全 文 ：·综述与专论· 2013年第6期
生物技术通报
BIOTECHNOLOGY BULLETIN
在细菌中，复制叉处的 DNA 解旋并且引发冈崎
片段复制，这些功能都是由一个被称为引发物的复
合体提供的［1］。引发体诱发 DNA 解旋和冈崎片段
复制。在细菌中，这些活动是由 dnaB 和 dnaG 分别
提供的。为了形成一个复制叉，dnaB 必须作用于单
链 DNA 结合蛋白（SSB）包裹的单链 DNA 上。虽然
dnaB 可以结合到裸露的单链 DNA 上，但在体内它
与 dnaC 形成复合体而不能结合到裸露的单链 DNA
上［2］。dnaC 的活性在与 dnaB 结合后被激活，并能
转运 dnaB 到裸露的单链 DNA 上，但不能转运 dnaB
到 SSB 包裹的单链 DNA 上。这个机制阻止了 dnaB
被混乱的加载到任一位置的单链 DNA 上，并制造了
没有 SSB 结合上去的单链 DNA 区域。
收稿日期 ：2012-11-27
作者简介 ：卢汀，男，助理研究员，研究方向 ：微生物来源的引物酶和解旋酶的结构与功能 ；E-mail ：luting@cib.ac.cn luting@cib.ac.cn
嗜热脂肪芽孢杆菌 dnaB-dnaG 复合体的
结构及调控机制
卢汀
（中国科学院成都生物所，成都 610041）
摘 要 ： 在嗜热脂肪芽孢杆菌（Bacillus stearothermophilus）中，解旋酶 dnaB 和引物酶 dnaG 组成的引发体在复制叉处解旋
双链 DNA，并且对于合成冈崎片段（Okazaki fragment）极其重要。 引物酶 dnaG（P16）的 C 末端的一个解旋酶相互作用结构域从
结构和功能上调控这个相互作用。解旋酶 dnaB 的 N 末端和 C 末端的 9 个氨基酸残基及其连接区会影响 dnaB 和 dnaG 的相互作用。
从蛋白质结构域和功能等方面阐述嗜热脂肪芽孢杆菌 dnaB-dnaG 复合物调控机理和研究进展。
关键词 ： 引物酶 解旋酶 复制叉 复合体 调控机制
Structure and Regulation Mechanism of Bacillus stearothermophilus
dnaB-dnaG Complex
Lu Ting
（Chengdu Institute of Biology，Chinese Academy of Sciences，Chengdu 610041）
Abstract:  In Bacillus stearothermophilus, helicase dnaB and primase dnaG form primosomes to unwind duplex DNA at the replication
folk, and it’s important for the synthesis of Okazaki fragments. A helicase-interacting domain at the C-terminal of primase dnaG（P16）can
regulate the interaction structurally and functionally. 9 amino acid residues as well as their linker regions at the N-terminal and C-terminal of
helicase dnaB can affect the interaction between dnaG and dnaB. Here we summarize the regulation mechanism of dnaB-dnaG complex from the
protein domain and functional aspect and the recent progresses.
