全 文 ：植物生理学报 Plant Physiology Journal 2016, 52 (4): 381–393　　doi: 10.13592/j.cnki.ppj.2015.0679 381
收稿 2015-12-22　　修定 2016-03-18
资助 国家自然科学基金(31372050)和山东省现代农业产业技术
体系水果产业创新团队-栽培与设施装备建设专项(SDAIT-
03-022-05)。
* 通讯作者(E-mail: dsgao@sdau.edu.cn)。
植物中钼的吸收转运及钼辅因子与钼酶的研究进展
刘利, 高东升*
作物生物学国家重点实验室, 山东果蔬优质高效生产协同创新中心, 山东农业大学园艺科学与工程学院, 山东泰安271018
摘要: 钼是植物生长发育所必需的微量元素, 只有和蛋白质或者蝶呤结合形成钼辅因子才能产生生物活性。自然界存在2
种钼辅因子: 以铁硫簇为基础的铁钼辅因子(FeMoco)和以钼蝶呤为基础的钼辅因子(MPT/Moco)。植物对钼的吸收有2种
转运蛋白系统, 一种是专一性转运蛋白, 如MOTl和MOT2; 另一种是共转运蛋白, 如磷酸盐转运蛋白(PHT)和硫酸盐转运蛋
白(SULTR)。最近研究发现一种钼酶——线粒体氨肟还原蛋白(mARC)。本文综述了近年来植物体内钼的吸收与转运机
制、钼辅因子的合成过程以及钼酶的研究进展, 并提出了今后的重点研究方向。
关键词: 钼; 钼转运蛋白; 钼辅因子; 钼酶; 线粒体氨肟还原蛋白
综　述 Reviews
钼是植物正常生长发育所必需的一种微量元
素。岩石圈中钼的含量一般是1.2 mg·kg-1, 通常以
MoS2、PbMoO4或Fe2(MoO4)3的形式存在(Kaiser等
2005); 植物体内钼的含量一般是0.2 mg·kg-1 (Gupta
1991)。在土壤中, 钼主要以钼酸根离子(MoO4
2−)
的形式存在, 参与到各种生命过程中。土壤中有
效钼的含量是评价土壤供钼能力的指标, 钼的可
利用性在高浓度的土壤氮素水平、低温以及低的
土壤pH (<5.5)下较低(Nie等2014)。世界上很多地
方土壤中的有效钼含量不能满足植物正常生长发
育所需, 对于酸性土壤这一现象尤其严重(巫飞飞
等2015)。据报导, 在我国大约有4 400多万ha耕地
缺钼(Nie等2014), 生长在有效钼含量低的酸性黄
棕壤上的冬小麦等作物出现了严重的缺钼症状(Yu
等2010)。钼缺乏的症状有钼酶活性降低、氮饥饿
反应、茎和叶发育受阻、叶枯斑病、种子发育不
良、坐果率降低等(Martin和Meybeck 1979; Kaiser等
2005; 巫飞飞等2015)。因此, 通过生物学技术手段
提高植物钼的吸收转运及利用能力具有长远的经
济效益和社会效益。
钼有多种化合价, 钼辅因子是钼酶的组成成
分, 钼酶参与了生物体内的多种氧化还原反应。
目前在细菌中已发现50多种钼酶(Leimkühler和
Iobbi-Nivol 2015); 存在于植物中的钼酶有5种, 分
别是硝酸盐还原酶(nitrate reductase, NR)、黄嘌呤
脱氢酶(xanthine dehydrogenase, XDH)、醛氧化酶
(aldehyde oxidase, AO)、亚硫酸盐氧化酶(sulfite
oxidase, SO)和线粒体氨肟还原蛋白(mitochondrial
amidoxime reducing component, mARC)。植物通
过这些钼酶参与到氮、碳、嘌呤、激素和硫的代
谢过程中。有报道称, 钼辅因子缺乏导致钼酶活
性降低, 体内积累的亚硫酸盐、牛磺酸、S-磺酸半
胱氨酸和硫代硫酸盐可引起严重的神经功能损伤,
甚至导致出生几周的婴儿夭折(Schwarz 2005;
Nagappa等2015; Atwal和Scaglia 2016)。任何提高
植物钼吸收利用能力的措施和技术手段都会在改
善植物和人类钼缺乏方面发挥重要的作用。因此,
本文综述了植物对钼的吸收转运的生理分子机
制、钼辅因子的合成过程以及钼酶的研究进展,
旨在为生产上的植物吸收转运利用钼元素提供理
论支撑和技术支持。
1 钼吸收和转运系统
植物体内钼的稳态协调不但能够应对环境变
化从而引起土壤中钼酸盐可利用性的变化, 而且
可以保证细胞对钼的正常需求。矿质元素的吸收
和转运在植物的生长、人类的营养健康和植物的
生物学修复方面都起着重要的作用(Lahner等2003;
夏金蝉 2015)。最近几年发现了多种与钼转运有
关的蛋白, 但是植物体内钼的吸收外排贮运和钼
的稳态平衡等的机制还没有完全研究透彻。
植物中较少发生钼中毒现象, 钼外排有关蛋
白的证实可以解释植物耐钼的原因。莱茵衣藻
(Chlamydomonas reinhardtii) MOT1 (Nit5突变体)
植物生理学报382
的功能缺失表现出对高浓度(50 mmol·L-1)钼的耐
受性(Llamas等2000)。高效的钼贮存机制也可以
提高植物对钼的耐受能力, 研究发现衣藻中的钼
以钼辅因子的形式结合到钼辅因子载体蛋白(mo-
lybdenum cofactor carrier protein, MCP)上(Ataya等
2003; Fischer等2006)。高等植物中没有发现MCP
的同系物, 但是在拟南芥(Arabidopis thaliana)中发
现9个赖氨酸脱羧酶类似蛋白(钼辅因子结合蛋白,
molybdenum cofactor binding protein, MBP)。研究
表明这9个蛋白和衣藻中的MCP结构非常相似, 但
是只有其中的4个蛋白能够高效结合钼辅因子, 这
表明MBP可能存在其他的生物学功能(Kruse等
2010)。另外一些研究表明, 钼积累可能影响花青
素和苹果酸的水平(Hale等2001; Steinke等2008;
Tejada-Jiménez等2009)。由此可见这些化合物在
植物体内钼的贮存方面起着重要的作用。
关于钼辅因子的合成迄今已做了大量的研究
工作, 但是, 钼如何通过根部吸收转运到地上部以
及以什么形式贮存在细胞内仍有待深入挖掘。最
近的研究表明, 钼转运蛋白可以控制细胞内的钼
浓度, 调控植物的生长发育过程。钼进入植物体
内的方式一直存在着争议(Kaiser等2005)。一部分
人发现根系对钼的吸收量与外界环境溶液中的钼
浓度呈正相关, 当降低温度以及加入抑制剂时并
不影响根系对钼的吸收, 因此认为钼是以被动的
方式进入到植物体内的; 但多数人认为植物对钼
的吸收是需能主动运输过程。
原核生物主要通过对钼酸盐具有高亲和能力
的转运系统ModABC来转运钼, ModABC由3种蛋
白构成: 钼酸盐结合蛋白(ModA)、膜通道蛋白
(ModB)和能量蛋白(ModC)。编码ModE和ModF的
操纵子可以影响上述3种蛋白的合成, ModE由N末
端DNA结合区域和C末端钼酸盐结合区域组成, 它
可以感受细胞质内的钼水平进而诱导ModA与钼
酸盐结合; ModF在钼酸盐转运过程中的作用尚不
清楚。另外两种转运钼酸盐的系统是ABC硫酸盐
转运系统和非特异性阴离子转运系统(Mendel和
Schwarz 2011; Zhang等201l; Hagen 2011)。
1.1 钼的专一性转运蛋白
植物中存在2种钼转运蛋白, 一种是专一性转
运蛋白, 另一种是共转运蛋白。早期在衣藻中发
现2种钼转运蛋白, 一种是高亲和力低容量转运蛋
白, 一种是低亲和力高容量转运蛋白。拟南芥的
硫转运蛋白(SULTR)家族的SULTR5.1和SULTR5.2
后来被证实是钼的专一性转运蛋白的两个成员
(AtMOT1;1和AtMOT1;2)。首次报道的衣藻和拟
南芥中钼酸盐转运蛋白属于MOT1家族 (Teja-
da-Jiménez等2007; Tomatsu等2007)。迄今为止, 已
经从植物、藻类、真菌和细菌中分离鉴定了
MOT1蛋白, 它们可能与钼的吸收转运以及钼的积
累有关(Forsberg等2015)。
目前在莱茵衣藻的一个硝酸还原酶缺陷型株
系21gr (Nit5)中发现了一个高亲合的钼转运蛋白基
因MOT1, 利用基因沉默技术研究发现MOT1的表
达下调减少了MoO4
2−的转运, NR的活性也随之降
低; 同时在酿酒酵母(Saccharomyces cerevisiae)中
验证得知MOT1能转运MoO4
2− (Tejada-Jiménez等
2007; 杨荣等2012)。
目前在拟南芥中发现了2个MOT1成员, 分别
是AtMOT1;1和AtMOT1;2 (表1)。Tomatsu等(2007)
表1 植物中的钼转运蛋白
Table 1 Molybdenum transporters in plants
转运蛋白 特异性离子 KM/nmol·L
-1 其他离子 位置 特点 参考文献
AtMOT1;1 MoO4
2− 6 WO4
2− 叶绿体膜的有机组成部分、 高亲和的钼转运蛋白, 负责 Tomatsu等2007
线粒体膜、线粒体和液泡 钼的跨膜转运
AtMOT1;2 MoO4
2− — WO4
2− 细胞、株型液泡膜和液泡 液泡中输出钼, 钼离子的跨 Gasber等2011
膜运输, 把钼从叶子运输到
种子中
CrMOT1 MoO4
2− 7~20 WO4
2− 细胞膜 吸收钼酸盐, 细胞间钼酸 Tejada-Jiménez等2007
盐转移分配
CrMOT2 MoO4
2− 550 WO4
2− — 属于MFS超家族转运蛋白成 Tejada-Jiménez等2011
