免费文献传递   相关文献

Cloning,Expression and Characterization of Acetyl Xylan Esterase from Streptomyces griseus

灰色链霉菌中乙酰木聚糖酯酶基因的克隆、表达及 酶学性质研究



全 文 :·研究报告·
生物技术通报
BIOTECHNOLOGY BULLETIN 2015, 31(2):153-159
木聚糖是植物细胞壁中半纤维素的重要组成成
分,约占细胞干重的 35%[1],是自然界中仅次于
纤维素的第二大可再生有机碳源[2]。自然界中的木
聚糖是一种杂合多聚糖,主链由多个吡喃木糖基通
过木糖苷键相连,主链或侧链上有不同种类的取代
基[3],如 O-乙酰基、L-阿拉伯糖残基、4-O-甲基 -D-
葡萄糖醛酸残基等[4]。因此,完全降解木聚糖需要
多种酶的协同作用,其中起主要作用的有木聚糖酶
和 β-木糖苷酶,起辅助作用的有 α-阿拉伯呋喃糖
酶、α-葡萄糖醛酸酶和乙酰木聚糖酯酶等[5]。在硬
木中约有 60%-70% 的木糖残基的羟基基团被乙酸
酯化[6],因此在完成木聚糖的生物降解过程中,对
收稿日期 :2014-08-12
基金项目 :中央高校基本科研业务费专项资金(TD2012-03),国家自然科学基金项目(J1103516,31070635)
作者简介 :刘伟娜,女,博士研究生,研究方向 :资源与环境微生物 ;E-mail :forest85836@163.com
通讯作者 :谢响明,男,教授,研究方向 :资源与环境微生物 ;E-mail :xxm1005@126.com
金一,男,讲师,研究方向 :微生物生态学 ;E-mail :wizard.jin@163.com
灰色链霉菌中乙酰木聚糖酯酶基因的克隆、表达及
酶学性质研究
刘伟娜  梁迪  王晓宇  玉王宁  厚凌宇  金一  谢响明
(北京林业大学生物科学与技术学院,北京 100083)
摘 要 : 根据 GenBank 数据库中已报道的灰色链霉菌(Streptomyces griseus)全基因组序列,分析得到假定的乙酰木聚糖酯
酶基因序列并设计引物 ;利用分子克隆的方法得到该菌株基因组中乙酰木聚糖酯酶基因,并构建原核表达载体 pET28a-Sgraxe,经
IPTG 诱导表达重组 SgrAxe,Ni-NTA 亲和层析法纯化该蛋白。结果显示,克隆得到乙酰木聚糖酯酶基因 axe,其序列全长 1 008 bp,
编码 336 个氨基酸。SDS-PAGE 检测带有 pET28a-Sgraxe 转化菌株诱导表达产物相对分子量约为 37 kD,与理论值相符。纯化的重
组 SgrAxe 酶学性质表明,该酶最适反应温度为 50℃,最适 pH8.0,热稳定性较强,pH 作用范围广 ;金属离子对酶均表现为抑制作
用,尤其是 Zn2+ 严重抑制酶活力 ;重组酶特征的分析揭示了其在工业中潜在的应用价值。
关键词 : 灰色链霉菌 ;乙酰木聚糖酯酶 ;原核表达 ;纯化 ;酶学性质
DOI :10.13560/j.cnki.biotech.bull.1985.2015.02.023
Cloning,Expression and Characterization of Acetyl Xylan Esterase
from Streptomyces griseus
Liu Weina Liang Di Wang Xiaoyu Yu Wangning Hou Lingyu Jin Yi Xie Xiangming
(College of Biological Sciences and Technology,Beijing Forestry University,Beijing 100083)
Abstract : Primers were designed by putative axe annotated from the whole genome sequence of Streptomyces griseus. The axe gene was
firstly cloned and linked to the prokaryotic expression vector, expressed recombinant protein induced with IPTG and purified with the Ni-NTA
affinity chromatography. The results showed the cloned gene axe contained an open reading frame of 1 008 bp encoding 336 amino acid residues.
The transformant harboring pET28a-Sgraxe was expressed with a protein molecular weight of 37 kD by SDS-PAGE analysis. The results indicated
that the purified recombinant enzyme exhibited optimum activity at pH8.0 and 50℃, high thermal stability and strong alkali resistance range.
