全 文 ：植物生理学报 Plant Physiology Journal 2011, 47 (7): 631~640 631
收稿 2011-06-17　　修定 2011-06-21
资助 国家自然科学基金(31071064)。
* 通讯作者(E-mail: hhuang@sibs.ac.cn; Tel: 021-54924088)。
叶发育的遗传调控机理研究进展
崔晓峰, 黄海*
中国科学院上海生命科学研究院植物生理生态研究所, 植物分子遗传国家重点实验室, 上海200032
摘要: 叶是植物进行光合作用的主要器官。高等植物叶原基起始于顶端分生组织的周边区, 在一系列基因精确调控下, 叶
原基建立近-远轴、基-顶轴和中-侧轴极性, 引导原基细胞朝着特定的方向分裂和分化, 最终发育成一定形态和大小的叶
片。近年来分子遗传学研究结果表明, 数个转录因子家族基因、小分子RNA和细胞增殖相关因子组成一个复杂的遗传控
制网络, 调节叶片极性建成过程。此外, 复叶的形态建成还受到另外一些转录因子的调控。本文对近年来叶发育遗传调控
机理研究的新进展做简要介绍。
关键词: 叶发育; 极性建成; 复叶; 遗传调控
Recent Progress in Genetic Control of Leaf Development
CUI Xiao-Feng, HUANG Hai*
National Key Laboratory of Plant Molecular Genetics, Institute of Plant Physiology and Ecology, Shanghai Institutes for Biologi-
cal Sciences, Chinese Academy of Sciences, Shanghai 200032, China
Abstract: Leaves are important photosynthetic organs in plants. Leaf primordia initiate from peripheral zone of
the shoot apical meristem. Under precise regulations involving a number of factors, leaf primordia establish the
polarity along three axes, namely adaxial-abaxial, proximal-distal, and medial-lateral axes. The established axes
guide cells of leaf primordia to divide and differentiate at specific directions and eventually to form leaves with
certain shape and size. Recent molecular genetic studies have demonstrated that several families of transcrip-
tion factors, small RNAs, and genes involved in cell proliferation constitute a complex network to regulate leaf
polarity formation. In addition, the compound leaf morphogenesis is demonstrated to require some other tran-
scription factors. In this review we summarized the recent progress of genetic regulation of leaf development.
Key words: leaf development; polarity formation; compound leaf; genetic regulation
叶是植物重要的营养器官, 通过光合和呼吸
作用提供植物生长发育所需要的能量, 同时储存
有机物和矿质营养。叶形态是植株形态建成的重
要组成部分, 对于大多数栽培作物而言, 叶的形态
和空间分布影响光能利用效率, 在很大程度上决
定着作物的产量和品质。因而, 探讨植物叶发育
的调控机理是植物科学研究中的一个重要领域,
这不仅可以丰富植株形态建成的基础理论, 也可
能为作物株型的设计和品种改良提供依据。
自然界中叶的形状千姿百态, 受到多种环境
因素和植物体内遗传因子的影响。高等植物无论
是单叶还是复叶, 它们的形态建成过程都包括叶
原基的起始、叶三维极性的建立及此后叶的生长
和分化等步骤。近十几年来, 随着分子遗传学研
究的进展和模式植物的应用, 科学家在植物叶发
育的遗传调控方面取得了一系列成果, 特别是鉴
定了一些控制叶片极性建立和复叶形态建成的重
要因子, 初步分析了它们之间的遗传互作关系, 揭
示了一个复杂的叶发育遗传调控网络。
1 叶原基的起始和叶片的三维极性
叶和花等侧生器官的原基起始于茎顶端分生
组织(shoop apical meristem, SAM)的周边区。叶原
基刚起始时是一团性质相近的细胞, 尽管从形态
上难以与SAM周边区其他细胞相区别, 但细胞内
一些基因表达已经发生了显著变化, 如SAM的特
征基因KNOXI家族成员的表达会被沉默(Smith等
特约综述 Invited Review
植物生理学报632
1992), 而叶原基发育相关基因会开始表达。植物
激素在叶原基起始时起着至关重要的作用, 如生
长素的局部浓度升高会诱导原基起始(Vernoux等
2000; Reinhardt等2003)。在早期的叶原基中, 细胞
通过快速的分裂来增加原基中的细胞数目, 伴随
着原基的生长, 在一系列基因的精确调控下叶原
基开始建立极性, 引导原基中的细胞朝着特定的方
向分裂和分化, 最终发育成一定形态和大小的叶。
在动、植物发育生物学研究中, 极性建立过
程是器官形态建成中的一个核心问题。为了研究
叶片极性建成的机理, 根据叶原基与SAM的相对
位置关系, 科学家定义了叶在空间三维轴向上的
极性(Hudson 1999; Bowman 2000; Bowman等
2002)。第一维轴向是基-顶轴(proximal-distal
axis), 基部靠近SAM, 分化出叶柄, 顶部远离SAM,
分化出叶片。第二个轴向是中-侧轴(medial-lateral
axis), 沿着叶的中脉向叶的边缘水平扩展的方向。
第三个轴向是近-远轴(adaxial-abaxial axis), 也称为
背-腹轴(dorsal-ventral axis), 叶原基靠近SAM的一
侧称为近轴面(背面), 背离SAM的一侧称为远轴面
(腹面)。叶近-远轴的分化产生功能完全不同的区
域, 近轴面区域细胞排列紧密(如栅栏组织细胞)、
富含叶绿体, 这种结构使叶片有利于光能的捕获,
而远轴面区域细胞排列松散(如海绵组织细胞)、
下表皮多气孔 , 这种结构显然有利于气体的交
换。上世纪50年代Sussex的显微切割实验(Sussex
1954, 1955)和近年来的徒手结合激光微创实验
(Reinhardt等2005)都表明叶片近-远轴极性的正确
建立是叶其他两个轴向极性建立的前提和后续形
态建成的基础。一旦近轴面或者远轴面的细胞特
性完全丧失, 叶原基就会发育成一种辐射对称的
“针”或“棒”状结构, 既无基-顶轴的分化(无叶片叶
柄的区分), 也无中-侧轴的分化(无中脉和叶边缘
的区分)。
2 叶片近-远轴极性建成的遗传调控
2.1 调控近-远轴极性建成的转录因子
利用模式植物特别是拟南芥, 科学家发现多
个转录因子在叶片近-远轴极性建成过程中具有重
要作用。其中, 促进叶片近轴面特征建成的转录
因子基因包括AS1 (ASYMMETRIC LEAVES 1)、AS2
以及HD-ZIP III家族的REVOLUTA (REV)、PHAB-
ULOSA (PHB)和PHAVOLUTA (PHV), 而KANADI
(KAN)和YABBY (YAB)转录因子家族成员及生长
素响应因子(auxin response factor, ARF)家族的
