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2011 年 第 56 卷 第 30 期：2506 ~ 2514
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英文版见: Wang P T, Liu H, Hua H J, et al. A vacuole localized β-glucosidase contributes to drought tolerance in Arabidopsis. Chinese Sci Bull, 2011, 56,
doi: 10.1007/s11434-011-4802-7
《中国科学》杂志社
SCIENCE CHINA PRESS 论 文 专辑: 娄成后教授诞辰 100 周年纪念
液泡定位的 β-葡萄糖苷酶增强拟南芥的耐旱性
王棚涛, 刘浩, 滑红杰, 王磊, 宋纯鹏*
河南大学生命科学学院, 棉花生物学国家重点实验室, 河南省植物逆境生物学重点实验室, 开封 475004
* 联系人, E-mail: songcp@henu.edu.cn
2011-07-21 收稿, 2011-09-01 接受
国家自然科学基金资助项目(90817106, 31170253 和 30800075)

摘要 植物激素脱落酸(abscisic acid, ABA)在植物生长发育及适应多种胁迫环境过程中发挥
重要作用, 植物在应对这些不断变化的生理需求及环境条件时细胞内ABA水平也发生相应的
变化. 迄今为止, 人们还未完全了解植物体内 ABA 水平的精细调控机制. 本文中, 我们的研
究表明拟南芥中 β-葡萄糖苷酶家族成员之一 BGLU10参与了植物的耐旱性反应. T-DNA插入
纯合突变体 bglu10 表现出干旱敏感的表型, 包括快速的水分丧失, 叶片表面温度较野生型低,
ABA 含量、β-葡萄糖苷酶活性及 ABA 和干旱响应基因的表达量均低于野生型. 与 bglu10 突
变体相比, BGLU10 的超表达转基因植物比野生型耐旱性更强, 表现为较低的失水速率, 较野
生型更高的 ABA 含量、β-葡萄糖苷酶活性及 ABA 和干旱响应基因的表达水平. 拟南芥叶肉
细胞原生质体瞬时表达结果证明 BGLU10蛋白定位于液泡中. 另外, BGLU10基因在植物多种
组织中均有表达, 且受多种非生物胁迫诱导表达, 这些结果暗示了 BGLU10 可能在多种胁迫
条件下水解 ABA-葡萄糖苷(ABA-GE)释放自由 ABA, 参与植物对这些胁迫的应答反应.
关键词
β-葡萄糖苷酶
干旱
BGLU10
脱落酸
拟南芥


植物激素脱落酸(abscisic acid, ABA)在植物应对
多种非生物胁迫包括干旱、盐、冷等过程中发挥重要
作用, 此外 ABA 还调控植物生长发育过程如种子休
眠、萌发、幼苗生长、侧根发育、生殖生长及衰老等[1~3].
细胞内 ABA 水平随着植物适应这些环境变化及生理
过程而不断发生变化. 比如, 在种子成熟和环境胁迫
条件下细胞内 ABA 水平急剧升高; 相反, 种子萌发
及环境胁迫解除时 ABA 水平显著下降[4,5].
植物体内 ABA 水平高低受控于复杂的从头合成
途径、羟基化代谢分解和共价结合失活的共同调节.
对于拟南芥中 ABA 的从头合成途径人们已经有了较
深入的了解[6], ABA 的从头合成步骤大多在叶绿体中
进行, 其后包括从黄质醛到 ABA 在内的最后 2 步合
成步骤在细胞质内完成[7]. 大量研究表明 ABA 从头
合成途径对于 ABA 水平的调控至关重要, ABA 合成
突变体表现出 ABA 缺陷的表型 , 包括种子提早萌
发、易于萎蔫, 并对环境胁迫更为敏感 [8]. 另外, 大
量的数据也证明, 编码 ABA 合成的关键酶基因受环
境胁迫或植物生长发育需要而表达量上调 , 最终导
致植物体内 ABA 水平的升高[9,10]. 植物体内 ABA 通
过氧化代谢或共价结合而失活[6]. 其中 ABA 的氧化
代谢失活途径在植物多种生理过程中发挥重要作用,
氧化代谢主要产物为 8′OH-ABA, 此反应由 ABA 8′-
羟化酶催化完成. 随后 8′OH-ABA 自发异构化形成
红花菜豆酸(phaseic acid, PA), 此后 PA 被还原形成
二氢红花菜豆酸(DPA). ABA 8′-羟化酶属于细胞色素
P450 单加氧酶家族, 并受 ABA 处理和脱水胁迫诱导
表 达 [11]. 除 了 8′OH-ABA 之 外 , 人 们 还 发 现 了
7′OH-ABA 和 9′OH-ABA 作为 ABA 氧化代谢的次要
途径存在于多种植物中[6]. 对于 ABA 的共价结合失
活途径, 其 C-1 位羧基和多个位置的羟基甚至氧化代
谢产物均可以作为底物与葡糖糖共价结合 , 其中
ABA-葡糖糖酯(ABA-GE)是 ABA 共价结合失活的主
要形式[12]. 此反应由 ABA 特异的糖基转移酶催化完




