全 文 ：作物学报 ACTA AGRONOMICA SINICA 2011, 37(8): 1491−1496 http://www.chinacrops.org/zwxb/
ISSN 0496-3490; CODEN TSHPA9 E-mail: xbzw@chinajournal.net.cn

本研究由国家重点基础研究发展计划(973计划)项目(2009CB118301)和国家自然科学基金项目(31071405)资助。
* 通讯作者(Corresponding author): 孔令让, E-mail: lkong@sdau.edu.cn, Tel: 0538-8249278
第一作者联系方式: E-mail: bianyinwang@163.com
Received(收稿日期): 2011-01-12; Accepted(接受日期): 2011-04-26; Published online(网络出版日期): 2011-06-14.
URL: http://www.cnki.net/kcms/detail/11.1809.S.20110614.1007.001.html
DOI: 10.3724/SP.J.1006.2011.01491
对人工合成小麦的微卫星变异分析
王变银 翟 军 郝元峰 李安飞 孔令让*
山东农业大学农学院 / 作物生物学国家重点实验室 / 山东省作物生物学重点实验室, 山东泰安 271018
摘 要: 比较分析了同一四倍体小麦 Langdon与 5个不同粗山羊草在合成六倍体小麦前后 A、B、D染色体组不同染
色体上的微卫星变异, 旨在通过分析异源多倍化引起的微卫星位点和序列变异以期探讨异源多倍体的进化机制。在
所检测的位于A、B染色体组上各 125个特异微卫星(G-SSR)标记中, 分别有 5个(4.0%)和 6个(4.8%)位点发生变异; 而
在 76 个 A/B 染色体组上的表达序列标签微卫星(EST-SSR)标记中, 只有 2 个(2.6%)发生了变异, 比 A、B 染色体组
G-SSR 变异频率小, 说明功能基因区的变异小于重复序列非编码区。在 D 染色体组上的 103 个 G-SSR 标记中, 3 个
位点(2.9%)发生了序列变化。对表现差异的微卫星位点序列分析发现, 人工合成小麦中多倍化引起的微卫星序列变异
主要表现为简单序列重复单元次数的增加或减少; 发生消除的微卫星序列比普通的微卫星序列更易发生不同类型的
序列改变。微卫星序列在异源多倍化过程中对新物种基因组的形成可能起到重要的调节作用。
关键词: 合成六倍体小麦; 粗山羊草; 微卫星标记; 微卫星序列变异; 异源多倍化
Microsatellite Variation in Synthetic Hexaploid Wheat
WANG Bian-Yin, ZHAI Jun, HAO Yuan-Feng, LI An-Fei, and KONG Ling-Rang*
State Key Laboratory of Crop Biology / Shandong Key Laboratory of Crop Biology / Agronomy College of Shandong Agricultural University, Tai’an
271018, China
Abstract: Microsatellites or simple sequence repeats (SSR) are ubiquitous in organism genomes. Investigation on the SSR variations
induced by allopolyploidization is useful to understand the evolution of allopolyploid. In this study, we compared SSR loci using
primers specific to A, B, and D genomes in five synthesized hexaploid wheat between tetraploid wheat Langdon and five accessions
of Aegilops tauschii. The results showed that 4.0% (5 out of 125) and 4.8% (6 of 125) genomic SSRs on A and B genomes exhibited
variations, respectively. A low frequency (2.6%) of variations was observed in the expressed sequence tag (EST)-SSRs located on
A/B genomes. This indicated that lower variation existed in functional genes than in non-coding regions, i.e. genomic SSR. In addi-
tion, 2.9% (3 of 103) genomic SSRs on D genome showed variations. Sequence analyses indicated that the length of SSRs was
mainly due to the variation of the number of repeated units. The microsatellite sequences with disappearance may be more likely to
be changed than the ordinary microsatellite sequences. The ubiquitous microsatellites may play an important buffering role to achieve
genome stability and plasticity in polyploidy evolution.
Keywords: Synthetic wheat; Ae. tauschii; Microsatellite; Sequence variation; Allopolyploidization
多倍化是生物界中普遍存在的一种现象 [1], 特别是
在高等植物进化中发挥了主要作用。普通小麦(Triticum
aestivum L.)是重要的粮食作物, 也是通过异源多倍化途
径形成的最典型物种之一[2]。可以利用四倍体小麦与粗山
羊草杂交人工合成六倍体小麦(也称为人工合成种或人工
双二倍体)模拟小麦的进化, 它具有与普通小麦相同的染
色体组 AABBDD。以人工合成小麦为“桥梁”亲本可将
四倍体小麦及粗山羊草中蕴含的优良基因转移到普通小
麦品种[3-4], 也可以研究在六倍体小麦形成的异源多倍化
过程中的遗传变异 , 为进一步理解小麦进化提供参
考[5-6]。
微卫星技术在异源多倍体植物的遗传、进化等研究方
面是一个有效的工具。前人利用微卫星标记对人工合成小
麦及其双亲的遗传变异和进化关系的研究已有不少报道。
Sourdille 等[7]利用 SSR 标记研究基因组分别为 A、B、D
的二倍体亲本供体及基因组为 AABBDD的六倍体小麦之
1492 作 物 学 报 第 37卷