Metal ions on recombinant enzyme activity was inhibited especially Zn2+. The analysis of recombinant enzymatic properties reveals potential
application in industry.
Key words : Streptomyces griseus ;acetyl xylan esterase ;prokaryotic expression ;purification ;enzymatic properties
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2015,Vol.31,No.2154
取代基含量较多的乙酰基的降解显得尤为重要。
乙酰木聚糖酯酶(Acetyl xylan esterase,EC3.1.
1.6)可水解乙酰化木聚糖的 β-D-吡喃木糖残基上的
2 位和 / 或 3 位去除 O-乙酰基[7]。乙酰基能够在空间
上干扰切割主链酶的接近,因此去除乙酰基可以增
强酶与木聚糖之间的亲和力,进而促进内切木聚糖
酶的作用[8]。目前已在 Trichoderma reesei[9]、Neoc-
allimastix patriciarum[10]、Thermomonospora fusca[11]、
Streptomyces sp.[12]等中发现乙酰化木聚糖具有极高
的特异性,乙酰酯酶的添加明显改善了此类木聚糖
的溶解性和降解效率,这一作用使人们认识到乙酰
木聚糖酯酶在工业中的潜在价值和广泛的应用前景。
自从 Biely 报道了乙酰木聚糖酯酶在乙酰化细
胞壁的降解过程中的突出作用后[5,13],越来越多
的研究者对它的催化特性进行了研究。目前,关
于 乙 酰 木 聚 糖 酯 酶 的 研 究 主 要 集 中 在 微 生 物 方
面,已有几十种微生物的乙酰木聚糖酯酶基因得
到克隆并实现异源表达。真菌中目前研究得较多的
有 Trichoderma[14]、Aspergillus[15]、Penicillium[16]、
Rhodotorula[17]、Hypocrea[18]、Volvariella[19]、
Neocallimastix[20] 等, 细 菌 包 含 对 Streptomyces[21]、
Fibrobacter[22]、Bacillus[23] 和 Thermomonospora[11]
等的研究。链霉菌作为诱导产酶的重要资源是因其
在土壤、水及海洋等各种环境广泛存在,并且在这
些环境中菌株产酶均具有较高稳定性[12]。已有报道
链霉菌具有能够诱导无纤维素酶活的木聚糖酶和过
氧化物酶的特性[24],而国内关于这方面的研究极
为少见。本研究从灰色链霉菌株 Streptomyces griseus
subsp. NBRC 13350 中克隆乙酰木聚糖酯酶基因并构
建原核表达载体,在 E.coli BL21 中实现其异源表达
和乙酰木聚糖酯酶重组蛋白的纯化,并测定重组乙
酰木聚糖酯酶活力,旨在为进一步利用和开发乙酰
木聚糖酯酶及分析其结构与功能关系奠定基础。
1 材料与方法
1.1 材料
1.1.1 菌株及质粒 菌株灰色链霉菌(Streptomyces
griseus subsp. NBRC13350)购自中国科学院微生物
研究所菌种保藏中心(CGMCC)。菌株 E.coli Top10、
BL21(DE3)由本实验室保存。质粒载体 pMD19-T、
pET-28a(+)购自 TaKaRa 公司。
1.1.2 主要试剂 Taq DNA 聚合酶、2×GC Buffer I、
dNTP Mixture等购自 Promaga 公司,限制性内切酶
(EcoR Ⅰ、Hind Ⅲ )、T4 DNA 连 接 酶 购 自 TaKaRa
公司,蛋白质 Marker 购自 Fermentas 公司,Ni-NTA
琼脂糖亲和层析柱购自 Invitrogen 公司,SDS-PAGE