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论 文
成 [13]. 早期人们认为 ABA-GE 这种无生理活性的
ABA 代谢产物可能不作为 ABA 的储藏或运输形式,
且随着时间的推移或在胁迫环境条件下 ABA-GE 在
液泡或质外体空间积累 [14]. 然而 , 后来有研究暗示
ABA-GE 可能作为 ABA 的长距离运输形式, 并为水
解产生游离 ABA 提供了潜在的来源和途径[15]. 最近
人们还发现外源 ABA-GE 可以抑制拟南芥幼苗下胚
轴生长, 由于 ABA-GE 不能自由通过细胞膜, 这一结
果使人们推想这种外源施加的 ABA-GE 可能被根吸
收, 并被 ABA-β-D-葡糖糖苷酶水解释放自由 ABA 而
发挥抑制下胚轴生长的作用 [16]. 令人兴奋的是, Lee
等人[17]的直接证据显示在胁迫条件下, ABA-GE 可被
β-葡萄糖苷酶 AtBG1 水解并导致有生物学活性的
ABA 浓度升高. 然而, Lee 等人[17]的研究证明 β-葡萄
糖苷酶 AtBG1 定位于内质网中, 即使在胁迫条件下
也如此. 如前文所述, ABA-GE 储存于液泡或细胞壁
甚至木质部汁液中[18], 因而, Lee 等人[17]推测在细胞
膜上可能存在一种蛋白转运系统 , 负责将 ABA-GE
运送入内质网并被 AtBG1 水解.
生物信息学分析暗示拟南芥 β-葡萄糖苷酶家族
包含 48 个成员[19], 其中 Lee 等人[17]报道的 AtBG1 为
第 18 个成员 BGLU18. 本研究中, 我们的结果表明
拟南芥中 β-葡萄糖苷酶家族另一成员 BGLU10 定位
于液泡中, 并参与植物的耐旱性反应.
1 材料与方法
(ⅰ ) 植物材料与生长条件 . 拟南芥材料为
Columbia-0 生态型. 植物种植与生长条件如下: 种子
经表面消毒后于 4℃黑暗条件下放置 3 d 以破除休眠,
然后点播于含 0.6%琼脂粉的 MS 培养基中并置于培
养室生长(温度 22±2℃, 光周期 16 h 光/8 h 暗, 相对
湿度 70%). 待幼苗长至 7~10 d 时移栽于营养土中,
于生长室继续培养. 对于干旱胁迫实验, 幼苗在正常
浇水条件下生长 20 d, 此后停止浇水继续培养 10 d
后进行干旱表型分析.
(ⅱ) bglu10 突变体的获得. BGLU10(At4g27830)
基因的 T-DNA 插入种子购于拟南芥资源信息中心
(http://www.arabidopsis. org/abrc/). bglu10 插入纯合突
变体通过 PCR 方法鉴定获得, PCR 引物如下: 基因特
异引物分别为 LP(TTAACGGTCAAGACAACGACC)
和 RP (ATCCTTTACATGATTTTGCGG), 载体左边
界引物为 LBal (TGGTTCACGTAGTGGGCCATCG)
和 LBb1 (GCGTGGACCGCTTGCTGCAACT). PCR
鉴定所得纯合突变体与野生型拟南芥杂交 , 其子二
代 F2 用于表型分析实验.
(ⅲ ) 载体构建 . 通过 P C R 方法扩增得到
BGLU10 基因的全长 cDNA 片段, 用于构建 S1300+
超表达载体和 GFP 融合蛋白载体. 所用引物如下:
超表达载体引物(下画线表示酶切位点)为正向 CCC-
CTGCAGATGAAACTTTACTCTCTACTTTCCGTTT-
TCT(PstⅠ)和反向 CCCGTCGACTTACAATGAAGA-
AGAGCCAGAGATGTTGCTCTG (SalⅠ); pHBT-GFP
融合蛋白载体引物(下画线表示酶切位点)为正向 CCC-
GTCGACATGAAACTTTACTCTCTACTTTCCG (SalⅠ)
和反向 GGCCCGCGGTCAATGAAGAAGAGCCA-
GAGATGTTGC(SacⅡ). 选择 γ-TIP1 (At2g36830)作为
液泡定位蛋白用于和 BGLU10 进行共定位研究, 将其
插入 pHBT-DsRed 载体的引物(下画线表示酶切位点)
为 CCCGTCGACATGCCGATCAGAAACATCGCC
(SalⅠ)和 GGCGGATCCCGGTAGTCTGTGGTTGGG-
AGCTG (BamHⅠ). 此外, 扩增 BGLU10 基因上游约
800 bp 的片段插入 pCAMBIA1381-GUS 载体中, 用
于研究该基因的组织表达特性, 所用引物(下画线表
示酶切位点)为正向 CCCGAATTCTTATCTTCGATC-
ATCTAAGTTA(EcoRⅠ )和反向 GGGCTGCAGTT-
TGCTTTTGCTACTTTCGTG(PstⅠ).
(ⅳ) 植物及原生质体转化. 将构建的 BGLU10
基因的 GUS 载体和超表达载体转入农杆菌 GV3101
中 , 并通过农杆菌浸染野生型拟南芥获得转基因植
物, 分别用于 BGLU10 基因的组织表达分析和超表
达植物耐旱性分析 . 蛋白亚细胞定位分析参照文
献[20]完成, 通过 PEG 介导的方法将 BGLU10-pHBT-
GFP 和 γ-TIP1-pHBT-DsRed 载体共转化拟南芥叶肉
细胞原生质体, 弱光下室温放置 16~20 h 后进行荧光
定位的共聚焦显微镜检测.
(ⅴ) 激光共聚焦显微镜检测 BGLU10 的亚细胞
定位 . 原生质体荧光检测在激光共聚焦显微镜
FV1000 (Olympus, 日本 )上进行 , 所有图像均使用
60×油镜采集. GFP 和叶绿体自发荧光由 488 nm 激发
光所激发, 荧光采集波长分别为 500~530 nm(GFP)和
650~750 nm(叶绿体荧光), RFP 激发光为 543 nm, 荧
光采集波长为 560~630 nm. 在采集荧光的同时采集
透射光图像用于共定位分析.
(ⅵ) GUS 组织化学染色. 将 10 个独立株系的



