全 文 ：书第 32 卷 第 3 期 海 洋 环 境 科 学 Vol ． 3 2 ，No ． 3
2 0 1 3 年 6 月 MARINE ENVIRONMENTAL SCIENCE June 2 0 1 3
【调查与研究】
Cu和 Cd联合胁迫对海草泰来藻体内 Cd的
亚细胞分布的影响及其生态学意义
冯韶辉1，2，黄小平1，张景平1
(1．中国科学院南海海洋研究所 热带海洋环境国家重点实验室，广东 广州 510301;2．中国科学院研究生院，北京 100049)
摘 要:利用差速离心法研究了 Cu和 Cd联合胁迫下热带海草泰来藻(Thalassia hemprichii)体内 Cd的亚细胞分布，并分析
了该联合胁迫对 Cd的亚细胞分布的影响及其生态学意义。结果表明，在 Cu和 Cd联合胁迫下，叶是泰来藻累积 Cd 的主要
部位，且根和叶中细胞溶质部分的 Cd始终占据绝对优势，其比例为 65% ～ 94%，说明细胞溶质部分是 Cd 在泰来藻体内的
主要分布位点，这种分布特性可能会增强海草 Cd的动物可利用性。泰来藻叶和根及其各亚细胞组分的 Cd含量具有显著的
Cu和 Cd浓度依赖性(P ＜ 0． 05)。三种浓度的 Cd(0． 001 mg /L、0． 01 mg /L和 0． 1 mg /L)分别与低浓度 Cu(0． 1 mg /L)的复
合处理下，泰来藻长势依然良好，但使叶和根对 Cd的累积量显著增加，且 Cd在亚细胞的分布显示出细胞壁上的分配比例显
著增加的趋势，这种分配特性可能会增大 Cd在碎屑食物链上传递效率。另一方面，同样三种浓度的 Cd 与高浓度 Cu(1． 0
mg /L)的复合处理下，泰来藻根和叶各亚细胞组分对 Cd的累积量明显低于 Cd 与低浓度 Cu 的复合处理，但 Cd 在叶绿体上
的分配比例却显著增加，这是致使泰来藻衰亡的主要原因。本研究首次分析了重金属的联合胁迫对泰来藻根和叶中 Cd 的
亚细胞分布的影响，发现不同金属浓度的联合胁迫可改变 Cd在泰来藻根和叶的亚细胞分布，可为 Cd在海洋食物链上的传
递研究提供基础支撑。
关键词:镉;铜;联合胁迫;泰来藻;亚细胞分布;累积
中图分类号:Q945． 78 文献标识码:A 文章编号:1007-6336(2013)03-0321-06
Subcellular distribution of cadmium in seagrass Thalassia hemprichii and
its ecological significance under coupled stress of copper and cadmium
FENG Shao-hui1，2，HUANG Xiao-ping1，ZHANG Jing-ping1
(1． State Key Laboratory of Tropical Oceanology，South China Sea Institute of Oceanology，Chinese Academy of Sciences，Guangzhou
510301，China;2． Graduate University of Chinese Academy of Sciences，Beijing 100049，China)
Abstract:Subcellular distribution of Cd in seagrass Thalassia hemprichii under coupled stress of Cu and Cd was investigated using the
differential centrifugation technique． Cd was mainly accumulated in leaves and 65%～94% of Cd was distributed in soluble fraction of
root or leave under all the treatments，suggesting that the soluble fraction is the main storage site for Cd in seagrass T． hemprichii，which
might enhance bioavailability of Cd from seagrass in marine food chains． A significant Cu and Cd-concentration-dependent effect of the
content of Cd in various subcellular fractions and /or different tissues was observed under Cu and Cd coupled stresses． Under coupled
stresses of Cd and low Cu level (0． 1 mg /L) ，the content of Cd in seagrass increased significantly，accompanying an increasing in per-
centage of cytoderm-containing fraction，which might enhance the transfer efficiency of Cd in marine detritus food chains． On the con-
trary，under coupled stress of Cd and high Cu level (1． 0 mg /L) ，the content of Cd in various subcellular fractions significantly lower