Key words:  Primase Helicase Replication fork Complex Regulation mechanism
在嗜热脂肪芽孢杆菌（Bacillus stearothermophi-
lus）中，这个引发物由引物酶 dnaG 和解旋酶 dnaB
相互作用形成，并且在复制起始位点引发 DNA 合
成［3，4］。最近报道的 P16（dnaG 的结构域）的蛋白
结构包括两个亚结构域，即结构域 C1 ：一个六螺旋
束，对于激活 dnaB 至关重要 ；结构域 C2 ：一个螺
旋发夹结构，调控与 dnaB 的结合［5，6］。dnaG 与一
个连接 dnaB 的 N 末端和 C 末端的连接区相互作用
并且诱导 3 个 dnaG 分子与一个 dnaB 六聚体结合［7］。
在 dnaB-dnaG 复 合 体 中，dnaB 的 N 末 端 可 能 会 被
dnaG 中的同源结构域替代。dnaG 中的 C1 亚结构
域与临近的 dnaB 分子中 C 末端的结构域相互作用。
这些相互作用对于激发 dnaB 的活性至关重要［6，8］。
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2013年第6期40
用大肠杆菌的 dnaB 和 dnaG 做的体外试验显示 dnaB
通过多种方式调控 dnaG 的活性。例如，dnaB 转运
与其结合的 dnaG 到复制起始识别位点［3，9，10］。另
外，dnaB 也调控引物合成。最近的研究发现，有 9
个氨基酸残基在 dnaB-dnaG 复合体的活性中有重要
意义［11-13］。在一个 dnaB-dnaG 复合体不稳定的系统
中，无法确定哪一个氨基酸残基从结构方面和功能
方面调节这个相互作用。但是在嗜热脂肪芽孢杆菌
中，这个复合体是稳定的，通过研究该复合体的突
变体揭示了一些结构和功能方面的事实［7］。在这 9
个氨基酸残基中，有 5 个是保守的氨基酸残基，它
们分别是 ：E15、Y88、I119、I125 和 L138，另外 4
个（T191、E192、R195 和 M196）在嗜热脂肪芽孢
杆菌中是独特的。其中只有 3 个残基（Y88、I119
和 I125）与激活 dnaB 的功能有直接联系［7］。
1 DNA 复制是由复制体调控的
基因复制的过程需要大量的蛋白在 DNA 复制
叉处恰当的组装。在这个过程中，最大的挑战在于
可能同时从两个相反的方向合成两条 DNA 链，因为
DNA 聚合酶是单向作用的，将引物从 5 端向 3 端
延伸。结果是，前导链是连续合成的，滞后链是不
连续的，而是由一个个 1-3 kb 大小的冈崎片段组成。
问题是如何来协调两个聚合酶的合成，答案是通过
复制体。早期的模型在联系聚合反应的前导链和滞
后链时是通过滞后链循环反复通过复制体 - 拉管模
型［14］。在这个模型中，两个聚合酶的二聚体也被预
测到了，但这个相互作用的证据却是很多研究中遇
到的障碍［15］。到目前为止研究得最多的复制体是细
菌中的 T4 和 T7 复制体。
T7 复制系统的优势在于它只由 4 个蛋白质组建：
gp5 蛋白与大肠杆菌硫氧还蛋白组成 1∶1 复合体的
DNA 聚合酶 ；gp4 蛋白，包含解旋酶和引物酶活性
的多功能酶 ；gp2.5 蛋白，单链 DNA 结合蛋白［16-21］。
Gp5 的分子量大约为 80 kD，在无硫氧还蛋白存在的
情况下是一个分布很广的酶。在有硫氧还蛋白存在
的情况下，这个酶是高度活跃的，在一次聚合反应
中作用于上千个核酸。一个聚合酶的晶体结构包含
一个硫氧还蛋白，一个引物模板和一个三磷核苷酸，
与其他 DNA 聚合酶 I 家族中的成员相似，形状像右
手，手掌、手指和拇指形成 DNA 结合槽。硫氧还蛋
白与拇指上的延伸环结合。
分子量约为 63 kD 大小的 T7 解旋酶 - 引物酶
蛋白质是六聚解旋酶家族中的一员，其中包括了
dnaB［22］。它的大致的形状和亚基的结构首先在电
镜下被解析出来，从拓扑学角度上说接近于一个环
绕 DNA 单链的六聚体［23］。三维重构显示一大一小
两个叠环，能够容纳大约 25-30 个核酸。这些核
酸与解旋酶和引物酶的活性有关。C 末端解旋酶的
晶体结构包含了 5 个保守的解旋酶结构（氨基酸残
基 272-566）揭示了一个在中心孔中的六折叠对称
环。Gp4 另外有一个 56 kD 大小的异构体。分子量
为 26 kD 大 小 的 gp2.5 蛋 白 和 单 链 DNA 特 异 性 结
合［20］。在溶液当中，它作为二聚体存在。基因分析
揭示 gp2.5 蛋白在大肠杆菌中对于基因复制非常重
