mmol/L L-NAME

图 4 NO清除剂及抑制剂对乙烯调控的拟南芥叶片 L-半胱氨酸脱巯基活性(a)和 D-半胱氨酸脱巯基活性(b)的影响
A, 对照; B, 0.2 mmol/L cPTIO; C, 0.1 mmol/L Na2WO4; D, 0.025 mmol/L L-NAME




2519
论 文
荧光定量 PCR 的方法观察 NO 供体 SNP, NO 清除剂
cPTIO, NR 抑制剂 Na2WO4和 NOS 的抑制剂 L-NAME
对 H2S 主要合成酶 L-/D-CDes 转录水平的影响. 结果
显示, 0.004%乙烯利可诱导拟南芥叶片 L-/D-半胱氨
酸脱巯基酶表达量大量增加. 其中 AtL-CDes 和 AtD-
CDes 的表达量分别在处理后 120 和 30 min 达到最高
值(数据未显示). 同时 SNP 可以使这一过程增强 ;
cPTIO 和 Na2WO4 可明显减弱这一作用; 而 L-NAME
对乙烯诱导的 AtL-CDes 和 AtD-CDes 转录水平的变
化没有显著作用(图 5), 进一步证明乙烯诱导 H2S 的
合成过程中有来自 NR 途径 NO 的参与.
(ⅲ) 乙烯对拟南芥野生型、Atnoa1 及 Atnia1,
nia2 突变体 H2S 合成的影响. 从图 6 可以看出, 与
野生型一样, 0.004%乙烯利可诱导 Atnoa1 突变体 H2S
含量升高, 但对 Atnia1,nia2 突变体没有显著作用(图
6), 由此进一步说明 NR 途径产生的 NO 参与乙烯诱
导的 H2S 的合成.
2.3 NO位于 H2S下游参与乙烯诱导的气孔关闭
(ⅰ) H2S 抑制剂对乙烯诱导拟南芥叶片或保卫
细胞 NO 含量及 NR 和 NOS 活性变化的影响. 为了
深入了解在乙烯诱导的拟南芥气孔关闭过程中 NO
和 H2S 的相互关系, 研究了磷酸吡哆盐依赖性酶抑
制剂 AOA 和 NH2OH 以及 L-/D-半胱氨酸脱巯基酶产
物 C3H3KO3+NH3 对乙烯诱导的 NO 产生的影响. 结
果表明, AOA, NH2OH 以及 C3H3KO3+NH3 都不能明
显改变乙烯诱导的保卫细胞(图 7(a))及叶片中 NO 水
平(图 7(b))的增加和 NR 活性的升高(图 8(a)), 说明
H2S 不是在 NO 的上游起作用. 而乙烯并不能诱导叶
片中 NOS 活性的升高(图 8(b)), 进一步说明乙烯通过
NR 途径促进 NO 合成调控气孔运动.
(ⅱ) 乙烯对 Atl-cdes 和 Atd-cdes 气孔保卫细胞
NO 含量的影响. 利用 NO 特异性荧光探针 DAF-
2DA, 检测 0.004%乙烯利对拟南芥野生型及 H2S 突
变体气孔保卫细胞 NO 水平的影响. 结果表明, 拟南
芥野生型及 Atl-cdes 和 Atd-cdes 突变体植株气孔保卫
细胞均含有一定水平的内源 NO(图 9), 0.004%乙烯利
能够明显增加气孔保卫细胞的 NO 水平, 但是乙烯利
可以诱导拟南芥野生型气孔关闭, 而对 Atl-cdes 和
Atd-cdes 突变体没有显著作用(图 9), 由此进一步推
测, 在乙烯诱导气孔关闭过程中 H2S 位于 NO 的下游.
3 讨论
1996 年 Abe 和 Kimura[16]首次证明人体内源性
H2S 作为一种神经活性物质而存在, 研究发现 H2S 具
有类似 NO 的特征, 如小分子量气体分子, 其生成受
内源性关键酶的调节 , 在特定浓度时有生理作用
等[16]. 目前, H2S 已成为继 NO 和 CO 之后的第 3 种内
源性气体信号因子 , 其研究已成为生物学研究领域
的新热点之一. 近期有报道表明, H2S 的供体可以抑
制光诱导的气孔张开[17], 但尚不清楚 H2S 作为第二
信使参与激素生理作用的普遍性, 亦未见 H2S 参与
气孔运动调控的分子生物学证据 . 本实验室的前期
工作证明, 乙烯可以诱导拟南芥气孔关闭[2], 那么该
过程中是否有气体信号分子 H2S 的参与呢? 结果显
示, 乙烯处理后叶片 AtL-CDes 和 AtD-CDes 表达量均
升高(图 5), 乙烯能够显著提高拟南芥叶片 H2S 含量
(图 1); 加入 H2S 的合成抑制剂可以逆转乙烯诱导的
拟南芥气孔关闭和叶片 H2S 含量的增加(图 1), 同时
乙烯对 H2S 突变体 Atl-cdes 和 Atd-cdes 气孔开度没有
显著作用(图 2). 由此初步推测, H2S 是乙烯调控气孔
运动过程中的一个重要组分.