员之一, 高亲和钼转运蛋白
SHST1 SO4
2− 10 000 MoO4
2− — 转运SO4
2−和MoO4
2− Fitzpatriek等2008
刘利等: 植物中钼的吸收转运及钼辅因子与钼酶的研究进展 383
在拟南芥At2g25680中插入外来基因片段(T-DNA),
从而鉴别出AtMOT1;1基因(先前的Sultr5.2)。At-
MOT1;1是一种高亲和转运蛋白[米氏常数(KM)=6
nmol·L-1], 即使在土壤中钼含量很低的情况下也可
以吸收转运钼, 其在根中和地上部均有表达, 在细
胞中主要定位于细胞质膜和内膜上(Tomatsu等
2007), 因此AtMOT1;1除了具有吸收钼酸盐的功能
之外, 还具有细胞间钼酸盐转移分配的功能。但
是, 也有报道称MOT1;1定位于线粒体膜上(Baxter
等2008)。目前还没有足够的证据证实MOT1;1到
底定位于哪个位置, 可能是绿色荧光蛋白(green
fluorescent protein, GFP)融合的不同位置导致了这
一分歧 , 比如GFP融合到MOT1;1的N末端或者
MOT1;1的C末端(Tomatsu等2007; Baxter等2008;
Gasber等2011)。β-葡萄糖苷酸酶(β-glucuronidase,
GUS)染色显示表明, 在营养生长阶段, 根部和子叶
柄能监测到AtMOT1;1活性; 在生殖生长阶段, 叶
肉、叶柄、雄蕊、花萼和长角果中可监测到At-
MOT1;1活性。共同存在的硫酸根离子(SO4
2−)并不
影响AtMOT1;1对钼的吸收, AtMOT1;1也不能弥补
酵母中SULTR突变体对SO4
2−的吸收, 这表明At-
MOT1;1并不具备转运硫酸盐的功能, 因此其被认
为是专一性的钼酸盐转运蛋白(Tomatsu等2007)。
Ide等(2011)利用拟南芥钼转运突变体Atmot1;1详
细地研究了钼缺乏效应, 转录组测序表明, 在缺钼
的条件下约400个基因的转录水平发生变化, 包括
NR、MYB转录因子和SULTR3;5得到诱导表达,
丝氨酸羧肽酶SCPL13的表达受到抑制。钼缺乏的
植物体内氨基酸、糖、有机酸和嘌呤化合物的代
谢也发生明显的改变(Ide等2011)。AtMOT1;2原来
被称为AtMOT2, 但是这个蛋白已被证实属于
MOT1家族的一员(Gasber等2011)。研究表明At-
MOT1;2主要定位于液泡膜上, 是细胞内重要的钼
酸盐储存蛋白; 和野生型相比, AtMOT1;2的T-DNA
插入突变体Atmot1;2叶子中积累的钼较多, 而种子
中积累的钼较少, 所以, AtMOT1;2在器官间的钼酸
盐转移也起到非常重要的作用。
Tejada-Jiménez等(2011)从衣藻中分离出一个不
属于MOT1家族的钼转运蛋白, 命名为CrMOT2。基
因沉默技术表明CrMOT2只有在CrMOT1不存在的
前提下才负责钼的吸收转运。CrMOT2也是专一
性高亲和转运蛋白, KM为550 nmol·L
-1 (表1)。但和
CrMOT1不同的是, CrMOT2只有在钼饥饿处理的
情况下其转录水平才上调, 由此看出CrMOT2表达
调控依赖于钼的可利用性。以上的研究结果表明
CrMOT1和CrMOT2在钼的稳态调节机制中扮演着
不同的角色, CrMOT1可能与NR的活性有关, 而
CrMOT2在钼缺乏的条件下调控体内钼的稳态平
衡。同源蛋白分析表明MOT2存在于藻类、单子
叶植物、双子叶植物和动物中。在酵母中异位表
达人体的MOT2 (HsMOT2)发现其能够转运外界的
MoO4
2− (mmol·L-1浓度水平), 这表明HsMOT2可能
是人体的钼转运蛋白。到目前为止, CrMOT2是第
一个从MOT2家族中被分离证实的钼转运蛋白, 而
植物MOT2家族成员对钼的吸收转运功能有待深
入研究。
1.2 钼的共转运蛋白
据报道, 植物细胞中的磷酸根离子(PO4
3−)、
SO4
2−和MoO4
2−存在交互效应, SULTR和磷酸盐转
运蛋白(phoshpate transporter, PHT)也能够转运钼
(Heuwinkel等1992; Stout和Meagher 1948)。番茄
(Lycopersicon esculentum)中的PO4
3−能促进钼的吸
收而SO4
2−降低钼的吸收(Stout和Meagher 1948)。
钼酸盐与硫酸盐在根系表面发生竞争, 硫酸盐的
存在能够抑制植物对钼的吸收(Stout等1951), 硫酸
盐的缺乏常造成植物过量吸收钼, 因此推测硫酸
盐和钼酸盐能够竞争根系相同的吸收转运位点
(Alhendawi等2005)。在拟南芥中, 14种SULTR被
分成5组, 前四组是姐妹群关系, 第五组似乎更加
多样化, 但是从结构的角度来看, 显然属于SULTR
家族的一员(Buchner等2004)。第五组SULTR家族
包含2个亚型, 即SULTR5.1和SULTR5.2 (Buchner
等2004), 这两个亚型在C末端都缺少SULTR an-
ti-sigma (STAS)结构域, 这个STAS结构域和细菌的
anti-sigma因子拮抗剂类似。STAS结构域把SUL-
T R 1 . 2运输到拟南芥的细胞膜上 , 不但影响
SULTR1.2运输SO4
2−的属性, 而且还能够结合SO4
2−
代谢酶(Shibagaki和Grossman 2004; Shibagaki和
Grossman 2006; Shibagaki和Grossman 2010)。Al-
hendawi等(2005)指出硫酸盐的缺乏导致番茄钼的
积累并促进钼在木质部中的运输, 推导植物根系
可能通过细胞质膜上的硫酸盐转运系统来吸收转
植物生理学报384
运钼。己经首次证实植物能够通过一种SUL-
TR——柱花草(Stylosanthes hamata)硫酸盐转运蛋白
(ShST1)来吸收运输钼(Fitapatriek等2008)。Fitz-
patrick等(2008)研究发现, ShST1可以转运MoO4
2−,
两者化学结构相似, 所以SO4
2−是MoO4
2−的竞争离
子。植物中的PHT也可以转运MoO4
2−, Heuwinkel
等(1992)利用同位素99Mo水培试验研究发现, 缺磷
后番茄对钼的吸收显著提高, 当重新施磷后番茄对
钼的吸收降低。Ide等(2011)在转录水平上的研究结
果表明PHT也介导了钼酸盐的运输。
另外, 钼和铁代谢之间的关系得到初步推测:
首先, 钼和铁的吸收相互影响; 其次, 铁硫簇和亚
铁血红素(heme)等是大多数钼酶的组成成分; 再
者, 钼代谢需要铁硫簇的合成; 最后, 钼辅因子的
合成和线粒体外的铁硫蛋白都与线粒体ABC转运
蛋白的功能有关。
2 钼辅因子
钼单独存在于生物体时并不具有生物活性,
只有和蛋白质或者蝶呤结合形成钼辅因子才能发
挥酶催化功能(Mendel和Schwarz 2011; Mendel和
Hansch 2002; Srivastava等2016)。一旦形成辅基,
钼辅因子就成为了钼酶的活性中心, 钼的化合价
态有+4、+5和+6价, 因此能够转移电子, 参与氧化
还原反应(Hille 2013)。自然界存在2种控制钼的氧
化还原状态和催化能力的辅因子: 以铁硫簇为基
础的铁钼辅因子(iron-molybdenum cofactor, FeMo-
co)和以钼蝶呤(molybdopterin, MPT)为基础的钼辅
因子(molybdopterin-molybdenum cofactor, MPT/
Moco) (Mendel 2011; Gasber等2011; Schwarz等
2009)。在固氮菌中发现了FeMoco, 它是固氮酶的
组成成分之一, 把大气中的氮气还原为氨, 大豆中
的根瘤菌也有类似的作用(Kneip等2007)。和以
MPT为基础的钼辅因子不同的是, 固氮酶辅因子
是钼结合到铁硫簇和高柠檬酸而形成的, 将其称
为FeMoco (Hu和Ribbe 2013; Yokoyama和Leim-
kühler 2015)。
钼辅因子的合成一般可分为4步(图1) (Raja-
gopalan 1996; Leimkühler和Iobbi-Nivol 2015), 第一
步是三磷酸鸟苷(GTP)的环化。在线粒体中, GTP
转变成环吡喃蝶呤单磷酸(cPMP), 也就是前体Z
(Hover等2015); 两个酶催化cPMP的形成。利用金
黄色酿脓葡萄球菌的酶研究了这一反应(Hover等
2013; Mehta等2013), 细菌的这一反应涉及2个蛋
白——moaA和moaC (表2) (Mendel和Leimkühler
2015), 这两个蛋白和人类基因组中MOCS1A和
MOCS1B蛋白同源(Reiss等1998), 也和植物基因组
中CNX2 (S-腺苷甲硫氨酸自由基酶, SAM自由基
酶)和CNX3 (六聚蛋白)同源。CNX2有2个氧敏铁
硫簇(4Fe-4S), N末端铁硫簇参与到SAM的还原裂
解反应从而产生5′-脱氧腺苷自由基, C末端铁硫簇
与底物的结合和活化有关(Hänzelmann等2004)。
目前关于CNX3的功能还不清楚, 然而SAM自由基
酶中需要能够转移自由基的蛋白, 所以推测CNX3
可能具有类似的功能(Hänzelmann和Schindelin
2006)。植物中编码CNX2和CNX3的基因位于不
同的染色体上, 然而在人类基因组中双基因(两个