凝胶制备试剂盒购自北京中科瑞泰生物有限公司,4-
甲基乙酸伞形酯(4-Methylumbelliferyl-acetate)购自
Sigma 公司,PCR 引物合成及测序由奥科鼎盛生物
技术有限公司完成,其他常规试剂均为分析纯的商
业化试剂。
1.1.3 培养基 LB 培养基 :0.5% 酵母提取物,1%
胰蛋白胨,1% NaCl,pH7.0;PDA 培养基:20% 马铃
薯,2% 葡萄糖,1.5% 琼脂糖。两种培养基均在 1×
105 Pa 灭菌 20 min。
1.2 方法
1.2.1 灰色链霉菌基因组 DNA 的提取 将灰色链霉
菌接种于 PDA 液体培养基中,28℃、200 r/min 于摇
床培养 48 h,提取菌液的基因组 DNA,提取方法参
考细菌基因组 DNA 快速提取试剂盒说明书。利用 1%
琼脂糖凝胶电泳对基因组 DNA 的完整性进行检测。
1.2.2 乙酰木聚糖酯酶基因的克隆 灰色链霉菌全
基因组序列已测定并提交至 GenBank 数据库,登录
号为 AP009493.1。根据假定的乙酰木聚糖酯酶基因
5 和 3 末端序列,设计扩增开放阅读框的两条引
物 :上游引物 Axe-F :5-TAGAATTCATGCCGTCGG-
CCGATCTCACGCT-3 和下游引物 Axe-R :5-ATAA-
GCTTATGTCAGGCGCGGTCGGTCCGGT-3,其中下划
线分别为 EcoR Ⅰ与 Hind Ⅲ限制性酶切位点。50 μL
的 PCR 扩增体系中包括 1.0 μL 基因组 DNA、10 μL
2×GC Buffer Ⅰ、8 μL 2.5 mmol/L dNTP Mixture、1.0
μL 10 μmol/L 引物及 0.5 μL 5 U/μL Taq DNA 聚合酶。
PCR 反应条件为 :95℃预变性 5 min ;94℃变性 30
s,60℃退火 30 s,72℃延伸 1 min,30 个循环 ;最
后 72℃延伸 10 min。PCR 产物进行胶回收纯化后与
pMD19-T 载体连接,连接产物直接转化到大肠杆菌
E. coli Top10 感受态细胞中,进行蓝白斑筛选阳性克
隆。挑选白色单克隆菌斑进行菌液 PCR 鉴定并提取
菌液质粒进行双酶切验证。鉴定正确的质粒命名为
2015,31(2) 155刘伟娜等:灰色链霉菌中乙酰木聚糖酯酶基因的克隆、表达及酶学性质研究
pMD19T-Sgraxe,测序鉴定目的基因片段的完整性。
1.2.3 乙酰木聚糖酯酶基因的原核表达 原核表达
载体构建 :质粒 pMD19T-Sgraxe 与 pET-28a(+)同
时进行 EcoR Ⅰ与 Hind Ⅲ双酶切,酶切产物进行
回收纯化。T4 DNA 连接酶连接纯化片段 Sgraxe 和
pET-28a(+),16℃过夜连接,将连接产物用热激
法 转 化 到 E.coli BL21(DE3) 感 受 态 细 胞, 通 过
带有 50 mg/L 卡那霉素的 LB 平板筛选阳性重组子
pET28a-Sgraxe。
诱导表达 :将上述转化成功的单菌落进行扩
大培养(37℃,120 r/min)。当菌落生长到对数生
长 期(OD600=0.4-0.6), 加 入 IPTG 至 终 浓 度 1.0
mmol/L,16℃诱导过夜。离心收集菌体(4℃,3 000
r/min),加入 1/10 体积的 Bingding buffer(5.0 mmol/L
imidazole,0.5 mol/L NaCl,20 mmol/L Tris-HCl,
pH8.0)悬浮菌体,超声波细胞破碎仪破碎菌体约
20 min,后 4℃ 12 000 r/min 离心 10 min,收集上清,
进行 SDS-PAGE 凝胶电泳检测诱导表达效果。
1.2.4 乙酰木聚糖酯酶的纯化 用 Ni-NTA 亲和柱
层析柱进行酶纯化,根据装柱说明将 1.5 mL 的活化
Ni-NTA 柱质加到 10 mL 空柱中,分别使用 10 倍体
积的去离子水和 Bingding buffer 漂洗和平衡柱质。将