要。Gp2.5 蛋白和 DNA 聚合酶相互作用［24，25］。
2 前导链与滞后链的合成
在缺乏 gp4 蛋白的情况下，T7 聚合酶催化非网
状链的替代。在 gp4 蛋白存在的情况下，DNA 双螺
旋中的一个单链 5 末端作为解旋酶的结合位点。T7
聚合酶催化成千上万的核酸聚合，大约每秒钟 300
个核酸。Gp4-gp5 相互作用的特殊性体现在 gp4 不能
单独与 DNA 聚合酶催化替代链合成。一个包括单链
DNA、gp4 和 gp5 的三聚复合体在一个核酸类似物
（如 β-、γ -亚甲基 dTTP）的存在下形成了。
滞后链不连续的复制需要 RNA 引导的 DNA 合
成，必要的引物由引物酶 gp4 的活性催化产生。体
内和体外的引物序列是 pppA（C）（N）2-3 以及显著
的 DNA 识 别 序 列 3-CTGGG-5，3-CTGTG-5 或 者
3-CTGGT-5［17，26］，3 末端的胞嘧啶需要被识别，
但不被复制到引物中。63 kD 大小的 gp4 蛋白 N 末
端包含了一个 Cys4 金属结合基团，并且和一个帮助
识别模板引物序列的锌结合。56 kD 大小的 T7 解旋
酶和叉状 DNA 的两个单链末端结合，在 5 末端结
合大约 25 个核酸。T7 DNA 解旋酶在正常情况下能
够以每秒 260 bp 的速度从滞后链的 5 端移动向 3
端［27］，与前导链合成的速度非常接近。冈崎片段大
约是 2-6 kb 大小并且对 gp4 蛋白的浓度水平敏感，
但是对 T7 DNA 聚合酶的浓度水平不敏感［27］。深入
2013年第6期 41卢汀 ：嗜热脂肪芽孢杆菌 dnaB-dnaG 复合体的结构及调控机制
分析引物酶识别位点的拓扑学结构发现 gp4 与单链
DNA 在 β-，γ-甲基 dTTP 的存在下相结合。无论如
何，引物酶能够在一个距离较远的识别位点催化引
物合成（图 1）［28］。
在电镜下观察，T7 蛋白形成一个有双凸起亚基
的六聚体包围单链 DNA［23］。解旋酶与单链 DNA 的
相互作用可能发生在六聚体的内外两面［30，31］。引物
酶结构域与引物酶识别位点通过结合的三磷酸核苷
和 Cys4 锌带之间的联结相互作用。在没有高分辨率
gp4 蛋白结构的情况下，尝试定位在解旋酶或引物
酶活动中的蛋白结构域显得意义尤为重大［28］。
复制叉处通过转位并包围 5 滞后链解旋 DNA。单
体 dnaB 的结构由两个独立结构域构成，两个结构域
之间由一个连接区连接［34-36］。C 末端形成一个包含
NTP 和 DNA 结合位点的类 RecA 折叠，而 N 末端由
一个螺旋束和一个延伸的螺旋发夹结构构成［36］。虽
然我们知道解旋酶活性需要 N 末端区域，我们也知
道解旋酶在 DNA 上的移动方向，但 DNA 解旋过程
的细节仍然有待研究［37-39］。dnaB 和 dnaG 之间的相
互作用将激活它们两者的活性。dnaG 增强 dnaB 解
旋酶和 NTPase 的活性，dnaB 增强和调控 dnaG 诱导
的 RNA 引物合成［38］。dnaB 和 dnaG 之间相互作用
的稳定性程度在不同的细菌中完全不同。
有两个嗜热脂肪芽孢杆菌的无配基六聚 dnaB
（Bst dnaB）（B1 和 B2）在与 dnaG 解旋酶结合区域
（BH1 和 BH2）的晶体结构已经从复合体中被解析出
来。这四种晶体结构在分辨率 2.9Å-5.0Å 之间衍射
X 光，见表 1［40］。试验过程由每一个晶体结构分别
确定，分别用晒取代蛋白的单波长异常取代法或者
是用泡在溶液中的包含氯化汞的重原子衍生法［40］。
dnaB 六聚体的两个结构域形成一个清晰的双层环状
结构，在这个环状结构里面，N 末端区域（氨基酸
残基 1-152）折叠成一个紧密的三角领并置于一个
相对松散的 C 末端区域折叠形成的环状结构上（氨
基酸残基 186-454）。临近的 N 末端区域将其螺旋发
夹结构（氨基酸残基 102-151）置于相邻的 C 末端
区域上或它们自己的 C 末端区域上。这两个构象最
后都形成一个由 6 个 N 末端区域组成的 3 个头对头
二聚体形成的三聚体，这些 N 末端区域都朝向环状
结构的中心孔道，见图 2［40］。
Zn2+
N
N C
T
ATP
G G G 5˃
3 5˃˃
3˃
ATP
Primase Domain Helicase Domain
图 1 T7 基因 gp4 蛋白与引物酶识别位点相互作用［29］
3 六聚 dnaB 的结构及 dnaB-dnaG 复合体
电镜下观察发现，dnaB 寡聚成同六聚环来形成
六折叠或者是三折叠的对称形状［32，33］。dnaB 环在