连续的开放阅读框)编码MOCS1A和MOCS1B
(Gross-Hardt和Reiss 2002)。拟南芥和衣藻的CNX2
和CNX3蛋白N末端的延展部分携带靶信号。研究
图1 植物中钼辅因子的合成通路
Fig.1 Plant Moco biosynthetic pathway
GTP: 三磷酸鸟苷; cPMP: 环吡喃蝶呤单磷酸; MPT: 钼蝶呤;
MPT-AMP: 钼蝶呤-单磷酸腺苷; Moco: 钼辅因子; CNX1G: 硝酸还
原酶和黄嘌呤脱氢酶辅因子1的G结构域; CNX1E: 硝酸还原酶和
黄嘌呤脱氢酶辅因子1的E结构域; CNX2: 硝酸还原酶和黄嘌呤脱
氢酶辅因子2; CNX3: 硝酸还原酶和黄嘌呤脱氢酶辅因子3; CNX5:
硝酸还原酶和黄嘌呤脱氢酶辅因子5; CNX6: 硝酸还原酶和黄嘌呤
脱氢酶辅因子6; CNX7: 硝酸还原酶和黄嘌呤脱氢酶辅因子7。
刘利等: 植物中钼的吸收转运及钼辅因子与钼酶的研究进展 385
表明, 拟南芥的CNX2和CNX3蛋白位于线粒体中
(Teschner等2010), 因为CNX2发挥功能需要铁硫簇
的参与, 而铁硫簇存在于线粒体中。cPMP形成后
在ATM3的作用下跨线粒体膜进入到细胞质中 ,
ATM3位于线粒体的内膜上, 属于ABC转运蛋白家
族的一员(Teschner等2010)。这些线粒体转运蛋白
不仅与细胞内铁硫蛋白的熟化有关, 而且在植物
体中能起到抵抗重金属的作用(Kim等2006)。Te-
schner等(2010)发现拟南芥ATM3突变体Atatm3的
NR和SO的活性降低, 依赖铁硫簇的XDH和AO的
活性未被检测到。人体细胞中同样需要这个转运
蛋白, 其名称为ABCB7 (D’Hooghe等2012)。
第二步是MPT的合成。cPMP被转运到细胞
质中后(Teschner等2010), 在MPT合酶的作用下, 两
个硫原子插入到cPMP的C1′和C2′端, 从而形成
MPT (Pitterle等1993; Daniels等2008)。细菌的MPT
合酶形成了由2个MoaD和2个MoaE亚单位组成的
(αβ)2异二聚体, 第一个硫原子在MoaD作用下加入
到cPMP的C2′端, 然后MoaD从MPT合酶混合物上
脱离 , 再形成新的MoaD分子, 把硫原子插入到
cPMP的C1′端, MPT形成后从MPT合酶异二聚体上
释放。MoeB催化MoaD中硫原子的重新形成
(Leimkühler等2001; Schindelin 2005)。人类基因组
中, MOCS2编码MPT合酶的2个亚基, MOCS2A和
MoaD同源, MOCS2B和MoaE同源, MOCS3和
MoeB同源(表2)。植物与MPT合酶有关的是CNX6
(MoaD)和CNX7 (MoaE), MoeB/MOCS3的同源物
是CNX5 (Gutzke等2001)。植物的MPT合酶是由2
个小亚基(CNX7)和2个大亚基(CNX6)组成的异二
聚体, MPT合酶的每个小亚基携带一个硫原子, 因
此MPT二硫纶(dithiolene)的形成分为2步(Wueb-
表2 细菌、植物和人类的钼辅因子合成的相关蛋白及其所催化的反应
Table 2 Proteins for Moco biosynthesis in bacteria, plants and human and the catalyzed reactions
细菌 人类 植物 功能
MoaA MOCS1A CNX2 催化GTP形成3′,8-cH2GTP
MoeB MOCS3 CNX5 催化MPT合酶小亚基的腺苷酰化反应
MoaC MOCS1B CNX3 催化3′,8-cH2GTP形成cPMP
MoaD MOCS2A CNX6 催化硫原子转移到cPMP上, 形成MPT
MoaE MOCS2B CNX7 结合cPMP, 形成MPT
MogA GEPHYRIN-G CNX1-G 催化形成MPT-AMP
MoeA GEPHYRIN-E CNX1-E 钼原子插入到MPT-AMP上, 形成Mo-MPT
bens和Rajagopalan 2003)。MPT的合成可能不是催
化反应, 因此在每一步反应中都要重新形成MPT
合酶(Tejada-Jiménez等2013), MPT合酶在硫化酶
CNX5的作用下再硫化得以重新激活。
第三步是MPT的活化。上一步形成的MPT在
螯合钼原子之前需要进行腺苷酰化反应, 从而形
成钼蝶呤-单磷酸腺苷(MPT-AMP) (Kuper等2004)。
大多数的真核生物需要含有2个结构域的蛋白来
催化MPT的腺苷酰化反应, 比如拟南芥的CNX1 (G
结构域和E结构域)。有研究证明拟南芥CNX1可
以结合到细胞骨架上(Schwarz等2000), 这可能有
利于钼高效地螯合到MPT上。拟南芥CNX1G的晶
体结构阐明了MPT腺苷酰化反应的动力学机制,
MPT在Mg2+和ATP的作用下进行腺苷酰化反应形
成MPT-AMP, 从而结合到CNX1G上, CNX1G-
MPT-AMP复合体的晶体结构表明铜原子需要结合
到MPT二硫纶的两个硫原子之间(Kuper等2004)。
有关铜在钼辅因子合成过程中功能的研究尚不清
楚, 其可能在硫转移的反应中保护MPT二硫纶上
的硫原子, 也可能提高钼螯合到MPT上的效率。
但有关研究表明1 mmol·L-1 CuCl2可以抑制钼辅因
子的合成(Kuper等2004), 因此研究钼辅因子的合
成过程中铜和钼的关系以及合成条件有重要的生
物学意义。
第四步是钼插入到MPT上。在MoO4
2−和Zn2+/
Mg2+存在的前提下, MPT-AMP和钼原子绑定到
CNX1E结构域上, 然后MPT-AMP发生去腺苷酰化
反应(Llamas等2006), 最后在CNX1的作用下, 钼插
入到MPT上形成有活性的钼辅因子(Joshi 1996)。
而在细菌和古生菌中, 钼辅因子的合成分成5步,
第五步是对钼辅因子进一步的修饰 , 也就是在
植物生理学报386
MPT上加入单磷酸核苷酸(Neumann等2011; Re-
schke等2013)。大肠杆菌的钼辅因子的合成涉及
到moa (moaABCDE)、mob (mobAB)、moc (mocA)、
moe (moeAB)和mog (mogA)五个基因位点(Shan-
mugam 1992), 这些位点以操纵子的形式组织起来,
共编码11个蛋白, 其中的9个蛋白与钼辅因子合成
有关的功能已得到研究(Rajagopalan 1996; Shan-
mugam 1992)。在人体中, 与钼辅因子合成有关的
基因和蛋白质一般用MOCS (molybdenum cofactor
synthesis)命名(Mendel和Schwarz 2011; Reiss等
1998; Reiss 2000)。目前人类基因组中已鉴定出4
个编码钼辅因子生物合成酶的基因(MOCS1、
MOCS2、MOCS3和GEPH), 编码6种与钼辅因子合
成有关的蛋白, 分别是MOCS1A、MOCS1B、
MOCS2A、MOCS2B、MOCS3和GEPHYRIN
(Mendel和Kruse, 2012)。在原核和真核生物中, 蝶
呤型钼辅因子的生物合成既有保守性, 也有差异
性。植物中与钼辅因子合成有关的基因和蛋白质
的命名为CNX (cofactor for nitrate reductase and
xanthine dehydrogenase) (Tejada-Jiménez等2013)。
人体中有5种酶含有钼辅因子, 分别是SO、黄嘌呤
氧化酶(xanthine oxidase, XO)、AO以及两个
mARC: mARC1和mARC2 (Duran等1978; Duran等
1996; Mendel和Kruse 2012; Hille等2011)。
3 钼酶
根据钼辅因子的结构组成和催化功能将钼酶
分为两大家族: 含FeMoco的固氮酶和含MPT的钼
酶(Schwarz等2009)。Hille等(2014)把含MPT的钼
酶分为3类, XO家族、SO家族和二甲基亚砜(di-
methyl sulfoxide, DMSO)还原酶家族。植物中含钼
辅因子的钼酶有5种 : NR、XDH、SO、AO和
mARC (Schwarz 2005; Chamizo-Ampudia等2011)。
3.1 NR
NR广泛存在于植物和微生物中, 属于DMSO
还原酶家族成员(Coelho和Romão, 2015)。NR是高
等植物氮同化过程中的关键限速酶, 可直接调节
硝酸盐的还原, 从而调节氮代谢, 并影响光合碳代
谢(Kovács等2015)。NR是一种诱导性酶, 受硝酸
根和钼共同诱导。钼是NR的活性成分, 参与硝态
氮还原为亚硝态氮的过程, 缺钼会影响植物对氮
的吸收与利用(喻敏和王运华1999; 孙学成和胡承
孝2005; Kovács等2015)。NR是一种可溶性的钼黄
素蛋白, 分子量约为210 kDa, 为同型二聚体, 每个
单体的分子量约为105 kDa, 它由C末端结构域黄
素腺嘌呤二核苷酸(flavin adenine dinucleotide,
FAD)、中心结构域以heme作为辅基的细胞色素b5
(cytb5/heme)和N末端结构域钼辅因子组成, 这三个
结构域形成3个氧化还原中心, 把电子从NAD(P)H
经过FAD、heme和钼辅因子传递到硝酸盐(Camp-
bell 1999; Kisher等1998; Zhou等2015)。根据细胞
位置、结构和功能的不同, NR可分为周质型硝酸
