全 文 ：第26卷 第3期
2014年3月
Vol. 26, No. 3
Mar., 2014
生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
文章编号：1004-0374(2014)03-0239-09
DOI: 10.13376/j.cbls/2014037
RNA中的假尿苷修饰：形成、功能及鉴定
李笑雨1#，孙芳芳2#，伊成器1,3*
(1 北京大学生命科学学院，蛋白质与植物基因研究国家重点实验室，北京100871；
2 清华大学生命科学学院，北京100084；
3 北京大学合成与功能生物分子中心，北京大学-清华大学生命科学联合中心，北京100871)
摘　要：假尿苷修饰是目前已知丰度最高的 RNA修饰，广泛存在于多个物种的多类 RNA中。作为尿苷的
5位异构体，假尿苷在真核生物中的形成机制主要有两种：依赖于假尿苷合酶或是依赖于 H/ACA核糖核蛋
白复合体。假尿苷修饰在多个生物学过程中发挥作用，同时不同位点的假尿苷修饰具有不同的功能。而人
为地在 mRNA终止密码子中引入假尿苷修饰则可以使其具有编码能力，这改变了传统的中心法则。目前对
于 RNA中假尿苷的研究主要是通过 2D-TLC及液质联用对其进行定量分析，使用 CMCT标记假尿苷及
RNase H和 SCARLET的方法对其进行定位。
关键词：假尿苷；形成；功能；定位
中图分类号： Q525；Q528+.2；Q752 文献标志码：A
Pseudouridines in RNA: formation, function and characterization
LI Xiao-Yu1#, SUN Fang-Fang2#, YI Cheng-Qi1,3*
(1 State Key Laboratory of Protein and Plant Gene Research, School of Life Sciences, Peking University, Beijing 100871,
China; 2 School of Life Sciences, Tsinghua University, Beijing 100084, China; 3 Peking-Tsinghua Joint Center for Life
Science, Synthetic and Functional Biomolecules Center, Peking University, Beijing 100871, China)
Abstract: Pseudouridine is the most abundant RNA modification and it is widely spread in various RNAs of many
organisms. As a rotation isomer of uridine, it is formed mainly through two mechanisms: stand-alone pseudouridine
synthases and Box H/ACA Ribonucleoprotein. Pseudouridylation affects many cellular processes, with distinct
收稿日期：2013-11-21
基金项目：国家自然科学基金面上项目(31270838)
*通信作者：E-mail: chengqi.yi@pku.edu.cn
#共同第一作者
伊成器 教授
伊成器实验室主要通过化学生物学、结构生物学、高通量测序等手段，
对核酸修饰的生物功能及其生理调控机制进行研究。一方面，核酸的化学
修饰对许多重要生命过程（比如 5-甲基胞嘧啶及其氧化产物对基因表达及
细胞发育过程、RNA编辑对选择性剪接及蛋白质翻译过程等等）都有着广
泛而深远的影响；另一方面，异常的核酸修饰（比如 DNA及 RNA损伤）
则会导致细胞衰老、死亡及致癌性变异等严重后果。因此，我们将通过灵敏、
