全 文 :植物生理学通讯 第41卷 第3期,2005年6月 395
高等植物含钼酶与钼营养
孙学成1,2 胡承孝1,*
1 华中农业大学资源与环境学院,武汉 430070;2 三峡大学机械与材料学院,湖北宜昌 443002
Molybdoenzymes and Molybdenum Nutrition in Higher Plants
SUN Xue-Cheng1,2, HU Cheng-Xiao1,*
1College of Resource and Environment, Huazhong Agricultural University, Wuhan 430070, China; 2College of Mechanical and
Material, China Three Gorge University, Yichang, Hubei 443002, China
提要 就高等植物中的含钼酶,钼与植物碳氮及其它元素代谢的关系,钼与激素合成及植物抗性的关系,以及植物钼营
养基因型差异的研究进展作了介绍。
关键词 钼酶; 钼营养; 钼辅因子; 高等植物
收稿 2004-09-17 修定 2004-12-29
资助 国家自然科学基金(30070431)。
*通讯作者(E-mail: hucx@hazu.edu.cn, Tel: 027-
87282043)。
钼是植物、动物和微生物正常生命活动必需
的微量元素,其生理功能与生物体内的钼酶紧紧
联系在一起。目前,在生物体内发现的含钼酶已
超过40种,但能确证存在于高等植物中的含钼酶
有 4 种:硝酸还原酶、黄嘌呤脱氢酶、醛氧化
酶、亚硫酸盐氧化酶。钼酶通过催化氧化还原反
应调控碳代谢、氮代谢、硫代谢、激素代谢等
过程,进而发挥其在植物体中的生理功能。目
前,植物钼营养的研究已从豆科作物扩展到非豆
科作物,钼与植物抗寒性、抗旱性等的关系以及
植物钼营养基因型差异的研究正在起步。本文介
绍了高等植物含钼酶与钼营养的研究进展。
1 钼酶和钼辅因子
1.1 钼辅因子 钼辅因子是真核生物钼酶的重要组
分,在小麦、大麦、烟草、拟南芥等植物中都
确证有钼辅因子的存在。钼辅因子是植物体内硝
酸还原酶、黄嘌吟脱氢酶、亚硫酸盐氧化酶、醛
氧化酶等钼酶的共同组分之一[1,2]。Mendel 和
Hansch[1]提出,高等植物的钼辅因子的合成大致
有三步:先是鸟苷 -X- 磷酸衍生物转化为蝶呤化
合物( 称为前体 Z );前体 Z 得到硫形成钼蝶呤
(MPT); 最后,Mo 插入 MPT,产生有活性的钼
辅因子。烟草(Nicotiana plumbaginifolia)突变体有
6个基因位点(cnxA~cnxF)与有活性的钼辅因子的合
成有关。其中,cnxA 位点突变体大体上能合成
MPT,但不能产生有活力的 Mo - C o 因子,而钼
则可修复cnxA 位点突变体,产生有活性的Mo-Co
因子[3,4]。拟南芥植物蛋白cnx1也在钼辅因子合成
末端起作用,如在 MPT 中插入 Mo 并转化 MPT 为
钼辅因子[5]。高等植物钼辅因子合成过程受哪些
基因调控,合成过程中各酶和蛋白质相互作用机
制有待深入研究。
1.2 高等植物中的钼酶
1.2.1 硝酸还原酶(nitrate reductase, NR) NR催化
硝酸盐同化反应的第一步,在氮代谢中有至关重
要的作用。通常认为,NR 存在于细胞质中,是
一种分子量约为200 kD的二聚体蛋白。硝酸盐的
同化是一个复杂的调控过程,受环境因素和植物
体内信号如硝酸盐含量、光照度、CO2 浓度和植
物激素等的影响。NR 是一种诱导性酶,其活性
受 NO3- 和 Mo 共同诱导。NO3- 诱导过程慢,需要
形成依赖 m R N A 的前体蛋白;M o 的诱导很快,
因为钼只参与前体蛋白激活[ 6 ]。最近有研究表
明,硝酸盐不仅是氮同化的底物,还可能作为一
种调控信号调节氮代谢和碳代谢过程并促进根系发