超声波破碎上清液加入 Ni-NTA 柱中,缓慢放流使
融合蛋白与柱质充分结合,依次使用不同浓度梯度
的样品洗脱液(20-200 mmol/L imidazole,20 mmol/L
phosphate,300 mmol/L NaCl,pH8.0)除去非特异结
合蛋白并收集目的蛋白。
将带有目的蛋白的收集液装入透析袋中,4℃条
件下在透析缓冲液(20 mmol/L 磷酸缓冲液,pH8.0)
中透析 24-48 h,其间换 2-3 次缓冲液,去除盐分等
杂质。纯化的酶液 -20℃保存。
1.2.5 乙酰木聚糖酯酶活测定 以 4-甲基乙酸伞形
酯(4-Methylumbelliferyl-acetate) 为 底 物 测 定 酶 活
力[25]。以每分钟从底物中水解释放 1 μmol 的显色
产物(4-Methylumbelliferone)的乙酰酯酶的量为 1
个酶活力单位。测定方法 :在 400 μL 磷酸缓冲液
(0.2 mol/L,pH8.0)加入 998 μL 超纯水,50℃预热
2 min,加入 10 μL 酶液和 100 μL 底物(10 mol/L),
混合均匀,354 nm 处连续测其起始反应 2 min 内的
吸收值。
依据朗伯 - 比尔定律和酶活力单位定义推算酶
活 的 计 算 公 式 :H=A·V1/[ε·l·V2(T2-T1)]。 其
中,H :酶活(IU/mL),A :吸光度,V1 :总反应体
积(mL),ε :消光系数(4 452 L/mol[26]),l :比色
杯宽度(cm),V2 :酶液体积(mL),T1 :初始反应
时间(min),T2 :终末反应时间(min)。
1.2.6 酶学性质研究 50℃条件下,分别以磷酸钾
溶液(pH6.0-8.0)和 Tris-HCl(pH8.5-9.5)为缓冲
液,测定重组乙酰木聚糖酯酶在不同 pH 下对底物
4-Methylumbelliferyl-acetate 的酶活,分析重组 SgrAxe
的最适 pH。
以 4-Methylumbelliferyl-acetate 为 底 物, 在 最
适 pH 的缓冲液中分别测定不同温度条件下(30℃-
80℃)重组乙酰木聚糖酯酶的酶活,分析 SgrAxe 最
适反应温度。热稳定性的测定将重组乙酰木聚糖酯
酶液在反应之前分别在不同温度水浴中温育 2、5、
10、20、30 和 60 min,然后测定 SgrAxe 对底物的剩
余酶活。
在乙酰木聚糖酯酶反应体系中加入终浓度为
5 mmol/L 的各种不同浓度的 9 种金属离子(Cu2+、
Al3+、Ba2+、Ca2+、Mn2+、Co2+、Mg2+、Zn2+ 和 Fe2+)
及相同浓度的 EDTA,研究其对重组 SgrAxe 酶活力
的影响,以未加金属离子的缓冲液作为空白对照。
利 用 米 氏 方 程 的 双 倒 数 法(Lineweaver-Burk
plot)[27]作图求得酶的各个动力学参数。具体方法
如下 :在酶的最适反应温度和 pH 条件下,测定纯
化的重组乙酰木聚糖酯酶 SgrAxe 分别与不同浓度底
物(0.1%、0.2%、0.4%、0.5%、0.6%、0.8%、1.0%
及 1.5%)反应时的酶活力,然后用双倒数法求得酶
的 Km 与 Vmax,并计算得到酶的转化数 Kcat。
2 结果
2.1 灰色链霉菌axe基因的克隆
以灰色链霉菌基因组 DNA 为模板,根据 Gen-
Bank 中乙酰木聚糖酯酶基因序列(登录号为 AP00-
9493.1)设计引物 Axe-F 与 Axe-R 进行 PCR 扩增,扩
增产物经 1% 琼脂糖凝胶电泳检测,大小约 1.0 kb
(图 1),将克隆得到的阳性质粒送公司测序。测序结
果显示,开放阅读框全长 1 008 bp,序列与 GenBank
中 灰 色 链 霉 菌 假 定 的 乙 酰 木 聚 糖 酯 酶 基 因 具 有
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2015,Vol.31,No.2156