than those under the coupled stresses of Cd and low Cu level． However，the percentage of choloplast-containing fraction increased re-
markably，which might be one of the important reasons causing seagrass＇s death． It is the first time we study the subcellular distribution
of Cd in seagrass T． hemprichii under coupled metal stress，which could be suggested that the difference in toxicity under diverse cou-
pled stress of Cd and Cu will change the subcellular distribugion of Cd in leave and root of T． hemprichii．
Key words:Cu;Cd;coupled stress;Thalassia hemprichii;subcellular fraction;accumulation
收稿日期:2012-09-03，修订日期:2012-11-01
基金项目:国家自然科学基金项目(41076069，40776086) ;南海区海草床环境质量综合评价方法［DOMEP-(MEA)-01-03］
作者简介:冯韶辉(1988-) ，男，福建福安人，硕士研究生，主要从事海洋环境污染与生态保护研究
通讯作者:黄小平，博士，研究员，E-mail:xphuang@ scsio． ac． cn
322 海 洋 环 境 科 学 第 32 卷
海草生活在近岸沿海水域［1］，具有较高的初级生产
力［2］，并且对周围环境中的重金属具有较强的累积能
力［3］。海草床生态系统具有重要的生态功能和经济价
值，然而，由于人为因素引起的海草生境的退化已在全世
界范围内蔓延［1，4］。
Cu是植物体维持正常的新陈代谢过程所必需的微量
元素，植物具有主动摄取 Cu 的倾向;而 Cd 是非必需元
素，植物可能会主动分泌或区室化(compartmentation)这
些金属［5］。然而，这两种金属在高浓度时均会对植物产
生毒性效应［5-7］。研究表明，重金属在海洋生物体内的亚
细胞分布与其捕食者对该重金属的累积息息相关。例
如，桡足类对硅藻细胞壁上的金属具有相对较高的同化
效率［8］，而草虾(Palaemon macrodatylus)对底栖生物蛤
(Macoma balthica)体内以 TAM(trophically available metal，
主要包括分配到细胞器、热变性蛋白及热稳定蛋白上的
金属)形式存在的金属的同化率接近 100%［9］;而在生物
体内以 MRG(富含金属颗粒)形式存在的金属很难通过
食物链传递［10］。海草是许多底栖贝类、经济型鱼类、儒艮
(dugong)、海龟(sea turtle)等的重要食物来源［1，11-12］，海
草对重金属的累积量及重金属在海草体内的亚细胞分布
将直接影响到这些捕食者对该重金属的累积量，甚至还
可能影响到人类的健康。研究表明，液泡是高等植物区
室化 Cd的重要部位［13-15］;也有研究发现，Cd 主要累积在
细胞壁［16-17］或细胞溶质部分［16］。然而，目前对 Cd 在海
草泰来藻(Thalassia hemprichii)体内的亚细胞分布的研究
还未曾见过报道。
环境干扰通常是多种干扰产生耦合作用［18］，多种污
染物共同作用形成的复合污染在实际环境中更为常见。
同时，海草主要通过叶片和根分别从海水和沉积物中吸
收重金属［19-20］，这使得海草受重金属联合胁迫的可能性
进一步增加。因此，本文将对 Cu 和 Cd 联合胁迫下，Cd
在泰来藻根和叶中的亚细胞分布进行研究，分析重金属
复合污染对泰来藻的影响，为海草床的保护与可持续利
用提供科学依据。
1 材料与方法
1． 1 海草的采集与培养
于 2012 年 1 月在海南三亚新村湾采集泰来藻。在采
集植株时，铲子(不锈钢)入地 6 ～ 8 cm，目的是保存植株
的全整性。采集完海草后，立即用现场海水冲洗海草各
部位，以去除碎屑物和沉积物。将海草装入泡沫箱，运回
实验室。
在实验室中，将海草分装入玻璃水缸中(水缸体积为
27 cm × 22 cm × 25 cm，可装海水 12 L) ，用经 0． 45 μm 膜
过滤的采集地海水［21］，在光强为 125 000 lx(由金属卤素
灯提供)和 25 ℃条件下预培养 5 d。5 d 适应期后，去除
死亡和衰老的组织，选取株高、株龄相近，且根、茎、叶各
部位生长良好的植株进行胁迫培养。
1． 2 Cu和 Cd联合胁迫实验
研究表明，新村湾海水中 Cd 的浓度范围为 0． 06 ～
0． 12 μg /L，Cu 的浓度范围为 2． 99 ～ 3． 26 μg /L［22］。同
时，根据海水水质标准(GB 3097-1997) ，第四类海水中 Cd
和 Cu的最高浓度分别为 0． 01 mg /L和 0． 05 mg /L。为了
更好地体现实验设计的生态相关性［23］，也为了能在短期
的毒性胁迫实验中观察到毒性症状，故实验设计中 Cd 或
Cu的最高浓度为第四类海水水质标准的 10 ～ 20 倍，即