育[7,8]。钼对高等植物中的影响以及钼与氮代谢的
关系值得深入研究。
1.2.2 黄嘌呤脱氢酶(xanthine dehydrogenase,
XDH) XDH 是以脱氢酶而不是氧化酶的形式存在
于植物的多种组织与器官中,迄今已从绿藻、豆
类作物根瘤和小麦叶片中分离纯化出 XDH。植物
植物生理学通讯 第41卷 第3期,2005年6月396
中的 XDH 通常与黄嘌呤和次黄嘌呤有高度的亲和
性,也能以嘌呤和蝶呤为底物,但亲和力较低[9]。
植物体内的XDH 和动物体内的黄嘌呤氧化酶(XO)
结构相似,含有 2 个相同的亚基,是一种同型二
聚体结构,分子量为300 kD。每个亚基含有1个钼
辅因子、1个黄素腺嘌呤二核苷酸(FAD)和4个Fe-
S 组分。拟南芥中 X D H 基因已经注释,X D H 与
嘌呤代谢、氮代谢、激素代谢、活性氧代谢和
衰老过程有关[10]。缺钼时,黄嘌呤代谢受阻,氮
由下部叶向上部叶和籽粒中运输受阻,导致植物
生长差。据推测,在 ABA 间接合成途径中,C40
类胡萝卜素裂解成黄嘌呤核苷后为 X D H 氧化成
ABA。烟草突变体 aba1 缺失钼辅因子导致 ABA 合
成的最后一步即脱落醛氧化为 ABA 受阻,ABA 不
能合成[11,12]。在豌豆叶片中,随着超氧化物歧化
酶含量的升高,X D H 含量也急剧升高,其它与
活性氧代谢相关的酶活性也同时升高。XDH 与衰
老过程有关,在衰老过程中,与氧自由基代谢相
关的酶活性和过氧化物增加,XDH 在活性氧代谢
过程中的作用尚不清楚[13]。XDH 在细胞中的亚细
胞位置也不清楚,最初认为它存在于微体中,后
来有报道指出在豌豆叶片的过氧化酶体中有 XDH
存在,催化黄嘌呤分解成尿酸。另一方面,研
究豇豆根瘤免疫细胞化学的结果表明,XDH 存在
于细胞质中,分析拟南芥中 XD H 序列可见到相
应的靶信号[14,15]。XDH 与活性氧代谢、细胞凋
亡、衰老等过程的关系将是今后研究的热点。
1.2.3 醛氧化酶(aldehyde oxidase, AO) AO存在于
细胞质中,分子量约 300 kD,其单体包括黄素
腺嘌呤二核苷酸(FAD)、Fe和钼辅因子。玉米[16]、
番茄[17]和拟南芥[18]中的 AO 基因已经克隆。拟南
芥中编码 AO 的 4 种 cD NA 定位于不同的染色体
上。AO 在植物激素合成中有重要作用,AO 同工
酶可以以脱落醛、吲哚 -3- 醛、吲哚 -3- 乙醛、
苯甲醛为底物。拟南芥 AO 同工酶 AO3 催化 ABA
生物合成的最后一步,使脱落醛转变为 ABA。也
有报道指出,AO 催化吲哚 -3- 乙醛转化为 IAA。
拟南芥IAA过量突变体sur1中AO同工酶AO1的活
性是野生型的 5 倍。Mo-Co 因子缺失的烟草、大
麦和番茄突变体也缺失 ABA-AO 和 XDH,不能合
成 ABA[19]。植物体内的 AO 是一个多基因家族表
达的产物,它们催化 A B A 合成的最后一步,也
可以催化 IAA 合成的最后一步,而ABA 和 IAA 在
植物的发育和增强对环境胁迫的适应性中起作用。
由于 AO 家族有广泛的底物特异性,因此可以推
测,AO可能参与植物激素合成以外的其他代谢活
动,解毒作用和对病源物反应极有可能是 AO 的
功能之一[20]。
1.2.4 亚硫酸盐氧化酶(sulfite oxidase, SO) SO亚
硫酸盐氧化酶是否在植物体中存在,很长时间以
来一直有争议。直到最近才证实SO是植物体中第
4 种钼酶,并确定它存在于过氧化酶体中,是一
种分子量为90 kD 二聚体,是迄今为止植物中发
现的分子量最小的钼酶。它催化 S O 3 2 - + O 2 →
H2O+H2SO 4 反应,能以细胞色素、铁氰化物或染
料代替氧催化亚硫酸的氧化[21]。从钼辅因子结构
域的序列看,不同来源的拟南芥 SO 和 NR 在序列
上有相当大的同源性,说明这些酶来自一个共同