98% 的一致性。该基因编码 336 个氨基酸,其总的
G+C 含量为 74%,理论蛋白分子量为 36.96 kD,pI
为 4.95。
超声破碎后的上清液经 Ni-NTA 柱纯化后,带有 His
标签的诱导产物能够得到纯化的乙酰木聚糖酯酶
(图 4),即为电泳纯的单质酶。
15000
bp
M 1 2 3 4
5000
2500
1000
pET28a-Sgraxe
~6.4 kb
6×His
Hind III
EcoR I
Ka
n
Ori
lac
I
axe
f1 orig
in
166.0
kD
M 1 2 3
kD
66.2
45
35
25
37
1:PCR 扩增产物;2:pMD19T-axe 质粒;3:质粒 pMD19T-axe经 EcoR Ⅰ单酶切;
4 :质粒 pMD19T-axe经 EcoR I及 Hind III 双酶切 ;M :DNA Marker
图 1 乙酰木聚糖酯酶基因的扩增与克隆
2.2 Sgraxe基因的表达及纯化
2.2.1 原核表达载体构建 将双酶切产物 Sgraxe
与载体 pET-28a(+)进行连接反应,转化到 E.coli
BL21(DE3)宿主,蓝白斑筛选阳性克隆子,然后
进行测序,测序结果表明成功构建原核表达载体
pET28a-Sgraxe(图 2)。
图 2 重组表达载体 pET28a-Sgraxe 的物理图谱
2.2.2 诱 导 表 达 的 乙 酰 木 聚 糖 酯 酶 SDS-PAGE 分
析 选择带有原核表达载体 pET28a-Sgraxe 的阳性单
菌落进行扩大培养,经 1.0 mmol/L IPTG 诱导表达后
进行 SDS-PAGE 凝胶电泳分析。结果(图 3)表明,
带有质粒 pET28a-Sgraxe 的重组菌株表达产生一种
约 37 kD 的蛋白,与理论目的蛋白分子量基本一致。
1 :空质粒 pET-28a(+);2 :未诱导的重组酶 ;3 :诱导表达的重组酶 ;
M :低分子量蛋白标准
图 3 SDS-PAGE 分析重组乙酰木聚糖酯酶的表达
245
kD M 1
75
48
35
25
11
M :蛋白质 Marker ;1 :纯化的重组 SgrAxe
图 4 纯化的重组乙酰木聚糖酯酶 SDS-PAGE 电泳图
2.3 重组SgrAxe酶学特征分析
pH 对重组 SgrAxe 的影响结果(图 5-A)显示,
50℃下 SgrAxe 的最适反应 pH 为 8.0,在 pH8.0-9.5
范围内仍具有 59% 以上的相对酶活力,可见此酶具
有较广泛的 pH 应用范围。
在 不 同 温 度 条 件 下(30℃-80℃) 测 定 重 组
SgrAxe 的活力,结果(图 5-B)表明,pH8.0 下酶最
适反应温度为 50℃,并且在 30℃-80℃范围内相对
酶活力仍 >56%,说明该酶对温度适应性较强。将
SgrAxe 在不同温度下(40℃-60℃)分别保温 2-60
min,在最适条件下检测酶活力,结果(图 5-C)表明,
重组酶 SgrAxe 在 60℃下保温 60 min 后其相对酶活
力仍 >60%,有较好的稳定性。
在标准反应体系中加入终浓度为 5 mmol/L 的不
同金属离子后测定酶活力,分析金属离子对重组酶
活性的影响。结果(表 1)表明,金属离子对重组
2015,31(2) 157刘伟娜等:灰色链霉菌中乙酰木聚糖酯酶基因的克隆、表达及酶学性质研究
酶活力均表现出不同程度的抑制作用。Mn2+、Mg2+、
Co2+ 对重组 SgrAxe 的影响表现为剩余相对酶活力约
20% ;加入 Al3+、Ba2+、Ca2+、Zn2+ 四种金属离子后,
抑制的重组酶相对活力超过了 90% ;而当反应体系
中加入 Cu2+ 和 Fe2+,则立即生成絮状沉淀而导致无
法测量 ;金属离子螯合剂 EDTA 对重组酶活力几乎
没有影响。
根据 Lineweaver-Burk 作图法,重组乙酰木聚糖
酯酶对底物 4-Methylumbelliferyl-acetate 的动力学参