高效的检测手段的建立，对许多核酸修饰的产生及调控过程进行研究，并
对其生物功能进行阐述。具体的研究内容包括：（1）新颖 RNA修饰对小
分子 RNA（microRNA）及长链非编码 RNA（lincRNA）功能的影响及机理；
（2）碱基切除及核苷酸切除 DNA修复通路在防止细胞衰老及癌变过程中
的分子机制；（3）以核酸修饰为机理的表观遗传学。
第26卷240 RNA研究的新技术和新方法专题
图1　尿苷和假尿苷(d为氢键供体、a为受体)
自然界中的 RNA很多都发生了转录后修饰。
这些转录后修饰在 RNA的结构、功能及代谢等方
面都有重要的作用。目前已经发现 107种 RNA修
饰 (http://mods.rna.albany.edu/)，其中假尿苷修饰是
最早发现并且丰度最高的一种 RNA修饰 [1-2]，因此
它也被称为 “第五个碱基 ”。假尿苷是尿苷的 5位
核糖异构体 (图 1)，广泛存在于多种 RNA中 (tRNA、
rRNA、snRNA与 snoRNA等 )。与尿苷相比，假尿
苷的碱基与核糖之间不是通过 N-C键而是 C-C键
相连。假尿苷的异构化并没有影响经典的碱基互补
配对，但使 N1位变为了一个质子的供体，这可能
是假尿苷具有与其他碱基不同的特性并能够使得很
多 RNA结构具有稳定性的重要原因。
1　假尿苷的形成
RNA中假尿苷的形成主要有两种机制 [1-2]，一
种是只依赖于蛋白质即假尿苷合酶的机制，在这
种机制中一个蛋白质同时发挥识别与催化的作用；
另外一种是依赖于一类 H/ACA box小核仁 RNA
(snRNA)与相应的蛋白质形成的复合物，在这种机
制中 RNA起到识别作用，与其结合的蛋白质发挥
催化作用。在原核生物中只存在第一种机制，在真
核生物中这两种机制同时存在。下面将对这两种机
制进行详细介绍。
1.1　只依赖于假尿苷合酶的机制
对于假尿苷合酶，目前主要分为五个家族：
RluA、RsuA、TruA、TruB和 TruD[3-4]。虽然不同
家族的假尿苷合酶序列有所差异，但是它们都有一
个保守的核心折叠区域与活性位点。除了这个保守
区域外，不同家族的假尿苷合酶结构会有所差异，
并且对于这些酶，不同的酶有其相应的底物的专一
性。例如，TruA家族的蛋白催化 tRNA反密码子环
上 38~40位的尿苷变为假尿苷，TruB家族蛋白负
责催化产生 tRNA的 TΨC环上 55位的假尿苷修饰，
TruD家族蛋白对 tRNA中 D茎环中 15位尿苷发挥
作用 (图 2)。RsuA家族蛋白主要对原核生物中
rRNA上的位点具有高度位点特异的催化活性。
RluA家族也主要催化原核生物中 rRNA上假尿苷
修饰的产生；但是与 RsuA家族蛋白相比，RluA家
族蛋白不仅催化的位点有所差异，并且具有更广泛
的催化位点区域 [4-5]。
1.2　依赖于H/ACA核酸蛋白复合物的催化机制
H/ACA核酸蛋白复合物的催化机制多存在于
真核生物中，主要催化 rRNA和 snRNA的假尿苷
functions at different sites in RNA. When incorporated into mRNA artifically, nonsense codons-containing
pseudouridine can be converted into sense codons. To characterize pseudouridine in RNA, 2D-TLC and LC-MS
have been used for quantification purposes, while CMCT-based labeling method, RNase H-based digestion method
and most recently “SCARLET” method can all be applied for mapping the pseudouridine sites in RNA.
