全 文 ：滨海湿地植物芦苇可培养内生真菌的多样性
李海林１，２　 马　 斌１　 张晓黎１　 张倩倩１　 郭晓红１，２　 范德朋３　 龚　 骏１∗
（ １中国科学院烟台海岸带研究所微型生物生态与物质循环实验室， 山东烟台 ２６４００３； ２中国科学院大学， 北京 １０００４９； ３佛山
市碧沃丰生物科技股份有限公司， 广东佛山 ５２８２００）
摘　 要　 内生真菌在植物生长以及抵御环境胁迫过程中起着非常重要的生态作用．本研究从
黄河三角洲滨海湿地 １３５０ 个芦苇组织切片中分离得到 ３１８ 株内生真菌，通过对 ｒＤＮＡ ＩＴＳ 的
分型、测序及系统进化分析，研究了该地区芦苇植株根、茎、叶中可培养内生真菌的种类组成
及在不同盐度、不同组织中的分布情况．根据序列相似性（以 ９８％为阈值），共获得 １２ 个真菌
分类操作单元（ＯＴＵｓ） ．在门级分类水平上，子囊菌门为绝对优势菌群， 在各组织和站位中均
有分布．芦苇根组织中分离得到的内生真菌 ＯＴＵ 数相对较多，叶组织和茎组织中分离到的
ＯＴＵ数相同，且叶中的 ＯＴＵ在根中均存在．潮上区（低盐区）内生真菌 ＯＴＵ 数最多，高潮区次
之．根中可培养内生真菌的丰富度和多样性指数最高，叶中多样性最低；潮上区丰富度最高，
中潮区多样性最高．尽管不同盐度梯度及不同芦苇组织中都有其特异的菌株，但总体看，土壤
盐度及不同组织对可培养内生真菌的种类组成的影响并不显著（ＡＮＯＳＩＭ，Ｐ＞０．０５） ．链格孢属
是所有样品共有的优势菌．
关键词　 滨海湿地； 芦苇； 内生真菌； 盐度胁迫
Ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ ｃｕｌｔｕｒａｂｌｅ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｉ ｏｆ ｃｏｍｍｏｎ ｒｅｅｄ （Ｐｈｒａｇｍｉｔｅｓ ａｕｓｔｒａｌｉｓ） ｉｎ ｃｏａｓｔａｌ
ｗｅｔｌａｎｄ． ＬＩ Ｈａｉ⁃ｌｉｎ１，２， ＭＡ Ｂｉｎ１， ＺＨＡＮＧ Ｘｉａｏ⁃ｌｉ１， ＺＨＡＮＧ Ｑｉａｎ⁃ｑｉａｎ１， ＧＵＯ Ｘｉａｏ⁃ｈｏｎｇ１，２， ＦＡＮ
Ｄｅ⁃ｐｅｎｇ３， ＧＯＮＧ Ｊｕｎ１∗ （ １Ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ ｏｆ Ｃｏａｓｔａｌ Ｍｉｃｒｏｂｉａｌ Ｅｃｏｌｏｇｙ ａｎｄ Ｍａｔｔｅｒ Ｃｙｃｌｅｓ， Ｙａｎｔａｉ Ｉｎｓｔｉ⁃
ｔｕｔｅ ｏｆ Ｃｏａｓｔａｌ Ｚｏｎｅ Ｒｅｓｅａｒｃｈ， Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ， Ｙａｎｔａｉ ２６４００３， Ｓｈａｎｄｏｎｇ， Ｃｈｉｎａ； ２
Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ， Ｂｅｉｊｉｎｇ １０００４９， Ｃｈｉｎａ； ３Ｆｏｓｈａｎ Ｂｉｏ⁃Ｆｏｒｍ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ
Ｃｏ．， Ｌｔｄ．， Ｆｏｓｈａｎ ５２８２００， Ｇｕａｎｇｄｏｎｇ， Ｃｈｉｎａ） ．
Ａｂｓｔｒａｃｔ： Ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｉ ｐｌａｙ ａｎ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｅｃｏｌｏｇｉｃａｌ ｒｏｌｅ ｉｎ ｐｒｏｍｏｔｉｎｇ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ａｌｌｅｖｉａｔｉｎｇ
ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ｓｔｒｅｓｓ ｏｆ ｈｏｓｔ ｐｌａｎｔｓ． Ｉｎ ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙ， ｗｅ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅｄ ｔｈｅ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎｄ ｃｏｍｍｕｎｉｔｙ ｃｏｍ⁃
ｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｉ ｉｓｏｌａｔｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｃｏｍｍｏｎ ｒｅｅｄ ｉｎ ｗｅｔｌａｎｄｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｙｅｌｌｏｗ Ｒｉｖｅｒ Ｄｅｌｔａ． Ａ
ｔｏｔａｌ ｏｆ ３１８ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇａｌ ｉｓｏｌａｔｅｓ ｗｅｒｅ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｆｒｏｍ １３５０ ｔｉｓｓｕｅ （ｌｅａｆ， ｓｔｅｍ， ａｎｄ ｒｏｏｔ） ｆｒａｇ⁃
ｍｅｎｔｓ ａｎｄ ｆｒｏｍ ｔｈｒｅｅ ｔｉｄａｌ ｚｏｎｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｓｏｉｌ ｓａｌｉｎｉｔｙ ｌｅｖｅｌｓ． ｒＤＮＡ ＩＴＳ ｒｅｇｉｏｎｓ ｏｆ ｔｈｅｓｅ ｉｓｏｌａｔｅｓ
ｗｅｒｅ ＰＣＲ ａｍｐｌｉｆｉｅｄ， ｓｅｑｕｅｎｃｅｄ， ａｎｄ ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ ａｎａｌｙｚｅｄ． Ａｌｌ ｔｈｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｗｅｒｅ ｄｉｖｉｄｅｄ ｉｎ⁃
ｔｏ １２ ｏｐｅｒａｔｉｏｎａｌ ｔａｘｏｎｏｍｉｃ ｕｎｉｔｓ （ＯＴＵｓ） ａｔ ｔｈｅ ９８％ ｓｉｍｉｌａｒｉｔｙ ｔｈｒｅｓｈｏｌｄ． Ａｓｃｏｍｙｃｏｔａ ｗａｓ ｆｏｕｎｄ ｔｏ
ｂｅ ｔｈｅ ｍｏｓｔ ａｂｕｎｄａｎｔ ｆｌｏｒａ ａｔ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ｔｈｅ ｐｈｙｌｕｍ ａｎｄ ｄｉｓｔｒｉｂｕｔｅｄ ｉｎ ａｌｌ ｔｉｓｓｕｅｓ ａｎｄ ｓｉｔｅｓ． Ｔｈｅｒｅ
ｗｅｒｅ ｇｅｎｅｒａｌｌｙ ｒｉｃｈｅｒ ＯＴＵｓ ｉｎ ｒｏｏｔｓ ｔｈａｎ ｉｎ ｌｅａｖｅｓ ａｎｄ ｓｔｅｍｓ， ａｎｄ ｌｅａｖｅｓ ａｎｄ ｓｔｅｍｓ ｓｈａｒｅｄ ｔｈｅ ｓａｍｅ
ＯＴＵ ｎｕｍｂｅｒｓ． Ａｌｌ ｔｈｅ ＯＴＵｓ ｒｅｔｒｉｅｖｅｄ ｆｒｏｍ ｌｅａｖｅｓ ａｐｐｅａｒｅｄ ｉｎ ｒｏｏｔｓ． Ｔｈｅ ｓｕｐｒａ ｔｉｄｅ （ ｌｏｗ ｓａｌｉｎｉｔｙ
ｚｏｎｅ） ｈａｄ ｔｈｅ ｍｏｓｔ ＯＴＵｓ ａｍｏｎｇ ｔｈｅ ｔｈｒｅｅ ｓａｍｐｌｉｎｇ ｓｉｔｅｓ， ｆｏｌｌｏｗｅｄ ｂｙ ｈｉｇｈ ｔｉｄｅ． Ｆｕｒｔｈｅｒｍｏｒｅ， ｔｈｅ
ｒｏｏｔｓ ｈａｄ ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｓｔ ｒｉｃｈｎｅｓｓ ａｎｄ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ， ｗｈｅｒｅａｓ ｔｈｅ ｌｅａｖｅｓ ｈａｄ ｔｈｅ ｌｏｗｅｓｔ； ｓｕｐｒａ ｔｉｄｅ ｈｅｌｄ ｔｈｅ
ｈｉｇｈｅｓｔ ｒｉｃｈｎｅｓｓ， ａｎｄ ｔｈｅ ｍｉｄｄｌｅ ｔｉｄｅ ｈａｄ ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｓｔ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ． Ａｌｔｈｏｕｇｈ ｕｎｉｑｕｅ ＯＴＵｓ ｃｏｕｌｄ ｂｅ
ｆｏｕｎｄ ｉｎ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｔｉｓｓｕｅｓ ａｎｄ ｔｉｄａｌ ｚｏｎｅｓ ｏｆ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｓａｌｉｎｉｔｙ， ｔｈｅ ｃｏｍｍｕｎｉｔｉｅｓ ｏｆ ｃｕｌｔｕｒａｂｌｅ ｅｎｄｏ⁃
ｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｉ ｗｅｒｅ ｎｏｔ ｓｕｂｓｔａｎｔｉａｌｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ａｍｏｎｇ ｔｉｓｓｕｅｓ ｏｒ ｔｉｄａｌ ｚｏｎｅｓ （ＡＮＯＳＩＭ， Ｐ ＞ ０． ０５）．
Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ ｓｐ． ｗａｓ ｔｈｅ ｓｈａｒｅｄ ｄｏｍｉｎａｎｔ ｔａｘａ ａｍｏｎｇ ａｌｌ ｓａｍｐｌｅｓ．
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ： ｃｏａｓｔａｌ ｗｅｔｌａｎｄ； Ｐｈｒａｇｍｉｔｅｓ ａｕｓｔｒａｌｉｓ； ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｉ； ｓａｌｔ ｓｔｒｅｓｓ．
本文由国家自然科学基金青年基金项目（４１３０１３３３）、烟台市科技发展计划项目（２０１４ＺＨ０７３，２０１５ＺＨ０７４）和烟台市双百人才计划项目资助
Ｔｈｉｓ ｗｏｒｋ ｗａｓ ｓｕｐｐｏｒｔｅｄ ｂｙ ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ｎａｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅ Ｆｏｕｎｄａｔｉｏｎ ｏｆ Ｃｈｉｎａ （４１３０１３３３）， ｔｈｅ Ｓｃｉｅｎｃｅ ａｎｄ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ Ｐｒｏｇｒａｍ ｏｆ Ｙａｎｔａｉ
（２０１４ＺＨ０７３ ａｎｄ ２０１５ＺＨ０７４）， ａｎｄ ｔｈｅ Ｙａｎｔａｉ Ｄｏｕｂｌｅ Ｈｕｎｄｒｅｄ Ｔａｌｅｎｔ Ｐｌａｎ．
２０１５⁃１１⁃２５ Ｒｅｃｅｉｖｅｄ， ２０１６⁃０４⁃０７ Ａｃｃｅｐｔｅｄ．
∗通讯作者 Ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｉｎｇ ａｕｔｈｏｒ． Ｅ⁃ｍａｉｌ： ｊｇｏｎｇ＠ ｙｉｃ．ａｃ．ｃｎ
应 用 生 态 学 报　 ２０１６年 ７月　 第 ２７卷　 第 ７期　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 ｈｔｔｐ： ／ ／ ｗｗｗ．ｃｊａｅ．ｎｅｔ
Ｃｈｉｎｅｓｅ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ａｐｐｌｉｅｄ Ｅｃｏｌｏｇｙ， Ｊｕｌ． ２０１６， ２７（７）： ２０６６－２０７４　 　 　 　 　 　 　 　 　 ＤＯＩ： １０．１３２８７ ／ ｊ．１００１－９３３２．２０１６０７．０１４
　 　 定植在植物组织中的内生真菌对宿主植物没有
明显的致病性［１］，反而可能增强宿主植物从周围环
境中获取营养物质的能力从而促进植物生长［２］、提
高宿主对温度变化、干旱的抵抗能力［３－４］，以及防御
草食性动物的啃食［５－６］ ．内生真菌也产生多种次生代
谢产物［７－９］，因此其物种多样性也越来越受到重视．
研究发现，内生真菌群落结构受宿主植物内、外环境
的影响．例如，不同的生长阶段，紫荆花（Ｂａｕｈｉｎｉａ
ｂｒｅｖｉｐｅｓ）和皇冠花（Ｃａｌｏｔｒｏｐｉｓ ｐｒｏｃｅｒａ）叶中的真菌群
落会有变化［１０－１１］；温度和降水也能够改变植物内生
菌的群落结构［１２］ ．Ｓａｂｚａｌｉａｎ 等［１３］发现，高羊茅（Ｆｅｓ⁃
ｔｕｃａ ａｒｕｎｄｉｎａｃｅａ）和牛尾草（Ｆｅｓｔｕｃａ ｅｌａｔｉｏｒ）中的内
生真菌 Ｎｅｏｔｙｐｈｏｄｉｕｍ ｓｐｐ．可以有效地帮助宿主抵御
盐度胁迫，这暗示内生真菌群落也可能与植物的耐
盐能力有关．滨海湿地土壤通常在盐度、含水量上存
在明显的梯度，陆到海断面上可以划分为不同的类
型．然而，湿地植物组织中的内生真菌多样性及种类
组成与土壤类型的关系还不清楚．
芦苇（Ｐｈｒａｇｍｉｔｅｓ ａｕｓｔｒａｌｉｓ）是滨海湿地一种常
见的优势盐生植物．其耐盐机制不同于大多数其他
植物，它是通过把 Ｎａ＋从茎向下运输到根来维持一
个相对恒定的渗透势［１４］ ．在黄河三角洲滨海湿地，
从海到陆的梯度上，中潮区在每次涨潮时通常被淹
没，高潮区淹没频率比中潮区要低，潮上区只有在雨
季被淹没，一般不受潮汐的影响．本研究以黄河三角
洲滨海湿地优势植物芦苇为研究对象，分析了芦苇
不同组织中可培养内生真菌群落在不同潮区间的变
化情况．
１　 材料与方法
１􀆰 １　 样品采集
２０１２年 ５ 月在山东省黄河三角洲东营市滨海
湿地采集植物样品（图 １）．从海至陆的梯度方向上
设置 ３ 个采样点：ＭＴ 点位于潮间带的中潮区，ＨＴ
点位于高潮区，ＳＴ 点位于潮上区，盐度分别为 ５．２、
２．１和 ０．９．每个采样点随机选取 １０ 棵含有完整根、
茎、叶组织的芦苇植株，置于无菌塑料袋中，并置于
冰上 ２４ ｈ内运送到实验室处理．
１􀆰 ２　 样品处理
将芦苇的根、茎、叶用自来水洗净，切成 １０ ｍｍ×
１０ ｍｍ大小的片段．表面消毒过程如下：将组织片段
浸于 ９５％乙醇中 ３０ ｓ，转移至无菌水中冲洗 ３次；再
于 ０．５２５％ＮａＯＣｌ 溶液中浸泡 ２ ｍｉｎ，无菌水清洗 ２
次；然后用７０％乙醇浸泡２ ｍｉｎ，最后用无菌水清洗
图 １　 黄河三角洲滨海湿地芦苇样品采集站位
Ｆｉｇ．１　 Ｌｏｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｓａｍｐｌｉｎｇ ｓｉｔｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏａｓｔａｌ ｗｅｔｌａｎｄ ｏｆ
ｔｈｅ Ｙｅｌｌｏｗ Ｒｉｖｅｒ Ｄｅｌｔａ．
ＭＴ： 中潮区 Ｍｉｄｄｌｅ ｔｉｄｅ ｚｏｎｅ； ＨＴ： 高潮区 Ｈｉｇｈ ｔｉｄｅ ｚｏｎｅ； ＳＴ： 潮上
区 Ｓｕｐｒａ ｔｉｄｅ ｚｏｎｅ． 下同 Ｔｈｅ ｓａｍｅ ｂｅｌｏｗ．
３次， 使用无菌滤纸吸干植物组织表面的水分．取表
面消毒的芦苇组织，于 ＰＤＡ培养基表面放置 ３０ ｓ后
移除，培养 ３ ～ ４ ｄ 后，观察培养基状况，以验证表面
消毒的效率．无菌丝出现，表明表面消毒彻底．
１􀆰 ３　 内生真菌的分离、培养与纯化
将已表面彻底消毒的样品剪成 ５ ｍｍ×５ ｍｍ×
１ ｍｍ的组织块，植于 ２％的 ＰＤＡ 双抗培养基平板
上［１５］ ．培养基成分及配制：马铃薯 ２００ ｇ·Ｌ－１，葡萄
糖 ２０ ｇ· Ｌ－１，琼脂 １５ ｇ· Ｌ－１，灭菌后加入 １５０
μｇ·ｍＬ－１青霉素钾和 １２０ μｇ·ｍＬ－１链霉素（ Ｓｏｌａｒ⁃
ｂｉｏ， 中国）以抑制细菌生长．将每个站点 ３种不同的
芦苇组织（根、茎、叶）各做 ３ 个重复，每个重复分离
５个平板，每个平板上放置 １０ 个组织块，共分离
１３５０个组织块．置于 ２５ ℃恒温培养箱中避光培养
３～５ ｄ，待组织周围出现菌丝时，用接种针挑出菌丝
并接入新的 ＰＤＡ培养基平板，纯化培养 ２ ～ ３ 次，得
到纯化菌株，并分别编号．
１􀆰 ４　 ＤＮＡ的提取与 ＰＣＲ扩增
待菌落长至直径 ４ ｃｍ 大小，用无菌刮刀取 ０．５
ｇ菌体置于提前预冷的研钵中，加液氮研磨．真菌基
因组 ＤＮＡ 的提取与纯化使用溴化十六烷基三甲基
铵（ＣＴＡＢ）方法［１６］ ．将获得的 ＤＮＡ 重新溶解于 ＴＥ
缓冲液中，用微量紫外分光光度计 （ ＮａｎｏＤｒｏｐ
２０００ｃ，Ｔｈｅｒｍｏ，美国）对 ＤＮＡ 的浓度和纯度进行测
定．ＤＮＡ于－８０ ℃保存．
以获得的真菌菌株基因组 ＤＮＡ为模板，利用真
菌通用引物 ＩＴＳ１ （ ５′⁃ＴＣＣＧＴＡＧＧＴＧＡＡＣＣＴＧＣＧＧ⁃
３） ［１７］和 ＬＲ３（５′⁃ＣＣＧＴＧＴＴＴＣＡＡＧＡＣＧＧＧ⁃３′） ［１７］扩
增包含真菌 ＩＴＳ、５．８Ｓ 及部分 ２８Ｓ ｒＤＮＡ 的 ＤＮＡ 片
７６０２７期　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 李海林等： 滨海湿地植物芦苇可培养内生真菌的多样性　 　 　 　 　
段（长度约 ５５０ ｂｐ）． ＰＣＲ 体系为 ２５ μＬ，含模板
２０ ｎｇ，１０ ×ＰＣＲ 缓冲液 ２． ５ μＬ，ｄＮＴＰｓ 混合物 ２００
μｍｏｌ·Ｌ－１， ＩＴＳ１、 ＬＲ３ ０．２５ μｍｏｌ · Ｌ－１， ＭｇＣｌ２
２ ｍｍｏｌ·Ｌ－１，Ｔａｑ ＤＮＡ 聚合酶 １．５ Ｕ，去离子水 １８
