全 文 :作物学报 ACTA AGRONOMICA SINICA 2012, 38(3): 416−422 http://www.chinacrops.org/zwxb/
ISSN 0496-3490; CODEN TSHPA9 E-mail: xbzw@chinajournal.net.cn
本研究由国家“十二五”科技支撑计划项目(2011BAD35B00)资助。
* 通讯作者(Corresponding author): 李建生, E-mail: lijiansheng@cau.edu.cn, Tel: 010-62732422
第一作者联系方式: E-mail: gqhui@qq.com, Tel: 18735072799
Received(收稿日期): 2011-09-01; Accepted(接受日期): 2011-12-15; Published online(网络出版日期): 2012-01-04.
URL: http://www.cnki.net/kcms/detail/11.1809.S.20120104.1649.004.html
DOI: 10.3724/SP.J.1006.2012.00416
不同除草剂加倍玉米单倍体的效率
惠国强 1,2 杜何为 1,3 杨小红 1 刘光辉 1 王振通 1 张义荣 1 郑艳萍 1
严建兵 1 张铭堂 1,4 李建生 1,*
1 中国农业大学国家玉米改良中心, 北京 100193; 2 山西省农业科学院玉米研究所, 山西忻州 034000; 3 长江大学生命科学学院, 湖
北荆州 434025; 4睿智农业咨询有限公司, 美国
摘 要: 通过比较 3种除草剂加倍玉米单倍体的效率, 提出了利用除草剂加倍玉米单倍体的新方法。以先玉 335、中
农大 4号和 8607×8609三个基因型诱导的单倍体籽粒为材料, 利用 20、40、80和 160 μmol L−1浓度的甲基胺草磷、
炔苯酰草胺和氟乐灵作为加倍药剂, 在单倍体植株生长到三叶期和五叶期时, 用滴心法处理幼苗, 选择有花粉的单
株自交, 收获后调查果穗加倍率; 采用细胞学方法观察单倍体的染色体数目和花粉的活性。结果表明, 20~160 μmol
L−1的 3 种除草剂对玉米单倍体加倍均有效果, 加倍率在 3.42%~26.32%之间。甲基胺草磷、炔苯酰草胺和氟乐灵的
加倍率分别为 4.29%~26.32%、3.85%~20.81%和 3.42%~17.61%; 其中 80 μmol L−1甲基胺草磷的加倍效果最佳, 使用
80 μmol L−1甲基胺草磷处理 3个杂交种的单倍体, 平均加倍率分别为 25.02%、20.13%和 14.99%。方差分析表明, 3
个基因型间的单倍体加倍率均呈极显著差异, 可见使用甲基胺草磷、炔苯酰草胺、氟乐灵可以提高玉米单倍体的加
倍频率, 但不同基因型单倍体对除草剂的敏感性存在差异。
关键词: 玉米; 单倍体; 除草剂
Doubling Efficiency of Maize Haploids Treated by Different Herbicides
HUI Guo-Qiang1,2, DU He-Wei1,3, YANG Xiao-Hong1, LIU Guang-Hui1, WANG Zhen-Tong1, ZHANG
Yi-Rong1, ZHENG Yan-Ping1, YAN Jian-Bing1, ZHANG Ming-Tang1,4, and LI Jian-Sheng1,*
1 National Maize Improvement Center of China, China Agricultural University, Beijing 100193, China; 2 Maize Research Institute, Shanxi Academy
of Agricultural Sciences, Xinzhou 034000, China; 3 College of Life Science, Yangtze University, Jingzhou 434025, China; 4 Agriwise Agricultureal
Consultant Ltd. USA
Abstract: The objective of this investigation was to explore a new technology of doubling maize haploids using herbicides. Maize
haploids used in this research were induced from three hybrids: Pioneer 335, N-D 4, and 8607×8609. Herbicides, Amipro-
phos-methyl (APM), pronamide and trifluralin with the concentration of 20, 40, 80, and 160 μmol L−1, respectively, were used for
doubling the haploids by drop into the interior leaf whorls of the haploid from the 3-leaf stage to the 5-leaf stage. The haploid
plants having pollens were self-pollinated during the pollen shedding stage and the doubling rates of three herbicides were inves-
tigated at the mature stage. Both chromosome number of root tip cells and pollen fertility among sampling haploid plants were
analyzed. The results showed that all three herbicides had effects on doubling haploids with the rates of 3.42% and 26.32%. The
doubling rates of haploids from Pioneer 335, N-D 4 and 8607×8609 were 4.29–26.32%, 3.85–20.81%, and 3.42–17.61%. The
doubling rates of haploids from Pioneer 335, N-D 4 and 8607×8609 teated by 80 μmol L−1 APM were 25.02%, 20.13%, and
14.99%, respectively. The results showed that there were significant differences between Pioneer 335 and N-D 4, Pioneer 335 and
8607×8609, and N-D 4 and 8607×8609 for the doubling rates. To sum up, APM, pronamide and trifluralin all have significant
effect on doubling maize haploids and the sensitivity of maize haploids from diverse sources to the same herbicide is different.