ETT/ARF3和ARF4促进叶片远轴面特征的建成。
金鱼草的phantasitica (phan)突变体是第一个
报道的叶极性发育相关突变体。phan突变体早期
叶片近轴面会出现带有远轴面特征的细胞, 而后
期叶片会变成远轴面化的针状叶, 基因克隆表明
PHAN基因编码一个MYB家族转录因子(Waites和
Hudson 1995; Waites等1998)。拟南芥的AS1基因
是PHAN的同源基因, 在拟南芥Ler生态型下的as1
突变体会形成近-远轴极性部分丧失的荷叶状或者
完全丧失的针状叶, 表明AS1/PHAN这类基因促进
叶片近轴面特征的建成 , 而且物种间具有保守
性。拟南芥as2突变体具有与as1相似的表型, AS2
编码一个LOB结构域并且带有亮氨酸拉链基序的
蛋白(Sun等2000, 2002; Semiarti等2001; Iwakawa等
2002; Xu等2002)。AS1基因在叶原基中遍在表达
(Byrne等2000), 而AS2的表达则集中在叶近轴面
(Iwakawa等2002, 2007)。遗传和生化分析表明
AS1和AS2在同一遗传途径上促进叶的发育, 它们
可以形成蛋白复合体来调控下游基因的表达。
AS1-AS2主要控制了在原基起始时对KNOXI基因
的沉默, 以及促进叶片近轴面分化(Lin 等 2003; Xu
等2003), 可以直接结合在KNOXI基因BP和KNAT2
的启动子上, 抑制它们的表达(Guo等2008), 也可能
直接或间接抑制远轴面基因的表达来促进近轴面
的分化。
拟南芥HD-ZIP III基因家族有5个成员, 编码
蛋白具有同源异型盒结构域(homeodomain)和亮氨
酸拉链基序(leucine-zipper), 还含有一个与哺乳动
物中脂类受体类似的START结构域。其中, REV、
PHB和PHV基因被证实控制叶极性建成和SAM的
维持。REV、PHB和PHV都在叶原基近轴面表达,
最初发现它们的显性突变体如phb-1d、phv-1d和
rev-10d的叶片都不能正常扩展, 会产生辐射对称
的叶针状或棒状叶以及近轴面化的喇叭状或
荷叶状叶。rev、phb和phv隐性单突变体没有明显
的极性缺陷, 而phb phv rev三突变体表型非常强烈,
顶端分生组织缺失甚至严重时只能形成棒状的子
叶, 表明这3个基因共同促进了叶片近轴面特征的
崔晓峰等: 叶发育的遗传调控机理研究进展 633
建成(McConnell和Barton 1998; McConnell等2001;
Emery等2003; Prigge等2005)。
KANADI家族是植物特有的一个转录因子家
族 , 在拟南芥中由4个成员组成 , KANADI1~4
(KAN1~4)。KAN基因在叶原基远轴面表达, kan单
突变没有明显的极性缺陷, 但kan1 kan2双突变叶
远轴面会长出许多异位的指状突起, kan1 kan2
kan3三突变的发育缺陷则更为严重, 几乎所有的叶
都是辐射对称的棒状叶。在叶原基中组成性表达
KAN1或KAN2会产生远轴面化的子叶和辐射对称
的棒状叶。因而, KAN基因的作用是促进远轴面特
征的建成(Kerstetter等2001; Eshed等2001, 2004)。
通过筛选KANADI异位表达植株的抑制子, 发
现生长素响应因子ETT/ARF3和ARF4促进叶片远
轴面的分化。ett的单突变极性缺陷并不明显, 但ett
kan1 kan2/+的叶呈现出比kan1 kan2/+更严重的极
性缺陷, ett kan1 kan2/+与kan1 kan2双突变类似, 在
叶的远轴面出现指状突起。在拟南芥中 , ETT/
ARF3的同源基因ARF4与ett的双突变与kan1 kan2
的表型非常相似, 近轴面细胞异位到了远轴面, 而
远轴面出现了指状的突起, 表明ETT/ARF3和ARF4
共同促进叶片远轴面特征的建成(Pekker等2005)。
此外, 拟南芥YAB家族成员也促进叶片远轴面
特征的建成。YAB基因FIL/YAB1、YAB2和YAB3在
叶片的远轴面表达, fil yab3双突变体的叶很狭窄、
远轴面的表皮细胞会有近轴面特征的表皮细胞镶
嵌, FIL和YAB3的过量表达植株会产生远轴面化的
叶片(Siegfried等1999), 表明FIL和YAB3促进叶片
远轴面特征建成。YABBY基因的表达还与叶片的
扩展有密切关系。fil yab2 yab3 yab5的四突变体尽
管还具有部分近-远轴极性的分化, 但叶片边缘细
胞缺失, 叶片不能扩展而成为辐射对称的器官(Sa-
rojam等2010)。尽管拟南芥YABBY基因与远轴面
的特征建成相关, 但在玉米中YABBY却在叶片近轴
面表达(Juarez等2004), 说明YABBY基因的表达和
功能在物种间可能并不完全保守。
2.2 调控近-远轴极性建成的小分子RNAs
近年来的研究表明, 两类小分子RNA: micro-
RNA165/166 (miR165/166)和trans-acting siRNA-
ARF (tasiR-ARF)在转录后水平分别通过抑制HD-
ZIP II和ARF3/4基因的表达来促进叶片远轴面或
近轴面特征的建成。
HD-ZIP III基因家族成员编码START结构域
的一段序列含有miR165/166的结合位点。HD-ZIP
III的显性突变体如rev-10d、phb-1d和phv-1d等突
变位点都分别出现在REV、PHB和PHV的START
结构域与miR165/166互补的序列中。体外剪切实
验发现miR165能裂解野生型PHV的mRNA, 却不
能剪切显性突变体中PHV的mRNA, 说明这些显性
突变均造成miR165/166不能与靶基因mRNA的结
合, 使HD-ZIP III mRNA免于被降解而一直维持在
较高水平, 结果产生显性突变体表型(McConnell和
Barton 1998; McConnell等2001; Rhoades等2002;
Tang等2003; Emery等2003)。过量表达miR165的
转基因植物, 以及miR166的显性突变体men1和jab-
ba-1D会产生HD-ZIP III部分或完全缺失的表型
(Mallory等2004; Li等2005; Zhou等2007; Kim等
2005; Williams等2005), 表明miR165/166通过抑制
HD-ZIP III的表达而促进远轴面特征的建成。
miRNA的生物生成和功能发挥需要DICER-LIKE1
(DCL1)、HYPONASTIC LEAVES1 (HYL1)、SER-
RATE (SE)和ARGONAUTE1 (AGO1)等蛋白的参
与, 拟南芥ago1、hyl1和se突变体也具有叶极性发
育的缺陷(Lynn等1999; Grigg等2005; Yang等2006),
这可能是由于在这些突变体中miR165/166含量的
下降而HD-ZIP III升高引起的。
ta-siRNAs是一类长度为21~22 nt、植物特有
的小分子RNA。ETT/ARF3和ARF4是一个 ta-
siRNAtasiR-ARF的靶基因。在tasiR-ARF的形
成过程中, 首先在AGO7结合的miR390的作用下裂
解TAS3基因的转录本, 通过RNA-DEPENDENT
RNA POLYMERASE6 (RDR6)和SUPPRESSOR
OF GENE SILENCING3 (SGS3)的作用形成双链
RNA, 再由DCL4将双链RNA截短, 加工成最终的
tasiR-ARF (Axtell等2006; Montgomery等2008)。在
拟南芥中, ta-siRNA合成途径相关因子的突变体如
rdr6、sgs3、dcl4和ago7/zippy中都检测不到tasiR-
ARF的存在, 且ARF3/4水平都明显升高(Peragine等
2004; Adenot等2006; Fahlgren等2006; Hunter等
2006)。尽管这些单突变体没有明显的叶发育缺
陷, rdr6、sgs3和ago7/zipyy都能显著增强as1/2的
叶极性发育缺陷(Li等2005; Garcia等2006; Xu等
植物生理学报634
2006)。arf3突变能够部分的回复as1 ago7双突变
的表型(Garcia等2006), 而抗tasiR-ARF降解的
