全 文 ：中国生态农业学报 2009年 9月 第 17卷 第 5期
Chinese Journal of Eco-Agriculture, Sept. 2009, 17(5): 862−869


* 国家自然科学基金项目(40701095)、“十一五”国家科技支撑计划重大项目(2006BCA01A07)和陕西省自然科学基金项目(2007D12)资助
黄懿梅(1971~), 女, 博士, 副教授, 主要从事土壤微生物生态与固体废物处理的研究。E-mail: ymhuang1971@nwsuaf.edu.cn
收稿日期: 2008-06-20 接受日期: 2008-12-06
DOI: 10. 3724/SP.J.1011.2009.00862
黄土丘陵区土壤基础呼吸对草地植被
恢复的响应及其影响因素*
黄懿梅 1 安韶山 2 刘连杰 1 薛 虹 1
(1. 西北农林科技大学资源环境学院 杨凌 712100;
2. 中国科学院水利部西北农林科技大学水土保持研究所 杨凌 712100)
摘 要 为探讨黄土丘陵区草地植被自然恢复过程中土壤微生物活性的变化特征及其影响因素, 采用“时空
互代”法采集宁夏云雾山自然保护区 8个不同植被恢复年限的春、夏两季 0~20 cm和 20~40 cm的土样, 用室
内密闭静态培养—碱液吸收法测定了新鲜和风干土样的基础呼吸。结果表明: 土壤基础呼吸随植被恢复年限
增加呈增加趋势, 土壤呼吸强度和累积呼吸量都表现为植被恢复 73年和 78年较高, 而耕地和植被恢复 3年最
低。采样季节对呼吸强度测定有较大影响, 春季土样能更好地反映土壤微生物活性的变化。风干土样可以通
过预培养后测定土壤的呼吸作用, 且能更加稳定地反映不同土壤之间的差异。在测定土壤基础呼吸时, 利用
1 d或 3 d的培养平均值能更稳定地表现不同土壤的特性。累积呼吸量可较呼吸强度更直观地反映不同土壤的
微生物活性。土壤有机质和全氮含量与土壤呼吸强度密切相关。
关键词 植被恢复 土壤呼吸强度 土壤累积呼吸 微生物活性 黄土丘陵区 风干土样
中图分类号: S154.2 文献标识码: A 文章编号: 1671-3990(2009)05-0862-08
Soil basal respiration response to grass vegetation restoration and its’
affecting factors in the Loess Hilly-Gully Region
HUANG Yi-Mei1, AN Shao-Shan2, LIU Lian-Jie1, XUE Hong1
(1. College of Resources and Environmental Science, Northwest A & F University, Yangling 712100, China;
2. Institute of Soil and Water Conservation, Chinese Academy of Sciences, Ministry of Water Resources and
Northwest A & F University, Yangling 712100, China)
Abstract Soil respiration response to different stages of vegetation restoration was determined via closed system measurements of
carbon dioxide and selected factors affecting the correctitude and sensitivity of soil respiration. Eight different soil samples under
different vegetation restoration stages were separately collected at 0~20 cm and 20~40 cm soil depth in spring and summer and both
fresh and air-dried samples analyzed. The results show that the period of vegetation restoration significantly influences soil basal
respiration (SBR), which logarithmically increases with vegetation recovery time. Measurements of equivalent daily respiration
(EDR) and cumulative respiration (CR) show that respirations in 73- and 78-year recovery sites are highest, while those in farmland
and 3-year recovery sites are lowest. SBR is distinctly different for the spring and summer samples. SBR of spring samples better
reflect soil basal microbial activity. Air-dried soils can be used for measuring SBR after pre-incubation, more stably reflecting differ-
ence among soils. 1 or 3-day EDR mean data can better reflect soil quality. CR more directly and clearly reflects microbial activities
of different soil types than EDR. There is a positive correlation between SBR and soil organic carbon and nitrogen content.
Key words Vegetation restoration, Equivalent daily respiration, Cumulative respiration, Microbial activity, Loess
Hilly-Gully Region, Air-dried soil sample
(Received June 20, 2008; accepted Dec. 6, 2008)
第 5期 黄懿梅等: 黄土丘陵区土壤基础呼吸对草地植被恢复的响应及其影响因素 863