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BGLU10 基因启动子的 GUS 转基因植株幼苗或组织
浸泡于 GUS 染色液(3 mmol/L X-Gluc, 0.1 mol/L 磷
酸钠缓冲液, pH 7.0, 0.1% Trition X-100, 8 mmol/L β-
巯基乙醇)中, 并于暗中 37℃放置过夜, 此后用 70%
乙醇脱色后拍照.
(ⅶ) 半定量和定量 RT-PCR. 取培养室中正常
生长(温度 22±2℃, 光周期 16 h 光/8 h 暗, 相对湿度
70%, 隔日浇水)15 d 和干旱处理(正常生长 10 d 后,
停止浇水 5 d)的拟南芥幼苗用于提取 RNA. RNA 提
取和 cDNA 合成分别按照 TRIZOL(Invitrogen, 美国)
方法和 M-MLV 试剂盒(Promega, 美国)说明书进行.
对于半定量 RT-PCR 实验 , 以 Actin2 为参照检测
BGLU10 基因的表达量 . 实时定量 RT-PCR 采用
SYBR Premix Ex Taq 试剂盒 (TaKaRa, 中国 ), 在
MX3005P 定量 PCR (Stratagene, Agilent, 美国) 仪上
进行. 扩增条件为: 95℃预变性 30 s, 95℃变性 25 s,
60℃退火 25 s, 72℃延伸 25 s, 40 个循环, 熔解曲线设
置为 95℃ 60 s, 55℃ 30 s, 95℃ 30 s. 以 Actin2 为参
照计算基因相对表达量. 定量 RT-PCR 实验重复 3 次.
(ⅷ) 远红外成像分析. 干旱胁迫下远红外成像
分析参照文献[21]方法进行. 拟南芥幼苗在培养室中
正常生长(温度 22±2℃, 光周期 16 h 光/8 h 暗, 相对
湿度 70%, 隔日浇水)7 d 后, 停止浇水 3 d, 然后于远
红外成像仪(Therma CAM SC3000, FLIR System, 美
国)下进行图像采集与分析, 拍摄的热图作为 14-bit
IMG 格式文件存于 PMCIA 存储卡中, 随后在计算机
上通过 IRwinReport 5.31 软件进行热图温度统计、分
析和处理.
(ⅸ) β-葡萄糖苷酶活性测定. 取干旱胁迫 10 d
的 WT, bglu10 和 BGLU10-OE 幼苗用于 β-葡萄糖苷
酶活性测定 , 同时以正常浇水生长的拟南芥幼苗为
对照. 总 β-葡萄糖苷酶提取方法: 称取 2 g 拟南芥叶
片, 用清水漂洗干净并吸干水分, 加入 100 mL 0.1
mol/L(pH 6.6)的磷酸缓冲液 , 研磨成匀浆 . 浆液于
4℃, 6000×g 离心 10 min. 上清液用 0.1 mol/L HCl 酸
化至 pH 5.0, 再于 6000×g, 离心 10 min. 上清液即为
粗提酶液, 于 4℃冰箱保存, 24 h 内进行活性测定.
总 β-葡萄糖苷酶活性测定参照文献[18]方法进
行: 用二甲基亚砜(DMSO)将对硝基苯-β-D-半乳糖吡
喃糖苷(pNPG)配置为 200 mg/mL 的母液, 于20℃保