Cd 的浓度梯度为 0． 001 mg /L、0． 01 mg /L和 0． 1 mg /L，Cu
的浓度梯度为 0． 1 mg /L和 1． 0 mg /L。同时，设置一个对
照(不添加 Cu和 Cd的处理) ，共 7 种处理，每种处理重复
3 次。所有的 Cd处理溶液均用 CdCl2·1 /2H2O固体进行
配制，Cu处理溶液均用 CuCl2·2H2O 固体进行配制。联
合胁迫实验是静态条件下进行的，营养液每隔 2 d更换一
次［21］，并将 Cd和 Cu的浓度调整到初始水平。实验过程
中用增氧泵连续温和通气。pH 用 0． 1 mol /L HCl 或 0． 1
mol /L NaOH 调节，维持在 8． 0 左右，控制光强为 12 500
lx。连续培养 5 d 后，取出海草，先用经 0． 45 μm 膜过滤
的海水反复冲洗海草各部位，再在 250 mL 1 mmol /L
Na2-EDTA中交换 5 min
［24］，以去除表面吸附的 Cd2 + 和
Cu2 +，最后用去离子水冲洗干净，吸干表面水分，将根和
叶分装，冷藏备用。
1． 3 亚细胞组分的分离
采用差速离心法对不同的细胞组分进行分离。根据
Wu等［25］的方法:冷藏的叶和根解冻后，准确称取 0． 5 g
鲜样，在玻璃匀浆器中，加入 5 mL 预冷的匀浆液后研磨
匀浆，匀浆液在 600 r /min下离心 10 min，沉淀为叶或根含
细胞壁和未破坏残渣部分(F1)。第一次离心得到的上清
液在 1 500 r /min下离心 10 min(叶) ，沉淀为含叶绿体部
分(F2) ;或在 2 500 r /min 下离心 20 min(根) ，沉淀为含
质体部分(F2)。取第二次离心得到的上清液在 11 000
r /min下离心 1 h，沉淀为含线粒体部分(F3) ;得到的上清
液为含蛋白及液泡等的细胞溶质部分(F4)。上述匀浆过
程和分离过程均在 4 ℃下进行。
1． 4 各亚细胞组分中重金属含量的测定
F1 组分用 HNO3-HClO4(4 ∶ 1)缓慢加热消煮至澄
清［26-27］，用 10%的 HNO3溶液定容后，用 AAS无火焰法测
定 Cd的含量。F2、F3 和 F4 组分分别用匀浆液定容、摇匀
后［25］，直接用 AAS 无火焰法测定 Cd 的含量。同时做试
剂空白。分析时所用的 HNO3和 HClO4均为优级纯。所
测结果以湿重计(10-9FW)。
1． 5 数据分析
第 3 期 冯韶辉，等:Cu和 Cd联合胁迫对海草泰来藻体内 Cd的亚细胞分布的影响及其生态学意义 323
所有数据均用Microsoft Excel 2010 和 SPSS 13． 0 软件
进行处理，用双因素方差分析法(two-way ANOVA)进行方
差齐性、正态性和显著性检验，用 LSD 法进行平均数的多
重比较，所得结果均为 3 次重复的平均值 ±标准误(x ±
S． E．)。取 P ＜ 0． 05 作为置信度来判断方差分析结果的
显著性。利用 SigmaPlot 10． 0 软件作图。
2 结果与分析
2． 1 Cd在泰来藻根和叶的累积差异
由表 1 可知，Cd在泰来藻叶和根中累积量具有显著
的处理间差异性。Cd 与 1． 0 mg /L Cu 的复合处理(即处
理 B、D、F)使叶和根的含 Cd 量要显著低于相应的 Cd 与
0． 1 mg /L Cu的联合处理(即处理 A、C、E)。在各处理条
件下(除处理 B 外) ，Cd 在叶的含量均要高于根，最高值
是根的 3 倍左右(处理 A) ，说明在 Cu 和 Cd 的联合胁迫
下，叶片仍是泰来藻累积 Cd的主要部位。
在 Cu和 Cd联合胁迫下，Cd 在泰来藻根和叶的总含
量具有显著的 Cu和 Cd浓度依赖性，即 Cd暴露浓度的增
加使叶和根的含 Cd量也增加，例如，泰来藻叶中 Cd 的含
量呈现出以下规律:E(4 248 × 10-9)＞ C(2 759 × 10-9)＞ A
(1 956 × 10-9) ;而 Cd(0． 001 mg /L、0． 01 mg /L和 0． 1 mg /
L)与高浓度 Cu(1． 0 mg /L)的 3 种复合处理均使叶和根
的含 Cd量显著低于 Cd 与低浓度 Cu(0． 1 mg /L)的复合
处理，例如，对处理 A 和 B 而言，虽然 Cd 暴露浓度相同，
但 Cu暴露浓度的增加使处理 B叶和根的含 Cd量显著低
于处理 A。
表 1 海草叶和根各亚细胞组分中 Cd的含量
Tab． 1 The content of Cd among different subcellular fractions and tissues after 5 days’exposure
处理 /mg·L-1 组织
w /10-9(FW)
含细胞壁和未
破坏残渣部分
F1
含叶绿体(叶)或
含质体(根)部分
F2
含线粒体等
细胞器部分
F3
细胞溶质
部分
F4
总计
对照
叶 47． 72 ± 8． 10a 7． 12 ± 0． 71b 6． 89 ± 0． 72b 699． 72 ± 17． 59c 761． 45 ± 8． 62
根 42． 55 ± 2． 49a 20． 57 ± 1． 81a － 350． 46 ± 35． 24b 413． 58 ± 35． 46
A(Cd:0． 001，Cu:0． 1)
叶 95． 11 ± 1． 69a 15． 98 ± 1． 12a 6． 31 ± 0． 91a 1838． 38 ± 94． 81b 1955． 77 ± 93． 78
根 8． 39 ± 1． 10a 21． 78 ± 1． 74a 20． 24 ± 0． 77a 627． 70 ± 10． 69b 678． 12 ± 7． 33