数 :Km 为 0.46 mmol/L,Vmax 为 102.65 μmol/min·mg,
Kcat 为 9.58/s。
3 讨论
乙酰木聚糖酯酶对半纤维素中木聚糖的降解起
着重要作用[28],它能够与其它木聚糖酶协同作用更
有效的降解半纤维素。这一作用使其在纸浆生物漂
白、食品和饲料加工、能源的生物转化等行业具有
广泛的应用前景[29]。近年来乙酰木聚糖酯酶的生
产越来越多的受到人们的关注,已经有许多的乙酰
木聚糖酯酶被报道,但其中只有极少数的乙酰木聚
糖酯酶来自链霉菌,如 Chungool 和 Dupont[12,21]的
研究中纯化并测定了乙酰木聚糖酯酶的活性。本研
究以灰色链霉菌(Streptomyces griseus)为研究对象,
克隆得到了乙酰木聚糖酯酶基因全长序列,实现其
异源表达并对酶学特性进行了研究与分析,为其开
发与利用提供了重要的理论依据。
对纯化后的重组酶液进行酶学特性的研究发现,
重组 SgrAxe 的最适反应 pH 为 8.0,高于 Streptomyces
lividans[21] 和 Streptomyces sp. PC22[12](pH7.5), 并
在 pH8.0-9.5 范围仍保持较高的 O-乙酰基团水解活
性,pH 作用范围较广,可见重组 SgrAxe 与其他报
道的乙酰木聚糖酯酶一样[12,21]适应偏碱性的环境,
并且具有其自身的优越性。重组 SgrAxe 的最适反应
温度为 50℃,但其在 60℃处理 1 h 后仍有约 60% 的
剩余酶活力,说明重组 SgrAxe 具有较好的热稳定性,
这些特征使其在生物漂白及开发为饲料酶制剂等方
面表现出较大的工业化生产潜力和经济价值,可能
适应大规模的工业推广应用。大多数金属离子对重
组 SgrAxe 有明显的抑制作用,在 5 mmol/L 离子浓度
0
20
40
60
80
100
120
30 40 50 60 70 80
⴨ሩ䞦⍫% ⑙ᓖć
0
20
40
60
80
100
120
2 5 10 20 30 60
⴨ሩ䞦⍫% ᰦ䰤min40ć50ć60ć
0
20
40
60
80
100
120
6.0 6.5 7.0 7.5 8.0 8.5 9.0 9.5
⴨ሩ䞦⍫%
pH
A
B
C
A :最适 pH 曲线 ;B :最适温度曲线 ;C :热稳定性曲线
图 5 pH 和温度对乙酰木聚糖酯酶活力的影响
表 1 金属离子对乙酰木聚糖酯酶活力的影响
金属离子(5 mmol/L) 相对酶活力 /%
CK 100±0.4
Al3+ 8.0±0.8
Ba2+ 6.1±0.8
Ca2+ 5.6±0.3
Mn2+ 24.0±0.2
Co2+ 20.2±0.5
Mg2+ 20.3±1.0
Zn2+ 3.7±0.3
Cu2+ ND
Fe2+ ND
EDTA 98.3±0.3
注 :ND 为未检测到
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2015,Vol.31,No.2158
下,重组 SgrAxe 在 Mg2+、Co2+ 和 Mn2+ 溶液 中有约
20% 的剩余酶活,而其他离子尤其是 Zn2+ 对酶的抑
制效果更加明显,这一结果与 Bacillus pumilus[30]和
Schizophyllum commune[31]的研究一致,因此在乙酰
木聚糖酯酶应用中要尽量避免金属离子的渗入。
乙酰木聚糖酯酶动力学参数的确定是通过不同
浓 度(0.2-1.2 mmol/L) 底 物 4-Methylumbelliferyl-
acetate 在 50℃、pH8.0 的磷酸缓冲液中测定的,以
4-Methylumbelliferyl-acetate 为底物时重组 SgrAxe 的
Km 为 0.46 mmol/L,远远低于以 p-nitrophenyl acetate
为底物时 A. niger[32]Axe 的 Km。当利用相同底物来
测定 Km 时,Thermoanaerobacterium sp.