μＬ．ＰＣＲ程序为：９５ ℃预变性 ７ ｍｉｎ，９４ ℃变性 ４５ ｓ，
５５ ℃退火 ４５ ｓ，７２ ℃延伸 １ ｍｉｎ，共 ３５ 循环，最后
７２ ℃延伸 ７ ｍｉｎ．
１􀆰 ５　 测序及系统发育树的构建
ＰＣＲ扩增产物通过 １．５％的琼脂糖凝胶电泳检
测，并通过 ＴＩＡＮＧｅｌ（ＴＩＡＮＧＥＮ，中国）凝胶回收纯化
试剂盒纯化回收，送上海生工生物工程股份有限公
司进行测序．获得的序列利用 Ｂｅｌｌｅｒｏｐｈｏｎ 工具检测
嵌合体序列［１８］，去除嵌合体序列后，通过 ＢｉｏＥｄｉｔ 软
件中的 ＣｌｕｓｔａｌＷ进行多重序列比对，并利用 Ｍｏｔｈｕｒ
软件的 Ｆｕｒｔｈｅｓｔ Ｎｅｉｇｈｂｏｒ原则及 ０．０２ 差异水平下划
分可 操 作 分 类 单 元 （ ｏｐｅｒａｔｉｏｎ ｔａｘｏｎｏｍｉｃ ｕｎｉｔ，
ＯＴＵ） ［１９］ ．选取每个 ＯＴＵ的代表序列，在 ＧｅｎＢａｎｋ数
据库中用 ＢＬＡＳＴ 程序搜索序列相似性最高的同源
序列，利用 Ｊｕｋｅｓ⁃Ｃａｎｔｏｒ 模型计算遗传距离，选择连
接法（Ｎｅｉｇｈｂｏｒ⁃ｊｏｉｎｉｎｇ，ＮＪ）在 ＭＥＧＡ ５．０５ 中构建系
统进化树．将获得的核酸序列提交至 Ｇｅｎｂａｎｋ 数据
库， 获 得 相 应 的 基 因 登 录 号 （ ＫＵ２５８６４０ －
ＫＵ２５８８０６）．
１􀆰 ６　 数据处理与统计分析
基于包含各 ＯＴＵ相对丰度的二维矩阵，利用生
物多样性在线计算网站 （ ｈｔｔｐ： ／ ／ ｗｗｗ． ｃｈａｎｇｂｉｏ⁃
ｓｃｉｅｎｃｅ．ｃｏｍ ／ ）计算芦苇内生真菌的 Ｓｈａｎｎｏｎ 指数
（Ｈ）、Ｓｉｍｐｓｏｎ指数（Ｄ）和丰富度指数．利用 ＰＲＩＭＥＲ
６．０（ＰＲＩＭＥＲ⁃Ｅ， 英国）软件包中的非计量多维尺度
转换排序（ＭＤＳ）工具对芦苇内生真菌的群落结构
进行排序［２０］，并利用 ＡＮＯＳＩＭ检验盐度及不同组织
对芦苇内生真菌群落结构的影响是否显著．胁强系
数（Ｓｔｒｅｓｓ）表征 ＭＤＳ 排序的可靠性：Ｓｔｒｅｓｓ＜０．０５为
极好；＜０．１为较好；＜０．２为一般；＞０．３为较差［２０］ ．
２　 结果与分析
２􀆰 １　 芦苇可培养内生真菌的种类
从 ３个盐度梯度位点采集的芦苇样本经培养纯
化，共分离获得 ３１８ 株内生真菌纯培养物．依据菌
落、菌丝形态和产孢结构共分为 ８７ 类，每一类随机
送测 １～２株代表菌种，共获得 １６７ 条 ＩＴＳ⁃２８Ｓ ｒＤＮＡ
序列．依据 ９８％的序列相似度，共分为 １２个 ＯＴＵ（图
２）．除 ＯＴＵ９的序列属于担子菌门（Ｂａｓｉｄｉｏｍｙｃｏｔａ）之
外，其余 １１ 个 ＯＴＵ 均隶属于子囊菌门（Ａｓｃｏｍｙｃｏ⁃
ｔａ）中的两个纲：座囊菌纲 （ Ｄｏｔｈｉｄｅｏｍｙｃｅｔｅｓ，包括
ＯＴＵ１、ＯＴＵ３、ＯＴＵ１０ ～ １２）与粪壳菌纲（ Ｓｏｒｄａｒｉｏｍｙ⁃
ｃｅｔｅｓ，包括 ＯＴＵ２、ＯＴＵ４ ～ ８）．基于 ＩＴＳ⁃２８Ｓ ｒＤＮＡ 的
系统发育树显示：ＯＴＵ１与 ＯＴＵ１０形成两个分支，但
均与链格孢属的交链格孢菌（Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ ａｌｔｅｒｎａｔａ）、
细极链格孢菌（Ａ． ｔｅｎｕｉｓｓｉｍａ）、Ａ． ｃｈｌａｍｙｄｏｓｐｏｒｉｇｅｎａ
等聚在一起（置信值 ９９％），而且它们之间的序列相
似性也高达 ９９％～１００％（表 １），表明这两个基因型
可能代表链格孢属的两个不同种．ＯＴＵ３、ＯＴＵ１２ 分
别与 Ｐｈｏｍａ ａｎｉｇｏｚａｎｔｈｉ、Ｐ． ｂｅｔａｅ 聚在一起，表明这
两个基因型都属于茎点霉属（Ｐｈｏｍａ）．ＯＴＵ１１ 从进
化关系上，应该为腔菌目（ Ｐｌｅｏｓｐｏｒａｌｅｓ）中某个属．
ＯＴＵ２、ＯＴＵ４、 ＯＴＵ６ 和 ＯＴＵ７ 分别与层生镰刀菌
（Ｆｕｓａｒｉｕｍ ｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｕｍ）、Ｆ． ｉｎｃａｒｎａｔｕｍ 聚在一起，序
列相似性 ９９％～１００％，表明它们均隶属于镰刀菌属
（Ｆｕｓａｒｉｕｍ）．ＯＴＵ６、ＯＴＵ７ 与 ＮＣＢＩ 中已有序列相似
性约 ９５％ ～ ９６％．另外，ＯＴＵ５ 与 Ｐｏｄｏｓｐｏｒａ ｃｏｃｈｌｅａｒｉ⁃
ｆｏｒｍｉｓ及 Ｐ． ｂｉｃｏｌｏｒ 聚在一起，序列相似性 ９８％ ～
１００％；ＯＴＵ８ 与管释单孢囊菌 （Ｍｏｎｏｓｐｏｒａｓｃｕｓ ｃａｎ⁃
ｎｏｎｂａｌｌｕｓ）的序列高度相似（９８％），并与拟弯孢单孢
囊菌（Ｍ． ｅｕｔｙｐｏｉｄｅｓ）聚在一起，表明其隶属于单胞
囊菌属（Ｍｏｎｏｓｐｏｒａｓｃｕｓ）． ＯＴＵ９ 则与伞菌科 （Ａｇａｒｉ⁃
ｃａｃｅａｅ）的一个未定种亲缘关系较近．
２􀆰 ２　 可培养内生真菌的多样性
表 ２列举了不同盐度梯度芦苇组织中内生真菌
的多样性．从中可以看出，与茎、叶相比，根中内生真
菌的多样性和丰富度指数最高（Ｓｈａｎｎｏｎ 指数 ０．７９，
Ｓｉｍｐｓｏｎ指数 ０．６１，丰富度 ４．６７），叶中的多样性指
数最低（ Ｓｈａｎｎｏｎ 指数 ０．１９，Ｓｉｍｐｓｏｎ 指数 ０．９０）．潮
上区（低盐区）丰富度最高（丰富度 ３．００），中潮区
（高盐区）具有最高的多样性（ Ｓｈａｎｎｏｎ 指数 ０．６３，
Ｓｉｍｐｓｏｎ指数 ０．６２），而高潮区（中盐区）的多样性最
低（Ｓｈａｎｎｏｎ指数 ０．０７，Ｓｉｍｐｓｏｎ指数 ０．９７）．
２􀆰 ３　 可培养内生真菌的群落组成及变化
图 ３、图 ４展示了内生真菌 ＯＴＵ 在不同盐度和
不同组织中的分布．根组织中的 ＯＴＵ 数最多，
ＯＴＵ４～ＯＴＵ１０、ＯＴＵ１２这 ８个 ＯＴＵ只从根中分离获
得，叶中分离到的 ＯＴＵ 在根中均存在．ＯＴＵ１１（茎点
霉属）只在茎中分离得到， ＯＴＵ１ （链格孢属）和
ＯＴＵ２（镰孢菌属）为根、茎、叶中共有的 ＯＴＵ．从不同
站位来看，潮上区含有的 ＯＴＵ 数最多，其次为高潮
区，中潮区最少．其中，ＯＴＵ１（链格孢属）、ＯＴＵ２（镰
８６０２ 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 应　 用　 生　 态　 学　 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 ２７卷
图 ２　 芦苇可培养内生真菌 ＩＴＳ⁃２８Ｓ序列系统发育树
Ｆｉｇ．２　 Ａ ｎｅｉｇｈｂｏｒ⁃ｊｏｉｎｉｎｇ ｔｒｅｅ ｂａｓｅｄ ｏｎ ＩＴＳ⁃２８Ｓ ｒＤＮＡ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｏｆ ｔｈｅ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇａｌ ｉｓｏｌａｔｅｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｆｒｏｍ Ｐｈｒａｇｍｉｔｅｓ ａｕｓｔｒａｌｉｓ．
图中标注的为超过 ５０％的节点支持率 Ｏｎｌｙ ｎｏｄａｌ ｂｏｏｔｓｔｒａｐ ｖａｌｕｅｓ ＞５０％ ｗｅｒｅ ｓｈｏｗｎ ｉｎ ｔｈｅ ｆｉｇｕｒｅ． Ｒ： 根 Ｒｏｏｔ； Ｓ： 茎 Ｓｔｅｍ； Ｌ： 叶 Ｌｅａｆ． 下同 Ｔｈｅ
ｓａｍｅ ｂｅｌｏｗ．
图 ３　 芦苇可培养内生真菌的韦恩图
Ｆｉｇ．３　 Ｖｅｎｎ ｐｌｏｔｓ ｏｆ ｃｕｌｔｕｒａｂｌｅ ｆｕｎｇａｌ ｅｎｄｏｐｈｙｔｅｓ ｉｎ ｃｏｍｍｏｎ ｒｅｅｄ．
ａ） 组织 Ｔｉｓｓｕｅｓ； ｂ） 站点 Ｓａｍｐｌｉｎｇ ｓｉｔｅｓ．
９６０２７期　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 李海林等： 滨海湿地植物芦苇可培养内生真菌的多样性　 　 　 　 　
表 １　 芦苇可培养内生真菌 ＩＴＳ⁃２８Ｓ ｒＤＮＡ序列在 ＧｅｎＢａｎｋ数据库中的比对结果
Ｔａｂｌｅ １　 Ｒｅｓｕｌｔｓ ｏｆ ＢＬＡＳＴｉｎｇ ＩＴＳ⁃２８Ｓ ｒＤＮＡ ｏｆ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇａｌ ｉｓｏｌａｔｅｓ ａｇａｉｎｓｔ ＧｅｎＢａｎｋ
分类单元
ＯＴＵ
序列数
Ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ
ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ
代表序列
Ｒｅｐｒｅｓｅｎｔａｔｉｖｅ
ｓｅｑｕｅｎｃｅ
组织
Ｔｉｓｓｕｅ
采样点
Ｓａｍｐｌｉｎｇ ｓｉｔｅ
最相似物种（收录号）
Ｃｌｏｓｅｓｔ ｒｅｌａｔｅｄ ｓｐｅｃｉｅｓ