的家族。在哺乳动物的 SO 中,其 N 端不仅有钼
辅因子亚基,还有血红素。动物的 SO 存在于线
粒体的片层间,将电子从亚硫酸盐传递给血红
素,再传递到电子受体细胞色素 c;植物的 S O
很可能需要一个与血红素相似的电子受体蛋白,
考虑到植物中SO存在于过氧化酶体中,因此细胞
色素b也极有可能充当SO的电子受体的功能。由
于叶绿体中没有发现 SO,因此可以推测,SO 与
叶绿体中S的同化吸收无关。但植物SO可能有减
轻亚硫酸盐毒害作用的功能,如过氧化酶体中的
过氧化氢酶可受到低浓度亚硫酸盐的抑制[22,23]。
SO 在植物体内的真正作用是什么,它为何存在于
过氧化酶体中等一系列问题,有待进一步研究与
验 证 。
2 钼与植物氮、碳及其它元素代谢的关系
2.1 钼与氮代谢的关系 施钼能促进豆科作物和非
豆科作物的氮代谢,提高氮肥利用效率:大豆施
钼,固氮酶、谷氨酰胺合成酶和天门冬酰胺合成
酶活性均增加[24]; 在pH 4.5的土壤中施钼能阻止冷
冻引起的 NADH:NR 活性下降[25]。经过 NH4+ 诱导
1 d后,黑麦草茎杆和根中的钼辅因子总量和有效
钼辅因子均增加;在NH4+-N 中生长的植株比NO3--N
中生长的植株中酰脲、钼辅因子羟化酶(XDH 和
A O )含量高;随着 N H 4 + 浓度增加,X D H、A O、
植物生理学通讯 第41卷 第3期,2005年6月 397
尿囊酸和尿囊素含量均增加[26]。冬小麦缺钼影响
其籽粒中蛋白质组分,醇溶蛋白、谷蛋白和球蛋
白含量降低而清蛋白含量增加[27]。施用钼肥可以
增加鹰嘴豆(chickpea)的根瘤数、蛋白质含量和产
量,土壤中直接施用钼肥和用钼肥拌种均可增加
土壤中有效氮的含量[28]。深入研究钼如何通过钼
酶调控植物氮代谢过程进而提高氮肥利用率的机制
是十分有意义的。
2.2 钼与碳代谢的关系 缺钼冬小麦的叶绿素含量
下降,从叶片向生殖器官运输的光合产物少,由
于碳水化合物代谢失调,最终引起冬小麦籽粒中
淀粉和糖类含量下降。玉米缺钼花粉粒中淀粉含
量下降,缺钼小麦花器官中淀粉含量更低,这说
明在低钼情况下生殖器官发育过程中碳水化合物利
用受阻[29~31]。14C同位素示踪的结果说明, 缺钼冬
小麦14CO2 同化力下降,施钼植株的淀粉14C 分配
率较低,而可溶性总糖的分配率较高,缺钼植株
则相反;在同化产物分配上,缺钼时,植株心
叶到一叶中14C总活度比施钼的植株低,说明施钼
可促进碳同化产物向生长中心分配。在砂培条件
下,钼含量过低(<0.02 mg·L-1)和过高(>0.2 mg·L-1)
都会引起鹰嘴豆的生物量和产量下降,这可能是
光合作用过程或碳水化合物代谢受阻引起的[32]。
植物钼营养如何调控、影响与碳代谢相关的生理
过程尚不清楚。
2.3 钼与其它元素的关系 磷、钼元素间存在着协
同作用,磷能促进植物对钼的吸收和积累,钼也
能促进植物对磷的吸收。磷对植物吸收钼的促进
作用仅发生在施氮条件下(无论是铵态氮,还是硝
态氮),这说明磷钼酸离子的吸收和运输似乎需要
高量氮的存在[33]。钼可抑制种子发芽,施磷促进
种子发芽,两者间呈显著的负相关。钼和磷都能
增加小麦幼苗的干物质重,且交互作用明显。同
一钼水平下增加磷的施用量可增加小麦幼苗的干物
质重,相同磷水平下增加钼也能增加幼苗的干物
质重和活力;施用钼肥的小麦籽粒中 a-淀粉酶活
性下降,但施用磷肥对其没有影响[34]。在足够的
钼水平下,施钾可促进花生对钼的吸收;而低钼
促进钾吸收,高钼吸钾量下降。施用钾肥可增加
茄子叶片、叶柄和果实中的 NO3- 和 Mo 含量[35]。
钼和钨是同系物,钨能替代钼形成钨辅因子,但
没有生物活性,人们常用此来研究钼酶的生理生
化功能。总之,适宜的钼营养有利于植物吸收利
用各种养分元素,但钼与主要营养元素的适宜比
例仍需进一步确证。
3 钼与激素合成及植物抗性的关系