Key words: pseudouridine; formation; function; characterization
李笑雨，等：RNA中的假尿苷修饰：形成、功能及鉴定第3期 241
修饰 (图 3)。H/ACA核酸蛋白复合物是由 H/ACA
snRNA与四个核心蛋白：Nhp2、Gar1、Nop10和
Cbf5(酵母，人类同源蛋白为 Dyskerin)组成 [9-11]。
H/ACA snRNA包括两个茎环结构，在两个茎环结
构之间存在一段 ANANNA保守序列，称为“H
box”，而在第二个茎环结构之后会紧接着三个
“ACA”序列，该序列被称为“ACA box”[12-13]。每
个茎环结构的中部会有一个由未配对单链 RNA形
成的环，这个环也被称为“pseudouridine pocket”，
通过这个环与底物 RNA互补配对，进而决定了假
尿苷修饰位点的特异性。因此，H/ACA snRNA在
催化过程中主要起到识别与向导的作用。
2　假尿苷修饰的功能
2.1　rRNA中的假尿苷修饰
rRNA中的假尿苷修饰普遍存在于 rRNA的大
小亚基中，并且主要聚集分布在功能重要区域，例
如肽基转移酶中心 (PTC)、解码中心和 A-site finger
a：TruA·tRNA复合物由三个蛋白tRNA复合物的Cα骨架组合而成；b：TruB(蓝色)与tRNA的TSL(T Stem-Loop)(黄色)复合物，
红色表示U55即假尿嘧啶化位点；c：TruD结构，红色表示Asp80催化位点。TruA、TruB、TruD蛋白质数据库(protein data
bank, PDB)登记号分别为2NQP、1K8W、1SI7。
图2　TruA[6]、TruB[7]、TruD[8]结构
在Nhp2、Gar1、Nop10和Cbf5四种蛋白中，Cbf5蛋白负责催化尿苷变为假尿苷。Cbf5蛋白含有一个与TruB家族蛋白类似的催
化结构域，但是与其他假尿苷合酶不同的是，它并不具有与RNA结合的结构域[14-15]。
图3　真核生物box H/ACA核糖核蛋白[16]
第26卷242 RNA研究的新技术和新方法专题
区域 (ASF) [2,17]，它的分布暗示着假尿苷修饰可以
影响 rRNA的功能。这些区域的假尿苷修饰可能会
影响 rRNA的折叠、核糖体的组装以及维持相应的
高级结构 [1,14]。
当敲除酵母细胞中与 PTC区域假尿苷相关的
snoRNA使该区域的假尿苷修饰缺失时，虽然发现
单一的 snoRNA缺失对生长的影响较小，但是当所
有的 snoRNA都缺失时会对生长速度产生较大的影
响 [18]。解码中心的假尿苷缺失则会引起生长速度变
慢，小亚基 RNA有明显的缺陷，氨基酸掺入速率
变慢 [19]。
2.2　snRNA中的假尿苷修饰
在 pre-mRNA剪切过程中，snRNA(U1、U2、
U3、U4、U5、U6)和一系列蛋白质形成的剪切体对
于内含子的剪切发挥重要作用 [13]。在所有的
snRNA中基本上都发生了假尿苷修饰，并且这些修
饰在不同的物种之间有很高的保守性 [13,20]。例如，
在脊椎动物 U5 snRNA中保守环上的 Ψ43，也存在
酵母的 U5 snRNA中的类似位点。与 rRNA中的假
尿苷分布类似，snRNA中的假尿苷也主要聚集分布
在功能重要的区域。例如，U1 snRNA中的假尿苷
修饰分布在 5末端区域，这个区域在早期剪切过程
中对识别 5剪切位点具有重要作用。snRNA中的
假尿苷修饰的分布也说明了它对剪切 RNA具有重要
功能 [21]，并且目前的研究表明，snRNA上的假尿
苷修饰主要是通过 RNA与 RNA之间的相互作用在
剪切过程中发挥作用。研究 snRNA中的假尿苷修饰
的作用可以通过三种体系：一种是体外系统，一种
是非洲爪蟾卵微注射系统，一种是酵母系统 [13-14,20-21]。
在这六种主要的 snRNA中，U2上含有最多的
假尿苷修饰位点，并且被研究的最多 [21]。在体外系
统中，将合成的的 snRNA与 HeLa细胞提取物共孵
育，使其发生假尿苷修饰。5-氟尿苷是假尿苷形成
的抑制剂，当 5-氟尿苷替代 RNA中的尿苷时，该