土壤呼吸一般指土壤中有代谢作用的活实体 ,
在代谢过程中吸收 O2和释放 CO2的过程[1], 包括 3
个生物学过程(植物的根系呼吸、土壤微生物的异氧
呼吸以及土壤动物呼吸)和 1 个非生物学过程(含碳
物的化学氧化过程)[2]。其中, 土壤微生物呼吸和根
系呼吸是土壤呼吸的主要组分。采集土样在室内测
定的主要是土壤微生物呼吸, 测定方法有静态密闭
培养测定和动态连续测定[1]。在测定过程中, 不加基
质直接测定的是基础呼吸, 加入易降解基质后测定
的是基质诱导呼吸 (Substrate-induced respiration
SIR)[1, 3]。国际上用土壤呼吸评价土壤微生物活性的
标准方法有基质诱导呼吸(OECD, 2000)[4]或基础呼
吸和基质诱导呼吸相结合(ISO, 2002)[5]。有人认为基
质诱导呼吸能较好地反映土壤微生物的活性, 也有
人认为因为基质的加入会造成一定的呼吸假相, 基
础呼吸能够更好地说明土壤微生物活性[3,6]。
土壤呼吸强度可反映土壤中有机质的分解和土
壤微生物总的活性, 是评价土壤肥力和农药环境安
全性的一项重要指标[1,7], 目前被很多人用于指示重
金属和农药污染以及土地利用转化等方式对土壤质
量的影响[6−12]。但是, 有关黄土丘陵区草地植被自然
恢复过程中土壤呼吸的响应特征研究较少, 土壤微
生物呼吸测定时所用土样的状态、培养时间以及结
果的表达方式等还不完全一致。为此, 本研究采用静
态密闭培养−碱液吸收法, 测定黄土丘陵区草地植被
自然恢复不同阶段下土壤基础呼吸的变化规律, 并
比较新鲜和风干样及不同季节的测定结果, 探讨土
壤基础呼吸对草地植被恢复的响应及其影响因素。
1 材料和方法
1.1 采样区概况
云雾山草原自然保护区位于宁夏回族自治区固
原县东北部 , 东经 106º25′~106º29′, 北纬 36º14′~
36º20′, 南北长 11 km, 东西宽 5.5 km, 总面积约
4 000 hm2, 除村庄、道路和农田外, 可保护草原面积
3 400 hm2(包括 133 hm2灌丛)。该区为黄土覆盖的低
山丘陵区, 海拔 1 800~2 148 m, 大部分在 2 000 m
以下。年均气温 4~6 ℃, 1 月份平均气温−14 ℃, 7
月份平均气温 22~25 ℃, 无霜期 112~137 d, 年均降
水量 400~450 mm。土壤为山地灰褐土和浅黑泸土。
保护区划分为核心区、缓冲区和试验区 3 部分: 核
心区面积 1 130 hm2, 居保护区中偏北部; 缓冲区
1 000 hm2, 在保护区南端; 试验区 1 879 hm2, 从保
护区南端起沿南、东、北 3 面围于核心区和缓冲区
之外。此外, 在保护区外还有 500 hm2的外围保护地
带 [13]。保护区植物以草原植物为主 , 包括长芒草
(Stipa bungana Trin. Ledeb)、星毛委陵菜(Potentilla
acaulis L.)、百里香(Thymus mongolicus Ronn)、铁杆
蒿(Artemisia sacrorum Ledeb.)等, 主要分布在保护
区的中心地带海拔 1 800~2 120 m的阳坡、半阳坡、
半阴坡及梁顶。
1.2 采样方法
本研究采用“时空互代”法, 分别在自然保护
区的不同区域选择植被恢复过程中不同恢复年限的
8个典型样地(表 1)。分别于 2005年 4月和 7月采集
0~20 cm和 20~40 cm两层土样, 在面积大约为 100 m×