Keywords: Maize (Zea mays L.); Haploid; Herbicide
玉米是人类利用杂种优势最早、最广泛、成效 最显著的作物。2008年世界玉米种植面积为 16 101.65
第 3期 惠国强等: 不同除草剂加倍玉米单倍体的效率 417
万公顷, 总产量 82 271万吨 , 种植面积和产量均列
农作物的第一位[1]。2008 年, 我国玉米年播种面积
为 2 986.37万公顷, 总产量为 16 591.4万吨, 种植面
积和总产量分列农作物的第一位和第二位[2]。20 世
纪 70 年代后期, 我国实现了玉米单交种的普及, 大
幅度地提高了玉米产量[3]。进而玉米育种家开始大
规模利用二环系法等常规育种技术手段选育自交系,
以提高玉米杂交种的产量和抗病性, 但该方法获得
高配合力的纯合自交系通常需要经过 6~10 代的自
交选择。
近年来, 单倍体育种技术已成为与分子标记辅
助育种技术、转基因技术相媲美的现代玉米育种三
大核心技术。单倍体育种能显著缩短育种年限, 一
般只需一代自交即可获得纯合自交系 [4]。1966 年,
Sarkar 等[5]报道了 Randolph 和 Stadler 于 1929 年首
次发现玉米单倍体的事件。直到 1947 年 Chase[6-8]
才将选育的优良纯合 DH 系用于商业杂交种, 并于
1951年培育出有利用价值的 DH系用于商业杂交种
生产[9]。玉米单倍体育种技术主要步骤是: (1)单倍体
的诱导。除自然发生的单倍体外, 一般通过生物诱
导, 比如品种间杂交、不定配子体基因诱导和利用
孤雌生殖诱导系及离体培养, 如花药组织培养和子
房培养、化学和物理诱导等人工方法诱导单倍体[10];
(2)单倍体的鉴定。用遗传标记鉴定法、形态学鉴定
法、细胞学鉴定法及其它鉴定方法, 其中以简便易
行的遗传标记鉴定法为主; (3)单倍体的加倍。主要
有自然加倍法、化学加倍法(秋水仙素等化学药剂)、
N2O气体法[11-12]等加倍技术。
当前, 玉米是唯一利用遗传方法大规模培育单
倍体的作物 , 但自然和化学加倍率依然偏低。据
Chalyk[13]报道 , 单倍体植株在生长发育的过程中 ,
大约有 0.4%~1.2%的植株可以自然加倍成二倍体。
母秋华等[14]用 0.1%秋水仙素和 0.5%二甲基亚砜混
合液给玉米植株滴心, 加倍率为 15.3%。Gayen等[15]
使用秋水仙素浸泡切口的玉米种子胚芽发现 0.06%
的秋水仙素溶液浓度下浸泡 12 h 的效果最好, 有
18%的种子加倍成功。尽管秋水仙素加倍效率较高,
但其具有毒性强, 容易对环境造成污染, 处理程序
比较繁琐等局限性。因此, 寻找安全有效的单倍体
化学加倍药剂是单倍体育种的技术关键之一。
一些化学除草剂具有植物细胞微管组装抑制剂
的作用, 可以用于植物单倍体的加倍。Stadler 等[16]
研究表明, 甲基胺草磷(amiprophos-methyl, APM)是
一种有效干扰细胞有丝分裂, 并可能引起加倍的试
剂, 氟乐灵(trifluralin)也有一定的加倍效果。Ramulu
等[17]在对马铃薯细胞悬浮培养研究中发现, 与秋水
仙素(浓度为 0.5~5.0 mmol L−1)相比, 15~32 μmol L−1
甲基胺草磷在细胞分裂中期诱导细胞的微核更有效,
频率更高。Blanco等[18]在烟草悬浮细胞培养中也发
现, 甲基胺草磷阻碍纺锤丝的形成, 并且有微核的
产生 ; Beaumont 等 [19]的研究表明炔苯酰草胺(pro-
namide)能提高玉米花粉诱导愈伤组织的加倍率。除
草剂目前只在植物离体染色体加倍上得到应用, 国
内外还未见在玉米加倍上使用的报道。
本研究比较了 3 种除草剂对玉米单倍体的加倍
率, 以期在单倍体加倍技术上获得一些突破, 找到
一种便捷安全有效的方法。
1 材料与方法
1.1 材料
试验材料为 3 种基因型玉米杂交种 : 8607×
8609、先玉 335 和中农大 4 号, 玉米单倍体诱导系
来源于中国农业大学培育的母本诱导系: CM400 和
CM600; 加倍的化学药剂选用了西格玛-奥德里奇
公司生产的纯度为 98%的甲基胺草磷、炔苯酰草胺
和氟乐灵 3 种除草剂原药, 所有材料均种植于中国
农业大学北京海淀上庄试验站。
1.2 单倍体的诱导方法
用单倍体诱导系做父本, 以 8607×8609、先玉
335和中农大 4号做母本, 杂交诱导单倍体, 从收获