位点不能发生假尿苷修饰。当体外合成的 snRNA
掺入了 5-氟尿苷后，由于不能发生正常的假尿苷修
饰，不含有假尿苷修饰的 snRNA将不能形成正常的
snRNP[22]。利用非洲爪蟾微注射系统，将体外合成的
不含有假尿苷修饰的 U2 snRNA注射到缺失 U2的
非洲爪蟾卵中，发现这会影响pre-mRNA剪切。因此，
U2 snRNA中的假尿苷修饰在 snRNP的形成、剪切
体的组装和 pre-mRNA的剪切中有重要作用 [23]。
2.3　mRNA上的假尿苷修饰
假尿苷修饰被发现广泛存在于 tRNA、rRNA
以及 snRNA上，但是目前并没有关于体内 mRNA
上存在假尿苷修饰的报道。2011年，Rochester大
学 Yi-Tao Yu的实验室发现，在终止密码子中引入
假尿苷修饰，可以将终止密码子变成有义密码子 [24]。
他们首先在体外合成了一段中间带有终止密码子
UAA的 mRNA序列，终止密码子前为标签蛋白
His序列，之后为标签蛋白 flag序列。当 Ψ替换终
止密码子的 U时，发现原来并未表达的 flag蛋白被
表达，这说明了终止密码子中的假尿苷修饰会改变
其编码能力。同时，他们发现将编码序列前含有一
个终止密码子的报告基因序列和人为设计的能够定
位于该终止密码子的 H/ACA box snoRNA在酵母中
共表达时，这个报告基因的 mRNA的终止密码子
可以被假尿苷修饰，同时报告基因被表达。这说明
在体内人为引入识别特定序列介导的 H/ACA核糖
核蛋白复合体可以使得特定位点发生假尿苷修饰，
并且体内的终止密码子序列中的 U发生假尿苷修饰
后也会改变其编码能力。除此之外，他们还发现当
终止密码子的尿苷发生修饰以后，它将能够编码特
定的氨基酸，例如当 UAA变为 ΨAA时，它可以
编码丝氨酸或者是苏氨酸；UAG变为 ΨAG时，可
以编码丝氨酸或者苏氨酸；UGA变为 ΨGA后，它
将编码酪氨酸或者苯丙氨酸 (图 4) [24]。
为了解释终止密码子中发生假尿苷修饰后将能
够使其具有编码能力的现象，研究人员获得了 30S
小亚基或细菌 70S核糖体与 tRNAser(反密码子序列
为 IGA)及 ΨAG终止密码子的复合物结构。通过对
该结构的分析，研究人员发现 Ψ可以与 A36形成
经典的碱基互补配对，而密码子 2位与 3位的碱基
都形成非经典的嘌呤与嘌呤配对，这个结构说明了
核糖体的解码中心对于非经典的碱基互补配对有很
高的耐受性 (图 5) [25]。
同时，其他研究人员还发现，当将体外转录出
的含有假尿苷修饰的 mRNA注射入体内后，与不
含有假尿苷修饰的 mRNA相比，含有修饰的 RNA
翻译速率及稳定性都会增加 [26-28]。
图4　终止密码子中假尿苷的插入[24]
李笑雨，等：RNA中的假尿苷修饰：形成、功能及鉴定第3期 243
3　RNA上的假尿苷修饰的研究方法
RNA上的假尿苷修饰分布很广，并且具有重
要的生物学意义，同时不同 RNA上不同位点的假
尿苷修饰具有不同的作用。因此，当研究某一种
RNA上的假尿苷修饰时，对其含量的测定及定位
显得尤为重要。下文将对 RNA上假尿苷修饰的定
量及定位方法进行详细说明。
3.1　假尿苷修饰的定量方法
3.1.1　二维纤维素薄层析(2D-TLC)
2D-TLC系统含有两种不同的层析系统：第一
维可以使用异丁酸 -氨水 -水的混合物，第二维可
以使用异丙醇 -盐酸 -水混合物或者磷酸钠 -硫酸铵 -
异丙醇混合物 [29]。使用 RNaseA或者 RNaseT1及
RNaseT2将 RNA切成寡聚核苷酸，并对其 5端进
行 32P标记，最后使用 nuclease P1获得 5-32P-NMP。
由于不同的碱基具有不同的极性，32P具有高度的
灵敏性，利用这些特点可以在 2D-TLC上将其分离
并且对其进行定位。由于不同的碱基在 2D-TLC上
会有不同的位置，因此可以通过分析 2D-TLC图谱
中假尿苷位置处是否存在相应的点来确定 RNA中
是否含有假尿苷。同时，可以通过检测假尿苷位置
处曝光强度与其他常见碱基 (如 A、G、C、U)曝
光强度的比值来确定其相对含量 [30-33]。