存备用. 酶活性测定体系: 取 12.5 L 酶液与 0.4 mL
(pH 4.8, KOH)的磷酸 -柠檬酸缓冲液混合 , 加入
10 L pNPG 母液后于 37℃温浴 60 min, 反应结束后
加入 1 mL Na2CO3 (200 mmol/L)溶液终止反应. 在
405 nm 处测定对硝基苯酚吸光度 , 并以公式 ε =
18300 ∆Abs×1× (mol cm)1 计算相对酶活性.
(ⅹ) ABA 含量测定. 参照文献方法以气相色谱-
质谱方法测定 ABA 含量[22~26]. 拟南芥培养和干旱处
理方法同 β-葡萄糖苷酶活性测定实验. 取拟南芥叶
片 1 g 于液氮中研磨成粉末, 将粉末置于 30 mL 含
95%异丙醇和 5%冰醋酸的提取液中, 4℃提取过夜,
上清液于冷冻干燥机中抽干 , 再用 4 mL NaOH
(1 mol/L)溶解沉淀物, 并用 3 mL 二氯甲烷洗 3 次以
除去亲脂成分, 水相用 6 mol/L HCl 调 pH 至 3.5, 并
加入乙酸乙酯提取 3 次, 将 3 次乙酸乙酯提取液混合
后蒸发干燥, 干粉用 pH 8.0 的磷酸缓冲液溶解并过
聚乙烯吡咯烷酮柱子 . 提取物干燥后加入重氮甲烷
进行甲基化 , 然后进行气相色谱 -质谱分析 (6890N
Network GC 系统, 5973 Network Mass Selective De-
tector; Agilent, 美国). 内源 ABA 含量根据峰面积计
算, 并除以样品重量得到.
2 结果
2.1 BGLU10基因缺失导致拟南芥对干旱敏感
新近的研究初步证明 β-葡萄糖苷酶 AtBG1 可以
水解 ABA-GE 产生具生物学活性的自由 ABA, 参与
植物的脱水胁迫反应[17]. 本文所研究的 BGLU10 同
样属于拟南芥 β-葡萄糖苷酶基因家族 [19]. 为验证
BGLU10是否同样参与植物的干旱应答过程, 我们鉴
定获得了 BGLU10 基因(At4g27830)的 T-DNA 插入突
变体 [27]SALK_101672, 该突变体中 T-DNA 插入在
BGLU10 基因的第 3 个外显子中(图 1(a)). 逆转录
RT-PCR 结果证明突变体 bglu10 中无 BGLU10 基因的
转录产物存在(图 1(b)). 在正常浇水生长条件下(温度
22±2℃, 光周期 16 h 光/8 h 暗, 相对湿度 70%, 隔日
浇水)突变体 bglu10 与野生型 WT 间无明显生长差异
(图 1(c)), 而在干旱处理条件下, bglu10 耐旱性明显
差于 WT, 干旱处理 10 d 时 bglu10 已趋于萎蔫死亡状
态, 而 WT 则表现出较轻微的脱水症状(图 1(d)). 与
此相对应, 叶面温度远红外图像显示 bglu10 比 WT
低约 0.6℃(图 1(e) , (g); P < 0.05 水平存在显著差异),
而且 bglu10 叶片失水率也明显快于 WT, 在 200 min
时 bglu10 和 WT 失水率分别为 38%和 29%(图 1(h); P <