间的多态性关系, 揭示出基因组 A 与 D 的关系可能近于
基因组 A 与 B 的关系, 指出在形成多倍体后, 基因组 B
的某些区域进化速度快于 A 或 D 基因组, 这或许与 B 基
因组的供体还不确定有一定关系。Zhang等[8]通过对六倍
体小麦与其四倍体和粗山羊草亲本的 SSR 标记的比较,
发现微卫星两边的侧翼区域在多倍化过程中很活跃, 是
容易发生变化的区域, 并且该侧翼序列的变化在多倍化
的早期(F1代或 S1代)就开始发生。Zhang等[9]同样通过对
人工合成小麦及其双亲的微卫星位点的保守性和可转移
性的研究, 表明异源六倍体化过程对微卫星有一定影响。
Tang等[10]利用 SSR对小麦-黑麦双二倍体的研究发现, 在
异源多倍体化过程中小麦微卫星序列是相对稳定的, 而
黑麦微卫星序列比小麦微卫星序列更易受到异源多倍化
的影响, 并指出异源多倍化是导致微卫星序列变化的原
因之一。前人利用微卫星标记对小麦异源多倍体化的研究
主要集中在对微卫星位点的定性分析上, 鲜有对变异位
点序列变化的分析。本研究利用同一四倍体小麦 Langdon
和 5份不同的粗山羊草杂交合成的 5份六倍体小麦, 在对
A、B、D 基因组的 SSR 位点变异广泛分析的基础上, 对
发生变异的位点测序和进行序列分析, 揭示出小麦在异
源多倍体化过程中微卫星序列变异的特点及规律, 为研
究异源多倍化引起的小麦基因组变异提供参考。
1 材料与方法
1.1 供试材料及 DNA提取
5份人工合成六倍体小麦(AABBDD, 2n = 42)为 SW4、
SW20、SW25、SW53和 SW58, 均以四倍体小麦 Langdon
(T. turgidum, AABB, 2n = 28, LDN)作母本, 分别与粗山
羊草(Ae. tauschii, DD, 2n = 14) CIae11 (Aberdeen, Ame-
rica)、RL5261 (Winnipeg, Canada)、RL5286 (Winnipeg,
Canada)、PI268210 (Aberdeen, America)和 AL8/78 (Zurich,
Switzerland)杂交, 通过 F1 代自交后获得(因四倍体小麦
LDN具有自然加倍基因)[11]。这 5份人工合成小麦都是自
交 8~9代的稳定材料[11]。按 Kong等[12]的方法提取 5份人
工合成六倍体小麦及其亲本基因组 DNA。
1.2 DNA标记分析
选用均匀分布在小麦 A、B、D基因组不同染色体上
的微卫星 (SSR)标记 , 包括 Genomic-SSR (G-SSR)和
Expressed Suquence Tag SSR (EST-SSR)两类不同标记。所
用 G-SSR标记主要来自 GWM、GDM、WMC、BARC、
CFD、CFA 和 PSP 系列(http://wheat.pw.usda.gov/), 包括
分布于 A 和 B 基因组的标记各 125 个, 位于 A/B 基因组
的标记 10个, 位于 D基因组标记 103个。利用位于小麦
A/B 基因组不同染色体上的 76 个 EST-SSR 标记(包括
CFE[13]、KSUM[14]、CNL[14]、SWES[15]和 CWEM[16]系列
以及本实验室开发的部分 EST-SSR标记)检测粗山羊草 D
基因组导入四倍体小麦后引起的 A、B基因组不同染色体
上功能基因的变化。所有引物均由上海生工生物工程公司
合成。
参考 Zhang 等[17]报道的方法进行 PCR 扩增, 反应程
序为 94℃预变性 3 min, 94℃变性 30 s, 50~60℃复性 30 s,
72℃延伸 40 s, 32个循环; 72℃延伸 10 min; 10℃保存。
PCR 产物经 6%非变性聚丙烯酰胺凝胶电泳检测, 银染法
显色, 用 Alpha-Imager (Alpha Innotech)照相。选取和记录
清晰、可重复的条带。对于多态性标记占该基因组或该类
引物总数的比例用 SPSS软件进行数据方差分析。
1.3 差异片段的回收、克隆和测序
参考 Tang等[10]的方法回收合成小麦与双亲的差异扩
增产物 , 并有所改进 , 即在凝胶尚未完全干燥时用手术
刀片切取欲回收的 DNA条带, 放入 1.0 mL Eppendorf管
内 , 加 100 μL 双蒸水洗涤 , 并用吸头将凝胶碾碎 , 在
65℃水浴中 30~60 min后短暂离心; 取上清液 1 μL作为
再次 PCR扩增的模板, 其他条件与第一次 PCR相同。二
次 PCR产物经 2%琼脂糖检测, 及琼脂糖凝胶回收试剂盒
[天根生化科技(北京)有限公司]回收, 用 pEASY-Blunt 载
体(北京全式金生物技术公司)进行克隆连接, 将克隆片段
送华大基因研究院 (北京 )测序。用 DNAMAN Version
6.0.3.99软件完成序列分析。
2 结果与分析
2.1 合成小麦与四倍体小麦亲本 LDN 的 G-SSR 变异分
析
在 260对 A、B基因组特异的 G-SSR 引物中, 有 12
对在合成小麦与亲本 LDN 间产生多态性扩增产物(图 1),
包括 5 对 A 染色体组、6 对 B 染色体组和 1 对 A/B 染色
体引物。对于一些标记位点, 只在部分合成小麦中扩增出
多态性条带, 如 barc1096、gwm200、cfa2049 和 gdm149
只在 1 份合成小麦材料中扩增出与 LDN 不一致的带型
(图 1-B、表 1和表 2)。A、B基因组的多态性引物比例显
著高于 D基因组, 而 A、B基因组间差异不显著(表 2)。