表 1 数据收集及细化统计
晶体结构 B1 B2 BH1 BH2
Spacegroup P21212 R32 P321 P3121
Unit cell a，b，c（Å） 371，110，113 200，200，195 229，229，193 230，230，193
Resolution（Å） 50-3.7 50-5.0 50-2.9 50-4.0
Rmerge（%） 8.1（59.0） 5.8（53.3） 7.0（>100） 10.3（50.3）
Completeness 97.3（86.6） 95.8（74.5） 99.8（99.9） 99.9（100.0）
I/σI 15.0（1.4） 35.9（3.5） 22.3（1.9） 19.6（3.6）
Rwork 30.8（36.0） 39.4（48.3） 25.9（32.4） 32.0（34.0）
Rfree 32.3（35.8） 39.7（49.1） 29.7（40.0） 34.4（38.4）
RMSD† bond（Å）/angle（ ） 0.009/1.416 -/- 0.009/1.389 0.010/1.659
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2013年第6期42
这个由二聚体形成的三聚体是由疏水界面来稳
定的。N 末端区域领状结构的出现需要 C 末端区域
的配合，因为裁去了 C 末端而只含 N 末端的蛋白要
么形成单体，要么形成二聚体［38］。 4 个 dnaB 六聚
体的结构的比较显示它们的 C 末端区域围绕着环有
着不同的朝向并且仍然和在六聚体周围的邻近亚基
的连接螺旋结合在一起（氨基酸残基 162-178）并
且诱导他们的 DNA 结合环朝向中心孔道［41］。除去
B1 结构外（C 末端形成一个清晰的没有旋转对称的
不规则的环），所有其他的 C 末端区域环呈现一个
三折叠的对称环。C 末端区域环在连接区内被相互
作用连接在一起。相邻的 C 末端区域相互作用的表
面从几乎为零到 1 100Å2 不等。dnaB 六聚体有 115Å
的外半径和 75Å 的高度［38，41］，通过 N 末端区域领
状结构的中心孔道的半径大约是 50Å。
4 嗜热脂肪芽孢杆菌 dnaB-dnaG 复合体的调
控机制
嗜热脂肪芽孢杆菌（Bacillus stearothermophilus）
属于嗜热性需氧芽孢杆菌，但兼有厌氧的特性，革
兰氏染色呈阳性。嗜热脂肪芽孢杆菌非常耐热，几
图 2 dnaB 六聚体的结构［40］
2013年第6期 43卢汀 ：嗜热脂肪芽孢杆菌 dnaB-dnaG 复合体的结构及调控机制
乎所有的酶都具有热稳定性。 dnaB 调节 dnaG 合成
的引物的大小，在引物反应中 dnaG 引导合成大约
22-23 个核苷酸大小的引物。在有 dnaB 存在的情况
下，引物的大小分布有所不同。引物从 12-13 个核
苷酸大小到 22 或者 23 个核苷酸大小。因此，嗜热
脂肪芽孢杆菌 dnaB 调控 dnaG 合成的引物大小分布
有差异。dnaB 与 dnaG 之间的比例对于调控是很重
要的，太少的 dnaB 呈现出亚优化的调节，太多的
dnaB 完全抑制了引物酶的活性。对这个现象精确的
解释还没有，但它可能跟细菌解旋酶 - 引物酶复合
体的功能有重要影响。最近的研究表明引物酶分子
和解旋酶结合后通过一个引物酶分子的锌结合区域
和相邻分子的 RNA 聚合酶区域“反式相互作用”调
控互相之间的引物活性［7，42，43］。因此，dnaG 有两
个引物模式，长链引物被“顺式”模式合成，短链
引物被“反式”模式合成。
在嗜热脂肪芽孢杆菌中的 dnaB-dnaG 相互作用
是稳定的，并且提供一个解析参与反应的氨基酸残
基的机会［7，38］。这些残基可能直接参与结合贡献能
量或者从功能上来说很重要，从一个蛋白质传递变
构效应到另一个，反之亦然。这个调控机制可能由
一个完全不同的残基系统负责。在大肠杆菌系统中，
9 个氨基酸残基影响 dnaB-dnaG 相互作用。在嗜热
脂肪芽孢杆菌中，只有 3 个氨基酸残基（Y88、I119
和 I125）在盐依赖的状态下直接影响 dnaB-dnaG 复
合体。I119 和 I125 也参与调控激活 dnaG 的活动中。
研究发现，只有 dnaB 的 N 末端的氨基酸残基
（E15 和 Y88）和 C 末端残基（R195 和 M196）影响
它调控 dnaG 活性的能力。dnaB 铰链区域（I119 和
L138）的 I125 残基没有影响调控 dnaG 的活性。铰
链区域在解旋酶 - 引物酶复合物中起结构作用而不