ARF3过量表达植株表型与as2突变体的表型相似
(Hunter等2006), 表明tasiR-ARF通过抑制ARF3/4的
含量促进了叶片近轴面特征的建成。
在拟南芥中AGO7和TAS3表达在叶片的近轴
面, 在玉米中miR390表达也在近轴面(Nogueira等
2009), 这样将tasiR-ARF限定叶近轴面发挥作用。
在拟南芥中, TAS3的转录本只出现在叶片近轴面
的几层细胞, 但是成熟的tasiR-ARF却形成一个从
近轴面到远轴面的由高到底的浓度梯度(Chitwood
等2009), 将ARF3/4的作用限制在叶片的远轴面。
2.3 细胞增殖与叶近-远轴极性建成
在研究AS1/2基因调控叶近-远轴极性建成遗
传网络时, 通过筛选as2的增强子发现26S蛋白酶体
RPN8a亚基的突变体as1/2 enhancer3 (ae3)能显著
增强as1/2叶极性的缺陷。进一步研究发现其他一
些分布于26S蛋白酶体不同位置亚基的突变也能
增强as1/2的表型, 表明26S蛋白酶体作为一个整体
促进叶近轴面特征的建成(Huang等2006)。同样,
多个编码不同核糖体蛋白亚基的基因突变后也能
够增强as1/as2极性缺陷(Pinon等2008; Yao等
2008)。26S蛋白酶体的主要功能是选择性降解泛
素化的蛋白, 而核糖体负责蛋白质的翻译, 都为细
胞生命活动的基本机器, 它们的突变又是如何特
异地影响叶极性建成的呢?最近, Yuan等(2010)通
过研究另一个as1/2增强子突变体ae7, 揭示出
正常的细胞增殖在叶近-远轴极性建成中的重要作
用, 回答了上述问题。AE7编码一个从单细胞藻类
到高等动植物中高度保守但功能未知的DUF59家
族成员。ae7突变体叶片和根中细胞增殖具有明显
缺陷, 在ae7叶片中细胞数目减少而细胞增大。进
一步的研究发现AE7突变导致细胞周期进程出现
问题, G2/M的转化延迟或停滞, 表明AE7调控细胞
分裂周期(Yuan等2010)。已经知道26S蛋白酶体突
变体和核糖体蛋白突变体也是细胞周期调控所必
须的, 这是因为在细胞周期中, 不同的细胞因子处
于不断地被合成同时不断地被降解过程中, 因此
26S蛋白酶体和核糖体蛋白的基因突变后也有细
胞增殖缺陷。细胞增殖缺陷阻碍叶近轴面特征建
立从而损坏叶近-远轴这一推测还有来自其他方面
证据的支持。第一, miR396专一破坏促进叶细胞
增殖的GROWTH-REGULATING FACTOR (GRF)基
因的转录本, 在as1/2突变体背景下过量表达miR396
来抑制GRF基因会导致细胞增殖缺陷, 结果增强了
as1/2的极性缺陷(Wang等2011); 第二, as1和as2叶
极性缺陷的表型在拟南芥Col-0背景基本上不出
现, 而在Ler的背景下才明显地表现出来。Col-0和
Ler基因组中的一个很重要的区别是Ler的ERECTA
(ER)基因是突变的, 而ER具有促进细胞增殖的功
能(Xu等2003; Qi等2004; Shpak等2004)。以上结果
表明, 正常的细胞增殖对于叶片近-远轴极性的建
立是必需的。细胞增殖缺陷为何影响叶近-远轴极
性建成目前推测有两种可能: (1)已经知道叶片远
轴面细胞特征的形成是自发的, 在叶原基发育的
早期, 整个叶原基只有远轴面特征的细胞, 而叶片
近轴面特征则是在叶原基发育到一定阶段并且接
收到SAM产生的化学信号后才开始形成的。因此
要达到成熟叶片最终的近-远轴面的平衡发育, 近
轴面细胞必须在一个特定的发育阶段中快速分裂
增殖。一旦细胞增殖出现问题, 虽然近轴面和远
轴面细胞增殖都受到影响, 但快速增殖阶段的近
轴面受到的影响更大。(2)近-远轴细胞增殖的持
续时间是不同的, 已有实验结果表明, 叶片近轴面
细胞增殖持续时间略长。假如细胞分裂之后需要
一段时间才能完成分化过程, 那么当细胞增殖出
现问题时, 远轴面细胞分裂较早完成, 而近轴面细
胞则可能分化不充分(Yuan等2010)。
2.4 叶近-远轴极性建成的遗传调控网络
参与叶近-远轴极性建成的因子之间存在复
杂的调控关系, 共同组成了一个基因调控网络(图
1)。HD-ZIP III和KANADI基因在侧生器官原基中
呈现互补的表达模式。在kan1 kan2双突变体中,
PHB、PHV和REV的表达区域都向远轴面扩展, 而
KANADI基因的异位过量表达会产生一些与phb
phv rev三突变类似的表型, 如SAM缺失、辐射对
称的棒状叶等(Kerstetter等2001; Eshed等2001,
2004; Emery等2003), 暗示KANADI和HD-ZIP III基
因在控制侧生器官极性建成中存在遗传拮抗关
系。
除了KANADI, 一类小的含亮氨酸拉链蛋白
(little zipper, ZPR)可与HD-ZIP III家族成员间形成
崔晓峰等: 叶发育的遗传调控机理研究进展 635
负反馈调节(Wenkel等2007)。ZPR具有与HD-ZIP
III蛋白类似的亮氨酸拉链结构域, 能与REV直接
结合形成异源二聚体并有抑制REV结合DNA的能
力。ZPR基因表达在叶原基的近轴面, 但其表达受
HD-ZIP III的激活。过量表达ZPR的转基因植株或
ZPR3的显性突变体zpr3-1d也会像PHB、PHV和
REV隐性双或多突变体一样影响SAM和叶极性的
建立(Kim等2008)。因而, 推测HD-ZIP III蛋白通过
形成同源二聚体促进ZPR基因及其他下游基因的
表达, 而ZPR蛋白竞争性的结合HD-ZIP III蛋白形
成异源二聚体, 抑制体内HD-ZIP III蛋白的活性。
植物通过这种负反馈的调节方式精细地调控HD-
ZIP III蛋白在SAM发育和叶极性建成过程中的功
能(Wenkel等2007; Kim等2008)。
KANADI和AS2之间也存在拮抗关系。拟南芥
AS2基因的显性突变体as2-5D的表型是由于AS2启
动子区ATG上游1 484位一个碱基的突变引起的。
研究发现KAN1能特异地结合在AS2启动子区该位
置的一段DNA上抑制AS2的表达。在kan1 kan2双
突变体中AS2的表达明显扩展到了整个子叶和真
叶原基中, 而在as2-5D中KAN1结合位点被破坏,
导致KAN1不能抑制AS2的表达而产生显性突变表
型。因而, KAN1直接结合在AS2的启动子上抑制
AS2在远轴面的表达。另一方面 , 在as2-5D中
KAN1在叶原基中的表达几乎检测不到, 而在as2中
KAN1的表达扩展到了叶原基的近轴面, as2-5D
kan1双突变具有与kan1 kan2双突变相似的表型,
说明AS2可能通过直接或间接的方式抑制KAN基
因在近轴面的表达(Wu等2008)。
在转录后水平上, 两类小分子RNA: miR165/
166和tasiR-ARF, 分别通过抑制转录因子基因HD-
ZIP III和ARF3/4来促进叶片远轴面或近轴面的分
化。miR165/166和tasiR-ARF分别在叶的远轴面和
近轴面表达和积累, 这种特异的互补表达模式暗
示这两类小RNA之间也可能存在着直接或者间接
的拮抗作用。在玉米SGS3的突变体leaf bladeless 1
(lbl1)中, tasiR-ARF表达量显著下降而miR166的区
域扩展并且积累量上调, 部分miR166的前体表达
水平升高, 推测tasiR-ARF可能直接调控miR166前
体的表达, 或者通过ARF3/4抑制miR166前体的表
达(Nogueira等2007)。
3 叶基-顶轴和中-侧轴极性建成的遗传调控
叶在基-顶轴和中-侧轴两个轴向上的协调生
长, 决定了叶具有一定的长/宽比(Tsukaya 2006)。
拟南芥的叶沿基-顶轴分化会产生基部的叶柄和顶
部的叶片, ROTUNDIFOLIA3/4 (ROT3/4)是调控拟
南芥叶基-顶轴极性的两个基因。ROT3编码细胞
色素P450家族的CYP90C1, 参与油菜素内脂(BR)
的合成, 可能通过BR影响细胞的极性扩展来调节
叶的长度(Kim等1998, 2005)。ROT4编码一种小
肽, 可能通过抑制细胞在基-顶轴上的分裂来调节
叶的长度(Narita等2004)。在单子叶植物如玉米和
图1 叶近-远轴极性建成的遗传调控网络
Fig.1 The genetic network that controls leaf adaxial-abaxial polarity establishment