图 5 NO清除剂及抑制剂对乙烯调控的拟南芥叶片 AtL-CDes (a)和 AtD-CDes (b)表达量的影响
A, 对照; B, 0.1 mmol/L SNP; C, 0.2 mmol/L cPTIO; D, 0.1 mmol/L Na2WO4; E, 0.025 mmol/L L-NAME



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图 6 乙烯对拟南芥野生型、Atnoa1及 Atnia1,nia2突变体叶
片 H2S水平的影响

越来越多的实验证明, NO 在气孔运动的调控等
多种生理过程中起重要作用 [18], 外施乙烯利可以明
显提高蚕豆 [4]和拟南芥 [3]气孔保卫细胞胞质和叶片
NO 水平, 且 NO 主要通过依赖于硝酸盐的 NR 途径
合成. 动物实验显示, NO 和 H2S 共同参与了某些生
理过程, 在动物体内 H2S 可促使平滑肌细胞舒张, 且
呈剂量相关性; 小剂量 H2S 的存在可以大大增强 NO
对胸主动脉平滑肌细胞的舒张作用, 同样 NO 也可
使 H2S 对胸主动脉平滑肌细胞的舒张作用大大增强,
二者对平滑肌细胞的作用具有协同性 [19]. 但目前鲜
见在植物体内 H2S 与 NO 关系的报道, 在乙烯调控气
孔运动过程中 H2S 与 NO 的相互关系又是怎样? 本实
验研究发现, NO 清除剂 cPTIO 以及 NR 合成酶抑制
剂 Na2WO4 均可以显著降低乙烯所引起的 H2S 水平
(图 3)、L-/D-半胱氨酸脱巯基酶活性(图 4)及 AtL-CDes
和 AtD-CDes 的转录水平的升高(图 5); 0.004%乙烯利
亦可明显提高 Atnoa1 突变体叶片的 H2S 水平, 对
Atnia1,nia2 突变体没有明显影响(图 6); 但是清除
H2S 后不会改变乙烯所引起的保卫细胞和叶片(图 7)
NO 的水平及 NR(图 8(a)) 活性的升高, 且乙烯对 H2S
突变体中 NO 水平的诱导作用与野生型相当(图 9),
推测 NO 可能位于 H2S 上游参与乙烯诱导气孔关闭过
程. 但 Zhang 等人[11]以甘薯为材料研究报道, NO 信
号可能位于 H2S 下游诱导甘薯不定根的形成, 推测
这种信号途径之间的差异一方面是由于各组织部位
及物种之间存在某种区别; 另一方面是由于不同的
生长阶段植物的信号转导途径不同 . 综合分析可以
得知, 乙烯通过 NR 途径促进 NO 合成, NO 增强 L-/D-
半胱氨酸脱巯基酶活性 , 进而诱导 L - /D -半胱氨


图 7 H2S抑制剂对乙烯诱导拟南芥气孔保卫细胞(a)或叶片(b)NO含量的影响
A, 对照; B, 0.4 mmol/L AOA; C, 0.4 mmol/L NH2OH; D, 0.2 mmol/L C3H3KO3+0.2 mmol/L NH3


图 8 H2S抑制剂对乙烯诱导拟南芥叶片 NR活性(a)和 NOS活性(b)的影响
A, 对照; B, 0.4 mmol/L AOA; C, 0.4 mmol/L NH2OH; D, 0.2 mmol/L C3H3KO3+0.2 mmol/L NH3




2521
论 文

图 9 0.004%乙烯利对Atl-cdes和Atd-cdes气孔保卫细胞NO
含量的影响

酸分解生成大量的 H2S, 将信号传递给其下游信号分
子, 从而诱导拟南芥气孔关闭.
保卫细胞第二信使(钙、质子、NO 和 H2O2)已陆
续被证明参与乙烯诱导的气孔关闭过程. 例如, Ca2+
螯合剂 EGTA 和 Ca2+通道抑制剂均明显减弱乙烯对
气孔运动的影响 [4]; 分子生物学及药理学实验表明 ,
来自 NADPH 氧化酶及细胞壁过氧化物酶的 H2O2 介
导 NO 的合成, 参与乙烯诱导的拟南芥气孔关闭[3];
胞质碱化可能是乙烯信号转导过程中的主要组分 ,
刘菁等人 [5]证明在乙烯诱导拟南芥气孔关闭过程中,
NO 的产生在保卫细胞胞质碱化之后, 那么在气孔运
动信号转导链中是否还存在其他信使? 近期有报道
表明, H2S 可以阻止多种胁迫下植物体 H2O2浓度的升
高和增强各种抗氧化酶活性 , 以提高植物体的抗
性 [11,20,21], 由此表明 , 信号转导途径中 H2S 可能与
H2O2 有交叉作用. 本课题组先期研究发现, 乙烯处
理后 H2S 含量发生变化的时间晚于其所引起的胞质
Ca2+和 pH 的变化, 这是否表明在乙烯诱导拟南芥气
孔关闭过程中 Ca2+和胞质碱化介导 H2S 的合成? 乙
烯诱导气孔关闭的复杂信号网络中钙、质子、NO 和
H2O2 等信号分子与 H2S 是怎样相互作用的? H2S 是否
是调控气孔运动信号网络的重要枢纽之一? 是否存
在下游的结合蛋白(受体)? 这些都是值得进一步探
讨的问题.
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2011 年 10 月 第 56 卷 第 30 期
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