的杂交种子中鉴定挑选单倍体。
1.3 单倍体的鉴定方法
1.3.1 遗传标记鉴定 基于 R-nj遗传标记系统,
以籽粒的紫顶和紫胚为显性标记。对收获的杂交种
子逐粒鉴定, 紫顶白胚的籽粒为单倍体, 紫顶紫胚
的籽粒是正常杂交的二倍体 , 白顶白胚是受花粉
污染的二倍体种子, 另还有少量的无胚种子。在单
倍体幼苗期, 还可根据由 R-nj 基因控制的植株颜
色鉴定单倍体: 紫色植株为杂株, 绿色植株为单倍
体[10]。
1.3.2 形态学鉴定 由于单倍体个体在正常的生
长状态下比亲本要弱小, 其形态学特征表现为, 叶
片较少、狭窄、直立, 偶尔出现白斑; 植株瘦弱并且
生长缓慢, 株高、穗位都明显低于二倍体。而非单
倍体是杂交种, 具有一定的杂种优势, 生活力很强,
长势很旺盛。因此, 可利用形态学特征进一步鉴定
418 作 物 学 报 第 38卷
单倍体的真实性。
1.3.3 细胞学鉴定 用玉米单倍体根尖压片, 观
察染色体数目。切取玉米根尖 2~3 mm, 放到对二氯
苯和 H2O 溶液中, 浸泡 3~4 h, 取出用卡诺固定液
(95%乙醇∶冰醋酸=3 1)∶ 固定 24 h。转入 70%的乙
醇, 4℃冰箱中保存。用 ddH2O清洗数次, 加入纤维
素酶(2%)和果胶酶(0.5%)的混合物, 在 28℃温箱中
进行解离 4~5 h。压片, 在显微镜下观察染色体数目,
并拍照。正常的玉米染色体数为 2n = 20, 单倍体的
染色体数为 n = 10。
1.4 单倍体花粉活力测定
单倍体抽雄后, 采集一小部分雄穗散粉的花药
置载玻片上, 加 1 滴蒸馏水, 用镊子将花药充分捣
碎, 使花粉粒释放, 再加 1~2 滴 0.2%的 I-KI 溶液,
压片, 于低倍显微镜下观察, 并拍照。正常花粉内含
淀粉遇碘变蓝色, 活力低的花粉遇碘呈黄褐色。
1.5 单倍体加倍方法
使用 1%的肥皂水、0.1%的吐温 80(TWEEN-80)
溶液, 将甲基胺草磷、炔苯酰草胺、氟乐灵原液配
制成浓度为 20、40、80和 160 μmol L−1的溶液。选
择长势一致的单倍体幼苗, 待其生长到三叶期和五
叶期时, 分别将以上滴至单倍体植株的心叶处, 每
株约 1 mL, 重复 3次, 以同期播种的未处理的单倍
体为对照。
2 结果与分析
2.1 单倍体诱导率
不同基因型杂交种单倍体诱导率统计结果列于
表 1。3 个杂交种的单倍体平均诱导率为 9.01%, 诱
导率最高的是 10.90% (先玉 335), 其次为 8.70%
(8607×8609), 最低的为 7.39% (中农大 4 号)。由此
表明, 尽管不同遗传背景材料单倍体诱导率存在一
定差异, 但是最低诱导率仍有 7%以上, 达到可用于
育种的水平。
2.2 单倍体染色体数目及花粉活力
对随机挑选的 20 株玉米进行根尖染色体数目
分析发现 , 根尖染色体细胞均含有 10条染色体(图
1-a), 说明检测的植株均为单倍体。
表 1 3个玉米杂交种的单倍体诱导率
Table 1 Induction rate of haploid in three hybrids
单倍体来源
Source of haploids
总籽粒数
Total number of seeds
单倍体籽粒数
Total number of haploids
诱导率
Induction rate (%)
中农大 4号 N-D 4 49745 3678 7.39
8607×8609 24578 2140 8.70
先玉 335 Pioneer 335 21208 2320 10.90
平均 Average 31843.67 2712.67 9.01
图 1 单倍体根尖细胞染色体数目及其花粉活力检测
Fig. 1 Chromosome number and pollen viability in roof tip
cells of haploid plants
A: 单倍体根尖染色体数目; B: 单倍体的花粉。
A: chromosome number of root tip cell in haploid plants; B: pollens
of haploid plants
田间观察发现, 部分单倍体雄花只有少部分花
药散开, 有的只有 1个或 2个花药散粉, 对其中 8株花
粉较多的单倍体花粉镜检发现, 有部分花粉粒饱满,
染色后呈蓝色, 表现为可育。但也有少量呈黄褐色, 花
粉粒不规则的不育花粉粒(图 1-b), 说明即使单倍体