3.1.2　高分辨率质谱
对于 RNA上的假尿苷修饰，也可以通过高效
液相色谱与高分辨质谱联用 (LC-MS/MS)对其定
量 [34]。将 RNA进行酶切成单个的核苷，由于不同
的碱基的极性有所差异，因此在高效液相色谱上不
同的碱基具有不同的保留时间；同时在电离时每个
碱基会产生其特异的离子对，因此通过 LC-MS/MS
即可将不同碱基进行分离，同时可以通过检测离子
强度对其进行定量。通过该方法，研究人员可以对
酵母 tRNA中的25种修饰中的23种修饰进行定量 [35]。
3.2　RNA上假尿苷修饰的定位方法
3.2.1　利用RNase H切割特定位点对假尿苷进行定位
RNase H能够特异切割 DNA与 RNA形成的
杂合体，并且如果当糖环上的 2-OH被修饰后，切
割将受到阻碍。利用这一特点，设计一段特殊的
DNA序列，这个 DNA序列由三部分组成，其中与
含有假尿苷的区域互补的序列为 DNA序列，在
DNA序列的两端都为 2-O-甲基化修饰 RNA，同
时与假尿苷互补的碱基位于 DNA序列之后的第一
个被 2-O-甲基化修饰的核苷，这样的设计保证了
RNase H的切割位点恰好位于假尿苷前方 (图 6)。
此时 RNA可以被切割成 5与 3两部分，假尿苷修
饰恰好位于 3部分的 5端，由于 3部分与 5部分
有大小差异，可以通过跑胶对 3部分进行纯化。然
后对 3部分进行去磷酸化进而使用 [γ-32P]ATP对其
5端进行标记。进一步使用 nuclease P1将 5标记
的 RNA切成单个的核苷，使用 2D-TLC进行分离，
由于只有 5端被标记即只有被修饰的假尿苷和未被
修饰的尿苷被 32P标记，因此通过这种方法不仅能
够确定该位点是否含有假尿苷修饰，并且能够确定
该位点发生假尿苷修饰的比例 [36]。
3.2.2　利用CMCT对假尿苷进行定位
CMCT 是 N-Cyclohexyl-N-(2-morpholinoethyl)
carbodiimidemetho-p- toluenesulfonate的简称。CMCT
可以与尿苷的 3位 NH、假尿苷的 1位与 3位的 NH
以及鸟嘌呤 3位的 NH发生反应。但是在弱碱的条
图5　含假尿苷密码子的配对模式[25]
第26卷244 RNA研究的新技术和新方法专题
件下，尿苷和鸟嘌呤上的加合物会脱去，假尿苷上
只有 3位的加合物会保留。因此，通过这两步反应
可以在假尿苷上特异地发生 CMCT的加合。由于
CMCT与假尿苷的 N3位发生反应，这一位点位于
假尿苷的Watson-Crick 一侧，因此会影响碱基互补
配对，在反转录过程中阻止其正常进行 (图 7)。因此，
根据这一原理，利用引物延伸的方法可以对某个已
知区域内的假尿苷进行定位。在反转录过程中，当
带有 32P标记的引物遇到与 CMCT反应后的假尿苷
时，反转录过程会发生终止。将反转录产物通过丙
烯酰胺凝胶电泳进行区分，由于反转录反应停在了
假尿苷的位置，因此当对应于某一个碱基的位置有
很浓的条带时，可以说明该位置发生了假尿苷修
饰 [37-38]。
3.2.3　利用SCARLET的方法对mRNA或者lncRNA
上的假尿苷修饰进行定位
利用 RNase H特异剪切的特性可以对 RNA上
的修饰进行定位，但是由于这种方法需要首先将要
研究的某一种 RNA进行分离，因此对于丰度很低
的 mRNA或者 lncRNA上的修饰的研究并不适用。
最近，芝加哥大学的 Tao Pan研究组发展了一种新
的方法，将传统的 RNase H特异性识别剪切与夹板
图7　CMCT对假尿苷进行定位[37-38]
连接法相结合 (site-specific cleavage and radioactive-
labeling followed by ligation-assisted Extraction and
TLC, SCARLET) [39]。这种新方法的特点是，它利用
图6　RNase H方法[36]
李笑雨，等：RNA中的假尿苷修饰：形成、功能及鉴定第3期 245
图8　SCARLET流程图[39]
了夹板连接法来实现对所需要研究的 RNA的分离，