B(Cd:0． 001，Cu:1． 0)
叶 11． 46 ± 0． 27a 26． 29 ± 1． 07b 4． 76 ± 0． 39a 134． 59 ± 7． 99c 177． 10 ± 8． 16
根 1． 29 ± 0． 17a 13． 51 ± 1． 05a 3． 87 ± 0． 74a 322． 03 ± 17． 00b 340． 70 ± 17． 44
C(Cd:0． 01，Cu:0． 1)
叶 318． 63 ± 14． 04a 269． 67 ± 17． 14a 8． 87 ± 0． 77b 2162． 30 ± 60． 62c 2759． 47 ± 62． 99
根 108． 16 ± 10． 79a 85． 57 ± 6． 25a 2． 51 ± 1． 01a 1584． 40 ± 63． 22b 1780． 64 ± 79． 18
D(Cd:0． 01，Cu:1． 0)
叶 94． 31 ± 6． 28a 150． 24 ± 1． 50b 33． 42 ± 1． 82c 1163． 64 ± 33． 52d 1441． 62 ± 40． 47
根 75． 09 ± 2． 13a 102． 76 ± 4． 39a 33． 02 ± 2． 71a 1180． 99 ± 54． 37b 1392． 67 ± 51． 94
E(Cd:0． 1，Cu:0． 1)
叶 1018． 86 ± 8． 84a 303． 57 ± 1． 31b 179． 63 ± 16． 68b 2712． 20 ± 95． 57c 4247． 59 ± 67． 29
根 330． 65 ± 9． 73a 347． 18 ± 15． 23a 125． 21 ± 5． 96b 1960． 73 ± 21． 97c 2763． 77 ± 51． 21
F(Cd:0． 1，Cu:1． 0)
叶 304． 69 ± 8． 07a 385． 35 ± 16． 84a 44． 85 ± 1． 00b 2315． 25 ± 80． 67c 3050． 15 ± 103． 58
根 204． 09 ± 13． 87a 200． 93 ± 1． 51a 40． 67 ± 2． 86b 1915． 16 ± 9． 86c 2360． 85 ± 22． 31
所有数据均为三次重复的平均值 ± S． E．。同一行中不同的字母(a、b和 c)表示各亚细胞组分间存在显著性差异(P ＜ 0． 05)。
－表示低于检出限。
2． 2 Cd在泰来藻不同亚细胞组分中的分配
由表 1 和图 1 可知，在 Cu和 Cd联合胁迫下，泰来藻
根和叶各亚细胞组分的含 Cd 量具有显著的 Cu 和 Cd 浓
度依赖性(P ＜ 0． 05) ，即随着 Cd暴露浓度的增加，各亚细
胞组分的含 Cd 量也显著增加。相反，Cd(0． 001 mg /L、
0． 01 mg /L和 0． 1 mg /L)与高浓度 Cu(1． 0 mg /L)的三种
复合处理，均使各亚细胞组分的含 Cd 量显著低于 Cd 与
低浓度 Cu(0． 1 mg /L)的复合处理(除处理 B 的叶 F2 组
分及处理 D的叶 F3 组分外)。
在各处理下泰来藻叶和根中均以细胞溶质部分(F4)
的含 Cd 量占有绝对优势，分别占总 Cd 量的 65%～ 94%
(叶)和 71% ～95%(根) ，而含线粒体等细胞器部分(F3)
的含 Cd量最低，分别占 0． 3% ～ 4%(叶)和 0． 1% ～ 5%
(根)。同时，Cd在细胞壁部分(F1)和叶绿体或质体部分
(F2)的含 Cd 量显示出较大的处理和组织间的差异性。
在叶中，Cd(0． 001 mg /L、0． 01 mg /L和 0． 1 mg /L)与低浓
度 Cu(0． 1 mg /L)的复合处理(即处理 A、C、E)使 Cd在细
胞壁(F1)上的分配比例(5% ～ 24%)显著高于 Cd 在叶
绿体上的分配比例(0． 8% ～ 10%) ，而 Cd(0． 001 mg /L、
0． 01 mg /L和 0． 1 mg /L)与高浓度 Cu(1． 0 mg /L)的复合
处理(即处理 B、D、F)却使 Cd在细胞壁(F1)上的分配比
例(6% ～ 10%)显著低于 Cd 在叶绿体上的分配比例
(10% ～15%)。在根部，Cd在细胞壁(F1)和质体(F2)上
的分配规律性则不明显。
与对照组相比，在泰来藻叶中，Cu 和 Cd 的复合处理
(除 0． 001 mg /L Cd和 0． 1 mg /L Cu的复合处理外)使 Cd
在细胞溶质部分(F4)的分配比例降低 11% ～ 27%，却使
Cd在叶绿体(F2)的分配比例显著增加 6% ～ 14%(P ＜
0． 05) ;Cd(0． 01 mg /L和 0． 1 mg /L)与 0． 1 mg /L Cu的复
合处理使 Cd在细胞壁(F1)上的分配比例显著增加5% ～
324 海 洋 环 境 科 学 第 32 卷
18%，而 Cd 与 1． 0 mg /L Cu 的复合处理使 Cd 在细胞壁
(F1)上的分配比例维持在 6% ～ 10%。值得注意的是，
0． 1 mg /L Cd和 0． 1 mg /L Cu的复合处理(即处理 E)具有
最高的细胞壁分配比例(24%)和最低的细胞溶质分配比
例(65%)。对具有相同 Cd 暴露浓度的两种处理进行比
较后可发现(除 0． 001 mg /L Cd 和 Cu(0． 1 mg /L 和 1． 0
mg /L)的复合处理外) ，Cd与 1． 0 mg /L Cu的复合处理使
Cd在叶绿体(F2)和细胞溶质(F4)中的分配比例分别增
