全 文 ：·综述与专论· 2012年第4期
生物技术通报
BIOTECHNOLOGY BULLETIN
收稿日期 : 2011-12-20
基金项目 : 国家自然科学基金项目（30900115,31070275）, 中央高校基本科研业务费专项基金项目（DL09BA08）
作者简介 : 刘震西 , 男 , 硕士研究生 , 研究方向 : 发育生物学 ; E-mail: lzxshm@126.com
通讯作者 : 李玉花 , 女 , 博士 , 研究方向 : 发育生物学 ; E-mail: lyhsheng@126.com
近 20 年 来， 小 RNAs（small RNAs） 分 子 因
存在的广泛性和多样性及其在调控生理进程中的
重要作用而受到人们的广泛关注。小 RNAs 分子主
要指长度为 20-30 个核苷酸的内源或外源 RNA 分
子，它们能在不同水平上调节基因的表达，进而影
响机体生命活动。生命体内存在着大量的非编码
小 RNAs，其中 miRNAs、siRNAs 及 piRNAs 被研究
得比较多，研究进展也较快。随着小 RNAs 的不断
被发现及深入研究，其作用机制也进一步深化与完
善，一些新的小 RNAs 分子也不断出现。功能方面，
miRNAs 通过调控体内靶基因功能来影响机体生命活
动，而 siRNAs 沉默目的基因表达，即 RNAi（RNA
interference）已成为当今实验室中常规的技术手段。
应用方面，miRNAs 和 RNAi 已经成为目前基因功
能研究、药靶发现和药物开发的重要方法，各种试
验已经表明表达异常的 miRNAs 和靶向致病基因的
siRNAs 具有成为治疗疾病药物的巨大潜力，多种
miRNAs 和 siRNAs 药物也相继进入临床试验和田间
试验阶段，有望在几年内投入市场 ；同时，小 RNAs
在植物功能基因组研究、生长与发育及作物品质改
良等领域中也发挥越来越重要的作用，并将产生巨
大的经济和生态效应。植物小 RNAs 的研究较动物
晚 10 年，但由于小 RNAs 研究方法的不断发展，近
年来植物小 RNAs 的发现数量呈几何级数增长。小
RNAs 分子的发现和功能研究，改变了人们对 RNA
分子的认知，也极大深化了人们对基因表达调控
的理解。本文将结合植物中小 RNAs 研究进展，介
绍植物中 3 种主要类型内源小 RNAs ：microRNAs、
trans-acting siRNAs 和 heterochromatic siRNAs 的生物
合成及其在植物发育中的作用。
内源小 RNAs的生物合成及其在植物
发育中的作用
刘震西 蓝兴国 康瑞霞 李玉花
（东北林业大学生命科学学院，哈尔滨 150040）
摘 要： 在真核生物中，具有 20-30个核苷酸的小 RNAs能够在 DNA或 RNA水平上广泛调控复杂生理进程。介绍植物中 3
种主要内源小 RNAs：microRNAs、trans-acting siRNAs和 heterochromatic siRNAs的生物合成及其在植物发育中的作用。
关键词： MicroRNAs Trans-acting siRNAs Heterochromatic siRNAs 植物发育
The Major Endogenous Small RNAs and Their Roles in Plant
Development
Liu Zhenxi Lan Xingguo Kang Ruixia Li Yuhua
（College of Life Sciences, Northeast Forestry University, Harbin 150040）
Abstract: Small RNAs of 20-30 nucleotides guide regulatory processes at the DNA or RNA level in a wide range of eukaryotic organisms.
In this paper，the biogenesis and function of three major classes of endogenous small RNAs in plants: microRNAs, trans-acting siRNAs, and
heterochromatic siRNAs, with an emphasis on the roles of these small RNAs in developmental regulation were reviewed.