盐还原酶(periplasmic nitrate reductase, Nap)、细胞
质型硝酸盐还原酶(cytoplasmic nitrate reductase)和
膜结合型硝酸盐还原酶(membrane-bound nitrate
reductase) (Sparacino-Watkins等2014a; Coelho和
Romão 2015)。研究发现NLP、LBDs和HY5等转
录因子可以调控高等植物NR的表达(Yanagisawa
2014)。目前已克隆出拟南芥、小白菜(Brassica
Campestris ssp. chinensis)、菠菜(Spinacia oleracea)、
甜菜(Beta vulgaris)、大豆(Glycine max)、番茄、
大麦(Hordeum vulgare)、玉米(Zea mays)、马铃薯
(Solanum tuberosum)、笋瓜(Cucurbita maxima)、
豆梨(Pyrus calleryana)和桑树(Morus alba)等作物
上的NR基因(丁广洲等2011; 孙淑斌等2006; 李慧
等2014; 王茜龄等2015)。
3.2 AO
AO是含有2个150 kDa亚基的二聚体, 存在于
细胞质中 , FAD、铁硫簇和钼辅因子是其单体
(Sekimoto等1997; Bittner和Mendel 2009; Atwal和
Scaglia 2016)。目前已克隆出拟南芥、玉米和番
茄的AO基因(Sekimoto等1997; Sekimoto等1998;
Ori等1997)。拟南芥存在4个AO基因: AO1、AO2、
AO3和AO4。AO在植物体激素合成中有重要作用,
具有广泛的底物特异性。AO同工酶可以以脱落
醛、吲哚-3-醛、吲哚-3-乙醛和苯甲醛为底物, 催
化合成脱落酸(abscisic acid, ABA)和吲哚-3-乙酸
(indole-3-acetic acid, IAA) (Seo等2004)。另有研究
表明, 在干旱胁迫和外源ABA处理下AO能诱导植
物产生H2O2 (Yesbergenova等2005)。由此可见, AO
对植物的生长发育和生理调节起着重要的作用。
3.3 XDH
XDH和XO可催化相同的底物, 但电子受体不
刘利等: 植物中钼的吸收转运及钼辅因子与钼酶的研究进展 387
一样, 得到的产物也就不同。XDH是以脱氢酶形式
存在于植物的多种组织与器官中, 以氧化酶形式存
在于动物的多种组织与器官中。目前绿藻(Chloro-
phyta)、豆类作物根瘤和小麦(Triticum aestivum)叶
片中的XDH已被分离纯化(Boland 1981; Pérez-
Vecinte等1992; Bittner和Mendel 2009; Yu等2010)。
拟南芥基因组中发现了2个高度同源串联复制的
XDH基因: AtXDH1和AtXDH2。AtXDH1与XDH的
活性密切相关, 抗性条件下诱导表达, 而AtXDH2复
制表达(Hesberg等2004)。拟南芥XDH含有2个相同
的亚基, 是一种同型二聚体, 结构分子量为300 kDa,
每个亚基含有1个钼辅因子、1个FAD和4个铁硫簇
组分(Hille等2011)。AtXDH1主要利用黄嘌呤和次
黄嘌呤作为底物, 电子从底物传给NAD+, 当NAD+
的浓度很低时, 分子氧可以作为替代的电子受体
产生超氧阴离子(Hesberg等2004; Yesbergenova等
2005; Zarepour等2010)。XDH参与植物的生理代
谢过程, 可调控植物的生长发育、衰老和繁殖(Na-
kagawa等2007; Brychkova等2008)。
3.4 SO
SO被证实是植物体中第四种钼酶, 存在于过
氧化酶体中(Hille等2014)。拟南芥的SO是一种分
子量为90 kDa的二聚体, 以氧作为电子受体产生硫
酸盐、超氧阴离子和H2O2 (Byrne等2009)。但是,
衣藻中的SO位于线粒体中, 是一种二聚体, 每个亚
单位分子量约为55 kDa, 并且每个亚单位包含一个
N末端cytb5结构域和C末端钼辅因子结构域(Gérin
等2010)。植物硫代谢过程中产生亚硫酸盐, 在叶
绿体中当硫酸盐转化为3′-磷酸腺苷-5′-磷酰硫酸
(3′-phosphoadenosine 5′-phosphosulfate, PAPS)后可
以被重新吸收(Hänsch等2007)。但有报道称亚硫
酸盐可以重新氧化回硫酸盐, 比如, 当存在SO2气
体或用放射性亚硫酸盐标记分离出的叶绿体, 在
黑暗或明亮的条件下就能检测出SO活性, 因此推
测SO可能参与到叶绿体中的硫酸盐的同化过程
中。植物SO是迄今为止植物中发现的最小的钼
酶, 能以细胞色素、铁氰化物或染料代替氧催化
亚硫酸的氧化, 氧化植物体内过量的亚硫酸盐, 以
防止中毒(Atwal和Scaglia 2016)。
3.5 ARC
最近在原核和真核生物中发现了一种新的钼
酶——ARC (Havemeyer等2006; Kozmin等2008;
Sparacino-Watkins等2014b)。有证据表明在细菌羟
基氨基嘌呤(6-N-hydroxylaminopurine, HAP)类似
物毒性试验中发现钼酶参与到N -羟基化物质
(N-hydroxylated compounds, NHC)的还原反应, 因
此推测这个蛋白可能参与NHC的还原过程(Kozmin
等2000)。尽管这个钼酶目前还没有得到分离证
实, 但是先前的研究发现ARC能将几种氨肟前体
药物转变成氨基形式(Havemeyer等2006)。这个转
变过程类似于HAP转变为腺嘌呤的过程——把
NHC还原为相应的氨基形式。人体含有2种ARC
蛋白, hmARC1和hmARC2, 两者序列和功能高度
同源。hmARC2位于线粒体外膜上, 是新的信号锚
定蛋白(Klein等2012)。mARC属于钼酶SO家族
(Chamizo-Ampudia等2011; Hille等2014), 这两种蛋
白与由ARC酶、cytb5和NADH-cytb5还原酶组成的
三组分系统有关(Havemeyer等2006; Havemeyer等
2011; Atwal和Scaglia 2016), 因此把这个复合体命
名为ARCO (amidoxime reducing complex)。目前
已研究了细菌和衣藻中的ARCO的组成(Kozmin
2010; Chamizo-Ampudia等2011), 但是人体中的钼
如何结合到ARC上尚不清楚(Wahl等2010)。在草
本单子叶和双子叶植物中也发现了ARC (图2), 拟
南芥的两个ARC氨基酸序列和核苷酸序列高度同
源, 衣藻中仅有一个ARC (Llamas等2011), 但是两
者ARC蛋白的亚细胞定位有待研究发现(Llamas等
2011)。
植物体的ARC蛋白有2个保守结构域: N末端
β-barrel结构域和钼辅因子-硫化酶羧基端结构域
(Moco-sulfurase carboxy-terminal domain, MOSC)。
目前关于ARCO的生理学功能还不清楚。可以利
用基因沉默或超表达等生物技术来研究ARCO的
功能。ARC的结构与功能的进一步探索也将成为
未来研究的重点。
4 展望
了解矿质元素、基因、蛋白质和代谢分子之
间的功能关系是后基因组时代的重大挑战。近年
来, 钼酶和钼辅因子的研究取得了较快的进展。
总体来说, 生物体内钼辅因子的合成大体保守, 但
是原核生物和真核生物中的钼辅因子合成途径不
完全一致。植物体内钼辅因子合成过程中的一些
植物生理学报388
蛋白和酶已被鉴定和克隆出, 并且一些钼高效转
运蛋白也被相继发现, 但是关于植物体内钼的平
衡机制的一些关键环节还不大清楚, 比如说, 有没
有一种钼转运蛋白可以把钼运输到植物不同的组
织用来平衡细胞内钼的浓度? 钼如果在植物细胞
和组织中过量存在应该如何解决? 各种钼转运蛋
白及其与钼辅因子合成有关的蛋白亚细胞定位尚
不完全清楚; 细胞中钼辅因子合成途径和生物体
如何调控钼辅因子的合成之间的联系、MPT和钼
辅因子在细胞内的运输以及钼辅因子结合到钼酶
上的方式还需要进一步的研究, 这也是今后研究
的重点; 植物体内ARCO系统的功能研究报道较
少, 有待进一步加强。这些科学问题的解决对于
生产上缺钼地区的植物提高钼的吸收利用效率具
有重要的理论和实践意义。
参考文献
Alhendawi RA, Kirkby EA, Pilbeam DJ (2005). Evidence that sulfur
deficiency enhances molybdenum transport in xylem sap of to-
mato plants. J Plant Nutr, 28 (8): 1347‒1353
Ataya FS, Witte CP, Galván A, Igeño MI, Fernández E (2003). Mcp1
图2 ARC家族同源蛋白的进化树
Fig.2 Phylogenetic tree of ARC homologous proteins
encodes the molybdenum cofactor carrier protein in Chlam-
ydomonas reinhardtii and participates in protection, binding,