实线表示已证实的直接调控, 虚线表示遗传调控或猜测的直接调控。
植物生理学报636
水稻中, 叶包括远端的叶片和靠近基部的叶鞘, 叶
片与叶鞘的分界是叶环, 在该位置会发育形成叶
舌及叶耳。玉米的liguleless (lg1和lg2)突变体影响
叶的基-顶轴发育, 表现为叶舌显著变短或缺失或
异位 , 而叶片发育不受影响 , LG1编码一个SPL
(SQUAMOSA promoter-binding protein-like)蛋白,
主要在刚发育叶的叶舌区表达, LG2编码一个碱性
亮氨酸拉链蛋白, 它的表达时期要比LG1早, 可能
决定幼叶原基叶环的正确起始, 遗传分析表明LG1
和LG2处在同一条遗传途径上(Moreno等1997;
Harper和Freeling 1996; Walsh等1998)。
叶中-侧轴的发育是指叶片沿中脉向两侧发
育, 即叶片的水平扩展。中间部分主要由中脉构
成, 而侧边部分主要由叶肉和次级脉构成。拟南
芥ANGUSTIFOLIA (Tsuge等1996; Folkers等2002;
Kim等2002)和SPIKE1通过影响细胞在中-侧轴方
向上的极性扩展来调控叶的宽度(Tsuge等1996;
Qiu等2002), 而ANGUSTIFOLIA3则通过调控中-侧
轴方向上的细胞数目影响叶的宽度(Horiguchi等
2005)。中-侧轴的非对称性在玉米叶片发育早期
就很明显, 玉米窄叶鞘突变体narrow sheath (ns)叶
片边缘部分缺失, 但长度没有变化, 其表型受控于
两个不连锁的遗传位点: ns1和ns2。NS在侧生器
官原基的边缘区域持续表达, 编码一个WUS ho-
meobox-containing (WOX)家族同源异型盒蛋白,
与拟南芥WOX3/PRESSED FLOWER (PRS)蛋白高
度同源(Scanlon等1996; Nardmann等2004)。在玉
米中, 最近还发现一个AGO7-like基因的突变体
ragged seedling2 (rgd2), 该突变体产生的棒状叶子
仍具有近-远轴极性分化, 但影响叶片沿中-侧轴的
扩展。在rgd2突变体中, ARF3和miR166异位积累,
但近-远轴极性没有发生变化(Douglas等2010)。由
于单、双子叶植物叶的形态差异很大, 不同转录
因子或小分子RNA对叶片极性建成中的贡献可能
也有所不同。
4 复叶发育的遗传调控
番茄的复叶为单羽状复叶, 是研究复叶发育
良好的模式植物。玉米的Knotted1 (KN1)基因是第
1个克隆的KNOXI基因(Vollbrecht等1991), 科学家
发现在番茄中异位过量表达KN1基因会导致转基
因番茄的小叶和侧小叶倍增, 形成“超级”复叶。然
而, KN1过量表达只能引发已存在的复叶模式增
殖, 却不能将已失去复叶原型的突变体的单叶回
复成复叶(Hareven等1996)。番茄KNOX1基因
TKN2/LeT6 (拟南芥STM的同源基因)的显性突变
体Me (Mouse ears)和Curl也会使复叶复杂程度增
加(Chen等1997; Janssen等1998; Parnis等1997)。
KNOXI蛋白的活性会受到BELL家族蛋白的调控,
番茄BELL家族成员BIPINNATA (BIP)可以与LeT6
形成蛋白复合体, 改变LeT6的亚细胞定位。bip突
变体叶的复杂性增加, 并伴随另一个KNOXI基因
TKN1的表达上调(Kimura等2008)。这些结果表明
KNOXI基因在复叶的形成中具有重要作用。
KNOXI基因具有维持SAM细胞未分化状态的能力,
这与其调控细胞分裂素(cytokinin, CK)和赤霉素
(gibberellin, GA)的水平有关, GA通过促进DELLA
蛋白的降解促进细胞的生长和分化。外源施加GA
或者DELLA突变体procera都可以使番茄的复叶变
成单叶(Hay等2002; Jasinski等2008)。利用时空特
异性启动子在叶中表达KNOXI基因的实验结果表
明, KNOXI基因的功能可能并不参与设定复叶形成
的遗传途径, 而是在复叶发育的特定阶段抑制叶
的成熟来促进小叶的形成(Shani等2009)。因而, 在
番茄复叶发育过程中, KNOXI基因表达的重新激活
可能通过抑制GA的作用延迟细胞的分化, 维持叶
原基瞬时具有分生组织活性, 促进小叶的形成。
拟南芥AS1、玉米ROUGH SHEATH2 (RS2)和
金鱼草PHAN基因为同源基因, 统称为ARP基因。
在这些单叶植物中ARP表达在叶原基中 , 抑制
SAM特征基因KNOXI在叶原基中表达。然而, 在
番茄和其他一些复叶植物中KNOXI和ARP基因的
表达可以共存于SAM和复叶中。通过进化分析,
发现KNOXI基因的表达和叶的复杂性并不完全存
在相关性, 推测复叶的形成可能与ARP基因的表达
模式相关。利用反义RNA技术下调番茄LePHAN
基因的表达不仅会导致产生针状叶或杯状叶, 而
且会导致番茄的羽状复叶变成掌状复叶(Kim等
2003a)。分析表明在许多物种中叶片的形态(单
叶、羽状或掌状复叶)与ARP基因的表达模式相关,
在空间上调控ARP的表达模式可能控制复叶的最
终形态(Kim等2003a; Champagne和Sinha 2004)。
因而, 在复叶发育过程中, ARP和KNOXI的拮抗关
崔晓峰等: 叶发育的遗传调控机理研究进展 637
系需要被精细调控, KNOXI基因的功能可能是维持
复叶原基边缘分生组织和小叶原基起始, 而ARP基
因参与复叶原基属性决定和维持, 建立复叶原基
近轴面区域, 为小叶原基起始提供正确的位置信
息(Kim等2003a, b)。尽管ARP基因似乎在番茄等
一些植物复叶建成中具有作用, 但豌豆ARP的同源
基因CRIPA调控小叶叶片的极性, 对叶的复杂性仅
有很小的影响(Tattersall等2005), 而碎米芥ARP基
因的主要功能是促进叶轴的伸长(Hay和Tsiantis
2006)。因而, ARP基因在复叶形成过程中的作用
可能像KNOXI基因一样, 具有物种特异性。
在一些豆科植物如豌豆和苜蓿中, KNOXI基
因不在复叶中表达, 因而复叶的形成可能依赖于
其他因子。豌豆的复叶是羽状复叶, 豌豆unifoliata
(uni)突变体除了具有与lfy和flo相似的花发育缺陷
外, 复叶的复杂程度降低, 叶柄上仅着生1至3片小
叶且没有卷须产生。UNI编码拟南芥LEAFY (LFY)
和金鱼草FLORICAULA (FLO)的同源基因, 属花分
生组织特征基因, 主要在叶原基的远端表达。UNI
可能通过延迟分化 , 维持复叶原基中分生组织
(blastozone)的未分化状态, 促进小叶的形成(Hofer
等1997)。在苜蓿中LFY/FLO的同源基因也控制复
叶的形成(Wang等2008)。在拟南芥和金鱼草中,
LFY/FLO和UFO/FIM直接互作调控花的发育, 在
豌豆中UNI也可能和UFO/FIM的同源蛋白STP一
起调控花和复叶发育, 因为豌豆stp突变体同时表
现出花发育和复叶发育的缺陷(Taylor等2001)。尽
管LFY的同源基因在多种植物的叶原基中表达, 但
这些基因仅在复叶中没有KNOXI表达的一些豆科
植物中才体现出调节复叶发育的功能。
除了KNOXI、ARP和LFY/FLO/UNI基因, 最近
发现NAM/CUC3 (CUPPED COTYLEDON3)转录因
子家族基因在复叶形态建成中也具有重要作用。
在蓝花耧斗菜、番茄、碎米芥和豌豆等植物中降
低NAM/CUC3的表达会导致复叶的复杂程度降低,
这同时导致KNOXI和LFY/UNI表达水平下降, 表明
在复叶发育过程中NAM/CUC3是KNOXI和UNI正
确表达所必需的。KNOXI的过量表达会激活NAM/
CUC3的表达, 而KNOXI和UNI基因诱导小叶的产
生需要NAM/CUC3的表达。因而, NAM/CUC3与
KNOX1和LEAFY之间可能形成一个正反馈调控,
促进复叶的形态建成。NAM/CUC3在SAM-叶原基
和小叶原基-原基之间的边界组织中表达, 推测
NAM/CUC3促进复叶原基起始但抑制其生长, 促进
小叶的形成。不同于KNOXI和LEAFY途径, NAM/
CUC3基因促进小叶形成在双子叶植物中可能是