Key words: MicroRNAs Trans-acting siRNAs Heterochromatic siRNAs Plant development
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2012年第4期8
1 微小 RNAs（miRNAs）
1.1 MiRNAs生物合成
MiRNAs（microRNAs）基因通常定位于编码
蛋白质的基因之间，多以簇状形式集中在一起。
MiRNAs 基因是一种 class II 基因，也有自己的启
动子。MiRNAs 的生物合成包括转录、加工、修饰
和 RISC 装载等过程。首先，MIR 基因经 Pol II 转
录形成具帽子结构的前体 pri-miRNAs，随后 pri-
miRNAs 与 DCL 蛋白结合进一步组装成具有颈环结
构 pre-mRNAs［1］； DCL1 蛋白在双链 RNA 连接蛋
白 HYL1 和锌指蛋白 SE 共同作用［2, 3］下可以把 pre-
mRNAs 剪切成 22 个核苷酸长度 miRNA-miRNA*，
而 HEN1（HUA enhancer 1）蛋白将 miRNA-miRNA*
复合体 3端核苷酸甲基化［4, 5］。接着 HASTY（与动
物蛋白 Exportin-5 同源）蛋白将 miRNA-miRNA* 从
细胞核转运到细胞质中［6］，甲基化 miRNA-miRNA*
双链在细胞质中解旋，成熟的 miRNAs 在 AGO1
（ARGONAUTE1）蛋白的辅助下进入 RNA 诱导的
沉默复合体（RNA-induced silencing complex，RISC）
中形成非对称 miRISC 复合体［7］，进而导致靶基因
mRNAs 降解或转录阻止。而核酸外切酶 SDN1 蛋白
能降解单链 miRNAs，以维持 miRNAs 在机体内稳定
水平。
目前，在拟南芥中大约存在 100 多个 miRNAs
家族，而在水稻中仅发现 21 个 miRNAs 家族，这
表明 miRNAs 在进化过程中很快发生变异［8］。对
于 miRNAs 形成主要有两个假说。第一个假说认为，
MIR 基因是从靶基因的反向重复序列中获得［9］，这
种假说是基于 miRNAs 前体的一个或两个臂与靶序
列有高度相似性而提出。它解释了在进化过程，通
过最原始反向重复序列产生发夹结构 RNA，并通
过 DCL4 过程产生许多 small RNAs，随后在茎部反
向重复区突变并由 DCL1 特异性加工，进而产生各
种 small RNAs。另一假说是根据拟南芥中许多前体
miRNAs 臂没有表现不和基因组中其他序列高度相似
性而提出［9］。这个假设认为 MIR 基因是从基因组中
的众多反向重复序列中随机产生，在进化中靶基因
与 miRNAs 偶然的发生相互作用导致 miRNAs 的继
续存在。而一旦产生 MIR 基因它便获得简化基因组
的动力。
MiRNAs 生物合成及功能能够被机体反馈调节。
在植物中通过两种机制对 DCL1 进行调控。首先，
DCL1 mRNA 是 miR162 的靶基因，因此 miRNA162
可对其进行表达调控。第二，DCL1 pre-mRNA 包含
pre-miR838 的发卡结构，因此在 DCL1 pre-mRNA 形
成进程中生成 pre-miR838 导致 DCL1 pre-mRNA 片
段功能缺失［10］。这两种机制导致 DCL1 的转录后
抑制。AGO1，miRISC 形成的关键基因，其本身也
被 miR168 控制［11］。miRNAs 的功能也能被转录后
进程调控，鼠 let-7 miRNA 在转录后受到 LIN-28 调
控［12］；miRNAs 活性同样也受到机体调控，在动物
中，RNA 连接蛋白 Dnd1 能阻止 miRNAs 靠近它们
的靶基因［13］。拟南芥中，miR399 的受一组未编码
的 RNAs 调控，这一组 RNAs 与 miR399 互补，但在
miRNA 第 10 和 11 位置有错误匹配［14］。
MiRNAs 积累受到环境因素的反馈调节。机
体中，miR172 随着植物的发育会逐渐的增多［1］；
miR359 和 miR399 分别被缺硫和缺磷的条件诱导［2］。
环境刺激改变也能影响 miRNA 的积累，MYB 转录
因子 PHR1（PHOSPHATE STARVATION RESPONSE
1）能够在 Pi 缺失情况下促进 miR399 表达［15］；
转录因子 SLIM 能根据硫多少确定是否激活产生
miR395［16］；SPL7（SQUAMOSA PROMOTER BIN-