植株能够散粉, 只有部分花药可育。
在田间发现部分单倍体植株花药外露, 但不散
粉。对 10 株花药外露单倍体的花粉活力检测结果(表
2), 表明 10 株单倍体均含部分有活性的花粉粒, 且个
别植株有活性花粉达 16.2%, 平均为 9.7%。表明单倍
体花药外露, 但不散粉, 花粉同样具有一定的活力。
2.3 单倍体的加倍效果分析
2.3.1 不同除草剂处理单倍体的加倍效果 表 3
表明, 不同浓度除草剂对玉米单倍体加倍均有效果,
但不同浓度之间的加倍率有显著差异。其中, 20~160
μmol L−1 的甲基胺草磷溶液处理后 , 加倍率为
4.29%~26.32%; 20~160 μmol L−1的炔苯酰草胺溶液
处理后, 加倍率为 3.85%~20.81%; 20~160 μmol L−1
的氟乐灵溶液处理后, 加倍率为 3.42%~17.61%。所
有处理加倍率均高于自然加倍的对照。其中 80 μmol
L−1 甲基胺草磷的加倍率较好, 先玉 335、中农大 4
第 3期 惠国强等: 不同除草剂加倍玉米单倍体的效率 419
号和 8607×8609 的单倍体平均加倍率分别为
26.32%、22.02%和 19.40%; 80 μmol L−1炔苯酰草胺
的加倍率次之, 先玉 335、中农大 4号和 8607×8609
的单倍体平均加倍率分别为 20.81%、18.06%和
17.50%; 40 μmol L−1氟乐灵的加倍率再次之, 先玉
335、中农大 4号和 8607×8609的单倍体平均加倍率
分别为 17.61%、15.22%和 14.05%。随着除草剂浓
度的加大, 对玉米幼苗的抑制加大, 总的加倍率先
升后降。
2.3.2 不同基因型单倍体的加倍效果 不同浓度
的除草剂处理后 3 个杂交种单倍体的加倍效果见表
3。先玉 335 单倍体的加倍率为 3.67%~26.32%, 中
农大 4 号单倍体的加倍率为 5.02%~22.02%, 8607×
8609 单倍体的加倍率为 3.42%~19.40%, 所有处理
加倍率均高于对照。3个杂交种的加倍率均较高, 先
玉 335单倍体 80 μmol L−1甲基胺草磷、80 μmol L−1
炔苯酰草胺和 40 μmol L−1 氟乐灵的加倍率分别为
26.32%、20.81%和 17.61%; 中农大 4号单倍体在同
样药剂处理下的加倍率分别为 22.02%、18.06%和
15.22%; 8607×8609 单倍体在同样药剂处理下的加
倍率分别为 19.40%、17.50%和 14.05%。
使用浓度为 80 μmol L−1甲基胺草磷溶液对不同
来源的单倍体滴心处理结果见表 4。不同基因型的
单倍体加倍效果不同, 其中先玉 335 的单倍体平均
加倍率最高, 达 25.02%; 中农大 4号的单倍体次之,
为 20.13%; 8607×8609 的单倍体最低, 为 14.99%。
差异显著性检验结果表明, 先玉 335与中农大 4号、
8607×8609 的单倍体加倍率, 中农大 4 号与 8607×
8609的单倍体加倍率均呈极显著差异。
3 讨论
3.1 基因型对除草剂加倍率的影响
Lashermes等[20-21]认为, 玉米单倍体雄花育性的
差异是受核基因控制的 , 且表现加性遗传的特征 ,
基因型不同其雄花育性也有差异。Chen 等[22]将 11
个基因型的甘蓝型油菜小孢子接种在含 0.05%~
0.10%秋水仙素的 NLN培养基中处理 8~22 h后, 再
转入不含秋水仙素的相同培养基中诱导胚状体, 再
生植株中双单倍体频率为 44%~93%。Chauvin等[23]
在用除草剂胺黄灵(Oryzalin)处理离体培养马铃薯
时发现, 不同基因型产生的多倍体数量不同, 而且
不同基因型对倍性诱导和嵌合体的产生的效果有非
常显著的差别。葛志东等[24]利用 0.005%氟乐灵溶液
对幼苗的生长点滴液, 诱导染色体加倍, 结果表明
不同品种的西葫芦幼苗都可被诱导, 使染色体加倍,
但不同基因型对氟乐灵敏感性有差异。其中以京葫
1号最高, 为 26.7%; 长青 1号次之, 为 20%; 而 2-9×
1604-1 最低, 为 10%。可见不同基因型植物, 用同
一加倍药剂处理, 加倍效果不同, 说明植物不同基
因型对加倍药剂的敏感性不同。
本研究利用 80 μmol L−1甲基胺草磷处理不同基
因型单倍体, 加倍率为 14.99%~25.01%, 表明单倍