图 1 引物 cfa2114 (A)、gdm149 (B)和 KSUM023 (C)在亲本 LDN 和人工合成小麦中的扩增结果
Fig. 1 Amplification profiles of SSR markers cfa2114 (A), gdm149 (B), and KSUM023 (C) in parent Langdon and synthetic wheat
1: Langdon; 2: SW4; 3: SW20; 4: SW25; 5: SW53; 6: SW58.

第 8期 王变银等: 对人工合成小麦的微卫星变异分析 1493


表 1 合成小麦与亲本 LDN 之间存在多态性扩增的 12 个 SSR 标记及其染色体分布
Table 1 Distribution of 12 polymorphic G-SSRs in wheat genome
SSR标记所在染色体组 Location of SSR in genome 扩增片段长度变化的标记 SSR with varied segment length 合成小麦
Synthetic wheat A B A/B 增长 Length increased 缩短 Length decreased
SW4 Psp3153, barc284, gwm200 Wmc674, gwm538, cfa2070 Gwm319 Gwm319, wmc674, cfa2070, gwm200 Psp3153, gwm538, barc284
SW20 Psp3153, barc284, cfa2114
Wmc674, cfa2070, gdm147,
barc1096 Gwm319 Gwm319, wmc674, cfa2070, cfa2114, barc284 Psp3153, barc1096, gdm147
SW25 Psp3153, cfa2114 Wmc674, cfa2070, gwm538 Gwm319 Gwm319, wmc674, cfa2070, cfa2114 Psp3153, gwm538
SW53 Psp3153, barc284, cfa2114
Wmc674, cfa2070, gdm149,
gdm147 Gwm319 Gwm319, wmc674, cfa2070, cfa2114, barc284 Psp3153, gdm149, gdm147
SW58 Psp3153, barc284, cfa2049 Wmc674, cfa2070, gdm147 Gwm319 Gwm319, wmc674, cfa2070
Psp3153, cfa2049, gdm147,
barc284