DING PROTEIN-LIKE7）蛋白能够结合在 MIR398
基因的特定启动子部位进而使其在低铜的条件下
表达［17］。
1.2 MiRNAs在植物发育中的作用
MiRNAs 具有调控转录因子作用。大部分的保
守 miRNAs 在发育过程中有调控编码转录因子的
作用。在植物中，miRNAs 合成基因发生突变，如
dcl1、hyl1、se、hen1、ddl及 AGO1 等都会产生发育
缺陷多效性。
MiRNAs 能够调控植物激素合成和信号转导。
在拟南芥中，miR159 对 GAMYB 基因的 MYB33、
MYB65 和 MYB101 起 作 用。 过 表 达 miR159 引 起
MYB33 和 MYB65 的 mRNA 水平降低，从而导致雄
性不育以及开花延迟［18］；种子萌发过程中，miR159
抑制 MYB33 和 MYB101 表达，过表达 miR159 或
MYB33 和 MYB101 突变导致植物脱落酸敏感性降
2012年第4期 9刘震西等 ：内源小 RNAs 的生物合成及其在植物发育中的作用
低［19］。MiR319 能够抑制植物激素茉莉酸的合成 ；
miR319 可以调控 TCP4，而 TCP4 基因的靶基因
LOX2（LIPOXYGENASE2）能够编码催化茉莉酸生
物合成［20］。许多 small RNAs 的靶基因与生长素信
号转导有关，miR393 靶基因 TIR1 就能够编码一生
长素受体相关 F-box 基因［21］。
MiRNAs 能够调控植物模式形成和形态发生。
MiR164 在拟南芥的老化过程中扮演了重要角色，并
且 miR164 的靶基因 CUG1 和 CUG2 对于植物器官
形成是十分重要的［22］。拟南芥和玉米中，miRNA-
miR165/166 的 3 个 靶 基 因 PHB（PHABULOSA）、
PHV（PHAVOLUTA） 和 REV（REVOLUTA） 都 有
调控分裂组织和维持维管系统、侧生器官极性功能。
MiR165/166缺失将会使叶片远轴区域基因发生突变，
进而导致叶片近轴化。MiR172 除调控 AP2 外，还对
AP2-like 基因如 TOE1、TOE2、TOE3、SMZ 和 SNZ
有影响，它可通过对 TOE1 翻译抑制和 TOE2 mRNA
降解参与拟南芥从营养生长到生殖生长的转换，
miR172 的过表达导致植物开花提前［23］。miR824 是
十字花科特有的 miRNAs，它通过调控 MADS-box
基因 AGL16 在气孔发育上调控植物形态形成［24］。
miRNAs 也参与植物生长转变过程。miR156 是在陆
生植物中被发现的最早的 miRNAs［8］，拟南芥中，
miR156 对 17 个 SPL 基因中的 11 个起作用。这些
基因中，SPL 3、4 和 5 促进营养生长改变及生殖
调控，SPL 9 和 SPL 15 调控间隔期长短［25］，过表
达 miR156 导致成熟延期及开花的延迟 ；在玉米中，
miR156 过表达的 CG1（Corngrass1）突变体植株有
一个长期的营养阶段［26］。miR172 调节编码 AP2 结
构域转录因子基因，在拟南芥中，miR172 通过调控
TOE1 和 TOE2 促进开花［27］。在玉米中，miR172 的
靶基因是 Glossy15，它在营养生长和生殖生长转变
过程中发挥重要作用［28］。但在玉米 CG1突变体中
过表达 miR156 却降低了 miR172 水平，这表明伴随
着营养生长和生殖生长转换，miR156 和 miR172 可
能会相互影响进而发挥作用［29］。
2 反式作用 RNAs（Ta-siRNAs）
2.1 Ta-siRNAs生物合成
Ta-siRNAs（Trans-acting siRNAs）生物合成是由
特异的 miRNAs 引导切割多个未编码 TAS 基因转
录本进而形成 21 碱基的 ta-siRNAs 的过程。其中
miR173 识别切割 TAS1 和 TAS2，miR390 识别切割
TAS3，miR828 识 别 切 割 TAS4。 首 先，MIR 基 因
在 RNA 聚合酶 II 作用下，通过碱基内部互补配对
形成 miRNAs 前体，随后 DCL1 和 HYL1 对颈环结
构的 miRNAs 前体识别切割并形成 miRNAs 双链结
构（miRNA/miRNA*），HEN1 将其甲基化。miRNAs
脱离双链结构后与 AGO 蛋白结合形成复合体，然
后该复合体作用于 TAS 基因并剪切形成初始转录
本。SGS3（suppressor of gene silencing 3）蛋白能约