（ａｃｃｅｓｓｉｏｎ ｎｕｍｂｅｒ）
覆盖度
Ｃｏｖｅｒａｇｅ
（％）
相似性
Ｓｉｍｉｌａｒｉｔｙ
（％）
ＯＴＵ１ １１９ ＨＴ⁃Ｒ⁃１３ Ｒ ＨＴ Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ ａｌｔｅｒｎａｔｅ （ＫＦ８８１７６１） １００ １００
ＨＴ⁃Ｒ⁃５１ Ｒ ＨＴ Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ ａｌｔｅｒｎａｔａ （ＫＦ８８１７６１） １００ ９９
ＭＴ⁃Ｒ⁃１４ Ｒ ＭＴ Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ ａｌｔｅｒｎａｔａ （ＫＦ８８１７６１） １００ ９９
ＳＴ⁃Ｒ⁃１０ Ｒ ＳＴ Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ ａｌｔｅｒｎａｔａ （ＪＦ８３５９０５） １００ ９９
ＨＴ⁃Ｒ⁃６５ Ｒ ＨＴ Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ ａｌｔｅｒｎａｔａ （ＪＦ８３５９０５） １００ ９９
ＨＴ⁃Ｒ⁃６６ Ｒ ＨＴ Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ ｔｅｎｕｉｓｓｉｍａ （ＨＱ４０２５５８） １００ １００
ＭＴ⁃Ｓ⁃８ Ｓ ＭＴ Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ ｔｅｎｕｉｓｓｉｍａ （ＫＰ２７８１８４） １００ ９９
ＳＴ⁃Ｒ⁃１６ Ｒ ＳＴ Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ ｔｅｎｕｉｓｓｉｍａ （ＫＰ２７８１８４） １００ １００
ＨＴ⁃Ｒ⁃６９ Ｒ ＨＴ Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ ａｌｔｅｒｎａｔａ （ＫＭ４５８８２１） １００ ９９
ＨＴ⁃Ｒ⁃７０ Ｒ ＨＴ Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ ａｌｔｅｒｎａｔａ （ＫＰ２７８２０４） １００ ９９
ＭＴ⁃Ｒ⁃２８ Ｒ ＭＴ Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ ｔｅｎｕｉｓｓｉｍａ （ＫＰ２７８１８４） １００ １００
ＯＴＵ２ １７ ＭＴ⁃Ｓ⁃１ Ｓ ＭＴ Ｆｕｓａｒｉｕｍ ｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｕｍ （ＫＰ１３２２３０） １００ ９９
ＭＴ⁃Ｌ⁃６ Ｌ ＭＴ Ｆｕｓａｒｉｕｍ ｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｕｍ （ＫＰ１３２２３０） １００ ９９
ＳＴ⁃Ｒ⁃１７ Ｒ ＳＴ Ｆｕｓａｒｉｕｍ ｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｕｍ （ＫＰ１３２２３０） １００ ９９
ＳＴ⁃Ｒ⁃２２ Ｒ ＳＴ Ｆｕｓａｒｉｕｍ ｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｕｍ （ＫＰ１３２２３０） １００ １００
ＳＴ⁃Ｒ⁃２３ Ｒ ＳＴ Ｆｕｓａｒｉｕｍ ｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｕｍ （ＫＰ１３２２３０） １００ ９９
ＯＴＵ３ １４ ＭＴ⁃Ｒ⁃２６ Ｒ ＭＴ Ｐｈｏｍａ ｓｐ． （ＪＸ１６００５８） １００ ９９
ＨＴ⁃Ｌ⁃１０ Ｌ ＨＴ Ｐｈｏｍａｓｐ． （ＫＦ３６７５５０） １００ １００
ＯＴＵ４ ５ ＳＴ⁃Ｒ⁃１ Ｒ ＳＴ Ｆｕｓａｒｉｕｍｏｘｙｓｐｏｒｕｍ （ＪＮ４００７１４） １００ １００
ＳＴ⁃Ｒ⁃１５ Ｒ ＳＴ Ｆｕｓａｒｉｕｍｉｎｃａｒｎａｔｕｍ（ＫＭ５１９１９２） １００ ９９
ＳＴ⁃Ｒ⁃２１ Ｒ ＳＴ Ｆｕｓａｒｉｕｍｉｎｃａｒｎａｔｕｍ （ＥＵ１１１６５７） １００ １００
ＯＴＵ５ ５ ＭＴ⁃Ｒ⁃６ Ｒ ＭＴ Ｐｏｄｏｓｐｏｒａｃｏｃｈｌｅａｒｉｆｏｒｍｉｓ （ＡＹ９９９１２３） １００ ９７
ＭＴ⁃Ｒ⁃１２ Ｒ ＭＴ Ｐｏｄｏｓｐｏｒａ ｃｏｃｈｌｅａｒｉｆｏｒｍｉｓ （ＡＹ９９９１２３） １００ ９７
ＭＴ⁃Ｒ⁃２２ Ｒ ＭＴ Ｐｏｄｏｓｐｏｒａ ｃｏｃｈｌｅａｒｉｆｏｒｍｉｓ （ＡＹ９９９１２３） ９８ ９７
ＯＴＵ６ １ ＳＴ⁃Ｒ⁃２０ Ｒ ＳＴ Ｆｕｓａｒｉｕｍ ｆｕｊｉｋｕｒｏｉ （ＫＪ０００４３０） １００ ９５
ＯＴＵ７ １ ＳＴ⁃Ｒ⁃２６ Ｒ ＳＴ Ｆｕｓａｒｉｕｍ ｅｑｕｉｓｅｔｉ （ＦＪ４５９９７６） １００ ９６
ＯＴＵ８ １ ＨＴ⁃Ｒ⁃２８ Ｒ ＨＴ Ｍｏｎｏｓｐｏｒａ ｓｃｕｓｃａｎｎｏｎｂａｌｌｕｓ （ＤＱ８６５１０６） ９２ ９８
ＯＴＵ９ １ ＳＴ⁃Ｒ⁃９ Ｒ ＳＴ Ａｇａｒｉｃａｃｅａｅ ｓｐ． （ＥＦ６８２１０１） ８８ ９６
ＯＴＵ１０ １ ＳＴ⁃Ｒ⁃８ Ｒ ＳＴ Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ ｃｈｌａｍｙｄｏｓｐｏｒｉｇｅｎａ （ＫＣ４６６５４０） １００ ９９
ＯＴＵ１１ １ ＳＴ⁃Ｓ⁃３ Ｓ ＳＴ Ｐｈｏｍａ ｈｅｒｂａｒｕｍ （ＡＹ８６４８２２） １００ ９９
ＯＴＵ１２ １ ＨＴ⁃Ｒ⁃３８ Ｒ ＨＴ Ｐｈｏｍａ ｂｅｔａｅ （ＫＭ２４９０７７） ９９ ９８
Ｒ： 根 Ｒｏｏｔ； Ｓ： 茎 Ｓｔｅｍ； Ｌ：叶 Ｌｅａｆ． ＭＴ：中潮区 Ｍｉｄｄｌｅ ｔｉｄｅ ｚｏｎｅ； ＨＴ：高潮区 Ｈｉｇｈ ｔｉｄｅ ｚｏｎｅ； ＳＴ：潮上区 Ｓｕｐｒａ ｔｉｄｅ ｚｏｎｅ． 下同 Ｔｈｅ ｓａｍｅ ｂｅｌｏｗ．
刀菌属）在不同盐度区域均有存在，ＯＴＵ３（茎点霉
属 ）为高潮区和中潮区共有ＯＴＵ．其余ＯＴＵ均只出
表 ２　 不同盐度梯度芦苇组织中可培养的内生真菌多样性
Ｔａｂｌｅ ２ 　 Ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ｉｎｄｉｃｅｓ ｏｆ ｉｓｏｌａｔｅｄ ｆｕｎｇａｌ ｅｎｄｏｐｈｙｔｅｓ
ｆｒｏｍ ｔｉｓｓｕｅｓ ｏｆ ｃｏｍｍｏｎ ｒｅｅｄ ｃｏｌｌｅｃｔｅｄ ａｔ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｔｉｄａｌ
ｚｏｎｅｓ （ｍｅａｎ±ＳＤ）
项目
Ｉｔｅｍ
Ｓｈａｎｎｏｎ
指数
Ｓｈａｎｎｏｎ
ｉｎｄｅｘ
丰富度
Ｒｉｃｈｎｅｓｓ
Ｓｉｍｐｓｏｎ
指数
Ｓｉｍｐｓｏｎ
ｉｎｄｅｘ
ＯＴＵ
总数
Ｎｕｍｂｅｒ
ｏｆ ＯＴＵｓ
组织 Ｒ ０．７９±０．６５ ４．６７±２．０８ ０．６１±０．３２ １１．０
Ｔｉｓｓｕｅ Ｓ ０．２２±０．３８ １．３３±０．５８ ０．８４±０．２７ ３．０
Ｌ ０．１９±０．３３ １．６７±１．１５ ０．９０±０．１７ ３．０
站点 ＨＴ ０．０７±０．１３ ２．００±１．７３ ０．９７±０．０５ ５．０
Ｓｔａｔｉｏｎ ＭＴ ０．６３±０．０６ ２．６７±０．５８ ０．６２±０．０９ ４．０
ＳＴ ０．５０±０．８６ ３．００±３．４６ ０．７６±０．４１ ８．０
现在单一位点，例如有 ６ 个 ＯＴＵ （ ＯＴＵ４、 ＯＴＵ６、
ＯＴＵ７、ＯＴＵ９、ＯＴＵ１０、ＯＴＵ１１）只从潮上区分离得到，
ＯＴＵ８（黑点根腐菌属）与 ＯＴＵ１２（茎点霉属）只从高
潮区分离出，而 ＯＴＵ５（柄孢壳菌属）只从中潮区分
离得到．
２􀆰 ４　 黄河三角洲湿地芦苇内生真菌的整体分布
特征
ＭＤＳ排序结果显示，Ｓｔｒｅｓｓ 值为 ０．０１，说明所得
到的 ＭＤＳ图能够极好地反映样品间的相似关系（图
５）．从总体上看，除了潮上区芦苇茎组织（ＳＴ⁃Ｓ）中的
内生真菌结构比较特殊，不同盐度梯度和不同芦苇
组织内生真菌的群落组成相似． ＡＮＯＳＩＭ 检验发现
（表 ３），不同盐度梯度和不同芦苇组织中的可培养
内生真菌组成均无显著差异（Ｐ＞０．０５）．
０７０２ 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 应　 用　 生　 态　 学　 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 ２７卷