[25]的两个酯
酶的 Km 与本试验的结果基本一致,可见 4-Methylu-
mbelliferyl-acetate 为乙酰木聚糖酯酶最适宜的底物。
重 组 酶 的 转 换 数 Kcat 为 9.58/s, 低 于 从 Thermotoga
maritima 纯化的乙酰酯酶[33],而与 Fibrobacter succi-
nogenes S85 Axe 相差不大[34]。
4 结论
本研究根据灰色链霉菌全基因组序列假定的乙
酰木聚糖酯酶基因设计引物,克隆得到了乙酰木聚
糖酯酶基因 axe 全长序列,并构建 pET28a-Sgraxe 表
达载体,实现了目的基因在 E.coli BL21(DE3)中
的诱导表达。利用酶学特性分析其最适 pH 和温度
(8.0、50℃),并发现重组 SgrAxe 具有较强的 pH 适
应性和较高的热稳定性。
参 考 文 献
[1]Saha B. Hemicellulose bioconversion [J]. J Ind Microbiol Biot,
2003, 30(5):279-291.
[2]Prade RA. Xylanases :from biology to biotechnology [J].
Biotechnol Genet Eng, 1995, 13(12):101-131.
[3]Berens S, Kaspari H, Klemme JH. Purification and characterization
of two different xylanases from the thermophilic actinomycete
Microtetraspora flexuosa SIIX. [J]. Anton Leeuw Int J G, 1996, 69
(3):235-241.
[4]Pérez J, Muñoz-Dorado T, de la Rubia J, et al. Biodegradation and
biological treatments of cellulose, hemicellulose and lignin :an
overview [J]. Int Microbiol, 2002, 5(2):53-63.
[5]Biely P, MacKenzie CR, Puls J, et al. Cooperativity of esterases and
xylanases in the enzymatic degradation of acetyl xylan [J]. Nat
Biotechol, 1986, 4(8):731-733.
[6]Bouveng HO, Garegg PJ, Lindberg B. Position of the O-acetyl group
in birch xylan [J]. Acta Chemical Scandinavica, 1960, 14 :742-
748.
[7]Bacon JSD, Gordon AH, Morris EJ. Acetyl groups in cell-wall
preparations from higher plants [J]. Biochem J, 1975, 149 :485-
487.
[8]McDermid KP, Fosberg CW, Mackenzie CR. Purification and
properties of an acetyl xylan esterase from Fibrobacter succinogenes
S85[J]. Appl Environ Microb, 1990, 56(12):3805-3810.
[9]Poutanen K, Sundberg M, Korte H, et al. Deacetylation of xylans by
acetyl esterases of Trichoderma reesei [J]. Appl Environ Microb,
1990, 33 :506-510.
[10]Cybinski DH, Layton I, Lowry JB, et al. An acetylxylan esterase and
a xylanase expressed from genes cloned from the ruminal fungus
Neocallimastix patriciarum act synergistically to degrade acetylated
xylans [J]. Appl Microbiol Biot, 1999, 52 :221-225.
[11]Bachmann SL, McCarthy AJ. Purification and cooperative
activity of enzymes constituting the xylan-degrading system of
Thermomonospora fusca [J]. Appl Environ Microb, 1991, 57(8):
2121-2130.
[12] Chungool W, Thongkam W, Raweesri P, et al. Production,
purification, and characterization of acetyl esterase from
Streptomyces sp. PC22 and its action in cooperation with xylanolytic
enzymes on xylan degradation [J]. World J Microb Biot, 2008,
24 :549-556.
[13]Biely P, Puls J, Schneider H. Acetyl xylan esterases in fungal
cellulolytic systems [J]. FEBS Letters, 1985, 186(1):80-84.
[14]Biely P, Cote GL, Kremnický L, et al. Action of acetylxylan esterase
from Trichoderma reesei on acetylated methyl glycosides [J].
FEBS Lett, 1997, 420(2):121-124.
[15] Khan AW, Lamb KA, Overend RP. Comparison of natural
hemicellulose and chemically acetylated xylan as substrates for the
determination of acetyl-xylan esterase activity in Aspergilli [J].
Enzyme Microb Tech, 1990, 12(2):127-131.
[16]Chávez R, Bull P, Eyzaguirre J. The xylanolytic enzyme system from
the genus Penicillium [J]. J Biotechnol, 2006, 123(4):413-
433.