and storage functions of the cofactor. J Biol Chem, 278 (13):
10885‒10890
Atwal PS, Scaglia F (2016). Molybdenum cofactor deficiency. Mol
Genet Metab, 117 (1): 1‒4
Baxter I, Muthukumar B, Park HC, Buchner P, Lahner B, Danku J,
Zhao K, Lee J, Hawkesford MJ, Guerinot ML, et al (2008).
Variation in molybdenum content across broadly distributed pop-
ulations of Arabidopsis thaliana is controlled by a mitochondrial
molybdenum transporter (MOT1). PLoS Genet, 4 (2): e1000004
Bittner F (2014). Molybdenum metabolism in plants and crosstalk to
iron. Front Plant Sci, 5: 28
Bittner F, Mendel RR (2009). Cell biology of molybdenum. Biochim
Biophys Acta, 1763 (7): 621‒635
Boland MJ (1981). NAD+: xanthine dehydrogenase from nodules of
navy beans: partial purification and properties. Biochem Int, 2 (6):
567‒574
Brychkova G, Alikulov Z, Fluhr R, Sagi M (2008). A critical role for
ureides in dark and senescence-induced purine remobilization
is unmasked in the Atxdh1 Arabidopsis mutant. Plant J, 54 (3):
496‒509
Buchner P, Stuiver CEE, Westerman S, Wirtz M, Hell R, Hawkesford
MJ, De Kok LJ (2004). Regulation of sulfate uptake and expres-
sion of sulfate transporter genes in Brassica oleracea as affected
by atmospheric H2S and pedospheric sulfate nutrition. Plant
刘利等: 植物中钼的吸收转运及钼辅因子与钼酶的研究进展 389
Physiol, 136 (2): 3396‒3408
Byrne RS, Hänsch R, Mendel RR, Hille R (2009). Oxidative half-re-
action of Arabidopsis thaliana sulfite oxidase: generation of
superoxide by a peroxisomal enzyme. J Biol Chem, 284 (51):
35479‒35484
Campbell WH (1999). Nitrate reductase structure, function and reg-
ulation: bridging the gap between biochemistry and physiology.
Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol, 50 (1): 277‒303
Chamizo-Ampudia A, Galvan A, Fernandez E, Llamas A (2011).
The Chlamydomonas reinhardtii molybdenum cofactor enzyme
crARC has a Zn-dependent activity and protein partners sim-
ilar to those of its human homologue. Eukaryot Cell, 10 (10):
1270‒1282
Coelho C, Romão MJ (2015). Structural and mechanistic insights on
nitrate reductases. Protein Sci, 24 (12): 1901‒1911
Daniels JN, Wuebbens MM, Rajagopalan KV, Schindelin H (2008).
Crystal structure of a molybdopterin synthase–precursor Z com-
plex: insight into its sulfur transfer mechanism and its role in
molybdenum cofactor deficiency. Biochemistry, 47 (2):615–626
D’Hooghe M, Selleslag D, Mortier G, Van Coster R, Vermeersch
P, Billiet J, Bekri S (2012). X-linked sideroblastic anemia and
ataxia: a new family with identification of a fourth ABCB7 gene
mutation. Eur J Paediatr Neurol, 16: 730–735
Ding G, Hou J Chen L, Ma F, Chen L (2011). Cloning and sequence
analysis of NADH–NR gene in sugar beet (Beta vulgaris L.).
Biotechnol Bull, (10): 90‒96 (in Chinese with English abstract).
[丁广洲, 侯静, 陈丽, 马凤鸣, 陈连江 (2011). 甜菜 NADH‒NR
基因的克隆和序列分析. 生物技术通报, (10): 90‒96]
Duran M, Beemer FA, vd Heiden C, Korteland J, de Bree PK, Brink
M., Wadman SK, Lombeck I (1978). Combined deficiency of
xanthine oxidase and sulphite oxidase: a defect of molybdenum
metabolism or transport? J Inher Metab Dis, 1 (4): 175‒178
Duran M, de Bree PK, de Klerk JBC, Dorland L, Berger R (1996).
Molybdenum-cofactor deficiency: clinical presentation and labo-
ratory diagnosis. Pediatr Int, 11: 334‒338
Fischer K, Llamas A, Tejada-Jimenez M, Schrader N, Kuper J, Ataya
FS, Galvan A, Mendel RR, Fernandez E, Schwarz G (2006).
Function and structure of the molybdenum cofactor carrier pro-
tein from Chlamydomonas reinhardtii. J Biol Chem, 281 (40):
30186‒30194
Fitzpatrick KL, Tyerman SD, Kaiser BN (2008). Molybdate transport
through the plant sulfate transporter SHST1. FEBS Lett, 582 (10):
1508‒1513
Forsberg SKG, Andreatta ME, Huang XY, Danku J, Salt DE, Carl-
borg Ö (2015). The multi-allelic genetic architecture of a vari-
ance-heterogeneity locus for molybdenum accumulation acts as
a source of unexplained additive genetic variance. PLoS Genet,
11 (11): e1005648
Gasber A, Klamnann S, Trentmann O, Tranmpczynska A, Clemens S,
Schneider S, Sauer N, Feifer I, Bittner F, Mendel RR, et al (2011).