体的加倍率受基因型影响, 这与魏俊杰等[25]使用秋
水仙素溶液处理单倍体的研究结果一致, 即玉米不
同基因型, 同一药剂的加倍率有显著差异。因此, 在
今后的研究中要注重基因型对加倍率的影响, 针对
不同的基因型采用不同的加倍方法和除草剂配方 ,
从而进一步提高单倍体的加倍率。
表 2 单倍体花粉活力
Table 2 Pollen viability of haploid plants
植株编号
No.
观察花粉数目
Number of observed pollens
有活力的花粉数目
Number of viable pollens
有活力的花粉百分率
Viable pollen rate (%)
1 586 40 6.8
2 624 34 5.4
3 513 53 10.3
4 504 36 7.1
5 468 58 12.4
6 546 42 7.7
7 487 79 16.2
8 541 61 11.3
9 622 55 8.8
10 520 67 12.9
平均 Average 541.1 51.6 9.7
420 作 物 学 报 第 38卷
表 3 不同浓度除草剂的加倍效果的方差分析
Table 3 Variance analysis of haploid doubling rate for three herbicides with different concentrations
差异显著性 Significant difference 单倍体来源
Source of haploids
除草剂
Herbicide
浓度
Concentration
(μmol L−1)
平均加倍率
Average doubling rate
(%) α = 0.05 α = 0.01
80 26.32 a A
40 14.29 b B
20 7.82 c C
160 6.35 c C
甲基胺草磷
Amiprophos-methyl
0 2.40 d D
80 20.81 a A
40 10.45 b B
20 6.21 c C
160 4.76 c C
炔苯酰草胺
Pronamide
0 1.96 d D
40 17.61 a A
20 11.96 b B
80 11.15 b B
160 3.67 c C
先玉 335
Pioneer 335
氟乐灵
Trifluralin
0 2.05 d C
80 22.02 a A
40 10.48 b B
160 7.23 c C
20 5.93 d C
甲基胺草磷
Amiprophos-methyl
0 1.67 e D
80 18.06 a A
40 9.52 b B
160 4.91 c C
20 3.98 d C
炔苯酰草胺
Pronamide
0 1.74 e D
40 15.22 a A
20 9.25 b B
80 7.91 c B
160 5.02 d C
中农大 4号
N-D 4
氟乐灵
Trifluralin
0 1.52 e D
80 19.40 a A
40 9.21 b B
160 4.57 c BC
20 4.29 c C
甲基胺草磷
Amiprophos-methyl
0 0.80 d D
80 17.50 a A
40 7.39 b B
160 4.09 c C
20 3.85 c C
炔苯酰草胺
Pronamide
0 1.55 d D
40 14.05 a A
20 7.83 b B
80 7.48 b B
160 3.42 c C
8607×8609
氟乐灵
Trifluralin
0 1.46 d D
第 3期 惠国强等: 不同除草剂加倍玉米单倍体的效率 421
表 4 80 μmol L−1甲基胺草磷对不同基因型单倍体加倍效果的方差分析
Table 4 Variation analysis of doubling rate among different haploids treated with 80 μmol L−1 APM
差异显著性 Significant difference 单倍体来源
Source of haploid
平均加倍率
Average doubling rate (%) α=0.05 α=0.01
先玉 335 Pioneer 335 25.02 a A
中农大 4号 N-D 4 20.13 b B
8607×8609 14.99 c C
3.2 除草剂加倍技术在育种中应用
秋水仙素和除草剂都可促使玉米染色体数目加
倍, 但是除草剂本身具有的比秋水仙素更明显的优