钼通过钼酶调控激素(ABA 和 IAA)合成,进
而影响植株的抗性。LOS5/ABA3 基因编码一种钼
辅因子(MoCo)磺化酶,它催化磺化钼辅因子的产
生,而磺化钼辅因子是植物 ABA 合成的最后一步
中 AO 所必需的[36]。LOS5/ABA3 基因在植物的不
同部位表达,其表达水平影响 A B A 的含量。另
外,拟南芥LOS5/ABA3 基因调控ABA 合成和胁迫
应答基因,因此 LOS5 突变体的抗寒力、抗旱力
和对盐胁迫的抵抗力受损,和另外一种 ABA 缺失
突变体 aba1 相比,LOS5 突变体对低温应答基因
的调控更具有专一性[36]。由于 AO 和 XDH 合成都
需要一个钼辅因子磺化过程,番茄 A B A 突变体
flacca 由于缺失 MoCo 磺化酶以致茎杆中 AO 和
XDH活性丧失。番茄突变体flacca 叶片呈枯萎状
是由于叶片中 A B A 含量低,气孔闭合失控、水
分蒸发过量而形成的[37]。钼能提高冬小麦的抗寒
性。施钼的小麦在低温胁迫后,其光化学和光合
能力增加,氮代谢加强,叶和干种子中钼辅因子
增加[ 3 8 ]。施用钼肥能提高低温期间冬小麦的
A B A 、可溶性糖、游离氨基酸、游离脯氨酸和
可溶性蛋白质等低分子量碳氮化合物含量,施钼
显著提高质膜中磷脂含量和脂肪酸的不饱和度,
降低叶片中丙二醛(MDA)含量和细胞渗透率,维
持和保护细胞及其生物膜结构的稳定性,因而冬
小麦的抗寒力显著提高[31,39]。
4 植物钼营养的基因型差异
不同作物对钼的需要量和吸收能力不同,以
致植株中含钼量不同。一般豆科作物的钼需要量
比非豆科作物高 2~3 倍。同一作物不同基因型品
种的钼营养也存在明显差异。施钼可提高结瘤大
豆产量 15.7%,而不结瘤大豆无增产效应[40]。目
前,在烟草、大麦、番茄和水稻中均发现 MoCo
突变体植株,M o C o 缺失突变体通常丧失 N R 、
AO、XDH 和 SO 酶活性[2]。Yu 等[41, 42]从 34 个冬
小麦品种中筛选出钼高效品种和钼低效品种各 1
个。在缺钼条件下,前者能获得 9 0 % 以上的产
植物生理学通讯 第41卷 第3期,2005年6月398
量,而后者获得的产量少于 5 0 % ;在低钼条件
下,前者中钼的累积量显著高于后者,前者茎杆
和叶中的钼向繁殖器官(如颖壳和种子)分配的量
多。显示冬小麦钼高效品种和低效品种的钼吸收
和利用效率是有差异的。这样,不同植物钼辅因
子缺失突变体的发现和不同钼效率农作物品种(系)
的筛选,就为植物钼营养的分子生物学研究从方
法和手段上提供了基础。
5 展望
近年来,钼酶和钼辅因子方面的研究取得了
较快的进展。随着钼辅因子合成过程和钼酶结构
与功能研究的深入,将有更多与钼酶和钼辅因子
合成相关的基因会定位或克隆。钼辅因子合成过
程中到底有哪些酶和蛋白质参与,它们各自的结
构与功能是什么;钼辅因子如何插入钼酶,细胞
内钼辅因子的合成受什么因素调控等一系列问题正
受到研究者的关注。钼如何通过含钼酶来调控各
种代谢过程进而实现其在植物体内的生理功能也有
待进一步研究。目前,植物中有关 NR 的研究较
多,但有关 A O 、X D H 和 S O 的研究报道较少,
所以这方面的研究工作尚待加强。结合对钼酶研
究结果,应用基因芯片技术、双向电泳技术和质
谱技术等从基因表达水平、蛋白组水平上研究钼
及钼酶与植株氮、碳、硫、激素等代谢的关系,
更可以揭示钼与植物的抗性及衰老过程的关系。
在深入研究钼营养生理功能与分子机制的基础上,
根据钼营养基因型的差异,筛选分离钼高效基因
型并应用分子改良等手段实现农作物高钼效率和高
产优质的结合,以减轻由于施用钼肥带来的资源
与环境压力,无疑是有意义的。
参考文献
1 Mendel RR, Hansch R. Molybdoenzymes and molybdenum