图 ４　 芦苇可培养内生真菌在不同组织、站点分布情况的
热图
Ｆｉｇ．４ 　 Ｈｅａｔｍａｐ ｓｈｏｗｉｎｇ ｔｈｅ ｄｉｓｔｒｉｂｕｔｉｏｎ ｏｆ ｃｕｌｔｕｒａｂｌｅ ｆｕｎｇａｌ
ｅｎｄｏｐｈｙｔｅｓ ｏｆ ｃｏｍｍｏｎ ｒｅｅｄ ｉｎ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｔｉｓｓｕｅｓ ａｎｄ ｓｉｔｅｓ．
黑色表示有，白色表示没有 Ｔｈｅ ｂｌａｃｋ ｃｏｌｏｒ ｍｅａｎｔ ｙｅｓ， ａｎｄ ｔｈｅ ｗｈｉｔｅ
ｃｏｌｏｒ ｍｅａｎｔ ｎｏ．
图 ５　 芦苇可培养内生真菌的多维尺度分析（ＭＤＳ）
Ｆｉｇ．５　 Ｍｕｌｔｉｄｉｍｅｎｓｉｏｎａｌ ｓｃａｌｉｎｇ （ＭＤＳ） ｏｆ ｃｕｌｔｕｒａｂｌｅ ｅｎｄｏｐｈｙ⁃
ｔｉｃ ｆｕｎｇｉ ｉｎ ｃｏｍｍｏｎ ｒｅｅｄ．
表 ３　 芦苇内生真菌群落相似性 ＡＮＯＳＩＭ分析
Ｔａｂｌｅ ３　 ＡＮＯＳＩＭ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｍｍｕｎｉｔｙ ｓｉｍｉｌａｒｉｔｙ ｏｆ
ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｉ ｉｎ ｃｏｍｍｏｎ ｒｅｅｄ
分组 Ｒ Ｐ
站点 Ｓｔａｔｉｏｎ －０．１１９ ０．８４
　 ＨＴ ｖｓ． ＭＴ －０．１８５ ０．８０
　 ＨＴ ｖｓ． ＳＴ －０．１４８ １．００
　 ＳＴ ｖｓ． ＭＴ ０．０７４ ０．５０
组织 Ｔｉｓｓｕｅ －０．０９１ ０．７５
　 Ｒ ｖｓ． Ｓ －０．１６７ ０．９０
　 Ｒ ｖｓ． Ｌ －０．２２２ ０．９０
　 Ｓ ｖｓ． Ｌ －０．０７４ ０．８０
３　 讨　 　 论
本研究利用分子生态学的方法对黄河三角洲滨
海湿地高潮区、中潮区和潮上区芦苇根、茎、叶中内
生真菌的群落结构和多样性进行了系统研究，从
１３５０个芦苇组织切片中分离得到 ３１８ 株内生真菌，
其中主要优势菌群为子囊菌，只分离获得 １ 株担子
菌．这与前人发现的盐生植物内生真菌区系中子囊
菌为优势菌、而担子菌出现频率不高相吻合［２１－２４］ ．
Ｘｉｎｇ等［２１］针对中国南部海岸 ４ 种不同红树林物种
内生真菌的研究发现，子囊菌门下的拟盘多毛孢属
（Ｐｅｓｔａｌｏｔｉｏｐｓｉｓ）和拟茎点霉属（Ｐｈｏｍｏｐｓｉｓ）在 ４ 种宿
主植物中均为优势菌，且一些内生真菌具有组织和
宿主特异性．Ｙｏｕ等［２２］和Ｋｉｍ等［２３］分别选取 ６ 和 １２
种盐生植物，对其根组织内生真菌进行分离培养，经
鉴定，所分离的真菌均隶属于子囊菌．Ｍａｃｉａ⁃Ｖｉｃｅｎｔｅ
等［２４］调查了西班牙东南部沙丘地带中盐生植物与
非盐生植物，沿盐度梯度从 １５ 株植物的 ４５００ 个根
组织中共分离得到 ３０６５个内生真菌，其中 ９６．７％属
于子囊菌，仅 ３．３％属于担子菌，且宿主的生活习性
和土壤性质对内生真菌群落结构具有显著影响．虽
然子囊菌是大部分宿主植物体内的优势内生真菌，
但是不同宿主体内的优势类群又不尽相同．本研究
发现，黄河三角洲湿地芦苇体内的可培养的优势内
生真菌是链格孢属（Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ）．
本研究结果显示，根中内生真菌数量以及种类
多样性高于茎和叶，这与芦苇内生细菌组织分布模
式类似［２５］ ．可能的解释是：虽然有其他的来源包括
空气、种子和叶际等途径，但大多数内生菌来自于土
壤［２６］，相比于通过空气传播的真菌而言，土壤传播
真菌具有更高的多样性和普遍性．这也解释了在不
同器官中以根部的内生真菌数量和种类最多的原
因，已有的文献也证实了这一说法［２７］ ．但是，也有研
究表明，有些植物茎中内生真菌明显高于其他器
官［２８－２９］ ．这可能是由于不同植物组织的结构和含有
的营养物质不完全相同，而不同的真菌对营养物质
的需求不尽相同，从而影响到内生真菌的侵染、生长
和分布．
本研究中鉴定的优势类群链格孢属、茎点霉属
是内生真菌区系的常见类群，可归属于黑色有隔内
生真菌（ｄａｒｋ ｓｅｐｔａｔｅ ｅｎｄｏｐｈｙｔｅｓ， ＤＳＥ） ［３０］ ．黑色有隔
内生真菌是一类有隔膜、一般定植在皮层细胞和根
细胞间隙、可形成一种密集有隔膜的细胞间结
构［３１］ ．有研究证明，重金属污染区域优势植物中普
遍存在 ＤＳＥ 内生真菌［３２］ ． Ｌｉｋａｒ 等［３３］发现，黄花柳
（Ｓａｌｉｘ ｃａｐｒｅａ）中 ＤＳＥ 对土壤中 Ｐｂ、Ｃｄ 显示出很好
的应激反应，对此他们认为 ＤＳＥ 可能提高柳树对重
金属污染的耐受性．另外，ＤＳＥ 具很强的抗旱能力，
１７０２７期　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 李海林等： 滨海湿地植物芦苇可培养内生真菌的多样性　 　 　 　 　
将从耐热及耐干旱植物中分离的 ＤＳＥ 转移到农作
物中，可大大提升农作物的抗逆能力，扩展农作物的
生长范围［３４］ ．这主要是由于 ＤＳＥ细胞壁含有丰富的
黑色素，使它们能够抵御不良环境．但是，ＤＳＥ 与植
物之间的相互联系目前还不清楚．
交链格孢菌（Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ ａｌｔｅｒｎａｔａ）是一种常见的
植物病原真菌，在内生阶段，此类真菌往往不会对宿
主健康产生影响，但在宿主衰退过程中则可能转化
为病原菌［３５］ ．有证据显示，交链格孢菌可以产生具
生物活性的抗菌剂［３６］，这可能作为一种化学防御来
帮助真菌竞争底物及适应环境．同时，交链格孢菌细
胞壁中的黑色素既可以帮助其抵御外界压力，也可
作为重要的毒力因子，增强其侵染宿主的能力．像稻
瘟病（ｒｉｃｅ ｂｌａｓｔ）和曲霉病（ａｓｐｅｒｇｉｌｌｏｓｉｓ）的病因就是
由黑色素引起的［３７－３８］ ．这也可以作为此真菌在很多
植物宿主中均为优势菌的一种解释［３９－４０］ ．然而，
Ｂｒｕｍ等［４１］发现，尽管诸如此类常见的病原真菌在
许多文献中与植物病害有关，但是内生于植物组织
的病原真菌可能只具有较弱的致病能力，甚至于已
经丧失了致病力．
本研究发现，相对于茎和叶，根组织中有很多特
异性的菌群，如柄孢壳菌属、黑点根腐菌属和担子菌
伞菌科（Ａｇａｒｉｃａｃｅａｅ）．这可能与根的功能性有关．根
是植物的主要营养器官，而内生真菌可以促进宿主
对矿质营养的吸收［４２］ ．Ｎａｒｉｓａｗａ 等［４３］研究了内生真
菌 Ｈｅｔｅｒｏｃｏｎｉｕｍ ｃｈａｅｔｏｓｐｉｒａ 与大白菜之间养分的联
系，证明了 Ｈ． ｃｈａｅｔｏｓｐｉｒａ可以向宿主提供氮源，同时
可从宿主根中获得碳源．当然，也可能与土壤直接接
触，根部组织直接受土壤胁迫作用有关，内生真菌能
够通过与应激有关的植物激素［４４］或者调节代谢过
程［４５］来减轻盐度对植物的影响．我们推测，芦苇内
生真菌可能在宿主抵御环境压力过程中起到一定的
作用，二者互利共生［４６］ ．然而，具体的相互关系仍需
要进一步的研究来证实．
４　 展　 　 望
对于黄河三角洲这样一个典型的土壤盐渍化环
境，我们已经陆续报道了蓝细菌与丛枝菌根真菌的
多样性与分布［４７－４８］，本次有关芦苇中可培养内生真
菌多样性的探讨是对盐渍化条件下植物⁃微生物关
系研究的一次补充．由于此次研究利用纯培养方法，
芦苇中不可培养的内生真菌种类及分布等还不清
楚．尽管如此，了解可分离培养真菌多样性仍然为下
游研究（如内生真菌天然产物的发现等）打下了基
础．在随后的研究中，可应用不依赖于培养的方法
（如高通量测序技术）来全面地揭示内生真菌群落
组成与宿主植物、生态环境之间的关系．
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２７０２ 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 应　 用　 生　 态　 学　 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 ２７卷
ｗａｉｉａｎ ｌａｎｄｓｃａｐｅ． Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ａｃａｄｅｍｙ
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［１３］　 Ｓａｂｚａｌｉａｎ ＭＲ， Ｍｉｒｌｏｈｉ Ａ． Ｎｅｏｔｙｐｈｏｄｉｕｍ ｅｎｄｏｐｈｙｔｅｓ
ｔｒｉｇｇｅｒ ｓａｌｔ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｉｎ ｔａｌｌ ａｎｄ ｍｅａｄｏｗ ｆｅｓｃｕｅｓ． Ｊｏｕｒ⁃