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论 文
0.05 水平存在显著差异). 叶面温度的差异也许暗示
了 BGLU10 参与了 ABA 含量的调节, 进而调节气孔
开度和水分丧失, 即 BGLU10 与 AtBG1 的作用类似,
同样参与植物干旱反应过程.
2.2 BGLU10基因超表达增强植物的耐旱性
大量的研究证明干旱条件下植物体会大量合成
ABA, 从而促进气孔关闭减少水分散失以提高植物
对干旱的耐受能力[28]. 为进一步验证 BGLU10 在植
物干旱反应中的作用, 我们创建了 BGLU10 基因的
超表达转基因植物, 定量 PCR 结果显示超表达株系
中 BGLU10 基因表达量约为 WT 中的 30 倍(图 2(a)).
将正常浇水生长 10 d 的 bglu10, BGLU10-OE 和 WT
植物停止浇水, 进行干旱胁迫处理, 当干旱处理 5 d
时, 突变体 bglu10 表现出明显的脱水症状, 而 WT 植
物脱水症状较轻微, 相反 BGLU10-OE 植物则显示出
比 WT 更良好的生长状态(图 2(b)). 当干旱处理后复
水时 , BGLU10-OE 植物所有叶片均恢复生长状态 ,
而 WT植物恢复状况比 BGLU10-OE植物稍差, bglu10
则表现出最差的恢复生长状态 , 仅上部叶片可从脱
水状态中得以恢复生长(图 2(c)). 我们进一步观察到
叶片失水速率与植物的脱水耐性表型相一致 (图
2(d)). 这一结果表明 BGLU10 超表达植物耐旱性强
于 WT, 而 bglu10 突变体对干旱最敏感, 即植物的耐
旱性与 BGLU10 基因的表达水平呈正相关.
2.3 BGLU10调控植物耐旱性机制分析
干旱胁迫环境下植物体内 ABA 水平急剧升高,