表 1 供试样地主要植被与基本情况
Tab. 1 The geographical and vegetation information of sampling sites
恢复年限
Recovery time (a)
优势种
Dominant species
主要伴生种
Accompanying species
海拔
Elevation (m)
坡度
Slope gradient (°)
78 大针茅
Stipa grandis P. Smirn.
冷蒿 Artemisia frigida Willd.
星毛委陵菜 Potentilla acaulis L.
花苜蓿 Medicago ruthenica (Linn.) Trautv
窄裂委陵菜 Potentilla angustiloba Yu et Li
2 020




12




73 长芒草
Stipa bungana Trin. Ledeb
铁杆蒿 Artemisia sacrorum Ledeb.
百里香 Thymus mongolicus Ronn.
赖草 Leymus secalinus (Georgi) Tzvel.
二裂叶委陵菜 P. bifurca
2 040




15




58


铁杆蒿 Artemisia sacrorum
长芒草 S. bungana
阿尔泰狗娃花 Heteropappus altaicus (Willd.)
Novopokr.
百里香 T. mongolicus
2 040


10


23 百里香 Thymus mongolicus Ronn.
长芒草 S. bungana
大针茅 Stipa gradiss
铁杆蒿 A. sacrorum
二裂叶委陵菜 P. bifurca
2 040


10


15 百里香 T. mongolicus
长芒草 S. Bungana
白颖苔草 Carex rigescens (Franch.) V. Krecz
花苜蓿 Medicago ruthenica (Linn.) Trautv
糙叶黄芪 Astragalus scaberrimus Bunge
1 940


11


9

香茅草 Leymus secalinus (Georgi) Tzvel.
百里香 T. mongolicus
猪毛蒿 A. scoparia
二裂叶委陵菜 P. bifurca
1 908

10

3 猪毛蒿 Artemisia scoparia Waldst. et Kit.
二裂叶委陵菜 Potentilla bifurca L.
阿尔泰狗娃花 H. altaicus
百里香 T. mongolicus
长芒草 S. bungana.
1 940


2


CK 玉米 Maize 1 908 2
864 中国生态农业学报 2009 第 17卷


表 2 供试土壤 0~20 cm和 20~40 cm土层化学性质
Tab. 2 Characteristics of soil chemical properties in 0~20 cm and 20~40 cm layers
恢复年限
Recovery time
(a)
层次
Soil layer (cm)
有机碳
Oganic carbon
(g·kg−1)
全氮
Total N (g·kg−1)
碱解氮
Available N
(mg·kg−1)
pH
电导率
Electric conductivity (μS)
0~20 24.74 2.51 167 7.71 145.6 78