ｎａｌ ｏｆ Ｐｌａｎｔ Ｎｕｔｒｉｔｉｏｎ ａｎｄ Ｓｏｉｌ Ｓｃｉｅｎｃｅ， ２０１０， １７３：
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［１４］　 Ｖａｓｑｕｅｚ ＥＡ， Ｇｌｅｎｎ ＥＰ， Ｇｕｎｔｅｎｓｐｅｒｇｅｎ ＧＲ， ｅｔ ａｌ． Ｓａｌｔ
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（Ｐｏａｃｅａｅ） ａｎｄ ｔｈｅ ｉｎｖａｓｉｖｅ Ｍ ｈａｐｌｏｔｙｐｅ ｏｆ Ｐｈｒａｇｍｉｔｅｓ
ａｕｓｔｒａｌｉｓ （Ｐｏａｃｅａｅ） ａｌｏｎｇ ａ ｓａｌｉｎｉｔｙ ｇｒａｄｉｅｎｔ． Ａｍｅｒｉｃａｎ
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｂｏｔａｎｙ， ２００６， ９３： １７８４－１７９０
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浩）， ｅｔ ａｌ． Ｉｓｏｌａｔｉｏｎ ａｎｄ ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ
ｆｕｎｇｉ ｉｎ Ｓｐｈａｅｒｏｐｈｙｓａ ｓａｌｓｕｌａ ａｎｄ ｉｔｓ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎａｌｙｓｉｓ．
Ａｃｔａ Ｖｅｔｅｒｉｎａｒｉａ ｅｔ Ｚｏｏｔｅｃｈｎｉｃａ Ｓｉｎｉｃａ （畜牧兽医学
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［１６］　 Ｈｕａｎｇ Ｆ （黄　 芳）， Ｈａｎ Ｔ （韩　 婷）， Ｑｉｎ Ｌ⁃Ｐ （秦路
平）． Ｉｓｏｌａｔｉｏｎ ａｎｄ ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｉ ｆｒｏｍ
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Ｍａｔｅｒｉａ Ｍｅｄｉｃａ （中国中药杂志）， ２０１１， ３６ （ １４）：
１９４５－１９５０ （ｉｎ Ｃｈｉｎｅｓｅ）
［１７］　 Ｉｎｎｉｓ ＭＡ， Ｇｅｌｆａｎｄ ＤＨ， Ｓｎｉｎｓｋｙ ＪＪ， ｅｔ ａｌ． ＰＣＲ Ｐｒｏｔｏ⁃
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［１８］ 　 Ｈｕｂｅｒ Ｔ， Ｆａｕｌｋｎｅｒ Ｇ， Ｈｕｇｅｎｈｏｌｔｚ Ｐ． Ｂｅｌｌｅｒｏｐｈｏｎ： Ａ
ｐｒｏｇｒａｍ ｔｏ ｄｅｔｅｃｔ ｃｈｉｍｅｒｉｃ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｉｎ ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｓｅ⁃
ｑｕｅｎｃｅ ａｌｉｇｎｍｅｎｔｓ． Ｂｉｏｉｎｆｏｒｍａｔｉｃｓ， ２００４， ２０： ２３１７ －
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［１９］　 Ｐａｒｋ ＣＨ， Ｋｉｍ ＫＭ， Ｅｌｖｅｂａｋｋ Ａ， ｅｔ ａｌ． Ａｌｇａｌ ａｎｄ ｆｕｎｇａｌ
ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ｉｎ Ａｎｔａｒｃｔｉｃ ｌｉｃｈｅｎｓ． Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｅｕｋａｒｙｏｔｉｃ Ｍｉ⁃
ｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ， ２０１５， ６２： １９６－２０５
［２０］　 Ｃｌａｒｋｅ ＫＲ． Ｎｏｎ⁃ｐａｒａｍｅｔｒｉｃ ｍｕｌｔｉｖａｒｉａｔｅ ａｎａｌｙｓｅｓ ｏｆ
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［２１］　 Ｘｉｎｇ ＸＫ， Ｇｕｏ ＳＸ． Ｆｕｎｇａｌ ｅｎｄｏｐｈｙｔｅ ｃｏｍｍｕｎｉｔｉｅｓ ｉｎ
ｆｏｕｒ Ｒｈｉｚｏｐｈｏｒａｃｅａｅ ｍａｎｇｒｏｖｅ ｓｐｅｃｉｅｓ ｏｎ ｔｈｅ ｓｏｕｔｈ ｃｏａｓｔ
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［２２］　 Ｙｏｕ ＹＨ， Ｙｏｏｎ Ｈ， Ｋａｎｇ ＳＭ， ｅｔ ａｌ． Ｆｕｎｇａｌ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎｄ
ｐｌａｎｔ ｇｒｏｗｔｈ ｐｒｏｍｏｔｉｏｎ ｏｆ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｉ ｆｒｏｍ ｓｉｘ ｈａｌｏ⁃
ｐｈｙｔｅｓ ｉｎ Ｓｕｎｃｈｅｏｎ ｂａｙ． Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ
Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ， ２０１２， ２２： １５４９－１５５６
［２３］　 Ｋｉｍ Ｈ， Ｙｏｕ ＹＨ， Ｙｏｏｎ Ｈ， ｅｔ ａｌ． Ｃｕｌｔｕｒａｂｌｅ ｆｕｎｇａｌ ｅｎ⁃
ｄｏｐｈｙｔｅｓ ｉｓｏｌａｔｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｒｏｏｔｓ ｏｆ ｃｏａｓｔａｌ ｐｌａｎｔｓ ｉｎｈａｂｉ⁃
ｔｉｎｇ Ｋｏｒｅａｎ ｅａｓｔ ｃｏａｓｔ． Ｍｙｃｏｂｉｏｌｏｇｙ， ２０１４， ４２： １００ －
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［２４］　 Ｍａｃｉａ⁃Ｖｉｃｅｎｔｅ ＪＧ， Ｆｅｒｒａｒｏ Ｖ， Ｂｕｒｒｕａｎｏ Ｓ， ｅｔ ａｌ． Ｆｕｎｇａｌ
ａｓｓｅｍｂｌａｇｅｓ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｒｏｏｔｓ ｏｆ ｈａｌｏｐｈｙｔｉｃ ａｎｄ ｎｏｎ⁃
ｈａｌｏｐｈｙｔｉｃ ｐｌａｎｔ ｓｐｅｃｉｅｓ ｖａｒｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｌｌｙ ａｌｏｎｇ ａ ｓａｌｉｎｉ⁃
ｔｙ ｇｒａｄｉｅｎｔ． Ｍｉｃｒｏｂｉａｌ Ｅｃｏｌｏｇｙ， ２０１２， ６４： ６６８－６７９
［２５］　 Ｍａ Ｂ， Ｌｖ ＸＦ， Ｗａｒｒｅｎ Ａ， ｅｔ ａｌ． Ｓｈｉｆｔｓ ｉｎ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎｄ
ｃｏｍｍｕｎｉｔｙ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｏｆ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｂａｃｔｅｒｉａ ａｎｄ ａｒｃｈａｅａ
ａｃｒｏｓｓ ｒｏｏｔ， ｓｔｅｍ ａｎｄ ｌｅａｆ ｔｉｓｓｕｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｍｍｏｎ ｒｅｅｄ，
Ｐｈｒａｇｍｉｔｅｓ ａｕｓｔｒａｌｉｓ， ａｌｏｎｇ ａ ｓａｌｉｎｉｔｙ ｇｒａｄｉｅｎｔ ｉｎ ａ ｍａ⁃
ｒｉｎｅ ｔｉｄａｌ ｗｅｔｌａｎｄ ｏｆ ｎｏｒｔｈｅｒｎ Ｃｈｉｎａ． Ａｎｔｏｎｉｅ ｖａｎ Ｌｅｅｕ⁃
ｗｅｎｈｏｅｋ， ２０１３， １０４： ７５９－７６８
［２６］　 Ｃｏｍｐａｎｔ Ｓ， Ｓｅｓｓｉｔｓｃｈ Ａ， Ｍａｔｈｉｅｕ Ｆ． Ｔｈｅ １２５ｔｈ ａｎｎｉｖｅｒ⁃
ｓａｒｙ ｏｆ ｔｈｅ ｆｉｒｓｔ ｐｏｓｔｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｓｏｉｌ ｏｒｉｇｉｎ ｏｆ ｅｎｄｏｐｈｙ⁃
ｔｉｃ ｂａｃｔｅｒｉａ： Ａ ｔｒｉｂｕｔｅ ｔｏ Ｍ． Ｌ． Ｖ． Ｇａｌｉｐｐｅ． Ｐｌａｎｔ ａｎｄ
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［２７］　 Ｇｈｉｍｉｒｅ ＳＲ， Ｃｈａｒｌｔｏｎ ＮＤ， Ｂｅｌｌ ＪＤ， ｅｔ ａｌ． Ｂｉｏｄｉｖｅｒｓｉｔｙ