表 2 多态性 SSR 标记在不同小麦基因组中的比例
Table 2 Percentages of polymorphic SSRs in different genomes of wheat (%)
位于基因组 SSRs SSRs in genome 不同种类标记的 SSRs SSRs in different markers 合成小麦
Synthetic wheat A B A/B G-SSR EST-SSR
SW4 2.4 2.4 0 2.7 1.3
SW20 2.4 3.2 0 3.1 2.6
SW25 1.6 2.4 0 2.3 1.3
SW53 2.4 3.2 2.9 3.1 0
SW58 2.4 2.4 0 2.7 0
平均 Average 2.2 a 2.7 a 0.6 b 2.8 a 1.0 b
表中数据为多态性标记占该基因组或该类引物总数的比例。同类型不同标记采用 t 测验进行显著性比较 , 不同字母表示达显著差异
(P<0.05)。
Data are the percentages of polymorphic SSRs to the total SSRs of corresponding genomes or marker types. The averages of different marker
types were compared within groups according to t-test, and significant difference (P < 0.05) was marked with different letters.

对 gwm319、cfa2114、gdm147、barc284、gdm149
和 gwm200 扩增产物的序列分析表明, 引物 cfa2114、
gwm200和 gwm319在所有合成小麦以及 barc284在 SW20
和 SW53 中的扩增片段较在亲本 LDN 中的长, 其主要由
微卫星区域简单序列重复单元数目增加引起(图 2-A); 引
物 gdm147、gdm149在所有合成小麦以及 barc284在 SW4
和 SW58 中的扩增片段则比在 LDN 中的短, 表现为微卫
星区域简单序列重复单元数目的减少(图 2-B)。各引物在
双二倍体(合成小麦)中扩增片段的差异主要是简单序列
重复区重复单元数目的增减所致, 而引物两端的侧翼区
变化很小, 相对比较保守(表 2和图 2)。
2.2 合成小麦与四倍体小麦 LDN的 EST-SSR变异分析
在 76 对 A,B 基因组的 ESR-SSR 引物中, 只有 2 对
(CFE25 和 KSUM023)的扩增产物在合成小麦与四倍体亲
本 LDN间存在差异, 占 2.6% (表 2和图 1-C)。在 A/B基
因组标记中, G-SSR标记比例显著高于 EST-SSR标记比例

图 2 SSR 标记 cfa2114 (A)、gdm149 (B)和 KSUM023 (C)在合成小麦与四倍体亲本 LDN 中表现差异的位点的 DNA 序列比较
Fig. 2 Comparison of DNA sequences amplified with cfa2114 (A), gdm149 (B), and KSUM023 (C) in synthetic wheat and tetraploid wheat
LDN
缺失的核苷酸用“.”表示。Deletion of nucleotide is represented with “.”.
1: LDN; 2: SW4; 3: SW20; 4: SW25; 5: SW53; 6: SW58.
1494 作 物 学 报 第 37卷

(表 2), 说明微卫星在基因功能区的变异比例较低。
从扩增片段长度来看, KSUM023 在 SW20 中的扩增
长度短于在 LDN中, 在 SW4和 SW25中的扩增长度略短
于在 LDN中, 而在 SW53和 SW58中则与在亲本 LDN无
差异(图 1-C)。序列分析验证了这一结果 , KSUM023 在
SW20 中的扩增序列比在 LDN 中少 4 个 GT 简单序列重
复单元, 在 SW4 和 SW25 中少 1 个 GT, 而在 SW53 和
SW58中与 LDN完全一致(图 2-C)。因此, EST-SSR扩增
位点 DNA序列的差异也主要表现为微卫星区简单序列重
复单元数目的变化。另外, CFE25在合成小麦中扩增长度除
在 SW20中短于在 LDN中外, 其他均与在 LDN中一致。
2.3 合成小麦与粗山羊草亲本的 G-SSR变异分析
利用 103 对 D 基因组 SSR 标记, 比较了 5 份合成小
麦及其相应的粗山草亲本扩增位点的差异。有 3 个标记
(cfd61、psp3123 和 gwm183)呈现多态性, 占 2.9%。人工
合成小麦 SW53中在这 3个位点没有扩增产物, 而在粗山
羊草 PI268210 和其他 4 份合成小麦中有相同的带型。与
预期结果相吻合, D 基因组特异 SSR 标记在四倍体 LDN
中也没有扩增产物(图 3)。