20~40 20.71 2.26 125 7.90 122.1
0~20 30.05 2.31 141 7.57 152.9 73

20~40 21.94 1.96 117 7.58 155.0
0~20 22.73 2.47 167 8.00 124.0 58

20~40 19.82 2.20 142 8.07 118.0
0~20 26.73 2.02 174 7.81 160.5 23

20~40 22.96 1.92 130 7.80 159.4
0~20 13.80 1.27 91 7.99 139.9 15

20~40 6.70 0.61 32 8.14 117.5
0~20 15.40 1.39 53 7.88 125.8 9

20~40 8.23 0.74 43 8.02 117.9
0~20 5.11 0.41 24 7.98 122.7 3

20~40 4.41 0.42 50 8.03 102.4
0~20 3.39 0.33 13 8.09 111.2 CK

20~40 4.93 0.41 26 8.07 104.7

100 m 的样地内, 采用“S”型多点采集混和样, 每
个处理两个重复, 用塑料自封袋带回实验室。供试
土壤基本理化性质见表 2。新鲜土样采回后, 过 2
mm筛, 分成两份, 一份于 4 ℃保存, 一份风干备用。
1.3 测定方法
土壤呼吸采用改进的室内密闭培养法 , 称取
50 g土样于 500 mL广口瓶中, 调节土壤含水量为田
间持水量的 50%; 将盛有 5 mL 0.1 mol·L−1 NaOH
溶液的吸收瓶小心悬挂在土壤的上方。密封广口瓶
口后于 25±1 ℃恒温培养 24 h, 然后将NaOH完全转
移于 100 mL三角瓶中, 加入 1 mol·L−1 BaCl2 2 mL
和酚酞指示剂 2滴, 用 0.05 mol·L−1的标准盐酸滴
定至红色消失。同时, 以 20 mL 蒸馏水代替土壤作
为对照, 每处理重复 3 次。土壤理化性质采用常规
分析方法。数据处理采用 EXCEL2003进行。
2 结果与分析
2.1 不同植被恢复时期的土壤呼吸强度和累积呼
吸量的变化
土壤微生物呼吸的表述有两种方式, 一种是土
壤呼吸强度 , 即单位土壤培养过程中每天产生的
CO2量, 常用 mg(CO2-C)·100g−1·d−1或者 mg(CO2-
C)·kg−1·d−1 表示。另一种是土壤累积呼吸量, 即
单位土壤培养过程中产生的 CO2随培养时间的累积
量, 常用 mg(CO2- C)·100 g−1或者 mg(CO2-C)·kg−1
表示[6]。通常主要用新鲜土样测定土壤呼吸, 但也可
用风干样预培养后测定[8−10]。植被恢复不同阶段春
季和夏季 0~20 cm与 20~40 cm土样的土壤呼吸强度
和土壤累积呼吸量分别见图 1和图 2所示。
由图 1a可以看出, 春季新鲜和风干土样中呼吸
强度的变化趋势一致, 都随着培养时间的延长逐渐
下降。培养第 1 d 的呼吸强度表现出新鲜土样明显
高于风干土样; 在培养过程中, 鲜样各天呼吸强度
的变化幅度较大, 而风干样则表现为缓慢下降, 波
动较小。不同植被恢复年限土壤呼吸强度有明显差
距, 尤其是在培养的第 1 d, 差距较明显, 基本上表
现为植被恢复 73 年最高, 然后是 78 年和 58 年, 恢
复当年(CK)最低。风干样的土壤呼吸强度随着植被
恢复年限的增加明显增加。图 1b则更加明显地显示
不同土壤间呼吸作用的区别, 新鲜土样的规律不是
很明显, 而 0~20 cm和 20~40 cm风干土样的呼吸累
积量都分为 3个明显的层次: 植被恢复 78年、73年
和 58年较高, 其次是 23年、15年和 7年, 3年和恢
复当年较低(CK)。
夏季土样微生物呼吸强度在培养过程中的变化
趋势与春季土样相同(图 2a)。鲜样的土壤呼吸强度
在培养第１d明显高于风干样; 0~20 cm土层明显高
于 20~40 cm。新鲜土样的呼吸强度在培养的前 3 d
明显直线下降, 而后又有所回升, 培养 7 d后趋于稳
定; 风干样则除第 2 d明显下降外, 其余时间都呈缓
慢下降趋势, 并且上下两层都在培养的第 9 d 基本
趋于稳定。第 1 d 的呼吸强度基本上都表现为植被
恢复 23 年值最高, 然后是 15 年、58 年或 78 年与
73年, 3年或恢复当年(CK)值最小。累积呼吸量一定
程度上表现为随着植被恢复年限的增加而升高(图
第 5期 黄懿梅等: 黄土丘陵区土壤基础呼吸对草地植被恢复的响应及其影响因素 865