Identification of an Arabidopis solute carrier critical for intra-
cellular transport and inter-organ allocation of molybdate. Plant
Biol, 13: 710‒718
Gérin S., Mathy G, Blomme A, Franck F, Sluse FE (2010). Plasticity
of the mitoproteome to nitrogen sources (nitrate and ammonium)
in Chlamydomonas reinhardtii: the logic of aox1 gene localiza-
tion. Biochim Biophys Acta, 1797 (6): 994‒1003.
Gross-Hardt S, Reiss J (2002). The bicistronic MOCS1 gene has alter-
native start codons on two mutually exclusive exons. Mol Genet
Metab, 76 (4), 340‒343
Gupta UC (1991). Boron, molybdenum and selenium status in differ-
ent plant parts in forage legumes and vegetable crops. J Plant
Nutr, 14 (6): 613‒621
Gutzke G, Fischer B, Mendel RR, Schwarz G (2001) Thiocarboxyl-
ation of molybdopterin synthase provides evidence for the mech-
anism of dithiolene formation in metal-binding pterins. J Biol
Chem, 276 (39): 36268–36274
Hagen WR (2011). Cellular uptake of molybdenum and tungsten. Co-
ord Chem Rev, 255 (9): 1117‒1128
Hale KL, McGrath SP, Lombi E, Stack SM, Terry N, Pickering IJ,
George GN, Pilon-Smits EAH (2001). Molybdenum sequestra-
tion in Brassica species. A role for anthocyanins? Plant Physiol,
126 (4): 1391‒1402
Hänsch R, Lang C, Rennenberg H, Mendel RR (2007). Significance
of plant sulfite oxidase. Plant Biol, 9 (5): 589‒595
Hänzelmann P, Hernández HL, Menzel C, García-Serres R, Huynh
BH, Johnson MK, Mendel RR, Schindelin H (2004). Charac-
terization of MOCS1A, an oxygen-sensitive iron-sulfur protein
involved in human molybdenum cofactor biosynthesis. J Biol
Chem, 279 (33): 34721‒34732
Hänzelmann P, Schindelin H (2006). Binding of 5′-GTP to the C-ter-
minal FeS cluster of the radical S-adenosylmethionine enzyme
MoaA provides insights into its mechanism. Proc Natl Acad Sci
USA, 103 (18): 6829‒6834
Havemeyer A, Bittner F, Wollers S, Mendel R, Kunze T, Clement B
(2006). Identification of the missing component in the mito-
chondrial benzamidoxime prodrug-converting system as a novel
molybdenum enzyme. J Biol Chem, 281 (46): 34796‒34802
Havemeyer A, Lang J, Clement B (2011). The fourth mammalian mo-
lybdenum enzyme mARC: current state of research. Drug Meta
Rev, 43 (4): 524‒539
Hesberg C, Hänsch R, Mendel RR, Bittner F (2004). Tandem orienta-
tion of duplicated xanthine dehydrogenase genes from Arabidop-
sis thaliana: differential gene expression and enzyme activities. J
Biol Chem, 279 (14): 13547‒13554
Heuwinkel H, Kirkby EA, Le Bot J, Marschner H (1992). Phosphorus
deficiency enhances molybdenum uptake by tomato plants. J
Plant Nutr, 15 (5): 549‒568
Hille R (2013). The molybdenum oxotransferases and related en-
zymes. Dalton Trans, 42 (9): 3029‒3042
Hille R, Hall J, Basu P (2014). The mononuclear molybdenum en-
zymes. Chem Rev, 114 (7): 3963‒4038
Hille R, Nishino T, Bittner F (2011). Molybdenum enzymes in higher
organisms. Coord Chem Rev, 255 (9): 1179‒1205
Hover BM, Lilla EA, Yokoyama K (2015). Mechanistic investiga-
tion of cPMP synthase in molybdenum cofactor biosynthesis
using an uncleavable substrate analogue. Biochemistry, 54 (49),
7229‒7236
植物生理学报390
Hover BM, Loksztejn A, Ribeiro AA, Yokoyama K (2013). Identifica-
tion of a cyclic nucleotide as a cryptic intermediate in molybde-
num cofactor biosynthesis. J Am Chem Soc, 135: 7019–7032
Hu Y, Ribbe MW (2013). Biosynthesis of the iron-molybdenum co-
factor of nitrogenase. J Biol Chem, 288 (19): 13173‒13177.
Ide Y, Kusano M, Oikawa A, Fukushima A, Tomatsu H, Saito K, Hirai
MY, Fujiwara T (2011). Effects of molybdenum deficiency and
defects in molybdate transporter MOT1 on transcript accumula-
tion and nitrogen/sulphur metabolism in Arabidopsis thaliana. J
Exp Bot, 62 (4): 1483‒1497
Joshi MS, Johnson JL, Rajagopalan KV (1996) Molybdenum cofactor
biosynthesis in Escherichia coli mod and mog mutants. J Bacte-
riol, 178 (14): 4310–4312
Kaiser BN, Gridley KL, Brady JN, Phillips T, Tyerman SD (2005).
The role of molybdenum in agricultural plant production. Ann
Bot, 96 (5): 745‒754
Kim DY, Bovet L, Kushnir S, Noh EW, Martinoia E, Lee Y (2006).
AtATM3 is involved in heavy metal resistance in Arabidopsis.
Plant Physiol, 140 (3): 922‒932
Kisker C, Schindelin H, Baas D, Rétey J, Meckenstock RU, Kroneck
PMH (1999). A structural comparison of molybdenum cofac-
tor-containing enzymes. FEMS Microbiol Rev, 22 (5): 503‒521.
Klein JM, Busch JD, Potting C, Baker MJ, Langer T, Schwarz G
(2012). The mitochondrial amidoxime-reducing component
(mARC1) is a novel signal-anchored protein of the outer mito-
chondrial membrane. J Biol Chem, 287 (51): 42795‒42803
Kneip C, Lockhart P, Voß C, Maier UG (2007). Nitrogen fixation in eu-
karyotes – new models for symbiosis. BMC Evol Biol, 7 (1): 55
Kovács B, Puskás-Preszner A, Huzsvai L, Lévai L, Bódi É (2015).
Effect of molybdenum treatment on molybdenum concentration
and nitrate reduction in maize seedlings. Plant Physiol Biochem,
96: 38‒44.
Kozmin SG, Leroy P, Pavlov YI, Schaaper RM (2008). YcbX and
yiiM, two novel determinants for resistance of Escherichia coli
to N-hydroxylated base analogues. Mol Microbiol, 68 (1): 51‒65
Kozmin SG, Pavlov YI, Dunn RL, Schaaper RM (2000). Hypersen-
sitivity of Escherichia coli Δ (uvrB-bio) mutants to 6-hydroxyl-
aminopurine and other base analogs is due to a defect in molyb-
denum cofactor biosynthesis. J Bacteriol, 182 (12): 3361‒3367
Kozmin SG, Wang J, Schaaper RM (2010). Role for CysJ flavin re-
ductase in molybdenum cofactor-dependent resistance of Esch-
erichia coli to 6-N-hydroxylaminopurine. J Bacteriol, 192 (8):
2026‒2033
Kruse T, Gehl C, Geisler M, Lehrke M, Ringel P, Hallier S, Hänsch R,
Mendel RR (2010). Identification and biochemical characteriza-
tion of molybdenum cofactor-binding proteins from Arabidopsis
thaliana. J Biol Chem, 285 (9): 6623‒6635
Kuper J, Llamas A, Hecht HJ, Mendel RR, Schwarz G (2004). Struc-
ture of the molybdopterin-bound Cnx1G domain links molybde-
num and copper metabolism. Nature, 430 (7001), 803‒806
Lahner B, Gong J, Mahmoudian M, Smith EL, Abid KB, Rogers EE,
Guerinot ML, Harper JF, Ward JM, McIntyre L, et al (2003).
Genomic scale profiling of nutrient and trace elements in Arabi-
dopsis thaliana. Nat Biotechnol, 21 (10): 1215‒1221
Leimkühler S, Iobbi-Nivol C (2015). Bacterial molybdoenzymes: old
enzymes for new purposes. FEMS Microbiol Rev, 40 (1): 1‒18
Leimkühler S, Wuebbens MM, Rajagopalan KV (2001). Character-
ization of Escherichia coli MoeB and its involvement in the
activation of molybdopterin synthase for the biosynthesis of the
molybdenum cofactor. J Biol Chem, 276 (37): 34695‒34701
Li H, Cong Y, Chang YH, Lin J, Sheng BL (2014). Cloning, expres-
sion and enzyme activity analysis of nitrite reductase gene from
Pyrus calleryana. J Fruit Sci, 31 (5): 760‒768 (in Chinese with
English abstract) [李慧, 丛郁, 常有宏, 蔺经, 盛宝龙(2014). 豆
梨NADH型硝酸还原酶基因克隆、表达及酶活性分析. 果树
学报, 31 (5): 760‒768]
Llamas A, Kalakoutskii KL, Fernández E (2000). Molybdenum cofac-
tor amounts in Chlamydomonas reinhardtii depend on the Nit5
gene function related to molybdate transport. Plant Cell Environ,
23 (11): 1247‒1255
Llamas A, Otte T, Multhaup G, Mendel RR, Schwarz G (2006). The
mechanism of nucleotide-assisted molybdenum insertion into
molybdopterin: a novel route toward metal cofactor assembly. J
Biol Chem, 281 (27): 18343‒18350
Llamas Á, Tejada-Jiménez M, Fernández E, Galván A (2011). Mo-
lybdenum metabolism in the alga Chlamydomonas stands at the
crossroad of those in Arabidopsis and humans. Metallomics, 3
(6), 578‒590.