cofactor in plants. J Exp Bot, 2002,53(375): 1689~1698
2 Barlaan EA, Sato H, Mushika J et al. Molecular mapping of
the cnx2 locus involved in molybdenum cofactor biosynthe-
sis in rice (Oryza sativa L.). Theor Appl Genet, 2001,102(4):
540~544
3 Gabard J, Pelsy F, Marion-Poll A et al. Genetic analysis of
nitrate reductase deficient mutants of Nicotiana
plumbaginifolia: Evidence for six complementation groups
among 70 classified molybdenum cofactor deficient mutants.
Mol Gen Genet, 1988, 213(2/3): 206~213
4 Mendel RR. Molybdenum cofactor of higher plants: biosyn-
thesis and molecular biology. Planta, 1997,203(4): 399 ~
405
5 Schwarz G, Schulze J, Bittner F et al. The molybdenum co-
factor biosynthetic protein Cnx1 complements molybdate-
repairable mutants, transfers molybdenum to the metal bind-
ing pterin, and is associated with the cytoskeleton. Plant
Cell, 2000,12(12): 2455~2471
6 Stoimenova M, Hansch R, Mendel RR et al. The role of
nitrate reduction in the anoxic metabolism of roots. I. Char-
acterization of root morphology and normoxic metabolism
of wild type tobacco and a transformant lacking root nitrate
reductase. Plant Soil, 2003,253(1): 145~153
7 Forde BG. The role of long-distance signalling in plant re-
sponses to nitrate and other nutrients. J Exp Bot, 2002,53
(366): 39~43
8 Hansch R, Fessel DG, Witt C et al. Tobacco plants that lack
expression of functional nitrate reductase in roots show
changes in growth rates and metabolite accumulation. J Exp
Bot, 2001,52(359): 1251~1258
9 Hesberg C, Hansch R, Mendel RR et al. Tandem orientation
of duplicated xanthine dehydrogenase genes from Arabidopsis
thaliana: Differential gene expression and enzyme activities.