加 0． 6% ～ 5%和 2% ～11%，而 Cd在细胞壁(F1)上的分
配比例显著下降 5% ～14%(图 1)。
图 1 泰来藻叶和根各亚细胞组分中 Cd的比例
Fig． 1 The percentage of Cd in various subcellular fractions of leave and root exposed to various treatments
对照 Control:不添加 Cu和 Cd的处理 Cd = 0 and Cu = 0;A:Cd = 0． 001 mg /L and Cu = 0． 1 mg /L;B:Cd = 0． 001 mg /L and Cu = 1． 0 mg /
L;C:Cd = 0． 01 mg /L and Cu = 0． 1 mg /L;D:Cd = 0． 01 mg /L and Cu = 1． 0 mg /L;E:Cd = 0． 1 mg /L and Cu = 0． 1 mg /L;F:Cd = 0． 1 mg /L
and Cu = 1． 0 mg /L
与对照相比，在泰来藻根部，Cu 和 Cd 的联合处理均
使 Cd在细胞壁(F1)上的分配比例有不同程度的降低，下
降幅度最大为 10%左右(即 0． 001 mg /L Cd和 Cu的联合
处理) ;并使 Cd在线粒体等细胞器(F3)和细胞溶质(F4)
上的分配比例分别增加 0． 1% ～ 4%和 0 ～ 10%(除 0． 1
mg /L Cd和 0． 1 mg /L Cu的复合处理外)。除 0． 001 mg /L
Cd 和 Cu的复合处理(即处理 A和 B)外，Cu和 Cd的复合
处理也使 Cd在质体(F2)上的分配比例有所增加(图 1)。
随着 Cd浓度的增加，Cd 在细胞壁(F1)上的分配比例显
著增加，而在细胞溶质上的分配比例降低，其中，0． 1
mg /L Cd和 0． 1 mg /L Cu 的复合处理(即处理 E)具有最
高的细胞壁分配比例(12%)和最低的细胞溶质分配比例
(71%)。
3 讨 论
在 Cu和 Cd的联合胁迫下，叶片是泰来藻累积 Cd的
主要部位，这与 Alvarez- Legorreta 等［28］的研究结果类似。
研究发现，除了根以外，海草还可通过叶片从周围海水中
吸收重金属［29］。随着 Cd暴露浓度的增加，泰来藻叶和根
及其各亚细胞组分的 Cd含量也显著增加，这说明在一定
条件下海草可持续富集 Cd。Lozano-Rodriguez 等［16］和
Ramos等［30］的研究也发现，海草植株 Cd 含量与外界 Cd
浓度有良好的相关性。值得注意的是，泰来藻叶和根及
其各亚细胞组分的含 Cd量却随着 Cu 暴露浓度的增加而
显著降低。这与高浓度的 Cu(1． 0 mg /L)会与 Cd 竞争细
胞质膜上的吸附位点，或与高浓度的 Cu胁迫诱导膜脂的
氧化损伤［6，31］，从而改变质膜的通透性，进而引起细胞质
液外溢，最终使组织的含 Cd 量显著降低等有一定的关
联。事实上，在高浓度 Cu的处理下暴露 5 d后，泰来藻叶
片就过早的出现死亡、衰老和脱落现象。
在各处理条件下，海草叶和根中细胞溶质始终是 Cd
的主要分布位点，分配比例达 65%～ 94%。这部分的 Cd
主要是储存于液泡中的 Cd 及与蛋白质等相结合而存在
于细胞溶质中的呈可溶态的 Cd。一般而言，植食性动物
对植物叶片中的蛋白质、水分和糖类等成分的同化效率
较高，因此，在 Cu 和 Cd 的复合处理下，高分配比例的细
胞溶质态 Cd在一定程度上会增强其生物可利用性，从而
增强海草捕食者对 Cd 的同化效率，进而增加 Cd 在海洋
食物链上的传递率。另一方面，Cd与高浓度 Cu的复合处
理对泰来藻显示出较强的毒性，在此类处理下暴露 3 d
后，就使泰来藻叶片变成黑褐色，症状始于叶尖和叶边缘
部位，并逐渐向叶基部扩散。海草是单子叶植物，所有单
子叶植物都有一个共性:叶片基部是最年轻的细胞，而叶
尖部位是最老的细胞［32］。本研究结果表明，在 Cd与高浓
度 Cu的复合处理下，叶片最老部位是泰来藻受毒害较严
重的部位。同时，在采集海草时，我们发现，海草叶尖和
叶边缘部位是海洋生物啃食最多的部位，因此，在重金属
胁迫下，海草叶片所显示出的中毒症状有可能增强其在
第 3 期 冯韶辉，等:Cu和 Cd联合胁迫对海草泰来藻体内 Cd的亚细胞分布的影响及其生态学意义 325
食物链上的传递。
在泰来藻叶中，虽然 0． 1 mg /L Cd和 0． 1 mg /L Cu的
复合处理(处理 E)使泰来藻具有最高的含 Cd量，但相对
较多的 Cd被分配到细胞壁上(占总 Cd 量的 24%) ，从而
使 Cd在细胞溶质中的分配比例相对减少，这可有效的降
低 Cd对关键细胞器和关键新陈代谢过程的损伤。与 Cd
和较低浓度 Cu(0． 1 mg /L)的复合处理相比，Cd和较高浓
度 Cu(1． 0 mg /L)的复合处理均使 Cd在叶绿体上的分配
比例显著增加。这是导致高浓度 Cu 处理下，泰来藻过早
的出现叶片衰老、死亡和脱落现象的重要原因之一。研
究表明，Cd对光合作用暗反应阶段光合碳循环(calvin cy-
cle)的影响较大［33-35］，光合作用一旦受到影响就不能提供
足够的糖类等物质用于正常的新陈代谢，从而造成海草
的死亡。
在泰来藻根部，低浓度复合处理(0． 001 mg /L Cd 和
0． 1 mg /L Cu)虽使 Cd的含量显著增加(与对照相比) ，并
使 Cd在细胞溶质中的分配比例显著高于对照，但在该处
理下泰来藻长势良好，这说明低浓度重金属的联合胁迫
可能会刺激泰来藻根部植物螯合肽(PC)、类金属硫蛋白