是功能作用［7］。dnaB-dnaG 复合体的活性由一个氨
基酸残基重叠网络调控。相互作用的界面是可以延
展的，dnaB 的 N 末端和 C 末端的区域都发挥一定的
功能。在嗜热脂肪芽孢杆菌中的 E15、Y88 和 I119
氨基酸残基与大肠杆菌中的 E33、Y104 和 I135 氨基
酸残基都是保守的［8］。事实上，E15 在引物酶 P16
结构域中也是保守的。P16 引物酶结构域是和解旋
酶相互作用的表面，因而调控复合体在这两个蛋白
之间的功能。离 C 末端发夹结构（C2）比较远的表
面是极度酸性的，使得 P16 有双极性的特征。dnaB
的 N 末端区域不是双极性的但是也是极度酸性的。
P16 的双极性特征使得其成为一个在两个相邻的解
旋酶分子之间隔板分子。
5 展望
如今已经可以构建一个 dnaB-dnaG 复合体的模
型来阐明其如何在一起工作并且互相刺激活性。每
一个解旋酶结合区域的 N 末端都位于 dnaB 中心孔
道的相邻处。因此，dnaG 的锌结合区域和 RNA 聚
合酶区域被定位于中心孔道之上。今后的研究将集
中于 dnaB 是否通过提高单链 DNA 底物的浓度来激
活 dnaG，以及多个 dnaG 亚基在相邻的合适位置上
来激活 dnaG 上，研究嗜热脂肪芽孢杆菌 dnaB-dnaG
复合体的结构，功能与调控对于我们了解细菌中
DNA 复制的机制具有重大而深远的意义。
参 考 文 献
［1］ Marians KJ. Prokaryotic DNA replication［J］. Annual Review of
Biochemistry, 1992, 61 ：673-719.
［2］ Wickner S, Hurwitz J. Interaction of Escherichia coli dnaB and
dnaC（D）gene products in vitro［J］. Proceedings of the National
Academy of Sciences of the United States of America, 1975, 72 ：
921-925.
［3］ Frick DN, Richardson CC. DNA primases［J］. Annual Reviw of
Biochemistry, 2001, 70 ：39-80.
［4］ Patel SS, Picha KM. Structure and function of hexameric
helicases［J］. Annual Review of Biochemistry, 2000, 69 ：651-
697.
［5］ Oakley AJ, Loscha KV, Schaeffer PM, et al. Crystal and solution
structures of the helicase-binding domain of Escherichia coli
primase［J］. The Journal of Biological Chemistry, 2005, 280 ：
11495-11504.
［6］ Syson K, Thirlway J. Hounslow AM, et al. Solution structure of the
helicase-interaction domain of the primase DnaG ：a model for
helicase activation［J］. Structure, 2005, 13 ：609-616.
［7］ Thirlway J, Turner IJ, Gibson CT, et al. DnaG interacts with a
linker region that joins the N- and C-terminal domains of DnaB and
induces the formation of 3-fold symmetric rings［J］. Nucleic Acids
Research, 2004, 32 ：2977-2986.
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2013年第6期44
［8］ Soultanas P. The bacterial helicase（DnaB）-primase（DnaG）
interaction ：a common structural/functional module［J］. Structure,
2005, 13 ：839-844.