图 1 BGLU10基因缺失导致植物对干旱敏感
(a) BGLU10 基因中 T-DNA 的插入位置; (b) 逆转录 RT-PCR 结果显示 BGLU10 基因在 bglu10 突变体中无转录产物. Actin2 为参照; (c) 种
子萌发后 10 d 的幼苗移种于营养土中正常浇水条件下生长 30 d; (d) 植物在移入营养土中正常浇水条件下生长 20 d 后停止浇水 10 d; (e)
生长 14 d 的 WT 和 bglu10 植物在营养土中干旱处理 3 d 的远红外图像; (f) 常规照片显示图(e)中植物的生长状态; (g) bglu10 和 WT 植
物叶面温度差异统计分析(每个叶片测定 2 个像素点, 共统计 40 个像素点取平均值并统计方差); (h) 折线图显示 bglu10 和 WT 失水速率
(取 6 个叶片进行失水率统计分析, 实验重复 4 次取平均值并统计方差)



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图 2 BGLU10基因超表达增强植物的耐旱性
(a) WT 和 BGLU10-OE 植物定量 PCR 结果; (b) 干旱处理 5 d 后 bglu10, WT 和 BGLU10-OE 植物的脱水症状; (c) bglu10, WT 和 BGLU10-
OE 植物复水后叶片恢复生长状况; (d) bglu10, WT 和 BGLU10-OE 植物失水速率比较(每种植物取 6 个叶片, 实验重复 4 次取平均值并
计算方差)


并通过复杂的基因表达网络调控最终表现为植物干
旱适应能力提高[9,29]. 为进一步阐明 BGLU10 在植物
抗旱中的作用 , 我们测定和分析了正常生长及干旱
胁迫条件下植物体内总 β-葡萄糖苷酶活性, 结果显
示 bglu10, WT和 BGLU10-OE植物在干旱胁迫条件下
β-葡萄糖苷酶活性均比正常生长条件下升高 , 其中
BGLU10-OE 植物总体 β-葡萄糖苷酶活性最高 , 而
bglu10 突变体总体酶活性最低(图 3(a), 在 P < 0.05 水
平上任意两者间均存在显著性差异), 而且 bglu10,
WT 和 BGLU10-OE 植物中 ABA 含量测定结果与 β-
葡萄糖苷酶活性结果相一致(图 3(b)). 前人的研究表
明ATHB6和RD22两个基因的表达量受植物体内ABA
水平和干旱处理而显著升高[30~32]. 我们进一步通过定
量 PCR 方法检测了 bglu10, WT 和 BGLU10-OE 植物中
ATHB6 和 RD22 两个基因的表达量是否受 BGLU10 基
因表达水平及 ABA 含量的影响, 结果表明 ATHB6 和
RD22 两个基因的表达量均受干旱处理而上调, 其中
BGLU10-OE 植物中 ATHB6 和 RD22 两个基因表达量
最高, 而在 bglu10 突变体中最低(图 3(c)和(d)). 这一
结果暗示 BGLU10 可能通过调节 ABA 含量进而调控
耐旱基因表达而参与植物的干旱应答反应.
2.4 BGLU10定位于液泡中
文献[19]基于蛋白质氨基酸序列信号肽的生物
信息学分析预测, BGLU10 蛋白可能定位于液泡中.
为进一步揭示 BGLU10 在植物干旱应答反应中的调
控机制 , 我们通过拟南芥叶肉细胞原生质体瞬时表
达方法来研究 BGLU10 的亚细胞定位, 结果表明带
GFP 标签的 BGLU10 融合蛋白存在于细胞中的特定
区域, 这些区域无叶绿体等细胞器存在(图 4(a3)). 随
后我们选择了液泡膜蛋白 γ-TIP1 作为液泡的标志蛋
白用以验证 BGLU10 所在区域是否为液泡[33], 并将
γ-TIP1 基因编码区插入红色荧光蛋白 pHBT-DsRed
载体中以便于进行荧光共定位观察分析, 当 BGLU10-
pHBT-GFP 和 γ-TIP1::pHBT-DsRed 两个载体同时转
化拟南芥叶肉细胞原生质体时, BGLU10::GFP 绿色