图 1 不同植被恢复时间春季 0~20 cm(A、B)和 20~40 cm(C、D)土层新鲜土样(A、C)和风干土样(B、D)
培养测定的呼吸强度(a)与累积呼吸量(b)的变化
Fig. 1 Changes of equivalent daily respiration (a) and cumulative respiration (b) during the incubation of fresh soil( A, C),
air-dried soil (B, D) 0~20 cm (A, B), 20~40 cm (C, D) deep sampled at spring at different vegetation recovery times

2b)。0~20 cm土壤鲜样测定值由高到低依次为 15 a>
9 a>23 a>78 a>58 a>73 a>3 a>0 a(CK), 风干样则为
78 a> 23 a>15 a>58 a>73 a>9 a>3 a>0 a(CK), 规律不
完全一致。20~40 cm鲜样和风干样测定值都表现为
58年或 23年最高, 其次是 73年、78年, 然后是 15
年和 9年, 最小的是 3年和恢复当年。可以看出, 用
呼吸强度和累积呼吸量表示土壤呼吸各有优势, 呼
吸强度可以反映培养过程中微生物活性的动态变化,
而累积呼吸量能更直观地反映不同土壤间微生物活
性的差异。
2.2 土壤呼吸强度对不同植被恢复阶段的响应
由图 3A、B 可以看出, 春季土壤呼吸强度基本
上随着植被恢复年限的增加上升, 特别是在植被恢
复的前 15年, 呼吸强度增加明显, 而后缓慢增加, 并
且在植被恢复 70 年左右达到峰值, 然后有下降趋势,
或趋于稳定。风干样测定的呼吸强度与植被恢复时
间的线性相关性更显著, 特别是 20~40 cm土层的呼
吸强度随植被恢复年限的增加呈线性升高。
在植被恢复的前 23年, 夏季土壤呼吸强度随着
植被恢复时间的增加明显上升, 而后缓慢下降, 70
年后又缓慢上升(图 3C、D)。0~20 cm土层的土壤呼
吸强度(1 d)与植被封育时间的对数相关关系很弱;
20~40 cm土层中, 风干样测定的土壤呼吸强度随植
被恢复时间增加呈较明显对数增加。
2.3 培养时间对土壤呼吸强度测定结果的影响
土壤基础呼吸常用培养 24 h的测定值表示, 也

866 中国生态农业学报 2009 第 17卷



图 2 不同植被恢复时间夏季 0~20 cm(A、B)和 20~40 cm(C、D)土层新鲜土样(A、C)和风干土样(B、D)
培养测定的呼吸强度(a)与累积呼吸量(b)的变化
Fig. 2 Changes of equivalent daily respiration (a) and cumulative respiration (b) during the incubation of fresh soil( A, C),
air-dried soil (B, D) 0~20 cm (A, B), 20~40 cm (C, D) deep sampled at summer at different vegetation recovery times

有采用培养 3 d [8, 9]和 7 d[14], 或者培养 10 d [11]或更
长时间[12]的测定值表示。比较培养 1 d、3 d和 7 d
的春季土壤基础呼吸强度的平均值与植被恢复时期
的相关性发现, 新鲜土样的呼吸强度随植被恢复年
限增加而升高的线性相关系数在 0~20 cm 和 20~40
cm层次都表现为 1 d、3 d、7 d依次递减, 0~20 cm土
层的 r值分别为 0.802 7**、0.686 6**、0.626 8**, 20~40
cm土层的 r值分别为 0.604 0*、0.463 9*、0.286 7。风
干土样 0~20 cm 土层的变化规律同上, r 值分别为
0.866 0**、0.752 6**、0.749 3**, 而 20~40 cm土层
却表现为随着 1 d、3 d、7 d依次增加, r值分别为
0.879 3**、0.920 0**、0.972 7**。
夏季鲜样的呼吸强度与植被恢复时间的线性相
关系数都是 3 d最大, 0~20 cm和 20~40 cm土层分别
为 0.268 3和 0.529 6*。风干样的呼吸强度随着植被
恢复时间的增加有较明显升高 , 线性相关系数在
0~20 cm土层表现为 1 d、3 d、7 d依次增大, 分别
为 0.371 2、0.455 4*、0.553 9*; 而在 20~40 cm土层
则表现为依次减小, 分别为 0.794 1**、0.757 8**、
0.684 4**。可见, 培养 24 h 所测得的呼吸强度基
本上都随植被恢复时间的延长而呈显著线性增加趋
势 , 能更好地反映植被恢复对土壤微生物活性的
影响。
2.4 采样季节和土样状态对土壤微生物呼吸的影响
由表 3 可以看出, 春夏两个季节新鲜样和风干
样测定的平均呼吸强度基本上呈显著正相关关系。
其中, 0~20 cm土层用培养 3 d的平均结果表示相关
性最高; 其次是培养 1 d的结果; 而在 20~40 cm土
第 5期 黄懿梅等: 黄土丘陵区土壤基础呼吸对草地植被恢复的响应及其影响因素 867