势, 在植物染色体加倍上有很大的潜力。秋水仙素
处理单倍体后死苗、畸形苗率高, 处理方法繁琐, 每
一步骤都会有幼芽幼苗的死亡, 最终正常成活的单
倍体较少 ; 而且其毒性大 , 容易对环境造成污染 ,
因此难以大规模应用。而除草剂对环境的污染比秋
水仙素小, 表现为低毒、低残留、易降解。在本试
验中, 80 μmol L−1甲基胺草磷溶液对不同来源的单
倍体滴心处理效果最好, 不同浓度的 3 种除草剂处
理单倍体后, 死苗率几乎为 0, 畸形苗率很低, 处理
方法非常简便, 适合于规模化操作。
Hansen 等 [26]在甘蓝型油菜小孢子培养中发现,
甲基胺草磷和氟乐灵之间染色体加倍效果不显著 ,
但都高于秋水仙素, 加倍浓度比秋水仙素低 100 倍
左右。同时, 延长甲基胺草磷的处理时间, 还可以提
高二倍体再生植株的数量, 且不抑制加倍植株的生
长。刘支前[27]用浓度为 100 μmol L−1炔苯酰草胺浸
泡菟丝子结果表明, 炔苯酰草胺既可阻止有丝分裂
的启动, 又可像秋水仙素一样通过影响纺锤丝的功
能而将细胞分裂阻止于中期, 引起分生区细胞的多
倍体化和径向膨大。文科等[28]用秋水仙素处理单倍
体, 浸种法和注射法浓度分别为 2.5 mmol L−1和 1
mmol L−1。而本研究除草剂使用量最高为 160 μmol
L−1, 仅为秋水仙素使用量的 0.06~0.16倍。目前国内
外研究报道的秋水仙素使用量在 0.03%~3.00% (约
0.75 mmol L−1~0.75 mol L−1)之间[29-32], 都大大高于
本试验所用除草剂的使用量。可见, 与秋水仙素相
比 , 使用除草剂对植物染色体加倍是较好的选择 ,
表明甲基胺草磷、炔苯酰草胺和氟乐灵 3 种除草剂
可使染色体加倍。
本研究首次报道了使用除草剂甲基胺草磷、炔
苯酰草胺、氟乐灵对玉米单倍体植株进行加倍的方
法, 但该试验的加倍效率还有待进一步提高。
3.3 除草剂处理后对单倍体幼苗及大田生态环
境的影响
用除草剂处理玉米单倍体, 会暂时抑制幼苗生
长、心叶会受到除草剂灼伤及产生部分畸形苗, 但
随着药力的减轻, 幼苗的生长会逐渐趋于正常。本
研究除草剂使用量极低, 大大低于田间除草的剂量,
所以对大田生态环境基本没有影响。苏少泉[33]研究
发现 , 甲基胺草磷在有机质含量 4.5%的黏土与
0.8%的沙壤土中 28℃培养时, 半衰期为 25~35 d, 而
灭菌土半衰期超过 50 d。炔苯酰草胺在土壤中的半
衰期可达 60 d左右[34]。安琼[35]研究表明: 各种土壤
中氟乐灵降解半衰期多集中于 30~90 d, 但在有机
质含量较高或水分含量较高的土壤中半衰期较长。
可见玉米单倍体处理后 , 随着除草剂的逐步降解 ,
不会影响后茬作物, 对大田生态环境是安全的。
4 结论
甲基胺草磷、炔苯酰草胺和氟乐灵可以提高玉
米单倍体的加倍率, 其中 80 μmol L−1甲基胺草磷的
效果最好, 但是, 不同基因型单倍体加倍率有一定
的差异。
References
[1] FAO (联合国粮食及农业组织). FAO Statistical Yearbook 2009
Vol. 4(1) [粮农组织统计年鉴 2009年第 4卷(1)]. Rome: FAO,
2009. pp 59−62 (in Chinese)
[2] National Bureau of Statistics China (中华人民共和国国家统计
局). China Statistical Yearbook 2009 (中国统计年鉴 2009). Bei-
jing: China Statistics Press, 2009. pp 481, 485 (in Chinese)
[3] Tong P-Y(佟屏亚). The course and the achievement of corn va-
riety improving in the 20th century in China. China Hist Mater
Sci Technol (中国科技史料), 2001, 22(2): 113−127 (in Chinese
with English abstract)
[4] Chang M T, Coe E H. Doubled Haploids (Molecular Genetic Ap-
proaches to Maize Improvement). Berlin Heidelberg: Springer-