保守的。NAM/CUC3基因也表达在叶片或小叶的
叶裂处, 推测小叶和叶裂的形成可能具有相似的
机制(Blein等2008)。在番茄中NAM/CUC3家族基
因的过量表达也可导致复叶复杂程度降低, 番茄
goblet突变体的表型是由番茄中一个CUC基因的
miR164结合序列突变引起, 结果导致CUC转录本
过量积累, goblet突变体中小叶数目的减少可能是
由于小叶的融合引起的(Berger等2009)。
5 展望
近十几年来, 利用分子遗传学手段, 特别是以
模式植物拟南芥为实验材料, 科学家克隆和鉴定
了一些控制叶发育的关键转录因子 , 并发现
miRNA和ta-siRNA通过抑制转录因子基因的表达
调控叶发育 , 初步揭示了叶发育遗传调控的网
络。然而, 目前大多转录因子调控的下游基因还
不清楚, 也不清楚下游基因是通过何种机制发挥
功能从而调控叶的发育。另外, 在叶极性建成过
程中, 转录因子和小分子RNA在叶发育特定时期
和特定区域的表达调控机理也还不清楚。不同转
录因子之间的调节关系还需要更深入的研究。对
于不同复叶植物, KNOXI、ARP、LFY/UNI和NAM/
CUC3等基因对复叶形成的贡献不尽相同, 还需要
进一步明确它们在不同复叶植物中的作用以及它
们之间的调节关系。
目前对于拟南芥叶发育研究较为深入, 然而
单子叶植物如水稻和玉米等叶片结构和形态与拟
南芥有很大差异, 因而单子叶植物叶发育的遗传
途径和调控机理也可能与拟南芥存在差异。如ta-
siR-ARF途径, 拟南芥tasiR-ARF生物生成相关因子
的突变体没有明显的叶发育缺陷, 然而水稻和玉
米中一些相关因子的突变体却呈现明显SAM和叶
极性发育缺陷(Nagasaki等2007; Nogueira等2007)。
因而, 单、双子叶植物叶发育的遗传调控途径和
机理的比较分析有待于进一步深入。未来在传统
分子遗传学研究的基础上, 结合应用新的分子生物
学技术如大规模基因表达谱芯片、高通量测序技
植物生理学报638
术, 以及活体显微观察与计算机数学模拟技术等,
有望为植物叶发育调控机理的研究带来新突破。
参考文献
Adenot X, Elmayan T, Lauressergues D, Boutet S, Bouche N. Gasci-
olli V, Vaucheret H (2006). DRB4-dependent TAS3 trans-acting
siRNAs control leaf morphology through AGO7. Curr Biol, 16:
927~932
Axtell MJ, Jan C, Rajagopalan R, Bartel DP (2006). A two-hit trigger
for siRNA biogenesis in plants. Cell, 127: 565~577
Berger Y, Harpaz-Saad S, Brand A, Melnik H, Sirding N, Alvarez JP,
Zinder M, Samach A, Eshed Y, Ori N (2009). The NAC-domain
transcription factor GOBLET specifies leaflet boundaries in
compound tomato leaves. Development, 136: 823~832
Blein T, Pulido A, Vialette-Guiraud A, Nikovics K, Morin H, Hay A,
Johansen IE, Tsiantis M, Laufs P (2008). A conserved molecu-
lar framework for compound leaf development. Science, 322:
1835~1839
Bowman JL (2000). Axial patterning in leaves and other lateral or-
gans. Curr Opin Genet Dev, 10: 399~404
Bowman JL, Eshed Y, Baum SF (2002). Establishment of polarity in
angiosperm lateral organs. Trends Genet, 18: 134~141
Byrne ME, Barley R, Curtis M, Arroyo JM, Dunham M, Hudson
A, Martienssen RA (2000). Asymmetric leaves1 mediates leaf
patterning and stem cell function in Arabidopsis. Nature, 408:
967~971
Champagne C, Sinha N (2004). Compound leaves: equal to the sum
of their parts? Development, 131: 4401~4412
Chen JJ, Janssen BJ, Williams A, Sinha N (1997). A gene fusion at a
homeobox locus: alterations in leaf shape and implications for
morphological evolution. Plant Cell, 9: 1289~1304
Chitwood DH, Nogueira FT, Howell MD, Montgomery TA, Car-
rington JC, Timmermans MC (2009). Pattern formation via small
RNA mobility. Genes Dev, 23: 549~554
Douglas RN, Wiley D, Sarkar A, Springer N, Timmermans MC, Scan-
lon MJ (2010). ragged seedling2 encodes an ARGONAUTE7-
like protein required for mediolateral expansion, but not dor-
siventrality, of maize leaves. Plant Cell, 22: 1441~1451
Emery JF, Floyd SK, Alvarez J, Eshed Y, Hawker NP, Izhaki A,
Baum SF, Bowman JL (2003). Radial patterning of Arabidopsis
shoots by class III HD-ZIP and KANADI genes. Curr Biol, 13:
1768~1774
Eshed Y, Baum SF, Perea JV, Bowman JL (2001). Establishment of
polarity in lateral organs of plants. Curr Biol, 11: 1251~1260
Eshed Y, Izhaki A, Baum SF, Floyd SK, Bowman JL (2004). Asym-
metric leaf development and blade expansion in Arabidopsis are
mediated by KANADI and YABBY activities. Development,
131: 2997~3006
Fahlgren N, Montgomery TA, Howell MD, Allen E, Dvorak SK,
Alexander AL, Carrington JC (2006). Regulation of AUXIN
RESPONSE FACTOR3 by TAS3 ta-siRNA affects developmental
timing and patterning in Arabidopsis. Curr Biol, 16: 939~944
Folkers U, Kirik V, Schobinger U, Falk S, Krishnakumar S, Pollock