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论 文

图 3 BGLU10调控植物干旱反应机制分析
(a) bglu10, WT 和 BGLU10-OE 植物在正常浇水条件及干旱胁迫处理时总 β-葡萄糖苷酶活性 (实验重复 3 次取平均值并计算方差); (b)
bglu10, WT 和 BGLU10-OE 植物在正常浇水条件及干旱胁迫处理时 ABA 含量(实验重复 3 次取平均值并计算方差); (c)和(d)定量 RT-PCR
结果显示在 bglu10, WT 和 BGLU10-OE 植物中 ATHB6 或 RD22 基因表达水平受干旱胁迫诱导(实验重复 3 次取平均值并计算方差)



荧光与 γ-TIP1::DsRed 红色荧光发生良好重叠 (图
4((b3)~(e3))). 同时, 我们观察到 pHBT-GFP 载体作
为对照转化原生质体时 , 绿色荧光几乎遍布整个细
胞(图 4((a1)~(d1))); 而且 pHBT-DsRed 载体作为对照
也显示同样的结果(图 4((a2)~(d2))). 这一结果说明
BGLU10 酶蛋白定位于液泡中, 并暗示 BGLU10 可能
水解液泡中储存的 ABA-GE, 释放具生物学活性的
游离 ABA 并导致细胞内 ABA 水平升高.
2.5 BGLU10 基因在多种组织中表达并受多种非
生物胁迫诱导
为检测 BGLU10 基因在植物中的组织表达情况,
我们将该基因编码区上游约 800 bp 的片段插入 GUS
报告基因前以驱动 GUS 基因表达, pBGLU10-GUS 转
基因植物的组织染色结果表明 BGLU10 基因在根、莲
座叶、茎及茎生叶、花和果荚中均有表达, 尤其在成
熟的输导组织中表达水平较高(图 5(a)). 逆转录 RT-
PCR 结果也印证了 GUS 的染色结果(图 5(b)). 此外,
BGLU10 基因表达水平还受 ABA、盐及脱水处理诱
导升高(图 5(c)). BGLU10 基因组织表达染色和胁迫
诱导分析的结果可能暗示了 BGLU10 基因参与多种
胁迫条件下 ABA-GE 的水解, 释放游离 ABA 参与这
些非生物胁迫应答反应.
3 讨论
植物激素 ABA 不仅调节植物的生长发育, 还调
节植物的多种逆境胁迫应答反应, 植物体内 ABA 水
平受合成速率和分解代谢速率的共同调节[6]. 长期以



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图 4 BGLU10在原生质体中的亚细胞定位观察
(a1)~(d1) pHBT-GFP 载体作为对照转化原生质体时绿色荧光几乎遍布整个细胞; (a2)~(d2) pHBT-DsRed 载体作为对照转化原生质体时
红色荧光几乎遍布整个细胞; (a3) BGLU10::GFP 的绿色荧光; (b3) γ-TIP1::RFP 的红色荧光; (c3) 叶绿体自发荧光; (d3) 原生质体透射光
图像; (e3) 叠加图像((a3), (b3), (c3), (d3))