［9］ Fang L, Davey MJ, O’Donnell M. Replisome assembly at oriC, the
replication origin of E. coli, reveals an explanation for initiation sites
outside an origin［J］. Molecular Cell, 1999, 4 ：541-553.
［10］ Mitkova AV, Khopde SM, Biswas SB. Mechanism and stoichiometry
of DnaG primase with DnaB helicase of Escherichia coli in RNA
primer synthesis［J］. The Journal of Biological Chemistry, 2003,
278 ：52253-52261.
［11］ Chang P, Marians KJ. Identification of a region of Escherichia
coli DnaB required for functional interaction with DnaG at the
replication fork［J］. The Journal of Biological Chemistry, 2000,
275 ：26187-26195.
［12］ Maurer R, Wong A. Dominant-lethal mutations in the dnaB helicase
gene of Salmonella typhimurium［J］. Journal of Bacteriology,
1988, 170 ：3682-3688.
［13］ Stordal L, Maurer R. Defect in general priming conferred by
linker region mutants of Escherichia coli DnaB［J］. Journal of
Bacteriology, 1996, 178 ：4620-4627.
［14］ Goulian M, Hanaualt PC. DNA Sythesis and its regulation［M］.
CA ：Benjamin. ICN Parmaceuticals. Universit5y of Carlifornia,
Los Angeles, 1975 ：241-269.
［15］ Arai N, Kornberg A. Rep protein as a helicase in an active,
isolatable replication fork of duplex phi X174 DNA［J］. The
Journal of Biological Chemistry, 1981, 256 ：5294-5298.
［16］ Huber HE, Tabor S, Richardson CC. Escherichia coli thioredoxin
stabilizes complexes of bacteriophage T7 DNA polymerase and
primed templates［J］. The Journal of Biological Chemistry, 1987,
262 ：16224-16232.
［17］ Tabor S, Huber HE, Richardson CC. Escherichia coli thioredoxin
confers processivity on the DNA polymerase activity of the gene
5 protein of bacteriophage T7［J］. The Journal of Biological
Chemistry, 1987, 262 ：16212-16223.
［18］ Tabor S, Richardson CC. Template recognition sequence for RNA
primer synthesis by gene 4 protein of bacteriophage T7［J］.
Proceedings of the National Academy of Sciences of the United
States of America, 1981, 78 ：205-209.
［19］ Kolodner R, Richardson CC. Replication of duplex DNA by
bacteriophage T7 DNA polymerase and gene 4 protein is
accompanied by hydrolysis of nucleoside 5’-triphosphates［J］.
Proceedings of the National Academy of Sciences of the United
States of America, 1977, 74 ：1525-529.
［20］ Kim YT, Tabor S, Bortner C, et al. Purification and characterization
of the bacteriophage T7 gene 2.5 protein. A single-stranded DNA-
binding protein［J］. The Journal of Biological Chemistry, 1992,
267 ：15022-15031.
［21］ Kim YT, Tabor S, Churchich JE, et al. Interactions of gene 2.5
protein and DNA polymerase of bacteriophage T7［J］. The
Journal of Biological Chemistry, 1992, 267 ：15032-15040.
［22］ Ilyina TV, Gorabalenya AE, Koonin EV. Organization and evolution
of bacterial and bacteriophage primase-helicase systems［J］.
Journal of Molecular Evolution, 1992, 34 ：351-357.
［23］ Egelman EH, Yu X, Wild R, et al. Bacteriophage T7 helicase/
primase proteins form rings around single-stranded DNA that
suggest a general structure for hexameric helicases［J］.
Proceedings of the National Academy of Sciences of the United
States of America, 1995, 92 ：3869-3873.
［24］ Kim YT, Richardson CC. Bacteriophage T7 gene 2.5 protein ：an
essential protein for DNA replication［J］. Proceedings of the
National Academy of Sciences of the United States of America,
1993, 90 ：10173-10177.
［25］ Kim YT, Richardson CC. Acidic carboxyl-terminal domain of gene
2.5 protein of bacteriophage T7 is essential for protein-protein
interactions［J］. The Journal of Biological Chemistry, 1994,
269 ：5270-5278.