MA, Oppenheimer DG, Day I, Reddy AR, Jurgens G, Hulskamp
M (2002). The cell morphogenesis gene ANGUSTIFOLIA en-
codes a CtBP/BARS-like protein and is involved in the control
of the microtubule cytoskeleton. EMBO J, 21: 1280~1288
Garcia D, Collier SA, Byrne ME, Martienssen RA (2006). Specifica-
tion of leaf polarity in Arabidopsis via the trans-acting siRNA
pathway. Curr Biol, 16: 933~938
Grigg SP, Canales C, Hay A, Tsiantis M (2005). SERRATE coordi-
nates shoot meristem function and leaf axial patterning in Arabi-
dopsis. Nature, 437: 1022~1026
Guo M, Thomas J, Collins G, Timmermans MC (2008). Direct repres-
sion of KNOX loci by the ASYMMETRIC LEAVES1 complex
of Arabidopsis. Plant Cell, 20: 48~58
Hareven D, Gutfinger T, Parnis A, Eshed Y, Lifschitz E (1996). The
making of a compound leaf: genetic manipulation of leaf archi-
tecture in tomato. Cell, 84: 735~744
Harper L, Freeling M (1996). Interactions of liguleless1 and ligule-
less2 function during ligule induction in maize. Genetics, 144:
1871~1882
Hay A, Tsiantis M (2006). The genetic basis for differences in leaf
form between Arabidopsis thaliana and its wild relative Car-
damine hirsuta. Nat Genet, 38: 942~947
Hay A, Kaur H, Phillips A, Hedden P, Hake S, Tsiantis M (2002).
The gibberellin pathway mediates KNOTTED1-type homeo-
box function in plants with different body plans. Curr Biol, 12:
1557~1565
Hofer J, Turner L, Hellens R, Ambrose M, Matthews P, Michael A,
Ellis N (1997). UNIFOLIATA regulates leaf and flower morpho-
genesis in pea. Curr Biol, 7: 581~587
Horiguchi G, Kim GT, Tsukaya H (2005). The transcription factor
AtGRF5 and the transcription coactivator AN3 regulate cell pro-
liferation in leaf primordia of Arabidopsis thaliana. Plant J, 43:
68~78
Huang W, Pi L, Liang W, Xu B, Wang H, Cai R, Huang H (2006).
The proteolytic function of the Arabidopsis 26S proteasome
is required for specifying leaf adaxial identity. Plant Cell, 18:
2479~2492
Hudson A (1999). Axioms and axes in leaf formation? Curr Opin Plant
Biol, 2: 56~60
Hunter C, Willmann MR, Wu G, Yoshikawa M, de la Luz Gutierrez-
Nava M, Poethig SR (2006). Trans-acting siRNA-mediated
repression of ETTIN and ARF4 regulates heteroblasty in Arabi-
dopsis. Development, 133: 2973~2981
Iwakawa H, Iwasaki M, Kojima S, Ueno Y, Soma T, Tanaka H, Semi-
arti E, Machida Y, Machida C (2007). Expression of the ASYM-
METRIC LEAVES2 gene in the adaxial domain of Arabidopsis
leaves represses cell proliferation in this domain and is critical
for the development of properly expanded leaves. Plant J, 51:
173~184
Iwakawa H, Ueno Y, Semiarti E, Onouchi H, Kojima S, Tsukaya H,
Hasebe M, Soma T, Ikezaki M, Machida C, Machida Y (2002).
The ASYMMETRIC LEAVES2 gene of Arabidopsis thaliana, re-
quired for formation of a symmetric flat lamina, encodes a mem-
ber of a novel family of proteins characterized by cystein repeats
and a luecine zipper. Plant Cell Physiol, 43: 467~478
Janssen BJ, Lund L, Sinha N (1998). Overexpression of a homeobox
gene, LeT6, reveals indeterminate features in the tomato com-
pound leaf. Plant Physiol, 117: 771~786
Jasinski S, Tattersall A, Piazza P, Hay A, Martinez-Garcia JF, Schmitz
G, Theres K, McCormick S, Tsiantis M (2008). PROCERA en-
codes a DELLA protein that mediates control of dissected leaf
form in tomato. Plant J, 56: 603~612
Juarez MT, Twigg RW, Timmermans MC (2004). Specification of
adaxial cell fate during maize leaf development. Development,
崔晓峰等: 叶发育的遗传调控机理研究进展 639
131: 4533~4544
Kerstetter RA, Bollman K, Taylor RA, Bomblies K, Poethig RS (2001).