束和稳定初始转录本并在 RDR6 蛋白作用下转录
为 dsRNAs，接着由 DCL4 在 miRNAs 剪切位点处以
21 碱基为单位剪切 dsRNAs，形成双链 siRNAs。根
据 miRNAs 剪切 TAS 基因位点不同，转录产生不同
siRNAs。随后，双链 ta-siRNAs 中一条链同 AGO 蛋
白形成蛋白复合物，在靶基因 mRNA 降解中发挥作
用。AGO7 蛋白在这一过程中发挥了重要作用［30］。
Ta-siRNAs 和 miRNAs 具有相似的分子结构和发
育功能，并且理论上 miRNAs 能够替代 ta-siRNAs 功
能，但之所以需要一个复杂的生理合成途径产生 ta-
siRNAs，可能是 ta-siRNAs 对于 miRNAs 的优势可以
进行细胞到细胞间的移动，因此它在发育过程中可
能发挥潜在的分子信号传导作用。对 miR171 报告基
因的一项研究检测显示，miR171 在细胞内能自主的
发挥作用［31］。对人工合成的外源 miRNAs 研究也表
明 miRNAs 表现为细胞独立性。例如，在韧皮部细
胞中诱导外源 miRNAs 表达将影响其靶基因 PDS 的
表达，PDS 基因功能缺失导致褪色，但是在韧皮部
周围叶肉细胞中却没有作用。然而在近轴区域严格
表达 TAS3 和 ta-siRNAs 生物合成基因 AGO7，原位
杂交显示 tasiR-ARFs 在叶原基腹 - 背轴以梯度分布，
这也表明 tasiR-ARFs 在腹 - 背轴沿近轴面逐渐扩散
消失［32］。因此，ta-siRNAs 可以进行细胞到细胞间
的移动并且发挥了潜在的信号转导的作用。
2.2 Ta-siRNAs在植物发育中的作用
Ta-siRNAs 在植物中的作用是通过调控靶基因
功能实现的。TAS1 和 TAS2 的靶基因编码 PPR 家
族蛋白以及其他的一些未知蛋白，而 PPR 蛋白家
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2012年第4期10
族是植物中发现的最大的蛋白家族之一，它们参与
了 RNA 的生成过程，并在线粒体和叶绿体中发挥
着重要的作用。TAS3 家族的 ta-siRNAs 通过对生长
素响应因子 ARF3 和 ARF4 进行调控，进而调节植
物的生长发育［33］。目前只发现 3 个 TAS4 家族的 ta-
siRNAs 靶基因，它们分别是 ATlg56650、ATlg66370
和 ATlg66390，都属于 MYB 转录因子基因家族成员。
MYB 基因在植物的生长发育和代谢过程的各个方面
都起重要作用 ：参与植物激素的应答反应，控制细
胞的形态和模式建成，也参与苯丙环类次生物质的
代谢过程的调节［34］。因此，ta-siRNAs 在植物生长
发育过程中发挥重要作用。
Ta-siRNAs同样能够调控植物模式形成和形态发
生。TAS3 基因生成的 tasi-ARFs、miR160 和 miR167
都作用于 ARF 基因。由 miR160 调控 ARF10、ARF16
和 ARF17 在芽和根系发育发挥重要作用。抑制表达
miR160 导致植物地上器官和根部发育缺陷［35］。而
过表达抑制 miR167 表达的 ARF6 导致胚珠发育减
缓和花药表皮不裂。TAS3 生成 ta-siRNAs 的靶基因
为 ARF3 和 ARF4，其作用为促进远轴侧器官的一致
性以及在叶中表达成熟营养性状叶特征［36］。TasiR-
ARFs通过抑制ARF3和ARF4表达促进近轴一致性，
然而在拟南芥中，突变 ta-siRNAs 生物合成途径关键
基因却没有展现侧生器官极性缺陷现象，可能原因
是植物体内还存在其他一个平行机制 ［37］。在玉米中，
ta-siRNAs 合成中关键基因 lbl （leaf blade less）突变
能导致叶的远轴化［38］。Lbl 基因和 ta-siRNAs 定位在
叶原基近轴端，它们通过限制 miR165/166 表达促进
轴分化。TasiR-ARF 和 miR165/166 在叶原基中表现
为相反的作用，在叶发育中起到稳定腹 - 背轴作用。
3 异染色质 siRNAs（hc-siRNAs）
3.1 Hc-siRNAs生物合成
在拟南芥中数以千计的位点产生内源性的 small
RNAs 中，有些既不是 miRNAs，也不是 ta-siRNAs，
而是 hc-siRNAs（heterochromatic siRNAs）。Hc-siRN-
As 介导了 DNA 甲基化和组蛋白的甲基化导致转率
水平的基因沉默［39］。这种 siRNAs 一般由重复序列