图 3 SSR 标记 cfd61 在粗山羊草和合成小麦中的扩增产物
Fig. 3 Banding patterns amplified by SSR marker cfd61 in Ae-
gilops tauschii and synthetic hexaploid wheat
箭头示粗山羊草 PI268210中存在, 而在合成小麦 SW53中消除的扩
增带。
The arrow shows the fragment amplified in Aegilops tauschii PI268210
but not in synthetic wheat SW53.
1: Langdon; 2: CIae11; 3: SW4; 4: RL5261; 5: SW20; 6: RL5286;
7: SW25; 8: PI268210; 9: SW53; 10: AL8/78; 11: SW58.

对 cfd61 和 psp3123 位点扩增产物的测序结果表明,
粗山羊草和合成小麦中相同条带的序列是一致的, 但在
粗山草中存在而在合成小麦中消除的片段序列, 不仅简
单序列重复出现差异, 而且还伴随微卫星序列中其他碱
基的变异或消除(图 3 和图 4)。同时, 在异源多倍化过程
中消除的碱基序列更多地来自倍性较低的粗山羊草亲本
基因组。

图 4 SSR 标记 cfd61 在合成小麦 SW53 及其亲本粗山草 PI268210 中扩增出的差异位点的序列比较
Fig. 4 Comparison of sequences amplified with cfd61 in synthetic wheat SW53 and Aegilops tauschii PI268210
缺失的核苷酸用“.”表示。Deletion of nucleotide is represented with “.”.
1 and 2: Aegilops tauschii PI268210; 3: SW53.

3 讨论
微卫星广泛分布于真核生物基因组中 , 不仅存在于
内含子或非编码区, 也存在于编码区及染色体上的其他
任一区域 [18-20], 是一种非常活跃的碱基序列 [21], 有关微
卫星产生的机制 , 比较普遍的解释是 “逐步突变模型
(stepwise mutation model, SMM)”[22]和减数分裂中的不等
交换(unequal crossing over)[23]。正由于 SSR存在广泛, 并
具有高度的多态性, 目前已成为遗传变异分析、物种起源
进化、基因型鉴定、指纹鉴定、遗传图谱构建和动植物遗
传育种等研究领域的理想遗传标记[24-28]。
本研究将 SSR 标记与测序技术相结合研究多倍化引
起人工合成六倍体小麦中的微卫星变异。前人研究已表明
新合成的异源多倍体在细胞学上早期不稳定, 易产生非
整倍体[8,29], 本研究所用的合成小麦均来自具有自然加倍
基因的四倍体小麦LDN, 并已自交 8~9代, 细胞学上已基
本稳定。而且本研究选择来自同一四倍体小麦 LND 与 5
份不同粗山羊草合成的六倍体小麦, 通过对小麦不同染
色体上的 G-SSR 和 EST-SSR 的位点和序列变异的分析,
可以更好地研究在六倍体小麦的异源多倍化过程中, 粗
山羊草 D对小麦 A和 B基因组的影响。本研究结果表明,
微卫星在 A、B、D基因组中的变异率由大到小的顺序为
B、A和 D基因组, 所以在异源多倍化作用下小麦基因组
A、B、D的变异不完全相同(表 1和表 2)。对于 A、B基
因组来说, G-SSR变异频率大于 EST-SSR的变异频率(表
3), 由于基因组微卫星序列通常位于非编码区, 而表达序
列标签微卫星位于编码区 , 因此 , 非编码区的变异大于
编码区 , 增强了生物基因组的可塑性 , 有利于物种的遗
传和稳定。研究表明, SSR和其他的短重复序列在物种进
化中能起到“进化调谐钮(evolutionary tuning knob)”的作
用[30-32]。重复序列在基因组中的位置不同, 其位点多态性
组成也不同, 这主要是因为承担生物功能的重复序列经
受着较大的选择压力, 而那些处于“无用(junk DNA)”位置
的重复序列可以较为“自由”地突变[33-35]。在本研究中, 我们
可以认为, 当异源多倍体小麦受到“杂合性”与“多倍性”较大
的基因组冲击(genomic shock)时, 那些处于“无用”位置的重
复序列, 如 SSR序列, 可能首先发生变化, 来缓解这种由异
源多倍化带来的基因组冲击, 这也许是处于非编码区的微
卫星位点比功能基因位点易变的原因之一。
人工合成小麦 SW20、SW25和 SW53的 B基因组 SSR
第 8期 王变银等: 对人工合成小麦的微卫星变异分析 1495