Martin JM, Meybeck M (1979). Elemental mass-balance of material
carried by major world rivers. Mar Chem, 7 (3): 173‒206
Mehta AP, Abdelwahed SH, Begley TP (2013). Molybdopterin
biosynthesis: trapping an unusual purine ribose adduct in the
MoaA-catalyzed reaction. J Am Chem Soc 135: 10883–10885
Mendel RR (2011). Cell biology of molybdenum in plants. Plant Cell
Rep, 30 (10): 1787–1797
Mendel RR, Hansch R (2002). Molybdoenzymes and molybdenum
cofactor in plants. J Exp Bot, 53 (375): 1689‒1698
Mendel RR, Kruse T (2012). Cell biology of molybdenum in plants
and humans. Biochim Biophys Acta, 1823 (9): 1568‒1579
Mendel RR, Leimkühler S (2015). The biosynthesis of the molybde-
num cofactors. J Biol Inorg Chem, 20 (2): 337‒347
Mendel RR, Schwarz G (2011). Molybdenum cofactor biosynthesis in
plants and humans. Coord Chem Rev, 255 (9): 1145‒1158.
Nagappa M, Bindu PS, Taly AB, Sinha S, Bharath RD (2015). Child
Neurology: molybdenum cofactor deficiency. Neurology, 85 (23):
e175‒e178.
Nakagawa A, Sakamoto S, Takahashi M, Morikawa H, Sakamoto A
(2007). The RNAi-mediated silencing of xanthine dehydroge-
nase impairs growth and fertility and accelerates leaf senescence
in transgenic Arabidopsis plants. Plant Cell Physiol, 48 (10):
1484‒1495
Neumann M, Seduk F, Iobbi-Nivol C, Leimkühler S (2011). Molyb-
dopterin dinucleotide biosynthesis in Escherichia coli: identi-
fication of amino acid residues of molybdopterin dinucleotide
transferases that determine specificity for binding of guanine or
cytosine nucleotides. J Biol Chem, 286 (2): 1400–1408
Nie Z, Hu C, Liu H, Tan Q, Sun X (2014). Differential expression of
molybdenum transport and assimilation genes between two win-
刘利等: 植物中钼的吸收转运及钼辅因子与钼酶的研究进展 391
ter wheat cultivars (Triticum aestivum). Plant Physiol Biochem,
82: 27–33
Ori N, Eshed Y, Pinto P, Paran I, Zamir D, Fluhr R (1997). TAO1, a
representative of the molybdenum cofactor containing hydroxy-
lases from tomato. J Biol Chem, 272 (2): 1019‒1025
Pérez-Vecinte R, Alamillo JM, Cárdenas J, Pineda M (1992). Purifica-
tion and substrate inactivation of xanthine dehydrogenase from
Chlamydomonasreinhardtii. Biochim Biophys Acta-Gen Subj,
1117 (2): 159‒166
Pitterle DM, Johnson JL, Rajagopalan KV (1993). In vitro synthesis
of molybdopterin from precursor Z using purified converting
factor: role of protein-bound sulfur in formation of the dithio-
lene. J Biol Chem, 268 (18): 13506–13509
Rajagopalan KV (1996). Biosynthesis of the molybdenum cofactor.
In: Neidhardt FC (ed). Escherichia coli and Salmonella. Oxford:
Blackwell Science Ltd, 674–679
Reiss J (2000). Genetics of molybdenum cofactor deficiency. Hum
Genet, 106 (2): 157–163
Reiss J, Christensen E, Kurlemann G, Zabot MT, Dorche C (1998).
Genomic structure and mutational spectrum of the bicistronic
MOCS1 gene defective in molybdenum cofactor deficiency type
A. Hum Genet, 103 (6): 639–644
Reschke S, Sigfridsson KGV, Kaufmann P, Leidel N, Horn S, Gast K,
Schulzke C, Haumann M, Leimkühler S (2013). Identification of
a bis-molybdopterin intermediate in molybdenum cofactor bio-
synthesis in Escherichia coli. J Biol Chem, 288: 29736–29745
Schindelin H (2005). Evolutionary origin of the activation step during
ubiquitin-dependent protein degradation. In: Mayer RJ, Ciech-
anover A, Rechsteiner M (eds). Protein Degradation: Ubiquitin
and the Chemistry of Life. Vol 1. Hoboken, New Jersey: John
Wiley & Sons, 21–43
Schwarz G (2005). Molybdenum cofactor biosynthesis and deficiency.
Cell Mol Life Sci, 62 (23): 2792‒2810
Schwarz G, Mendel RR, Ribbe MW (2009). Molybdenum cofactors,
enzymes and pathways. Nature, 460 (7257): 839‒847
Schwarz G, Schulze J, Bittner F, Eilers T, Kuper J, Bollmann G,
Nerlich A, Brinkmann H, Mendel RR (2000). The molybdenum
cofactor biosynthetic protein Cnx1 complements molybdate-re-
pairable mutants, transfers molybdenum to the metal binding
pterin, and is associated with the cytoskeleton. Plant Cell, 12:
2455–2471
Sekimoto H, Seo M, Dohmae N, Takio K, Kamiya Y, Koshiba T (1997).
Cloning and molecular characterization of plant aldehyde oxi-
dase. J Biol Chem, 272 (24): 15280‒15285
Sekimoto H, Seo M, Kawakami N, Komano T, Desloire S, Liotenberg
S, Marion-Poll A, Caboche M, Kamiya Y, Koshiba T (1998).
Molecular cloning and characterization of aldehyde oxidases in
Arabidopsis thaliana. Plant Cell Physiol, 39 (4): 433‒442
Seo M, Aoki H, Koiwai H, Kamiya Y, Nambara E, Koshiba T (2004).
Comparative studies on the Arabidopsis aldehyde oxidase (AAO)
gene family revealed a major role of AAO3 in ABA biosynthesis
in seeds. Plant Cell Physiol, 45 (11): 1694‒1703
Shanmugam KT, Stewart V, Gunsalus RP, Boxer DH, Cole JA, Chip-
paux M, DeMoss JA, Giordano G, Lin ECC, Rajagopalan KV
(1992). Proposed nomenclature for the genes involved in mo-
lybdenum metabolism in Escherichia coli and Salmonella typh-
imurium. Mol Microbiol, 6 (22): 3452–3454
Shibagaki N, Grossman AR (2004). Probing the function of STAS do-
mains of the Arabidopsis sulfate transporters. J Biol Chem, 279
(29): 30791‒30799
Shibagaki N, Grossman AR (2006). The role of the STAS domain in
the function and biogenesis of a sulfate transporter as probed by
random mutagenesis. J Biol Chem, 281 (32): 22964‒22973
Shibagaki N, Grossman AR (2010). Binding of cysteine synthase to
the STAS domain of sulfate transporter and its regulatory conse-
quences. J Biol Chem, 285 (32): 25094‒25102
Sparacino-Watkins C, Stolz J F, Basu P (2014a). Nitrate and periplas-
mic nitrate reductases. Chem Soc Rev, 43 (2): 676‒706
Sparacino-Watkins CE, Tejero J, Sun B, Gauthier MC, Thomas J, Ra-
gireddy V, Merchant BA, Wang J, Azarov I, Basu P, et al (2014b)
Nitrite reductase and nitric-oxide synthase activity of the mito-
chondrial molybdopterin enzymes mARC1 and mARC2. J Biol
Chem, 289 (15): 10345‒10358
Srivastava S, Pathak M, Pandey H, Tripathi S, Garg R, Misra-Bhat-
tacharya S, Arora A (2016). Molecular characterization of novel
immunodominant molybdenum cofactor biosynthesis protein
C1 (Rv3111) from Mycobacterium tuberculosis H37Rv. Biochim
Biophys Acta-Gen Subj, 1860 (4): 694‒707
Steinke DR, Majak W, Sorensen TS, Parvez M (2008). Chelation of
molybdenum in Medicago sativa (Alfalfa) grown on reclaimed
mine tailings. J Agric Food Chem, 56 (13): 5437‒5442
Stout PR, Meagher WR (1948). Studies of the molybdenum nutrition
of plants with radioactive molybdenum. Science, 108 (2809):
471‒473
Stout PR, Meagher WR, Pearson GA, Johnson CM (1951). Molybde-
num nutrition of crop plants. Plant Soil, 3 (1): 51‒87
Sun SB, Luo JK, Xu GH, Hu J, Chen W, Shen QR (2006). Cloning
and characterization of nitrate reductase gene in pakchoi (Bras-
sica campestris L. ssp. chinensis). Plant Nutr Fert Sci, 12 (4):
592‒596 (in Chinese) [孙淑斌, 罗金葵, 徐国华, 胡江, 陈巍, 沈
其荣(2006) 小白菜硝酸还原酶基因的克隆与初步鉴定. 植物
营养与肥料学报, 12 (4): 592‒596]
Sun XC, Hu CX (2005). Molybdoenzymes and molybdenum nutrition
in higher plants. Plant Physiol Commum, 41 (3): 395‒399 (in
Chinese) [孙学成, 胡承孝 (2005). 高等植物含钼酶与钼营养.