和转座子产生，也有很多在基因间区域发现。
Hc-siRNAs 生成需要特殊的聚合酶 Pol IV 和染
色体重塑蛋白 CLASSY1。现在普遍认为 Pol IV 介导
异染色质区域产生转录本，引导 siRNAs 产生。首
先，聚合酶 Pol IV 包围异染色质 siRNAs 转录本，随
后 RDR2 蛋白协同 Pol IV 将异染色质 siRNAs 转录本
转换为 dsRNAs，接着在 DCL3 作用下将 dsRNAs 剪
切为 24-nt hc-siRNAs［40］。同时，另一个 DCL 蛋白
也能将 dsRNAs 剪切为 21-nt 和 22-nt hc-siRNAs［41］。
聚合酶 Pol V 是 siRNAs 介导 DNA 甲基化重要的酶，
它能够促使 hc-siRNAs 在同一位点积累，并且使 hc-
siRNAs 聚集位点 DNA 或组蛋白甲基化。染色体重
塑蛋白 DRD1 及维持染色体铰链区结构蛋白 DMS3
在 hc-siRNAs 形成过程中也发挥了重要作用［42］。虽
然将聚合酶Pol IV突变后大部分内源性siRNAs消失，
但仍然还有部分存在［43］，推测这些 siRNAs 可能由
另外的聚合酶产生，如 PolI、II 和 III 等。
3.2 Hc-siRNAs在植物发育中的作用
Hc-siRNAs 具有维持基因组完整的功能。Hc-
siRNAs 主要功能是通过沉默有可能换位的元件来维
持基因组完整。24-nt 异染色质 siRNAs 能够与 AGO4
发生作用［44］。AGO4缺失突变体导致了 DNA、组蛋
白 H3K9 甲基化缺失和异染色质位点的表达抑制［45］。
AGO4 能抑制沉默子活性，这个进程需要 DNA 位点
甲基化 ；与 AGO4 有很高同源性蛋白 AGO6，在沉
默转录基因中也起作用［46］。但 DNA 甲基转移酶和
组蛋白 H3K9 甲基转移酶通过 AGO4/siRNAs 发生作
用的机制目前还不清楚。
Hc-siRNAs 具有调节基因表达功能。Hc-siRNAs
在基因调控和植物发育中的作用证明 hc-siRNAs 能
够控制这些基因的表达，并在植物发育过程起到明
显的作用。在拟南芥中，可换位原件插入到内含子
FLC（FLOWERING LOCUSC）基因中导致组蛋白
H3K9 甲基化，这种甲基化能减少 FLC 的表达并导
致植物提前开花［47］。FWA 基因在启动子上的两个
串联重复基因能产生 hc-siRNAs，胚乳期 FWA 基因
因启动子 DNA 甲基化导致发生基因沉默，缺少启动
子甲基化导致 FWA 表达和开花延迟［48］。F-box 编码
蛋白基因 SDC 启动子包含 7 个连续重复序列，其产
生hc-siRNAs导致DNA甲基化和转录基因的沉默［49］，
而缺失 SDC 沉默将导致叶片锯齿状性状。尽管有许
2012年第4期 11刘震西等 ：内源小 RNAs 的生物合成及其在植物发育中的作用
多 hc-siRNAs 在植物发育过程中起了重要作用，但
在 hc-siRNAs 生物合成关键基因的功能缺失突变体
中，却没有发现明显发育缺陷，如缺失 Pol IV 亚基
和 RDR2突变体。一种解释是 hc-siRNAs 引发的基
因调控能够通过不依赖于传统 hc-siRNAs 合成的途
径中实现 ；另一种解释是在拟南芥中少量重复子或
转录子能有效地接近目的基因以影响目的基因表达。
玉米的基因组中含有重复子和转座子，hc-siRNAs
合成途径关键基因发生突变就显示出概率性发育的
不足［50, 51］。
4 展望
植物中小 RNAs 及其在植物生长发育中的作
用是植物生物学研究领域中的一个热点，它为植
物生物学的研究提供了新的思路。随着研究的深
入，越来越多的问题也浮出水面。如特殊 miRNAs
加工及其活性是否受到调控 ；miRNAs 活性的更
深层次分子机制是什么 ；如果翻译抑制的要求很
宽泛，miRNAs 靶位点是否会更加广泛 ；而如果
miRNAs 是静止的，ta-siRNAs 是移动的，是什么造
成其流动性的差异 ；为什么异染色质 siRNAs 有助
于 DNA 甲基化和组蛋白 H3K9 甲基化，而经过减
数分裂后 siRNAs 继承或功能重置机制又是什么 ；
这些都是亟待解决的问题。最近研究表明，胁迫压
力能够调节植物小 RNAs 水平，功能分析也表明一
些小 RNAs 在胁迫中发挥重要的作用。目前，对小
RNAs 提高植物抗性，如对抗高温、盐碱等非生物
胁迫因子和对抗病菌等生物胁迫因子的研究较少，
报道不多。小 RNAs 不但在正常情况下，也在胁迫