Verlag, 2009. pp 134−137
[5] Sarkar K R, Coe E H. A genetic analysis of the origin of maternal
haploid in maize. Genetics, 1966, 54: 453−464
422 作 物 学 报 第 38卷
[6] Chase S S. Techniques for isolating monoploid maize plants. Am
J Bot, 1947, 34: 582
[7] Chase S S. Monoploid frequencies in a commercial double cross
hybrid maize, and in its component single cross hybrids and in-
bred lines. Genetics, 1949, 34: 328−332
[8] Chase S S. The reproductive success of monoploid maize. Am J
Bot, 1949, 36: 795−796
[9] Chase S S. Efficient methods of developing and improving inbred
lines. The monoploid method of developing inbred lines. In: Proc.
6th Annual Hybrid Corn Industry Research Conference. Chicago,
Illinois, USA. 1951. pp 29−34
[10] Chen S-J(陈绍江), Li L(黎亮), Li H-C(李浩川). Technology of
Haploid Breeding in Maize (玉米单倍体育种技术). Beijing:
China Agricultural University Press, 2009. pp 5−11 (in Chinese)
[11] Kato A. Nitrous oxide (N2O) is effective in chromosome dou-
bling of maize seedings. Maize Genet Coop Newsl, 1997, 71:
36−37
[12] Kato A. Chromosome doubling of haploid maize seedlings using
nitrous oxide gas at the flower primordial stage. Plant Breed,
2002, 121: 370−377
[13] Chalyk S T. Properties of maternal haploid maize plants and po-
tential application to maize breeding. Euphytica, 1994, 79: 13−18
[14] Mu Q-H(母秋华), Yang Z-T(杨振棠), Chen Z-G(陈泽光), Zhang
Z-M(张增明), Wang Y-X(王玉霞), Liu Z-D(刘志东), Zhang
G-L(张桂兰), Tian H-X(田惠香). Screening of maize (Zea mays
L.) pollen-embryoid clone and its application in breeding. Acta
Biol Exp Sin (实验生物学报), 1983, 16(2): 223−227 (in Chinese
with English abstract)
[15] Gayen P, Jasbir K M, Rajesh K, Sarkar K R. Chromosome dou-
bling in haploids through colchicines. Maize Genet Coop Newsl,
1994, 68: 65
[16] Stadler J, Phillips R, Leonard M. Mitotic blocking agents for sus-
pension cultures of maize ‘Black Mexican Sweet’ cell lines.