图 3 春季(A、B)和夏季(C、D)采集的 0~20 cm、20~40 cm新鲜土样(A、C)和风干土样(B、D)的
平均呼吸强度随植被恢复年限的变化
Fig. 3 Changes of equivalent respiration in fresh soil (A, C), air-dried soil (B, D) 0~20 cm, 20~40 cm
deep sampled at spring (A, B) , summer (C, D) with different vegetation recovery time

表 3 不同季节鲜样与风干样平均呼吸强度之间的相关系数(n =8)
Tab. 3 Correlations of the equivalent respirations between fresh and air-dried samples at different seasons
采样季节/样品状态
Sampling time/sample condition
土样层次
Soil depth (cm)
培养 1 d
Incubation for 1 day
培养 3 d
Incubation for 3 day
培养 7 d
Incubation for 7 day
0~20 0.804 3** 0.886 7** 0.806 8** 春季
Spring 20~40 0.607 5** 0.391 9 0.223 5
0~20 0.911 5** 0.947 4** 0.754 9**
新鲜样与风干样
Fresh sample and
air-dried sample



夏季
Summer 20~40 0.568 6* 0.675 5** 0.820 1**
0~20 0.274 2 0.476 4* 0.428 2 新鲜样
Fresh sample 20~40 −0.260 9 0.001 1 0.384 9
0~20 0.487 1* 0.461 6* 0.640 2**
春季与夏季样品
Samples in spring
and summer



风干样
Air-dried sample 20~40 0.492 4* 0.601 1* 0.565 8*

层中, 两个季节表现不一致。总之, 鲜样与风干样对
呼吸强度的影响并不大, 用风干样也可以得到土壤
呼吸强度的相同变化趋势。风干土样通过预培养后
测定的土壤基础呼吸能够更加稳定地反映不同土壤
之间的区别。
春季和夏季土壤平均呼吸强度相关性不明显 ,
用风干样培养 7 d或 3 d测定的平均值相关性相对较
高。同样的土壤, 在不同季节采集测定, 变化趋势明
显不同, 说明采样季节对测定呼吸强度有着较大影
响。有人认为这主要与不同季节土壤中水分含量不
同有关 [15], 但植被的生长状况也不可忽视, 春季植
被还没有完全成长好, 而夏季植被生长旺盛, 根系
的影响较大[16,17]。可见, 春季土样能更好地反映土壤
微生物活性的变化, 风干土培养 3 d 的平均呼吸强
度能更准确地反映土壤微生物活性。
3 讨论
一般而言, 土壤微生物呼吸能有效地指示土壤
微生物的活性, 在土壤质量健康中占有重要地位[18],
是评价土壤质量的关键指标[19,20]。在植被恢复的不
同阶段, 土壤微生物呼吸明显不同, 且表现出呼吸
强度随着植被恢复年限的增加以对数关系增加。说
明随着植被封育时间的延长, 土壤微生物总的活性
有增加的趋势, 这与蒋平安等[21]的研究结果一致。
植被恢复对土壤微生物活性的改变主要与植物根系
分泌物中提供的可利用碳含量有关, 也受微生物对
营养物质的矿化和固定作用的净平衡影响[22]。草地
植被自然恢复过程中, 由于植被覆盖度和返还土壤
的植被量的逐渐增大以及植物根系的变化, 使土壤
微生物活性逐渐得到改善。
868 中国生态农业学报 2009 第 17卷