ｏｆ ｆｕｎｇａｌ ｅｎｄｏｐｈｙｔｅ ｃｏｍｍｕｎｉｔｉｅｓ ｉｎｈａｂｉｔｉｎｇ ｓｗｉｔｃｈｇｒａｓｓ
（Ｐａｎｉｃｕｍ ｖｉｒｇａｔｕｍ Ｌ．） ｇｒｏｗｉｎｇ ｉｎ ｔｈｅ ｎａｔｉｖｅ ｔａｌｌｇｒａｓｓ
ｐｒａｉｒｉｅ ｏｆ ｎｏｒｔｈｅｒｎ Ｏｋｌａｈｏｍａ． Ｆｕｎｇａｌ Ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ， ２０１１，
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［２８］　 Ｃａｒｒｏｌｌ Ｇ， Ｐｅｔｒｉｎｉ Ｏ． Ｐａｔｔｅｒｎｓ ｏｆ ｓｕｂｓｔｒａｔｅ ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ ｂｙ
ｓｏｍｅ ｆｕｎｇａｌ ｅｎｄｏｐｈｙｔｅｓ ｆｒｏｍ ｃｏｎｉｆｅｒｏｕｓ ｆｏｌｉａｇｅ． Ｍｙｃｏｌｏ⁃
ｇｉａ， １９８３， ７５： ５３－６３
［２９］　 Ｄｕａｎ Ｈ⁃Ｊ （段海婧）， Ｈａｎ Ｔ （韩　 婷）， Ｗｕ Ｘ⁃Ｌ （吴
秀丽）， ｅｔ ａｌ． Ｓｅｐａｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ
ｆｕｎｇｉ ｆｒｏｍ ｄｅｓｅｒｔ ｐｌａｎｔ Ｃｙｎａｎｃｈｕｍ ｋｏｍａｒｏｖｉｉ． Ｃｈｉｎａ
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｃｈｉｎｅｓｅ Ｍａｔｅｒｉａ Ｍｅｄｉｃａ （中国中药杂志），
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［３０］　 Ｊｕｍｐｐｏｎｅｎ Ａ， Ｔｒａｐｐｅ ＪＭ． Ｄａｒｋ ｓｅｐｔａｔｅ ｅｎｄｏｐｈｙｔｅｓ： Ａ
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Ｎｅｗ Ｐｈｙｔｏｌｏｇｉｓｔ， １９９８， １４０： ２９５－３１０
［３１］　 Ｙｕ Ｔ， Ｎａｓｓｕｔｈ Ａ， Ｐｅｔｅｒｓｏｎ ＲＬ． Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ
ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎ ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ ｓｅｐｔａｔｅ ｆｕｎｇｕｓ Ｐｈｉａｌｏｃｅｐｈａ⁃
ｌａ ｆｏｒｔｉｎｉｉ ａｎｄ Ａｓｐａｒａｇｕｓ ｏｆｆｉｃｉｎａｌｉｓ ｒｏｏｔｓ． Ｃａｎａｄｉａｎ Ｊｏｕｒ⁃
ｎａｌ ｏｆ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ， ２００１， ４７： ７４１－７５３
［３２］　 Ｌｉ ＨＹ， Ｌｉ ＤＷ， Ｈｅ ＣＭ， ｅｔ ａｌ． Ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎｄ ｈｅａｖｙ ｍｅｔ⁃
ａｌ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｉ ｆｒｏｍ ｓｉｘ ｄｏｍｉｎａｎｔ ｐｌａｎｔ
ｓｐｅｃｉｅｓ ｉｎ ａ Ｐｂ⁃Ｚｎ ｍｉｎｅ ｗａｓｔｅｌａｎｄ ｉｎ Ｃｈｉｎａ． Ｆｕｎｇａｌ
Ｅｃｏｌｏｇｙ， ２０１２， ５： ３０９－３１５
［３３］　 Ｌｉｋａｒ Ｍ， Ｒｅｇｖａ Ｍ． Ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｅｍｐｏｒａｌ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ
ｇｒａｄｉｅｎｔ ｇｅｌ ｅｌｅｃｔｒｏｐｈｏｒｅｓｉｓ ｆｏｒ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓａｔｉｏｎ ｏｆ ｆｕｎｇａｌ
ｅｎｄｏｐｈｙｔｅ ｃｏｍｍｕｎｉｔｉｅｓ ｏｆ Ｓａｌｉｘ ｃａｐｒｅａ Ｌ． ｉｎ ａ ｈｅａｖｙ
ｍｅｔａｌ ｐｏｌｌｕｔｅｄ ｓｏｉｌ． Ｓｃｉｅｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ Ｔｏｔａｌ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ，
２００９， ４０７： ６１７９－６１８７
［３４］　 Ｐｅｎｎｉｓｉ Ｅ． Ｆｕｎｇｉ ｓｈｉｅｌｄ ｎｅｗ ｈｏｓｔ ｐｌａｎｔｓ ｆｒｏｍ ｈｅａｔ ａｎｄ
ｄｒｏｕｇｈｔ． Ｓｃｉｅｎｃｅ， ２００３， ３０１： １４６６－１４６６
［３５］　 Ａｌｙ ＡＨ， Ｄｅｂｂａｂ Ａ， Ｐｒｏｋｓｃｈ Ｐ． Ｆｕｎｇａｌ ｅｎｄｏｐｈｙｔｅｓ：
Ｕｎｉｑｕｅ ｐｌａｎｔ ｉｎｈａｂｉｔａｎｔｓ ｗｉｔｈ ｇｒｅａｔ ｐｒｏｍｉｓｅｓ． Ａｐｐｌｉｅｄ
Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ， ２０１１， ９０： １８２９－１８４５
［３６］　 Ｅｚｈｉｌ Ａ， Ｋａｎｕｇｕｌａ ＡＫ， Ｋｏｔａｍｒａｊｕ Ｓ， ｅｔ ａｌ． Ａｎｔｉｂａｃｔｅｒｉ⁃
ａｌ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ａｎ ｅｘｔｒａｃｔ ｏｆ ｔｈｅ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｕｓ Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ
ａｌｔｅｒｎａｔａ ａｎｄ ｉｔｓ ｃｙｔｏｔｏｘｉｃ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｏｎ ＭＣＦ⁃７ ａｎｄ ＭＤＡ
ＭＢ⁃２３１ ｔｕｍｏｕｒ ｃｅｌｌ ｌｉｎｅｓ． Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ Ｌｅｔｔｅｒｓ， ２０１４， ５１：
７－１７
［３７］　 Ｈｅｉｎｅｋａｍｐ Ｔ， Ｔｈｙｗｉｓｓｅｎ Ａ， Ｍａｃｈｅｌｅｉｄｔ Ｊ， ｅｔ ａｌ． Ａｓｐｅｒ⁃
３７０２７期　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 李海林等： 滨海湿地植物芦苇可培养内生真菌的多样性　 　 　 　 　
ｇｉｌｌｕｓ ｆｕｍｉｇａｔｕｓ ｍｅｌａｎｉｎｓ： Ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｈｏｓｔ ｅｎ⁃
ｄｏｃｙｔｏｓｉｓ ｐａｔｈｗａｙ ａｎｄ ｉｍｐａｃｔ ｏｎ ｖｉｒｕｌｅｎｃｅ． Ｆｒｏｎｔｉｅｒｓ ｉｎ
Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ， ２０１２， ３： ４４０
［３８］　 Ｌｉｕ ＧＹ， Ｎｉｚｅｔ Ｖ． Ｃｏｌｏｒ ｍｅ ｂａｄ： Ｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｐｉｇｍｅｎｔｓ ａｓ
ｖｉｒｕｌｅｎｃｅ ｆａｃｔｏｒｓ． Ｔｒｅｎｄｓ ｉｎ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ， ２００９， １７：
４０６－４１３
［３９］　 Ｌｉｎ Ｘ， Ｌｕ ＣＨ， Ｈｕａｎｇ ＹＪ， ｅｔ ａｌ． Ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｉ ｆｒｏｍ
ａ ｐｈａｒｍａｃｅｕｔｉｃａｌ ｐｌａｎｔ， Ｃａｍｐｔｏｔｈｅｃａ ａｃｕｍｉｎａｔａ： Ｉｓｏｌａ⁃
ｔｉｏｎ， ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ｂｉｏａｃｔｉｖｉｔｙ． Ｗｏｒｌｄ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｍｉ⁃
ｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ， ２００７， ２３： １０３７－１０４０