变异率略大于 A基因组, 而在 SW4和 SW58 中二者变异
率一致(表 2)。D基因组 SSR标记只在合成小麦 SW53发
生了序列消除, 而其他合成小麦中均没有发生变化。所以,
异源多倍化可以引起微卫星位点变异, 但不同人工合成
小麦中微卫星的变异又不尽相同。根据序列分析结果, 扩
增片段的差异主要是简单序列重复单元数目不同所致。除
重复区外, 重复区两端的侧翼区域也常常发生细微变化,
如碱基的替换, 插入或缺失等, 但总体而言, 和重复区相
比, 重复区两端的侧翼区相对比较保守。但也有报道指出,
人工合成小麦在异源多倍化的早期(F1 或 S1 代)微卫星侧
翼序列迅速发生了改变[8]。不论是微卫星的重复区变化还
是侧翼区变化, 其作用都是异源多倍体在异源多倍化过
程中使其自身的不同染色体组及其染色体在遗传上迅速
达到协调并稳定遗传。所以 SSR 序列可能并不像过去认
为的那样没有功能, 实际上这些序列可能对维持基因组
的稳定性和完整性具有重要调节作用。
由多倍化引起的序列消除现象普遍存在。聂利红等[9]
曾利用 DNA-AFLP 和 SSCP 标记对人工合成六倍体小麦
及其亲本进行了研究, 通过对 DNA 带型的分析发现, 在
六倍体小麦进化过程中基因区域发生变异的频率较低 ,
检测到的丢失条带可能主要为非编码序列, 特别是重复
序列。Liu等[36-37]则利用 RFLP标记技术研究人工合成六
倍体小麦, 发现非随机消除的序列主要是非编码区域的
序列。有研究曾证明序列消除可能与 DNA甲基化有关[38-39]。
本研究利用 D染色体组的特异 G-SSR分析了粗山羊草亲
本和相应的合成双二倍体小麦的微卫星标记位点和序列
的变异, 我们在人工合成小麦中发现了粗山羊草 D 基因
组序列消除(sequence elimination), 进一步的序列分析也
表明, 这种存在序列消除的微卫星序列可能比普通的微
卫星序列更易发生不同类型的序列改变。关于微卫星序列
消除及发生其他改变以适应物种进化的机制可能比较复
杂, 还需要更深入的研究。
异源多倍化引起微卫星变异 , 这种变异主要表现在
重复序列区和/或重复序列侧翼区, 包括简单序列重复单
元数目变异、DNA 序列消除等大片段变异, 还会发生如
碱基的替换、插入或缺失等 DNA 序列的细微变化, 并且
在不同双二倍体中微卫星变异也不尽相同。微卫星是一种
非常活跃的碱基序列 , 主要位于基因组的非编码区 , 在
异源多倍化过程中可能对新物种基因组的形成起到重要
的调节作用。基因组具有的可塑性可能与微卫星在生物体
中普遍存在有一定关系。