来人们认为 ABA-GE 仅仅作为 ABA 的无活性储存形
式[34]. 2006 年, Lee 等人[17]首次报道拟南芥中 β-葡萄
糖苷酶家族成员之一 ATBG1 的 T-DNA 插入突变体
表现出对干旱敏感的表型, 而且外源施加 ABA 可以
部分恢复这些干旱敏感的性状 , 这一研究结果为人
们认识胁迫条件下植物体内 ABA 水平调节机制提供
了新的思路.
本研究的实验结果表明, 拟南芥 β-葡萄糖苷酶
家族另外一个成员 BGLU10 也参与植物的干旱抗性
反应. 在干旱胁迫处理时 T-DNA 插入突变体 bglu10
比野生型 WT 更快萎蔫死亡(图 1(c), (d)), 叶面温度
的远红外成像分析(图 1(e))结果暗示了 bglu10 突变体
可能由于气孔处于较大的开放状态而导致水分丧失
过快(图 1(g), (h)). 相反, BGLU10 基因的过表达植物
表现出比 WT 更强的耐旱性(图 2((b)~(d))), ABA 含量
测定结果也与植物耐旱性差异结果相一致 , 无论正
常浇水生长还是干旱处理条件下, BGLU10-OE 株系
ABA 含量均高于 WT 和 bglu10 突变体; 相反, bglu10
突变体在上述两种生长条件下, ABA 含量均较低(图
3(b)). 大量的研究证明 ABA 介导的植物脱水耐性反
应与特定基因的表达调控有关, 其中 ATHB6 基因受
缺水和外源 A B A 处理而表达上调 [ 3 5 ] . 另外 ,




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论 文

图 5 BGLU10基因的表达分析
(a) BGLU10 基因启动子驱动的 GUS 组织表达染色: 1, 2 周龄的幼
苗; 2, 茎; 3, 茎生叶; 4, 花序和果荚; (b) 逆转录 RT-PCR 结果显
示 BGLU10 基因在多种组织中的表达; (c) 逆转录 RT-PCR 结果显
示 BGLU10 基因受多种非生物胁迫而诱导表达


脱水响应基因之一 RD22 也受外源 ABA 处理和干旱
胁迫诱导表达[30,36]. 我们对 ATHB6 和 RD22 两个干旱
或 ABA 响应基因的表达分析表明, BGLU10-OE 植物
中这两个基因表达最高而在 bglu10 突变体中表达较
低(图 3(c), (d)). 同时, bglu10, WT 和 BGLU10-OE 植
物中, 总 β-葡萄糖苷酶活性也与植物间抗旱性差异
呈正相关(图 3(a)). BGLU10 基因的组织表达分析表
明, 该基因在根、茎、叶及果荚等均有表达(图 5(a),
(b)), 而且该基因的表达受多种非生物胁迫诱导升高
(图 5(c)). 这些结果也有助于解释 ABA 含量与耐旱性
的关系, 即 BGLU10 的功能与 ATBG1 类似, 参与水
解 ABA-GE释放游离 ABA从而增强植物的抗旱能力.
如前所述, 植物中 ABA-GE 一般储存在液泡、质
外体空间甚至木质部汁液中[18]. Lee 等人[17]的研究表
明 ATBG1 定位于内质网内, 因而作者假定细胞膜上
存在一种 ABA-GE 的转运蛋白, 负责干旱等胁迫条
件下将液泡或质外体空间存储的 ABA-GE 运输入内
质网, 被 ATBG1 水解释放游离 ABA. 然而这种假定
的 ABA-GE 转运蛋白是否存在, 其转运 ABA-GE 的
机制如何均需要进一步的研究 . 我们利用液泡膜蛋
白 γ-TIP1 作为液泡的标志蛋白通过 GFP 和 RFP 的共
定位结果证明 BGLU10 定位于液泡内 (图 4((a3)~
(e3))), 这一结果不仅验证了 BGLU10 亚细胞定位的
生物信息学分析[19], 更重要的是 BGLU10 的液泡内
定位为其直接水解液泡内存在的 ABA-GE 提供了细
胞内区隔的潜在理论基础 . 液泡中储存的 ABA-GE
是否不断地被水解, 释放游离 ABA, 还是在特定的
胁迫或生长发育阶段被快速水解? 也就是说何种信
号触发 BGLU10 的活性使其发挥酶解 ABA-GE 的功
能? BGLU10 酶活性调节的分子机制如何? 这些问
题的回答有助于人们全面了解 BGLU10 在植物抗旱
反应中的功能 , 以及为通过基因工程等手段提高植
物的抗旱性提供理论依据.
致谢 感谢湖南农业大学肖浪涛教授在 ABA含量测定实验中提供的帮助.
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