(类 MT)等的合成［28，36-37］，这些多肽与 Cd、Cu相结合并形
成毒性较低的螯合物，运输至液泡储存起来，以保护细胞
的关键新陈代谢过程不受影响。随着 Cd 暴露浓度的增
加，Cd在细胞壁上的分配比例显著增加，而在细胞溶质中
的分配比例显著降低，这说明外界 Cd浓度的增加可能会
促使泰来藻根部细胞溶质中的 Cd向细胞壁上转移，从而
减弱高浓度 Cd 对细胞新陈代谢过程的损害。由于无法
从表面上观察在各处理条件下，泰来藻根部是否受到胁
迫，以及胁迫程度如何，因此需要进一步做分子生物学方
面的研究加以确定。
4 结 语
在 Cu和 Cd联合胁迫下，叶是泰来藻累积 Cd的主要
部位，并且细胞溶质始终是 Cd 在细胞内的主要分布位
点，这在一定程度上会增强海草中 Cd 的生物可利用性，
加大其在海洋食物链上的传递效率。Cd 与高浓度 Cu 的
复合处理对泰来藻显示出较强的毒性，使 Cd 在叶绿体上
的分配比例显著增加，这成为致使泰来藻死亡的主要原
因;而 Cd 与较低浓度 Cu 的复合处理反而增强了泰来藻
抗胁迫能力，但该处理使 Cd在叶片细胞壁上的分配比例
显著增加。今后应加强重金属在植物体内的亚细胞分布
及其对食物链传递效率影响的研究，同时还要注重实验
设计的生态相关性。
参考文献:
［1］SHORT F T，POLIDORO B，LIVINGSTONE S R，et al． Extinction
risk assessment of the world ＇s seagrass species［J］． Biological
Conservation，2011，144(7) :1961-1971．
［2］SHORT F T，WYLLIE-ECHEVERRIA S． Natural and human-in-
duced disturbances of seagrasses［J］． Environmental Conserva-
tion，1996，23(1) :17-27．
［3］PERGENT G，LABBE C，LAFABRIE C，et al． Organic and inor-
ganic human-induced contamination of Posidonia oceanica mead-
ows［J］． Ecological Engineering，2011，37(6) :999-1002．
［4］WAYCOTT M，DUARTE C M，CARRUTHERS T J B，et al． Ac-
celerating loss of seagrasses across the globe threatens coastal e-
cosystems［J］． Proceedings of the National Academy of Sciences，
2009，106(30) :12377-12381．
［5］PRASAD M N V，STRZALKA K． Impact of heavy metals on pho-
tosynthesis． In:PRASAD M N V，HAGEMEYER J． (Eds．)
Heavy Metal Stress in Plants［M］． Berlin:Springer，1999，117-
138．
［6］MAKSYMIEC W，WJCIK M，KRUPA Z． Variation in oxidative
stress and photochemical activity in Arabidopsis thaliana leaves
subjected to cadmium and excess copper in the presence or ab-
sence of jasmonate and ascorbate［J］． Chemosphere，2007，66
(3) :421-427．
［7］MACINNIS-NG C M O，RALPH P J． Variations in sensitivity to
copper and zinc among three isolated populations of the seagrass，
Zostera capricorni［J］． Journal of Experimental Marine Biology
and Ecology，2004，302:63-83．
［8］XU Y，WANG W X． The assimilation of detritus-bound metals by
the marine copepod Acartia spinicauda［J］． Limnology and Ocea-
nography，2002，47(2) :604-610．
［9］WALLACE W G，LUOMA S N． Subcellular compartmentalization
of Cd and Zn in two bivalves． II． Significance of trophically avail-
able metal (TAM) ［J］． Marine Ecology Progress Series，2003，
257:125-137．
［10］NOTT J A，NICOLAIDOU A． Transfer of metal detoxification a-
long marine food chains［J］． Journal of the Marine Biological
Association of the United Kingdom，1990，70(4) :905-912．