J Biol Chem, 2004,279(14): 13547~13554
10 Aguey-Zinsou KF, Bernhardt PV, Leimkuhler S. Protein film
voltammetry of Rhodobacter capsulatus xanthine
dehydrogenase. J Am Chem Soc, 2003,125(50): 15352~15358
11 Akaba S, Leydecker MT, Moureaux T et al. Aldehyde oxi-
dase in wild type and aba1 mutant leaves of Nicotiana
plumbaginifolia. Plant Cell Physiol, 1998,39(12):
1281~1286
12 Leydecker MT, Moureaux T, Kraepiel Y et al. Molybdenum
cofactor mutants, specifically impaired in xanthine dehy-
drogenase activity and abscisic acid biosynthesis, simulta-
neously overexpress nitrate reductase. Plant Physiol, 1995,
107(4): 1427~1431
13 Taylor NJ, Cowan AK. Xanthine dehydrogenase and alde-
hyde oxidase impact plant hormone homeostasis and affect
fruit size in Hass avocado. J Plant Res, 2004,117(2): 121~130
14 Budhiraja R, Kayyali US, Karamsetty M et al. Estrogen
modulates xanthine dehydrogenase/xanthine oxidase activ-
ity by a receptor-independent mechanism. Antioxid Redox
Signal, 2003,5(6): 705~711
15 Datta DB, Triplett EW, Newcomb EH. Localization of xan-
thine dehydrogenase in cowpea root nodules: implications
for the interaction between cellular compartments during
ureide biogenesis. Proc Natl Acad Sci USA, 1991,88(11):
4700~4702
植物生理学通讯 第41卷 第3期,2005年6月 399
16 Sekimoto H, Seo M, Dohmae N et al. Cloning and molecular
characterization of plant aldehyde oxidase. J Biol Chem,
1997,272(24): 15280~15285
17 Ori N, Eshed Y, Pinto P et al. TAO1, a representative of the
molybdenum cofactor containing hydroxylases from tomato.
J Biol Chem, 1997,272(2): 1019~1025
18 Sekimoto H, Seo M, Kawakami N et al. Molecular cloning
and characterization of aldehyde oxidases in Arabidopsis
thaliana. Plant Cell Physiol, 1998,39(4): 433~442
19 Seo M, Koshiba T. Complex regulation of ABA biosynthesis
in plants. Trends Plant Sci, 2002, 7(1): 41~48
20 Milborrow BV. The pathway of biosynthesis of abscisic acid
in vascular plants: A review of the present state of knowl-
edge of ABA biosynthesis. J Exp Bot, 2001,52(359):
1145~1164
21 Eilers T, Schwarz G, Brinkmann H et al. Identification and
biochemical characterization of Arabidopsis thaliana sulfite
oxidase: A new player in plant sulfur metabolism. J Biol
Chem, 2001, 276(50): 46989~46994
22 Veljovic-Jovanovic S, Milovanovic L, Oniki T et al. Inhibi-
tion of catalase by sulfite and oxidation of sulfite by H2O2
cooperating with ascorbic acid. Free Radic Res, 1999, 31
(Suppl): S51~S57
23 Lopez-Huertas E, Corpas FJ, Sandalio LM et al. Character-
ization of membrane polypeptides from pea leaf peroxi-
somes involved in superoxide radical generation. Biochem J,
1999, 337(3): 531~536
24 OConnor GA, Granato TC, Basta NT. Bioavailability of
biosolids molybdenum to soybean grain. J Environ Qual,
2001,30(5): 1653~1658
25 Yaneva IA, Baydanova VD, Vunkova-Radeva RV. Nitrate
reductase activation state in leaves of molybdenum-defi-
cient winter wheat. J Plant Physiol, 2000,157(5): 495~501
26 Sagi M, Lips HS. The levels of nitrate reductase and MoCo
in annual ryegrass as affected by nitrate and ammonium
nutrition. Plant Sci, 1998, 135(1): 17~24
27 Chatterjee C, Nautiyal N. Molybdenum stress affects viabil-
ity and vigor of wheat seeds. J Plant Nut, 2001,24(9):
1377~1386
28 Deo C, Kothari ML. Effect of modes and levels of molybde-
num application on grain yield protein content and nodula-
tion of chickpea grown on loamy sand soil. Comm Soil Sci,
2002,33(15/18): 2905~2915
29 Agarwala SC, Chatterjee C, Sharma PN et al. Pollen devel-
opment in maize plants subjected to molybdenum deficiency.