[17]Lee H, To RJ, Latta RK, et al. Some properties of extracellular
2015,31(2) 159刘伟娜等:灰色链霉菌中乙酰木聚糖酯酶基因的克隆、表达及酶学性质研究
acetylxylan esterase produced by the yeast Rhodotorula
mucilaginosa [J]. Appl Environ Microb, 1987, 53 :2831-2834.
[18]Li XL, Skory CD, Cotta MA, et al. Novel family of carbohydrate
esterases, based on identification of the Hypocrea jecorina acetyl
esterase gene [J]. Appl Environ Microb, 2008, 74(24):7482-
7489.
[19]Liu X, Ding S. Molecular characterization of a new acetyl xylan
esterase(AXEII) from edible straw mushroom Volvariella volvacea
with both de-O-acetylation and de-N-acetylation activity [J].
FEMS Microbiol Lett, 2009, 295 :50-56.
[20] Pai CK, Wu ZY, Chen MJ, et al. Molecular cloning and
characterization of a bifunctional xylanolytic enzyme from
Neocallimastix patriciarum [J]. Appl Microbiol Biot, 2010, 85(5):
1451-1462.
[21]Dupont C, Daigneault N, Shareck F, et al. Purification and
characterization of an acetyl xylan esterase produced by
Streptomyces lividans [J]. Biochem J, 1996, 319 :881-886.
[22]McDermid KP, MacKenzie CR, Forsberg CW. Esterase activities
of Fibrobacter succinogenes subsp. succinogenes S85 [J]. Appl
Environ Microb, 1990, 56(1):127-132.
[23]Krastanova I, Guarnaccia C, Zahariev S, et al. Heterologous
expression, purification, crystallization, X-ray analysis and phasing
of the acetyl xylan esterase from Bacillus pumilus [J]. BBA-
Proteins Proteom, 2005, 1748(2):222-230.
[24]谢响明 , 孙晓霞 , 吴玉英 , 等 . 绿色糖单孢菌产木聚糖酶规律
及其耐碱耐热性的初步研究[J]. 生命科学研究 , 2005, 9(1):
55-59.
[25]Shao W, Wiegel J. Purification and characterization of two acetyl
xylan esterases from Thermoanaerobacterium sp. strain JW/SL-
YS485 [J]. Appl Environ Microb, 1995, 61 :729-733.
[26] Van Lieshout J, Faijes M, Nieto J, et al. Hydrolase and glycosynthase
activity of endo-1, 3-glucanase from the thermophile Pyrococcus
furiosus [J]. Archaea, 2004, 1(4):285-292.
[27]Lineweaver H, Burk D. The determination of enzyme dissociation
constants [J]. J Am Chem Soc, 1934, 56(3):658-666.
[28]Zhang J, Siikaaho M, Tenkanen M, et al. The role of acetyl xylan
esterase in the solubilization of xylan and enzymatic hydrolysis of
wheat straw and giant reed [J]. Biotechnol Biofuels, 2011, 4(1):
60-68.
[29]Beg QK, Kapoor M, Mahajan L, et al. Microbial xylanases and their
industrial applications :a review [J]. Appl Microbiol Biot, 2001,
56 :326-338.
[30] Degrassi G, Okeke BC, Bruschi CV, et al. Purification and
characterization of an acetyl xylan esterase from Bacillus pumilus
[J]. Appl Environ Microb, 1998, 64(2):789-792.
[31] Halgasova N, Kutejova E, Timko J. Purification and some
characteristics of the acetylxylan esterase from Schizophyllum
commune [J]. Biochem J, 1994, 298 :751-755.
[32]Kormelink FJM, Lefebvre B, Strozyk F, et al. Purification and
characterization of an acetyl xylan esterase from Aspergillus niger
[J]. J Biotechnol, 1993, 27(3):267-282.
[33]Levisson M, Han GW, Deller MC, et al. Functional and structural
characterization of a thermostable acetyl esterase from Thermotoga
maritime [J]. Proteins, 2012, 80(6):1545-1559.
[34]Yoshida S, Mackie RI, Cann IKO. Biochemical and domain
analyses of FSUAxe6B, a modular Acetyl xylan esterase, identify a
unique carbohydrate binding module in Fibrobacter succinogenes
S85 [J]. J Bacteriol, 2010, 192(2):483-493.
(责任编辑 马鑫)