致谢: 本研究所用试验材料由美国农业部许树军博士提
供, 谨此致谢。
References
[1] Wendel J F. Genome evolution in polyploids. Plant Mol Biol,
2000, 42: 225−249
[2] Feuillet C, Langridge P, Waugh R. Cereal breeding takes a walk
on the wild side. Trends Genet, 2008, 24: 24−32
[3] Kong L-R(孔令让), Dong Y-C(董玉琛). Studies on the cytoge-
netics of progenies between Triticum aestivum L. and amphidip-
loid from Triticum durum–Ae. tauschii. Acta Agron Sin (作物学
报), 1997, 23(4): 505−508 (in Chinese)
[4] Hu Y-K(胡英考), Xin Z-Y(辛志勇), Chen X(陈孝), Zhang
Z-Y(张增艳), Duan X-Y(段霞瑜). Genetic analysis and gene
deduction of powdery milder resistance in T. durum–Ae. tauschii
amphidiploids. Acta Genet Sin (遗传学报 ), 2001, 28(2):
152−157 (in Chinese with English abstract)
[5] Nie L H, Han Z F, Lu L H, Yao Y Y, Sun Q X, Ni Z F. Genomic
and genic sequence variation in synthetic hexaploid wheat
(AABBDD) as compared to their parental species. Prog Nat Sci,
2008, 18: 533−538
[6] Feldman M, Levy A A. Allopolyploidy-ashaping force in the
evolution of wheat genomes. Cytogenet Genome Res, 2005, 109:
250−258
[7] Sourdille P, Tavaud M, Charmet G, Bernard M. Transferability
of wheat microsatellites to diploid Triticeae species carrying the
A, B and D genomes. Theor Appl Genet, 2001, 103: 346−352
[8] Zhang L Q, Liu D C, Yan Z H, Lan X J, ZhengY L, Zhou Y H.
Rapid changes of microsatellite flanking sequence in the allo-
polyp1oidization of new synthesized hexaploid wheat. Sci China
Ser C, 2004, 47: 553−561
[9] Zhang L Q, Sun G L, Yan Z H, Chen Q J, Yuan Z W, Lan X J,
Zheng Y L, Liu D C. Comparison of newly synthetic hexaploid
wheat with its donors on SSR products. J Genet Genomics, 2007,
34: 939−946
[10] Tang Z X, Fu S L, Ren Z L, Zou Y T. Rapid evolution of simple
sequence repeat induced by allopolyploidization. J Mol Evol,
2009, 69: 217−228
[11] Friesen T L, Xu S S, Harris M O. Stem rust, tan spot, Stagono-
spora nodorum blotch and Hessian fly resistance in Langdon
Durum–Aegilops tauschii synthetic hexaploid wheat lines. Crop
Sci, 2008, 48: 1062−1070
[12] Kong L, Cambron S E, Ohm H W. Hessian fly resistance genes
H16 and H17 are mapped to a resistance gene cluster in the distal
region of chromosome 1AS in wheat. Mol Breed, 2008, 21:
183−194
[13] Zhang LY, Bernard M, Leroy P, Feuillet C, Sourdille P. High
transferability of bread wheat EST-derived SSRs to other cereals.
Theor Appl Genet, 2005, 111: 677−687
[14] Yu J K, Dake T M, Singh S, Benscher D, Li W L, Gill B, Sorrells
M E. Development and mapping of EST-derived simple se-
1496 作 物 学 报 第 37卷