Can J Bot, 1979,57(18): 1946~1950
30 Barabas NK, Omarov RT, Erdei L et al. Distribution of the
Mo-enzymes aldehyde oxidase, xanthine dehydrogenase and
nitrate reductase in maize (Zea mays L.) nodal roots as
affected by nitrogen and salinity. Plant Sci, 2000,155(1):
49~58
31 Li W, Wang Z, Mi G et al. Molybdenum deficiency in winter
wheat seedlings as enhanced by freezing temperature. J Plant
Nut, 2001,24(8): 1195~1203
32 Nautiyal N, Chatterjee C. Molybdenum stress-induced
changes in growth and yield of chickpea. J Plant Nut, 2004,
27(1): 173~181
33 Zhu YG, Smith SE. Seed phosphorus (P) content affects
growth, and P uptake of wheat plants and their association
with arbuscular mycorrhizal (AM) fungi. Plant Soil, 2001,
231(1): 105~112
34 Modi AT. Wheat seed quality in response to molybdenum
and phosphorus. J Plant Nut, 2002,25(11): 2409~2419
35 Villora G, Moreno DA , Romero L. Potassium supply influ-
ences molybdenum, nitrate, and nitrate reductase activity in
eggplant. J Plant Nut, 2003,26(3): 659~669
36 Xiong L, Ishitani M, Lee H et al. The Arabidopsis LOS5/
ABA3 locus encodes a molybdenum cofactor sulfurase and
modulates cold stress- and osmotic stress-responsive gene
expression. Plant Cell, 2001,13(9): 2063~2083
37 Sagi M, Scazzocchio C, Fluhr R. The absence of molybde-
num cofactor sulfuration is the primary cause of the flacca
phenotype in tomato plants. Plant J Cell Mol Biol, 2002,31
(3): 305~317
38 Yaneva IA, Hoffmann GW, Tischner R. Nitrate reductase
from winter wheat leaves is activated at low temperature via
protein dephosphorylation. Physiol Plant, 2002,114(1):
65~72
39 Hu CX, Wang YH, Wei WX. Effect of molybdenum
applictions on concentrations of free amino acids in winter
wheat at different growth stages. J Plant Nut, 2002,25(7):
1487~1499
40 OConnor GA, Granato TC, Basta NT. Bioavailability of
biosolids molybdenum to soybean grain. J Environ Qual,
2001,30(5): 1653~1658
41 Yu M, Hu CX, Wang YH. Inflences of seed molybdenum and
molybdenum application on nitrate reductase activity, shoot
dry matter, and grain yields of winter wheat cultivars.J Plant
Nut, 1999,22(9): 1443~1441
42 Yu M, Hu CX, Wang YH. Molybdenum efficiency in winter
wheat cultivars as related to molybdenum uptake and
distribution. Plant Soil, 2002,245(2): 287~293