条件下调控植物的生长发育并增强植物对逆境胁迫
的耐受。此外，在刺激条件下一种小 RNAs 表达水
平的改变还可以同时调控多个靶基因的表达，从而
改变植物体内的激素信号通路并调控植物生长发
育。因此，对相关小 RNAs 的鉴定和研究将在植物
功能基因组研究、生长与发育及作物品质改良等领
域中发挥越来越重要的作用。只有更深入地认识小
RNAs 生成途径、作用机制及其生物学功能，才能
弄清楚其在生命活动中的作用，才能有目的、有计
划地利用其调控植物生长发育，使之更好地为人类
服务。
参 考 文 献
［1］ Park W, Li J, Song R, et al. CARPEL FACTORY, a Dicer homolog,
and HEN1, a novel protein, act in microRNA metabolism in
Arabidopsis thaliana. Curr Biol, 2002, 12（17）:1484-1495.
［2］ Vaucheret H, Vazquez F, Crete P, et al. The action of ARGONAUTE1
in the miRNA pathway and its regulation by the miRNA pathway are
crucial for plant development. Genes Dev, 2004, 18:1187-1197.
［3］ Lobbes D, Rallapalli G, Schmidt DD, et al. SERRATE: a new player
on the plant microRNA scene. EMBO Rep, 2006, 7:1052-1058.
［4］ Yu B, Bi L, Zheng B, et al. The FHA domain proteins DAWDLE in
Arabidopsis and SNIP1 in humans act in small RNA biogenesis. Proc
Natl Acad Sci USA, 2008, 105:10073-10078.
［5］ Yu B, Yang Z, Li J, et al. Methylation as a crucial step in plant
microRNA biogenesis. Science, 2005, 307:932-935.
［6］ Yoshikawa M, Peragine A, Park MY, et al. A pathway for the
biogenesis of trans-acting siRNAs in Arabidopsis. Genes Dev, 2005,
19:2164-2175.
［7］ Baumberger N, Baulcombe DC. Arabidopsis ARGONAUTE1 is an
RNA slicer that selectively recruits microRNAs and short interfering
RNAs. Proc Natl Acad Sci USA, 2005, 102:11928-11933.
［8］ Axtell MJ, Bowman JL. Evolution of plant microRNAs and their
targets. Trends Plant Sci, 2008, 13:343-349.
［9］ Allen E, Xie Z, Gustafson AM, et al. Evolution of microRNA genes
by inverted duplication of target gene sequences in Arabidopsis
thaliana. Nat Genet, 2004, 36:1282-1290.
［10］ de Felippes FF, Schneeberger K, Dezulian T，et al. Evolution of
Arabidopsis thaliana microRNAs from random sequences. RNA,
2008, 14:2455-2459.
［11］ Rajagopalan R, Vaucheret H, Trejo J, et al. A diverse and evolutio-
narily fluid set of microRNAs in Arabidopsis thaliana. Genes Dev,
2006, 20（2）:3407-3425.