Genome, 1989, 32: 475−478
[17] Ramulu K S, Verhoeven H A, Dijkhuis P. Mitotic blocking, mi-
cronucleation, and chromosome doubling by oryzalin, amipro-
phos-methyl, and colchicine in potato. Proto Plasma, 1991, 160:
2–3, 65−71
[18] Blanco H G, Rozandi A, Leiderman L. Experimentation with her-
bicides in the cultivation of onion (Allium cepa L.) to evaluate
the efficiency of 16 herbicides applied pre-emergence to weeds.
Biologico, 1982, 48: 113−134
[19] Beaumont V H, Widholm J M. Ploidy variation of prona-
mide-treated maize calli during long term culture. Plant Cell Rep,
1993, 12: 648−651
[20] Lashermes P, Beckert M. Genetic control of maternal haploidy in
maize (Zea mays L.) and selection of haploid inducing lines.
Theor Appl Genet, 1988, 76: 405−410
[21] Shatskaya O A, Zabirova E R, Shcherbak V S. Autodiploid lines
as sources of haploid spontaneous diploidization in corn. Maize
Genet Coop Newsl, 1994, 68: 51−52
[22] Chen Z Z, Snyder S, Fan Z G, Lob W H. Efficient production of
doubled haploid plants through chromosome doubling of isolated
microspores in Brassica napus. Plant Breed, 1994, 11: 217−221
[23] Chauvin J E, Souchet C, Dantec J P, Ellissèche D. Chromosome
doubling of 2x Solanum species by oryzalin: method develop-
ment and comparison with spontaneous chromosome doubling in
vitro. Plant Cell Tissue Organ Cult, 2003, 73: 65−73
[24] Ge Z-D(葛志东), Li H-Z(李海真), Wang H-L(王惠林), Xu L-C(许
利彩). The research on induction of pumpkin chromosome dou-
bling with trifluralin. Chin Agric Sci Bull (中国农学通报), 2009,
25(8): 215−218 (in Chinese with English abstract)
[25] Wei J-J(魏俊杰), Zhang X-L(张晓丽), Chen M-X(陈梅香), Liu
Z-Z(刘志增), Zhu L-Y(祝丽英). Analysis of the results of injec-
tion treatment with colchicines in six leaf stage to maize haploid.
J Maize Sci (玉米科学), 2007, 15(4): 49−51 (in Chinese with
English abstract)
[26] Hansen N J P, Asndersen S B. In vitro chromosome doubling po-
tential of colchicines, oryzalin, trifluralin, and APM in Brassica
napus microspore culture. Euphytica, 1996, 88: 159−164
[27] Liu Z-Q(刘支前). Effect of pronamide on the mitosis in the shoot
meristems of dodder seedlings. Acta Biol Exp Sin (实验生物学
报), 1995, 28(2): 209−213 (in Chinese with English abstract)
[28] Wen K(文科), Li L(黎亮), Liu Y-Q(刘玉强), Chen S-J(陈绍江).
Study on bio-haploid inducing and doubling efficiency in maize.
J China Agric Univ (中国农业大学学报) 2006, 11(5): 17−20 (in
Chinese with English abstract)
[29] Heinz D J, Mee G W P. colchicines induced polyploids from cell
sus-pension cultures of sugarcane. Crop Sci, 1970, 10: 696−699
[30] Novak F J. Production of garlic (Allium sative L.) tetraploids in
shoot-tip in vitro culture. Z. P. Flanzenzuchtg, 1983, 91: 329−333
[31] Gayen P, Sarkar K R. Cytomixis in maize haploids. Genet Plant
Breed, 1996, 56: 79−85
[32] Chakraborti S P, Vijayan K. In vitro induction of tetraploidy in
mulberry (Morus alba L.). Plant Cell Rep, 1998, 17: 799−803
[33] Su S-Q(苏少泉). Herbicide Introduction (除草剂概论). Beijing:
Science Press, 1989. p 292 (in Chinese)
[34] Anonymity(匿名). Propyzamide. Pesticide Sci Adm (农药科学与
管理), 2008, 29(6): 58 (in Chinese)
[35] An Q(安琼). Degradation of trifluralin in soils and its affected
faetors. Chin J Appl Ecol (应用生态学报), 1993, 4(4): 418−422
(in Chinese with English abstract)