［11］ ARAGONES L，LAWLER I，FOLEY W，et al． Dugong grazing
and turtle cropping:grazing optimization in tropical seagrass sys-
tems? ［J］． Oecologia，2006，149(4) :635-647．
［12］樊敏玲，黄小平，张大文，等．海南新村湾海草床主要鱼类及
大型无脊椎动物的食源［J］．生态学报，2011(1) :31-38．
［13］VGELI-LANGE R，WAGNER G J． Subcellular localization of
cadmium and cadmium-binding peptides in tobacco leaves［J］．
Plant Physiology，1990，92(4) :1086-1093．
［14］ RAUSER W E，ACKERLEY C A． Localization of cadmium in
granules within differentiating and mature root cells［J］． Cana-
dian Journal of Botany，1987，65(4) :643-646．
［15］KROTZ R M，EVANGELOU B P，WAGNER G J． Relationships
between cadmium，zinc，Cd-peptide，and organic acid in tobacco
suspension cells［J］． Plant Physiol，1989，91(2) :780-787．
［16］ LOZANO-RODRIGUEZ E，HERNàNDEZ L E，BONAY P，et
al． Distribution of cadmium in shoot and root tissues1［J］． Jour-
nal of Experimental Botany，1997，48(1) :123-128．
［17］LINDSEY P A，LINEBERGER R D． Toxicity，cadmium accumu-
lation and ultrastructural alterations induced by exposure of
Phaseolus seedlings to cadmium［J］． Hortscience，1981，16:
326 海 洋 环 境 科 学 第 32 卷
434．
［18］KELTJENS W G，VAN BEUSICHEM M L． Phytochelatins as bi-
omarkers for heavy metal stress in maize (Zea mays L．)and
wheat (Triticum aestivum L．) :combined effects of copper and
cadmium［J］． Plant and Soil，1998，203:119-126．
［19］LYNGBY J E，BRIX H，SCHIERUP H H． Absorption and trans-
location of zinc in eelgrass (Zostera marina L．) ［J］． Journal of
Experimental Marine Biology and Ecology，1982，58(2 /3) :259-
270．
［20］WARD T J． Temporal variation of metals in the seagrass Posi-
donia australis and its potential as a sentinel accumulator near a
lead smelter［J］． Marine Biology，1987，95(2) :315-321．
［21］FABRIS G J，HARRIS J E，SMITH J D． Uptake of cadmium by
the seagrass Heterozostera tasmanica from Corio Bay and Western
Port，Victoria［J］． Marine and Freshwater Research，1982，33
(5) :829-836．
［22］LI L，HUANG X P． Three tropical seagrasses as potential bio-in-
dicators to trace metals in Xincun Bay，Hainan Island，South
China［J］． Chinese Journal of Oceanology and Limnology，2012，
30(2) :212-224．
［23］NIEDERLEHNER B R，CAIRNS J． Community response to cu-
mulative toxic impact:effects of acclimation on zinc tolerance of
Aufwuchs［J］． Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sci-
ences，1992，49(10) :2155-2163．
［24］BRIX H，LYNGBY J E． A survey of metallic composition of Zos-
tera marina (L．)in the Limfjord，Denmark［J］． Archives of