［12］ Viswanathan SR, Daley GQ, Gregory RI. Selective blockade of
microRNA processing by Lin28. Science, 2008, 320:97-100.
［13］ KeddeM, Strasser MJ, Boldajipour B, et al. RNA-binding protein
Dnd1 inhibits microRNA access to target mRNA. Cell, 2007,
131:1273-1286.
［14］ Franco-Zorrilla JM, Valli A, Todesco M, et al. Target mimicry
provides a new mechanism for regulation of microRNA activity. Nat
Genet, 2007, 39:1033-1037.
［15］ Bari R, Datt Pant B, Stitt M, et al. PHO2, microRNA399, and PHR1
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2012年第4期12
define a phosphatesignaling pathway in plants. Plant Physiol, 2006,
141（3）:988-999.
［16］ Kawashima CG, Yoshimoto N, Maruyama-Nakashita A, et al.
Sulphur starvation induces the expression of microRNA-395 and
one of its target genes but in different cell types. Plant J, 2009,
57:313-321.
［17］ Kawashima CG, Yoshimoto N, Maruyama-Nakashita A, et al.
Sulphur starvation induces the expression of microRNA-395 and
one of its target genes but in different cell types. Plant J, 2009,
57:313-321.
［18］ Millar AA, Gubler F. The Arabidopsis GAMYB-like genes, MYB33
and MYB65, are microRNA-regulated genes that redundantly
facilitate anther development. Plant Cell, 2005, 17:705-721.
［19］ Reyes JL, Chua NH. ABA induction of miR159 controls transcript
levels of two MYB factors during Arabidopsis seed germination.
Plant J, 2007, 49:592-606.
［20］ Schommer C, Palatnik JF, Aggarwal P, et al. Control of jasmonate
biosynthesis and senescence by miR319 targets. PLoS Biol, 2008,
6:e230.
［21］ Jones-Rhoades MW, Bartel DP. Computational identification of
plant microRNAs and their targets, including a stress-induced
miRNA. Mol Cell, 2004, 14:787-799.
［22］ Guo HS, Xie Q, Fei JF, et al. MicroRNA directsmRNA cleavage of
the transcription factor NAC1 to downregulate auxin signals for Ara-
bidopsis lateral root development. Plant Cell, 2005, 17:1376-1386.
［23］ Aukerman MJ, Sakai H. Regulation of flowering time and floral
organ identity by a microRNA and its APETALA2-like target genes.
Plant Cell, 2003, 15:2730-2741.
［24］ Kutter C, Schob H, Stadler M, et al. MicroRNA-mediated
regulation of stomatal development in Arabidopsis. Plant Cell, 2007,
19:2417-2429.
［25］ Schwab R, Palatnik JF, Riester M, et al. Specific effects of
microRNAs on the plant transcriptome. Dev Cell, 2005, 8:517-527.
［26］ Chuck G, Cigan AM, Saeteurn K, et al. The heterochronic maize
mutant Corngrass1 results from overexpression of a tandem micro-
RNA. Nat Genet, 2007, 39:544-549.
［27］ Aukerman MJ, Sakai H. Regulation of flowering time and floral
organ identity by a microRNA and its APETALA2-like target genes.
Plant Cell, 2003, 15:2730-2741.
［28］ Brodersen P, Sakvarelidze-Achard L, Bruun-Rasmussen M, et al.
Widespread translational inhibition by plant miRNAs and siRNAs.
Science, 2008, 320:1185-1190.
［29］ Jofuku KD, den Boer BG, Van Montagu M, et al. Control of
Arabidopsis flower and seed development by the homeotic gene
APETALA2. Plant Cell, 1994, 6:1211-1225.
［30］ Allen E, Xie Z, Gustafson AM, et al. MicroRNA-directed phasing
during trans-acting siRNA biogenesis in plants. Cell, 2005, 121:
207-221.
［31］ Parizotto EA, Dunoyer P, Rahm N, et al. In vivo investigation of the
transcription, processing, endonucleolytic activity, and functional
relevance of the spatial distribution of a plant miRNA. Genes Dev,
2004, 8:2237-2242.
［32］ Chitwood DH, Nogueira FTS, Howell MD, et al, Timmermans
MCP. Pattern formation via small RNA mobility. Genes Dev, 2009,
23:549-554.