植物生理学通讯, 41 (3): 395‒399]
Tejada-Jiménez M, Chamizo-Ampudia A, Galván A, Fernández E,
Llamas Á (2013). Molybdenum metabolism in plants. Metallom-
ics, 5 (9): 1191‒1203
Tejada-Jiménez M, Galván A, Fernández E (2011). Algae and humans
share a molybdate transporter. Proc Nati Acad Sci USA, 108 (16):
6420‒6425
Tejada-Jiménez M, Galván A, Fernández E, Llamas Á (2009). Ho-
meostasis of the micronutrients Ni, Mo and Cl with specific bio-
chemical functions. Curr Opin Plant Biol, 12 (3): 358‒363
Tejada-Jiménez M, Llamas Á, Sanz-Luque E, Galván A, Fernández E
(2007). A high-affinity molybdate transporter in eukaryotes. Proc
Nati Acad Sci USA, 104 (50): 20126‒20130
植物生理学报392
Teschner J, Lachmann N, Schulze J, Geisler M, Selbach K, Santam-
aria-Araujo J, Balk J, Mendel RR, Bittner F (2010). A novel role
for Arabidopsis mitochondrial ABC transporter ATM3 in molyb-
denum cofactor biosynthesis. Plant Cell, 22 (2): 468‒480
Tomatsu H, Takano J, Takahashi H, Watanabe-Takahashi A, Shibagaki
N, Fujiwara T (2007). An Arabidopsis thaliana high-affinity
molybdate transporter required for efficient uptake of molybdate
from soil. Proc Nati Acad Sci USA, 104 (47): 18807‒18812
Wahl B, Reichmann D, Niks D, Krompholz N, Havemeyer A, Clem-
ent B, Messerschmidt T, Rothkegel M, Biester H, Hille R, et
al (2010). Biochemical and spectroscopic characterization of
the human mitochondrial amidoxime reducing components
hmARC-1 and hmARC-2 suggests the existence of a new mo-
lybdenum enzyme family in eukaryotes. J Biol Chem, 285 (48):
37847‒37859
Wang XL, Yu YS, Yang Y, Li J, Liu CY, Lu RH, Yu MD (2014). Clon-
ing and expression analysis of nitrate reductase gene (MaNR)
of Morus L. Sci Agr Sin, 47 (12): 2465‒2475 (in Chinese with
English abstract) [王茜龄, 余亚圣, 杨艳, 李军, 刘长英, 吕蕊花,
余茂德(2014). 桑树硝酸还原酶基因 MaNR的克隆及其表达分
析. 中国农业科学, 47 (12): 2465‒2475]
Wu FF, Shen ZL, Cai YP, Lin Y, Gao JS (2015). Screening and phe-
notypic analysis of Mo-sensitive mutants in Arabidopsis thali-
ana. Plant Physiol J, 51 (2): 171‒177 (in Chinese with English
abstract) [巫飞飞, 沈知临, 蔡永萍, 林毅, 高俊山(2015). 拟南
芥 Mo 敏感变异株的筛选和表型分析. 植物生理学报, 51 (2):
171‒177]
Wuebbens MM, Rajagopalan KV (2003). Mechanistic and mutational
studies of Escherichia coli molybdopterin synthase clarify the
final step of molybdopterin biosynthesis. J Biol Chem, 278 (16):
14523‒14532
Xia JC (2015). Uptake and transport of boron in plants. Plant Physiol
J, 51 (9): 1381‒1386 (in Chinese with English abstract) [夏金蝉
(2015). 植物对硼元素的吸收与转运. 植物生理学报, 51 (9):
1381‒1386]
Yanagisawa S. Transcription factors involved in controlling the ex-
pression of nitrate reductase genes in higher plants. Plant Sci,
229: 167‒171
Yang R, Qiu WH, Wang ZH, Wang XY (2012). Effects of nitrate
reductase inhibitor Na2WO4 on nitrate accumulation in oilseed
rape. Plant Physiol J, 48 (1): 51‒56 (in Chinese with English
abstract) [杨荣, 邱炜红, 王朝辉, 王小英(2012). 硝酸还原酶抑
制剂钨酸钠对油菜硝态氮积累的影响. 植物生理学报, 48 (1):
51‒56]
Yesbergenova Z, Yang G, Oron E, Soffer D, Fluhr R, Sagi M (2005).
The plant Mo-hydroxylases aldehyde oxidase and xanthine de-
hydrogenase have distinct reactive oxygen species signatures
and are induced by drought and abscisic acid. Plant J, 42 (6):
862‒876
Yokoyama K, Leimkühler S (2015). The role of FeS clusters for mo-
lybdenum cofactor biosynthesis and molybdoenzymes in bacte-
ria. Biochim Biophys Acta-Mol Cell Res, 1853 (6): 1335‒1349
Yu M, Hu CX, Sun XC, Wang YH (2010). Influences of Mo on nitrate
reductase, glutamine synthetase and nitrogen accumulation and
utilization in Mo-efficient and Mo-inefficient winter wheat culti-
vars. Agr Sci China, 9 (3): 355–361
Yu M, Wang YH (1999). Molybdenum in plants. Chin Bull Bot, 16 (5):
547‒554 (in Chinese with English abstract) [喻敏, 王运华. 高等
植物中的钼. 植物学通报, 16 (5): 547‒554]
Zarepour M, Kaspari K, Stagge S, Rethmeier R, Mendel RR, Bittner
F (2010). Xanthine dehydrogenase AtXDH1 from Arabidopsis
thaliana is a potent producer of superoxide anions via its NADH
oxidase activity. Plant Mol Biol, 72 (3): 301‒310
Zhang Y, Rump S, Gladyshev VN (2011). Comparative genomics and
evolution of molybdenum utilization. Coord Chem Rev, 255 (9):
1206‒1217
Zhou Z, He H, Ma L, Yu X, Mi Q, Pang J, Tang G, Liu B (2015).
Overexpression of a gmCnx1 gene enhanced activity of nitrate
reductase and aldehyde oxidase, and boosted mosaic virus resis-
tance in soybean. PLoS ONE, 10 (4): e0124273
刘利等: 植物中钼的吸收转运及钼辅因子与钼酶的研究进展 393
Advances in molybdenum uptake and translocation, molybdenum cofactors
and molybdenum enzymes in plants
LIU Li, GAO Dong-Sheng*
State Key Laboratory of Crop Biology; Shandong Collaborative Innovation Center for Fruit and Vegetable Production with High
Quality and Efficiency; College of Horticulture Science and Engineering, Shandong Agricultural University, Taian, Shandong
271018, China
Abstract: Molybdenum (Mo) is an essential element for plant growth and development. Mo is bioavailable af-
ter binding to protein or pterin to form Mo cofactor. In nature, there are two kinds of Mo cofactors, iron-molyb-
denum cofactor (FeMoco) and pterin-based molybdenum cofactor (MPT/Moco). Two transpoter systems for as-
similating molybdenum exist in plants. One is the specific transporter, such as MOTl and MOT2. The other is
the co-transporter, such as phosphate transporter and sulfate transporter. A new Mo enzyme, mitochondrial ami-
doxime reducing component (mARC), was found in recent researches. This paper reviews the progresses of do-
mestic and abroad researches about the synthesis process of Mo cofactors, transporters and enzymes in plants,
and the focus of future Mo research.
Key words: molybdenum; molybdenum transporter; molybdenum cofactor; molybdenum enzyme; mitochon-
drial amidoxime reducing component
Received 2015-12-22 Accepted 2016-03-18
This work was supported by the National Natural Science Foundation of China (Grant No. 31372050), and the Modern Agricultural Industry Tech-
nology System of Shandong Province on Fruit Industry: Cultivation and Facility Equipment (Grant No. SDAIT-03-022-05).
*Corresponding author (E-mail: dsgao@sdau.edu.cn).