Hydrobiology，1984，99:347-359．
［25］WU F B，DONG J，QIAN Q Q，et al． Subcellular distribution and
chemical form of Cd and Cd-Zn interaction in different barley
genotypes［J］． Chemosphere，2005，60(10) :1437-1446．
［26］BARCEL J，POSCHENRIEDER C． Plant water relations as af-
fected by heavy metal stress:A review［J］． Journal of Plant Nu-
trition，1990，13(1) :1-37．
［27］STEPHAN C． Evolution and function of phytochelatin synthases
［J］． Journal of Plant Physiology，2006，163(3) :319-332．
［28］ALVAREZ-LEGORRETA T，MENDOZA-COZATL D，MORENO-
SANCHEZ R，et al． Thiol peptides induction in the seagrass
Thalassia testudinum(Banks ex Knig)in response to cadmium
exposure［J］． Aquatic Toxicology，2008，86(1) :12-19．
［29］ MALEA P，HARITONIDIS S． Local distribution and seasonal
variation of Fe，Pb，Zn，Cu，Cd，Na，K，Ca and Mg concentra-
tions in the seagrass Cymodocea nodosa(Ucria)Aschers． in the
Antiryra Gulf，Greece［J］． Marine Ecology，1995，16(1) :41-
56．
［30］RAMOS I，ESTEBAN E，LUCENA J J，et al． Cadmium uptake
and subcellular distribution in plants of Lactuca sp． Cd-Mn in-
teraction［J］． Plant Science，2002，162(5) :761-767．
［31］OUZOUNIDOU G． Changes in variable chlorophyll fluorescence
as a result of Cu-treatment:dose-response relations in Silene and
Thlaspi［J］． Photosynthesis，1993，29:455-462．
［32］KRUPA Z，MONIAK M． The stage of leaf maturity implicates the
response of the photosynthetic apparatus to cadmium toxicity
［J］． Plant Science，1998，138(2) :149-156．
［33］SIEDLECKA A，KRUPA Z． Interaction between cadmium and i-
ron and its effects on photosynthetic capacity of primary leaves
of Phaseolus ulgaris［J］． Plant Physiology and Biochemistry，
1996，34:833-841．
［34］ SIEDLECKA A，KRUPA Z，SAMUELSSON G，et al． Primary
carbon metabolism in Phaseolus ulgaris plants under Cd /Fe in-
teraction［J］． Plant Physiology and Biochemistry，1997，35:951-
957．
［35］WEIGEL H J． Inhibition of photosynthetic reactions of isolated
intact chloroplasts by Cadmium［J］． Journal of Plant Physiolo-
gy，1985，119(2) :179-189．
［36］GIORDANI T，NATALI L，MASERTI B E，et al． Characteriza-
tion and expression of DNA sequences encoding putative Type-II
metallothioneins in the seagrass Posidonia oceanica［J］． Plant
Physiology，2000，123(4) :1571-1582．
［37］COZZA R，PANGARO T，MAESTRINI P，et al． Isolation of pu-
tative type 2 metallothionein encoding sequences and spatial ex-
pression pattern in the seagrass Posidonia oceanica［J］． Aquatic
Botany，2006，85(4) :317-323．