［33］ Fahlgren N, Montgomery TA, Howell MD，et al. Regulation
of AUXIN RESPONSE FACTOR3 by TAS3 ta-siRNA affects
developmental timing and patterning in Arabidopsis．Curr Biol,
2006, 16（9）:939-944.
［34］ Lea US, Slimestad R, Smedvig P, et al. Nitrogen deficiency
enhances expression of specific MYB and bHLH transcription
factors and accumulation of end products in the flavonoid pathway.
Planta, 2007, 225（5）:1245-1253.
［35］ Mallory AC, Bartel DP, Bartel B. MicroRNA-directed regulation of
Arabidopsis AUXIN RESPONSE FACTOR17 is essential for proper
development and modulates expression of early auxin response
genes. Plant Cell, 2005, 17（5）:1360-1375.
［36］ Adenot X, Elmayan T, Lauressergues D, et al. DRB4-dependent
TAS3 trans-acting siRNAs control leaf morphology through AGO7.
Curr Biol, 2006, 16:927-932.
［37］ Garcia D, Collier SA, Byrne ME, Martienssen RA. Specification
of leaf polarity in Arabidopsis via the trans-acting siRNA pathway.
Curr Biol, 2006, 16:933-938.
［38］ Nogueira FT, Madi S, Chitwood DH, et al. Two small regulatory
RNAs establish opposing fates of a developmental axis. Genes Dev,
2007, 21:750-755.
［39］ Kasschau KD, Fahlgren N, Chapman EJ, et al. Genome-wide
profiling and analysis of Arabidopsis siRNAs. PLoS Biol, 2007,
5:e57.
［40］ Xie Z, Johansen LK, Gustafson AM, et al. Genetic and functional
2012年第4期 13刘震西等 ：内源小 RNAs 的生物合成及其在植物发育中的作用
diversification of small RNA pathways in plants. PLoS Biol, 2004,
2:E104.
［41］ Kasschau KD, Fahlgren N, Chapman EJ, et al. Genome-wide
profiling and analysis of Arabidopsis siRNAs. PLoS Biol, 2007,
5:e57.
［42］ Kanno T, Mette MF, Kreil DP, et al. Involvement of putative
SNF2 chromatin remodeling protein DRD1 in RNA-directed DNA
methylation. Curr Biol, 2004, 14:801-805.
［43］ Mosher RA, Schwach F, Studholme D, et al. PolIVb influences
RNA-directed DNA methylation independently of its role in siRNA
biogenesis. Proc Natl Acad Sci USA, 2008, 105:3145-3150.
［44］ Qi Y, He X, Wang XJ, et al. Distinct catalytic and non-catalytic
roles of ARGONAUTE4 in RNA-directed DNA methylation. Nature,
2006, 443:1008-1012.
［45］ Zilberman D, Cao X, Jacobsen SE. ARGONAUTE4 control of locus-
specific siRNA accumulation and DNA and histone methylation.
Science, 2003, 299:716-719.
［46］ Zheng X, Zhu J, Kapoor A, et al. Role of Arabidopsis AGO6 in
siRNA accumulation, DNA methylation and transcriptional gene
silencing. EMBO J, 2007, 26:1691-1701.
［47］ Liu J, He Y, Amasino R, et al. siRNAs targeting an intronic
transposon in the regulation of natural flowering behavior in
Arabidopsis. Genes Dev, 2004, 18:2873-2878.
［48］ Soppe WJ, Jacobsen SE, Alonso-BlancoC, et al. The late flowering
phenotype of fwa mutants is caused by gain-of-function epigenetic
alleles of a homeodomain gene. Mol Cell, 2000, 6:791-802.
［49］ Henderson IR, Jacobsen SE. Tandem repeats upstream of the
Arabidopsis endogene SDC recruit non-CG DNA methylation and
initiate siRNA spreading. Genes Dev, 2008, 22:1597-1606.
［50］ Dorweiler JE, Carey CC, Kubo KM, et al. Mediator of paramutation1
is required for establishment and maintenance of paramutation at
multiplemaize loci. Plant Cell, 2000, 12（11）:2101-2118.
［51］ Erhard KF Jr, Stonaker JL, Parkinson SE, et al. RNA polymerase IV
functions in paramutation in Zea mays. Science, 2009, 323:1201-
1205.
（责任编辑 狄艳红）