KANADI regulates organ polarity in Arabidopsis. Nature, 411:
706~709
Kim GT, Tsukaya H, Uchimiya H (1998). The ROTUNDIFOLIA3
gene of Arabidopsis thaliana encodes a new member of the
cytochrome P-450 family that is required for the regulated polar
elongation of leaf cells. Genes Dev, 12: 2381~2391
Kim GT, Fujioka S, Kozuka T, Tax FE, Takatsuto S, Yoshida S, Tsuka-
ya H (2005). CYP90C1 and CYP90D1 are involved in different
steps in the brassinosteroid biosynthesis pathway in Arabidopsis
thaliana. Plant J, 41: 710~721
Kim GT, Shoda K, Tsuge T, Cho KH, Uchimiya H, Yokoyama R,
Nishitani K, Tsukaya H (2002). The ANGUSTIFOLIA gene of
Arabidopsis, a plant CtBP gene, regulates leaf-cell expansion,
the arrangement of cortical microtubules in leaf cells and expres-
sion of a gene involved in cell-wall formation. EMBO J, 21:
1267~1279
Kim M, McCormick S, Timmermans M, Sinha N (2003a). The ex-
pression domain of PHANTASTICA determines leaflet placement
in compound leaves. Nature, 424: 438~443
Kim M, Pham T, Hamidi A, McCormick S, Kuzoff RK, Sinha N
(2003b). Reduced leaf complexity in tomato wiry mutants sug-
gests a role for PHAN and KNOX genes in generating compound
leaves. Development, 130: 4405~4415
Kim YS, Kim SG, Lee M, Lee I, Park HY, Seo PJ, Jung JH, Kwon
EJ, Suh SW, Paek KH, Park CM (2008). HD-ZIP III activity
is modulated by competitive inhibitors via a feedback loop in
Arabidopsis shoot apical meristem development. Plant Cell, 20:
920~933
Kimura S, Koenig D, Kang J, Yoong FY, Sinha N (2008). Natural
variation in leaf morphology results from mutation of a novel
KNOX gene. Curr Biol, 18: 672~677
Kumaran MK., Bowman JL, Sundaresan V (2002). YABBY polarity
genes mediate the repression of KNOX homeobox genes in Ara-
bidopsis. Plant Cell, 14: 2761~2770
Li H, Xu L, Wang H, Yuan Z, Cao XF, Yang ZN, Zhang DB, Xu YQ,
Huang H (2005). The putative RNA-dependent RNA polymerase
RDR6 acts synergistically with ASYMMETRIC LEAVES1 and 2
to repress BREVIPEDICELLUS and MicroRNA165/166 in Ara-
bidopsis leaf development. Plant Cell, 17: 2157~2171
Lin WC, Shuai B, Springer PS (2003). The Arabidopsis LATERAL
ORGAN BOUNDARIES-domain gene ASYMMETRIC LEAVES2
functions in the repression of KNOX gene expression and in
adaxial-abaxial patterning. Plant Cell, 15: 2241~2252
Lynn K, Fernandez A, Aida M, Sedbrook J, Tasaka M, Masson P, Bar-
ton MK (1999). The PINHEAD/ZWILLE gene acts pleiotropi-
cally in Arabidopsis development and has overlapping functions
with the ARGONAUTE1 gene. Development, 126: 469~481
Mallory AC, Reinhart BJ, Jones-Rhoades MW, Tang G, Zamore PD,
Barton MK, Bartel DP (2004). MicroRNA control of PHABU-
LOSA in leaf development: importance of pairing to the microR-
NA 5 region. EMBO J, 23: 3356~3364
McConnell JR, Barton MK (1998). Leaf polarity and meristem forma-
tion in Arabidopsis. Development, 125: 2935~2942
McConnell JR, Emery J, Eshed Y, Bao N, Bowman J, Barton MK
(2001). Role of PHABULOSA and PHAVOLUTA in determining
radial patterning in shoots. Nature, 411: 709~713
Montgomery TA, Howell MD, Cuperus JT, Li D, Hansen JE, Alexan-
der AL, Chapman EJ, Fahlgren N, Allen E, Carrington JC (2008).
Specificity of ARGONAUTE7-miR390 interaction and dual
functionality in TAS3 trans-acting siRNA formation. Cell, 133:
128~141
Moreno MA, Harper LC, Krueger RW, Dellaporta SL, Freeling M
(1997). liguleless1 encodes a nuclear-localized protein required
for induction of ligules and auricles during maize leaf organo-
genesis. Genes Dev, 11: 616~628
Nagasaki H, Itoh J, Hayashi K, Hibara K, Satoh-Nagasawa N, Nosaka
M, Mukouhata M, Ashikari M, Kitano H, Matsuoka M, Nagato Y,
Sato Y (2007). The small interfering RNA production pathway is
required for shoot meristem initiation in rice. Proc Natl Acad Sci
USA, 104: 14867~14871
Nardmann J, Ji J, Werr W, Scanlon MJ (2004). The maize duplicate
genes narrow sheath1 and narrow sheath2 encode a conserved
homeobox gene function in a lateral domain of shoot apical mer-
istems. Development, 131: 2827~2839
Narita NN, Moore S, Horiguchi G, Kubo M, Demura T, Fukuda H,
Goodrich J, Tsukaya H (2004). Overexpression of a novel small
peptide ROTUNDIFOLIA4 decreases cell proliferation and al-
ters leaf shape in Arabidopsis thaliana. Plant J, 38: 699~713
Nogueira FT, Madi S, Chitwood DH, Juarez MT, Timmermans MC
(2007). Two small regulatory RNAs establish opposing fates of a
developmental axis. Genes Dev, 21: 750~755
Nogueira FT, Chitwood DH, Madi S, Ohtsu K, Schnable PS, Scanlon
MJ, Timmermans MC (2009). Regulation of small RNA accu-
mulation in the maize shoot apex. PLoS Genet, 5: e1000320
Parnis A, Cohen O, Gutfinger T, Hareven D, Zamir D, Lifschitz E
(1997). The dominant developmental mutants of tomato, Mouse-
ear and Curl, are associated with distinct modes of abnormal
transcriptional regulation of a Knotted gene. Plant Cell, 9:
2143~2158
Pekker I, Alvarez JP, Eshed Y (2005). Auxin response factors medi-
ate Arabidopsis organ asymmetry via modulation of KANADI
activity. Plant Cell, 17: 2899~2910
Peragine A, Yoshikawa M, Wu G, Albrecht HL, Poethig RS (2004).
SGS3 and SGS2/SDE1/RDR6 are required for juvenile develop-
ment and the production of trans-acting siRNAs in Arabidopsis.