表 4 不同季节与土样状态的基础呼吸与土壤化学性质之间的相关系数(n=8)
Tab. 4 Correlations between the soil basal respiration and soil chemical properties in fresh and air-dried samples in different seasons
采样季节
Sampling
time
样品状态
Sample condition
土层
Soil depth
(cm)
有机碳
Organic carbon
全氮
Total N
碱解氮
Alkali-
hydrolysis N
pH
电导率
Electric conduc-
tivity
0~20 0.850 3** 0.730 8** 0.641 3** −0.820 6** 0.722 2** 鲜样
Fresh sample 20~40 0.173 9 0.235 8 0.076 5 0.021 5 0.119 6
0~20 0.834 6** 0.732 2** 0.603 6* −0.934 7** 0.702 9**
春季
Spring
风干样
Air-dried sample 20~40 0.674 7** 0.812 0** 0.715 1** −0.285 2 0.156 8
0~20 0.637 3** 0.647 1** 0.654 4** −0.299 4 0.602 7 鲜样
Fresh sample 20~40 0.715 5** 0.749 6** 0.741 2** −0.241 5 0.385 0
0~20 0.740 0** 0.755 0** 0.786 2** −0.460 5 0.743 8**
夏季
Summer
风干样
Air-dried sample 20~40 0.992 2** 0.946 7** 0.949 8** −0.709 1** 0.824 9**

Wang 等 [14]认为在合适的温度和水分条件下 ,
土壤基础呼吸更多地取决于基质的利用性; Salifou
等[16]发现最高的基础呼吸是由较高的有机碳和氮投
入得到的; Teklay 等[23]认为限制微生物活性的因素
依次是可利用有机碳、氮和磷; Ludwig等[24]则发现
草地生态系统主要受氮素的限制。对两个季节鲜样
与风干样测定的土壤基础呼吸与土壤化学性质进行
相关分析(表 4)表明, 土壤基础呼吸几乎与土壤有机
碳、全氮和碱解氮都呈极显著正相关关系, 其中有
机碳的影响最明显, 其次是全氮。与 pH值似乎有负
相关关系, 电导率也有一定影响。说明土壤性质是
相互影响的, 土壤理化性质的改变必然会影响土壤
微生物的生长和代谢。
总体上, 土壤基础呼吸的风干样测定结果与土
壤化学性质的相关系数较鲜样高, 说明风干样在反
映土壤微生物活性时, 较新鲜土样更加稳定, 可能
与新鲜土样受植物根系的影响更大有关。另外, 不
同季节土壤基础呼吸与土壤化学性质间的相关性也
有所不同, 说明随着植物生长季节及植物群落的不
同, 土壤呼吸作用强度有很大差异。
4 结论
土壤基础呼吸可一定程度上反映植被恢复对土
壤微生物活性的影响, 土壤呼吸强度随着植被恢复
年限的增加呈对数增加趋势。与呼吸强度相比, 累
积呼吸量可更直观地反映不同土壤的微生物活性。
风干土样可以通过预培养后测定土壤的呼吸作用 ,
能够更加稳定地反映不同土壤之间的差别。采样季
节对测定呼吸强度有着较大影响, 春季土样能更好
地反映土壤微生物活性的变化。培养 1 d 所测得的
呼吸强度能更好地反映植被恢复对土壤微生物活性
的影响; 风干土培养 3 d 的平均呼吸强度能更准确
地反映土壤微生物活性。土壤有机质和全氮含量与
土壤基础呼吸密切相关。
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