quence repeat markers for hexaploid wheat. Genome, 2004, 47:
805−818
[15] Chen H M, Li L Z, Wei X Y, Li S S, Lei T D, Hu H Z, Wang H
G, Zhang X S . Development, chromosome location and genetic
mapping of EST-SSR markers in wheat. Chin Sci Bull, 2005, 50:
2328−2336
[16] Peng J H, Lapitan N L V. Characterization of EST-derived mi-
crosatellites in the wheat genome and development of eSSR
markers. Funct Integr Genomics, 2005, 5: 80−96
[17] Zhang X L, Shen X R, Hao Y F, Cai J J, Ohm H W, Kong L R. A
genetic map of Lophopyrum ponticum chromosome 7E, harbor-
ing resistance genes to Fusarium head blight and leaf rust. Theor
Appl Genet, 2010, 122: 263−270
[18] Tautz D, Renz M. Simple sequences are ubiquitous repetitive
components of eukaryotic genomes. Nucl Acids Res, 1984, 12:
4127−4138
[19] Zhivotovsky L A, Rosenberg N A, Feldman M W. Features of
evolution and expansion of modern humans, inferred from ge-
nome-wide microsatellite markers. Aln J Hum Genet, 2003, 72:
1171
[20] Balloux F, Brunner H, Lugon-Moulin N. Microsatellites can be
misleading: an empirical and simulation study. Evolution, 2000,
54: 1414−1422
[21] Saveliev A, Everett C, Sharpe T. DNA triplet repeats mediate
heterochromatin-protein-1-sensitive variegated gene silencing.
Nature, 2003, 422: 909−913
[22] Ohta T, Kimura M. A model of mutation appropriate to estimate
the number of electrophoretically detectable alleles in a finite
population. Genet Res, 1973, 22: 201−204
[23] Ellegren H. Microsatellite mutations in the germline: implica-
tions for evolutionary inference. Trends Genet, 2000, 16:
551−558
[24] Gao L Z, Zhang C H, Chang L P. Microsatellite diversity within
Oryza sativa with emphasis on indica–japonoca divergence.
Gnenet Res, 2005, 85: 1−14
[25] Dietrich W F. A comprehensive genetic map of the mouse ge-
nome. Nature, 1996, 380: 149−152
[26] Liu W H, Nie H, Wang S B. Mapping a resistance gene in wheat
cultivar Yangfu 9311 to yellow mosaic virus, using microsatellite
markers. Theor Appl Genet, 2005, 111: 651−706
[27] Hao C-Y(郝晨阳), Wang L-F(王兰芬), Zhang X-Y(张学勇),
You G-X(游光霞), Dong Y-C(董玉琛), Jia J-Z(贾继增), Liu
X(刘旭), Shang X-W(尚勋武), Liu S-C(刘三才), Cao Y-S(曹永
生). The variations of genetic diversity in Chinese wheat culti-
vars. Sci China Ser C (中国科学·C辑), 2005, 35(5): 408−415 (in
Chinese)
[28] Hao C-Y(郝晨阳), Dong Y-C(董玉琛), Wang L-F(王兰芬), You
G-X(游光霞), Zhang H-N(张洪娜), Ge H-M(盖红梅), Jia J-Z(贾
继增), Zhang X-Y(张学勇). The construction and genetic diver-
sity of Chinese common wheat core germplasm. Chin Sci Bull
(科学通报), 2008, 53(8): 908−915 (in Chinese)
[29] Mestiri I, Chagué V, Tanguy A M, Huneau C, Huteau V, Harry B,
Coriton O, Chalhoub B, Jahier J. Newly synthesized wheat
allohexaploids display progenitor-dependant meiotic stability and
aneuploidy but structural genomic additivity. New Phytol, 2010,
186: 86−101
[30] King D G. Evolutionary tuning knobs. Endeavor, 1997, 21:
36−40.
[31] Verstrepen K J. Intragenic tandem repeats generate functional
variability. Nat Genet, 2005, 37: 986−990
[32] Vinces M D. Unstable tandem repeats in promoters confer
transcriptional evolvability. Science, 2009, 324: 1213−1216
[33] Li Y C, Abraham B K, Tzion F, Eviatar N. SSR structure, func-
tion, and evolution within genes. Mol Biol Evol, 2004, 21:
991−1007
[34] Yechezkel K, David G K. Simple sequence repeats as advanta-
geous mutators in evolution. Trends Genet, 2006, 22: 253−259
[35] Sung W, Abraham T, Bergeron R D, Michael L, Thomas W K.
Simple sequence repeat variation in the Daphnia pulex genome.
BMC Genomics, 2010, 11: 691
[36] Liu B, Vega J M, Segal G. Rapid genomic changes in newly syn-
thesized amphiploids of Triticum and Aegilops: I. Changes in
low-copy non-coding DNA sequences. Genome, 1998, 41:
272−277
[37] Liu B, Vega J M, Feldman M. Rapid genomic changes in newly
synthesized amphiploids of Triticum and Aegilops: II. Changes in
low-copy coding DNA sequences. Genome, 1998, 41: 535−542
[38] Kashkush K, Feldman M, Levy A A. Gene loss, silencing and ac-
tivation in a newly synthesized wheat allotetraploid. Genetics,
2002, 160: 1651−1659
[39] Shaked H, Kashkush K, Ozkan H, Feldman M, Levy A A. Se-
quence elimination and cytosine methylation are rapid and re-
producible responses of the genome to wide hybridization and
allopolyploidy in wheat. Plant Cell, 2001, 13:1749−1759