Genes Dev, 18: 2368~2379
Pinon V, Etchells JP, Rossignol P, Collier SA, Arroyo JM, Martienssen
RA, Byrne ME (2008). Three PIGGYBACK genes that specifi-
cally influence leaf patterning encode ribosomal proteins. Devel-
opment, 135: 1315~1324
Prigge MJ, Otsuga D, Alonso JM, Ecker JR, Drews G.N, Clark SE
(2005). Class III homeodomain-leucine zipper gene family
members have overlapping, antagonistic, and distinct roles in
Arabidopsis development. Plant Cell, 17: 61~76
Qi Y, Sun Y, Xu L, Xu Y, Huang H (2004). ERECTA is required for
protection against heat-stress in the AS1/ AS2 pathway to regu-
late adaxial-abaxial leaf polarity in Arabidopsis. Planta, 219:
270~276
Qiu JL, Jilk R, Marks MD, Szymanski DB (2002). The Arabidopsis
SPIKE1 gene is required for normal cell shape control and tissue
development. Plant Cell, 14: 101~118
Reinhardt D, Frenz M, Mandel T, Kuhlemeier C (2005). Microsurgi-
cal and laser ablation analysis of leaf positioning and dorsoven-
tral patterning in tomato. Development, 132: 15~26
Reinhardt D, Pesce ER, Stieger P, Mandel T, Baltensperger K, Bennett
M, Traas J, Friml J, Kuhlemeier C (2003). Regulation of phyl-
植物生理学报640
lotaxis by polar auxin transport. Nature, 426: 255~260
Rhoades MW, Reinhart BJ, Lim LP, Burge CB, Bartel B, Bartel
DP (2002). Prediction of plant microRNA targets. Cell, 110:
513~520
Sarojam R, Sappl PG, Goldshmidt A, Efroni I, Floyd SK, Eshed
Y, Bowman JL (2010). Differentiating Arabidopsis shoots
from leaves by combined YABBY activities. Plant Cell, 22:
2113~2130
Scanlon MJ, Schneeberger RG, Freeling M (1996). The maize mutant
narrow sheath fails to establish leaf margin identity in a mer-
istematic domain. Development, 122: 1683~1691
Semiarti E, Ueno Y, Tsukaya H, Iwakawa H, Machida C, Machida Y
(2001). The ASYMMETRIC LEAVES2 gene of Arabidopsis thali-
ana regulates formation of a symmetric lamina, establishment of
venation and repression of meristem-related homeobox genes in
leaves. Development, 128: 1771~1783
Shani E, Burko Y, Ben-Yaakov L, Berger Y, Amsellem Z, Goldshmidt
A, Sharon E, Ori N (2009). Stage-specific regulation of Solanum
lycopersicum leaf maturation by class 1 KNOTTED1-LIKE HO-
MEOBOX proteins. Plant Cell, 21: 3078~3092
Shpak ED, Berthiaume CT, Hill EJ, Torii KU (2004). Synergistic in-
teraction of three ERECTA-family receptor-like kinases controls
Arabidopsis organ growth and flower development by promoting
cell proliferation. Development, 131: 1491~1501
Siegfried KR, Eshed Y, Baum SF, Otsuga D, Drews GN, Bowman J
(1999). Members of the YABBY gene family specify abaxial cell
fate in Arabidopsis. Development, 126: 4117~4128
Smith LG, Greene B, Veit B, Hake S (1992). A dominant mutation in
the maize homeobox gene, Knotted-1, causes its ectopic expres-
sion in leaf cells with altered fates. Development, 116: 21~30
Sun Y, Zhang W, Li F, Guo Y, Liu T, Huang H (2000). Identification
and genetic mapping of four novel genes that regulate leaf devel-
opment in Arabidopsis. Cell Res, 10: 325~335
Sun Y, Zhou Q, Zhang W, Fu Y, Huang H (2002). ASYMMETRIC
LEAVES1, an Arabidopsis gene that is involved in the control of
cell differentiation in leaves. Planta, 214: 694~702
Sussex IM (1954). Experiments on the cause of dorsaiventrality in
leaves. Nature, 174: 351~352
Sussex IM (1955). Morphogenesis in Solanum tuberosum L: experi-
mental investigation of leaf dorsoventrality and orientation in the
juvenile shoot. Phytomorphology, 5: 286~300
Tang G, Reinhart BJ, Bartel DP, Zamore PD (2003). A biochemical
framework for RNA silencing in plants. Genes Dev, 17: 49~63
Tattersall AD, Turner L, Knox MR, Ambrose MJ, Ellis TH, Hofer
JM (2005). The mutant crispa reveals multiple roles for PHAN-
TASTICA in pea compound leaf development. Plant Cell, 17:
1046~1060
Taylor S, Hofer J, Murfet I (2001). Stamina pistilloida, the pea or-
tholog of Fim and UFO, is required for normal development of
flowers, inflorescences, and leaves. Plant Cell, 13: 31~46
Tsuge T, Tsukaya H, Uchimiya H (1996). Two independent and polar-
ized processes of cell elongation regulate leaf blade expansion in
Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. Development, 122: 1589~1600
Tsukaya H (2006). Mechanism of leaf-shape determination. Annu Rev
Plant Biol, 57: 477~496
Vernoux T, Kronenberger J, Grandjean O, Laufs P, Traas J (2000).
PIN-FORMED 1 regulates cell fate at the periphery of the shoot
apical meristem. Development, 127: 5157~5165
Vollbrecht E, Veit B, Sinha N, Hake S (1991). The developmental
gene Knotted-1 is a member of a maize homeobox gene family.
Nature, 350: 241~243
Waites R, Hudson A (1995). phantastica: a gene required for dors-
oventrality of leaves in Antirrhinum majus. Development, 121:
2143~2154
Waites R, Selvadurai HRN, Oliver IR, Hudson A (1998). The PHAN-
TASTICA gene encodes a MYB transcription factor involved
in growth and dorsoventrality of lateral organs in Antirrhinum.
Cell, 93: 779~789
Walsh J, Waters CA, Freeling M (1998). The maize gene liguleless2
encodes a basic leucine zipper protein involved in the establish-
ment of the leaf blade-sheath boundary. Genes Dev, 12: 208~218
Wang H, Chen J, Wen J, Tadege M, Li G, Liu Y, Mysore KS, Ratet P,
Chen R (2008). Control of compound leaf development by FLO-
RICAULA/LEAFY ortholog SINGLE LEAFLET1 in Medicago
truncatula. Plant Physiol, 146: 1759~1772
Wang L, Gu X, Xu D, Wang W, Wang H, Zeng M, Chang Z, Huang H,
Cui X (2011). miR396-targeted AtGRF transcription factors are
required for coordination of cell division and differentiation dur-
ing leaf development in Arabidopsis. J Exp Bot, 62: 761~773
Wenkel S, Emery J, Hou BH, Evans MM, Barton MK (2007). A feed-
back regulatory module formed by LITTLE ZIPPER and HD-
ZIPIII genes. Plant Cell, 19: 3379~3390
Williams L, Grigg SP, Xie M, Christensen S, Fletcher JC (2005).
Regulation of Arabidopsis shoot apical meristem and lateral or-
gan formation by microRNA miR166g and its AtHD-ZIP target
genes. Development, 132: 3657~3668
Wu G, Lin WC, Huang T, Poethig RS, Springer PS, Kerstetter RA
(2008). KANADI1 regulates adaxial-abaxial polarity in Arabi-
dopsis by directly repressing the transcription of ASYMMETRIC
LEAVES2. Proc Natl Acad Sci USA, 105: 16392~16397
Xu L, Xu Y, Dong A, Sun Y, Pi L, Huang H (2003). Novel as1 and as2
defects in leaf adaxial-abaxial polarity reveal the requirement for
ASYMMETRIC LEAVES1 and 2 and ERECTA functions in speci-
fying leaf adaxial identity. Development, 130: 4097~4107
Xu L, Yang L, Pi L, Liu Q, Ling Q, Wang H, Poethig RS, Huang H
(2006). Genetic interaction between the AS1-AS2 and RDR6-
SGS3-AGO7 pathways for leaf morphogenesis. Plant Cell Physi-
ol, 47: 853~863
Xu Y, Sun Y, Liang W, Huang H (2002). The Arabidopsis AS2 gene
encoding a predicted leucine-zipper protein is required for the
leaf polarity formation. Acta Bot Sin, 44: 1194~1202
Yang L, Liu Z, Lu F, Dong A, Huang H (2006). SERRATE is a novel
nuclear regulator in primary microRNA processing in Arabidop-
sis. Plant J, 47: 841~850
Yao Y, Ling Q, Wang H, Huang H (2008). Ribosomal proteins pro-
mote leaf adaxial identity. Development, 135: 1325~1334
Yuan Z, Luo D, Li G, Yao X, Wang H, Zeng M, Huang H, Cui X
(2010). Characterization of the AE7 gene in Arabidopsis sug-
gests that normal cell proliferation is essential for leaf polarity
establishment. Plant J, 64: 331~342
Zhou GK, Kubo M, Zhong R, Demura T, Ye ZH (2007). Overexpres-
sion of miR165 affects apical meristem formation, organ polarity
establishment, and vascular development in Arabidopsis. Plant
Cell Physiol, 48: 391~404