［26］ Fujiyama A, Kohara Y, Okazaki T. Initiation sites for discontinuous
DNA synthesis of bacteriophage T7［J］. Proceedings of the
National Academy of Sciences of the United States of America,
1981, 78 ：903-907.
［27］ Nakai H, Richardson CC. Leading and lagging strand synthesis
at the replication fork of bacteriophage T7. Distinct properties of
T7 gene 4 protein as a helicase and primase［J］. The Journal of
Biological Chemistry, 1988, 263 ：9818-9830.
［28］ Kusakabe T, Baradaran K, Lee J, et al. Roles of the helicase and
primase domain of the gene 4 protein of bacteriophage T7 in
accessing the primase recognition site［J］. EMBO Journal, 1998,
17 ：1542-1552.
［29］ Frick DN, Richardson CC. Interaction of bacteriophage T7 gene
4 primase with its template recognition site［J］. The Journal of
2013年第6期 45卢汀 ：嗜热脂肪芽孢杆菌 dnaB-dnaG 复合体的结构及调控机制
Biological Chemistry, 1999, 274 ：35889-35898.
［30］ Ahnert P, Patel SS. Asymmetric interactions of hexameric
bacteriophage T7 DNA helicase with the 5’- and 3’-tails of the
forked DNA substrate［J］. The Journal of Biological Chemistry,
1998, 272 ：32267-32273.
［31］ Hacker KJ, Johnson KA. A hexameric helicase encircles one
DNA strand and excludes the other during DNA unwinding［J］.
Biochemistry, 1997, 36 ：14080-14087.
［32］ Yang S, Yu X, VanLoock MS, et al. Flexibility of the rings ：
structural asymmetry in the DnaB hexameric helicase［J］. Journal
of Molecular Biology, 2002, 321 ：839-849.
［33］ Nunez-Ramirez R, Robledo Y, Mesa P, et al. Quaternary
polymorphism of replicative helicase G40P ：structural mapping
and domain rearrangement［J］. Journal of Molecular Biology,
2006, 357 ：1063-1076.
［34］ Jezewska MJ, Rajendran S, Bujalowski D, Bujalowski W. Does
single-stranded DNA pass through the inner channel of the protein
hexamer in the complex with the Escherichia coli DnaB helicase?
fluorescence energy transfer studies［J］. The Journal of Biological
Chemistry, 1998, 273 ：10515-10529.
［35］ Kaplan DL. The 3’-tail of a forked-duplex sterically determines
whether one or two DNA strands pass through the central channel
of a replication-fork helicase［J］. Journal of Molecular Biology,
2000, 301 ：285-299.
［36］ Bailey S, Eliason WK, Steitz TA. The crystal structure of the
Thermus aquaticus DnaB helicase monomer［J］. Nucleic Acids
Research, 2007, 35 ：4728-4736.
［37］ Nakayama N, Arai N, Kaziro Y, et al. Structural and functional stu-
dies of the dnaB protein using limited proteolysis. Characterization
of domains for DNA-dependent ATP hydrolysis and for protein
association in the primosome［J］. The Journal of Biological
Chemistry, 1984, 259 ：88-96.
［38］ Bird LE, Pan H, Soultanas P, et al. Mapping protein-protein
interactions within a stable complex of DNA primase and DnaB
helicase from Bacillus stearothermophilus［J］. Biochemistry,
2000, 39 ：171-182.
［39］ Mesa P, Alonso JC, Ayora S. Bacillus subtilis bacteriophage SPP1
G40P helicase lacking the n-terminal domain unwinds DNA
bidirectionally［J］. Journal of Molecular Biology, 2006, 357 ：
1077-1088.
［40］ Materials and methods are available as supporting material on
Science Online.
［41］ Biswas SB, Chen PH, Biswas EE. Structure and function of
Escherichia coli DnaB protein ：role of the N-terminal domain in
helicase activity［J］. Biochemistry, 1994, 33 ：11307-11314.
［42］ Johnson SK, Bhattacharyya S, Griep MA. DnaB helicasestimulates
primer synthesis activity on short oligonucleotide templates［J］.
Biochemistry, 2000, 39 ：736-744.
［43］ Corn JE, Pease PJ, Hura GL, et al. Crosstalk between primase
subunits can act to regulate primer synthesis in trans［J］.
Molecular Cell, 2005, 20 ：391-401.
（责任编辑 狄艳红）