［４０］　 Ｆｅｒｎａｎｄｅｓ ＭＤＶ， Ｓｉｌｖａ ＴＡＣＥ， Ｐｆｅｎｎｉｎｇ ＬＨ， ｅｔ ａｌ． Ｂｉｏ⁃
ｌｏｇｉｃａｌ ａｃｔｉｖｉｔｉｅｓ ｏｆ ｔｈｅ ｆｅｒｍｅｎｔａｔｉｏｎ ｅｘｔｒａｃｔ ｏｆ ｔｈｅ ｅｎｄｏ⁃
ｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｕｓ Ａｌｔｅｒｎａｒｉａ ａｌｔｅｒｎａｔａ ｉｓｏｌａｔｅｄ ｆｒｏｍ Ｃｏｆｆｅａ
ａｒａｂｉｃａ Ｌ． Ｂｒａｚｉｌｉａｎ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｐｈａｒｍａｃｅｕｔｉｃａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ，
２００９， ４５： ６７７－６８５
［４１］　 Ｂｒｕｍ ＭＣＰ， Ａｒａúｊｏ ＷＬ， Ｍａｋｉ ＣＳ， ｅｔ ａｌ． Ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ
ｆｕｎｇｉ ｆｒｏｍ Ｖｉｔｉｓ ｌａｂｒｕｓｃａ Ｌ． （‘Ｎｉａｇａｒａ Ｒｏｓａｄａ’） ａｎｄ ｉｔｓ
ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｆｏｒ ｔｈｅ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ Ｆｕｓａｒｉｕｍ ｏｘｙｓｐｏ⁃
ｒｕｍ． Ｇｅｎｅｔｉｃｓ ａｎｄ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｒｅｓｅａｒｃｈ， ２０１２， １１： ４１８７－
４１９７
［４２］　 Ｎｅｗｓｈａｍ ＫＫ． Ｐｈｉａｌｏｐｈｏｒａ ｇｒａｍｉｎｉｃｏｌａ， ａ ｄａｒｋ ｓｅｐｔａｔｅ
ｆｕｎｇｕｓ， ｉｓ ａ ｂｅｎｅｆｉｃｉａｌ ａｓｓｏｃｉａｔｅ ｏｆ ｔｈｅ ｇｒａｓｓ Ｖｕｌｐｉａ ｃｉｌｉａ⁃
ｔａ ｓｓｐ． ａｍｂｉｇｕａ． Ｎｅｗ Ｐｈｙｔｏｌｏｇｉｓｔ， １９９９， １４４： ５１７－５２４
［４３］　 Ｎａｒｉｓａｗａ Ｋ， Ｕｓｕｋｉ Ｆ， Ｈａｓｈｉｂａ Ｔ． Ｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ ｖｅｒｔｉｃｉｌｌｉｕｍ
ｙｅｌｌｏｗｓ ｉｎ Ｃｈｉｎｅｓｅ ｃａｂｂａｇｅ ｂｙ ｔｈｅ ｄａｒｋ ｓｅｐｔａｔｅ ｅｎｄｏ⁃
ｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｉ ＬｔＶＢ３． Ｐｈｙｔｏｐａｔｈｌｏｇｙ， ２００４， ９４： ４１２－４１８
［４４］ 　 Ｋｈａｎ ＡＬ， Ｈａｍａｙｕｎ Ｍ， Ｋａｎｇ ＳＭ， ｅｔ ａｌ． Ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ
ｆｕｎｇａｌ ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎ ｖｉａ ｇｉｂｂｅｒｅｌｌｉｎｓ ａｎｄ ｉｎｄｏｌｅ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ
ｃａｎ ｉｍｐｒｏｖｅ ｐｌａｎｔ ｇｒｏｗｔｈ ｕｎｄｅｒ ａｂｉｏｔｉｃ ｓｔｒｅｓｓ： Ａｎ ｅｘａｍ⁃
ｐｌｅ ｏｆ Ｐａｅｃｉｌｏｍｙｃｅｓ ｆｏｒｍｏｓｕｓ ＬＨＬ１０． ＢＭＣ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏ⁃
ｇｙ， ２０１２， １２： ３， ｄｏｉ：１０． １１８６ ／ １４７１－２１８０－１２－３
［４５］　 Ｋｈａｎ ＡＬ， Ｈａｍａｙｕｎ Ｍ， Ａｈｍａｄ Ｎ， ｅｔ ａｌ． Ｓａｌｉｎｉｔｙ ｓｔｒｅｓｓ
ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｏｆｆｅｒｅｄ ｂｙ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇａｌ ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎ ｂｅ⁃
ｔｗｅｅｎ Ｐｅｎｉｃｉｌｌｉｕｍ ｍｉｎｉｏｌｕｔｅｕｍ ＬＨＬ０９ ａｎｄ Ｇｌｙｃｉｎｅ ｍａｘ．
Ｌ． Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ， ２０１１，
２１： ８９３－９０２
［４６］　 Ｃｏｍｐａｎｔ Ｓ， Ｃｌｅｍｅｎｔ Ｃ， Ｓｅｓｓｉｔｓｃｈ Ａ． Ｐｌａｎｔ ｇｒｏｗｔｈ⁃ｐｒｏ⁃
ｍｏｔｉｎｇ ｂａｃｔｅｒｉａ ｉｎ ｔｈｅ ｒｈｉｚｏ⁃ ａｎｄ ｅｎｄｏｓｐｈｅｒｅ ｏｆ ｐｌａｎｔｓ：
Ｔｈｅｉｒ ｒｏｌｅ， ｃｏｌｏｎｉｚａｔｉｏｎ， ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ａｎｄ ｐｒｏｓ⁃
ｐｅｃｔｓ ｆｏｒ ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ． Ｓｏｉｌ Ｂｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ，
２０１０， ４２： ６６９－６７８
［４７］　 Ｌｉ Ｈ （李　 寒）， Ｚｈａｎｇ Ｘ⁃Ｌ （张晓黎）， Ｇｕｏ Ｘ⁃Ｈ （郭
晓红）， ｅｔ ａｌ． Ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎｄ ｄｉｓｔｒｉｂｕｔｉｏｎ ｏｆ ｃｙａｎｏｂａｃｔｅｒｉａ
ｉｎ ｃｏａｓｔａｌ ｓａｌｉｎｅ ｓｏｉｌｓ． Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ Ｃｈｉｎａ （微生物学通
报）， ２０１５， ４２（５）： ９５７－９６７ （ｉｎ Ｃｈｉｎｅｓｅ）
［４８］　 Ｇｕｏ ＸＨ， Ｇｏｎｇ Ｊ． Ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｌ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ａｂｉｏｔｉｃ ｆａｃｔｏｒｓ
ａｎｄ ｈｏｓｔ ｐｌａｎｔ ｔｒａｉｔｓ ｏｎ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎｄ ｃｏｍｍｕｎｉｔｙ ｃｏｍｐｏ⁃
ｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｒｏｏｔ⁃ｃｏｌｏｎｉｚｉｎｇ ａｒｂｕｓｃｕｌａｒ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ｆｕｎｇｉ ｉｎ ａ
ｓａｌｔ⁃ｓｔｒｅｓｓｅｄ ｅｃｏｓｙｓｔｅｍ． Ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａ， ２０１４， ２４： ７９－９４
作者简介　 李海林，男，１９９０ 年生，硕士研究生．主要从事微
生物生态学研究． Ｅ⁃ｍａｉｌ： ｗｆｌｉｈａｉｌｉｎ＠ １６３．ｃｏｍ
责任编辑　 肖　 红
李海林， 马斌， 张晓黎， 等． 滨海湿地植物芦苇可培养内生真菌的多样性． 应用生态学报， ２０１６， ２７（７）： ２０６６－２０７４
Ｌｉ Ｈ⁃Ｌ， Ｍａ Ｂ， Ｚｈａｎｇ Ｘ⁃Ｌ， ｅｔ ａｌ． Ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ ｃｕｌｔｕｒａｂｌｅ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｉ ｏｆ ｃｏｍｍｏｎ ｒｅｅｄ （Ｐｈｒａｇｍｉｔｅｓ ａｕｓｔｒａｌｉｓ） ｉｎ ｃｏａｓｔａｌ ｗｅｔｌａｎｄ．
Ｃｈｉｎｅｓｅ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ａｐｐｌｉｅｄ Ｅｃｏｌｏｇｙ， ２０１６， ２７（７）： ２０６６－２０７４ （ｉｎ Ｃｈｉｎｅｓｅ）
４７０２ 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 应　 用　 生　 态　 学　 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 ２７卷