因此，利用该方法不需要最初纯化某一种特定的
RNA。使用 RNase H在修饰位点的 5端进行切割
并进行 32P标记后，利用夹板连接法使其与一个
116 nt的单链 DNA进行连接，虽然其他序列的 5
端也可以被 32P标记，但是在夹板 DNA存在的情况
下，只有目的 RNA才可以与 DNA发生连接。使用
RNase A/T1将与 DNA连接的 RNA链进行切割，
此时 32P标记的修饰位点将和 DNA链形成 DNA-
32P-Xp 或 DNA-32P-XCp的结构。之后，再通过跑胶
将该条带进行分离纯化，然后使用 nuclease P1将其
切成单个的核苷酸，使用 2D-TLC对其分离，即可
确定该位点是否含有修饰并且能够确定该位点发生
修饰的比例 (图 8)。
4　总结
目前已经发现假尿苷修饰存在于 tRNA、rRNA
和 snRNA上，并对其形成机制和功能有了一定的
研究。但是对于 mRNA上是否存在假尿苷修饰，
以及其潜在的功能及形成机制的研究仍然没有定
论。而人为地在终止密码子中引入假尿苷修饰可以
使得其变成有义密码子的发现，进一步凸显出
mRNA中假尿苷发现与功能研究的迫切性。因此，
未来进一步发展更高通量、更高灵敏度的检测手段，
将开启假尿苷研究的新领域。
[参　考　文　献]
[1] Ofengand J. Ribosomal RNA pseudouridines and
pseudouridine synthases. FEBS Lett, 2002, 514(1): 17-25
[2] Charette M, Gray MW. Pseudouridine in RNA: what,
where, how, and why. IUBMB Life, 2000, 49(5): 341-51
[3] Hamma T, Ferre-DAmare AR. Pseudouridine synthases.
Chem Biol, 2006, 13(11): 1125-35
[4] Ferre-DAmare AR. RNA-modifying enzymes. Curr Opin
Struc Biol, 2003, 13(1): 49-55
[5] Hur S, Stroud RM, Finer-Moore J. Substrate recognition
by RNA 5-methyluridine methyltransferases and
pseudouridine synthases: a structural perspective. J Biol
Chem, 2006, 281(51): 38969-73
[6] Hur S, Stroud RM. How U38, 39, and 40 of many tRNAs
become the targets for pseudouridylation by TruA. Mol
Cell, 2007, 26(2): 189-203
[7] Hoang C, Ferre-DAmare AR. Cocrystal structure of a
tRNA Psi55 pseudouridine synthase: nucleotide flipping
by an RNA-modifying enzyme. Cell, 2001, 107(7): 929-39
[8] Kaya Y, Del Campo M, Ofengand J, et al. Crystal structure
of TruD, a novel pseudouridine synthase with a new
protein fold. J Biol Chem, 2004, 279(18): 18107-10
[9] Kiss T, Fayet E, Jady BE, et al . Biogenesis and
intranuclear trafficking of human box C/D and H/ACA
RNPs. Cold Spring Harb Symp Quant Biol, 2006, 71:
407-17
[10] Ye K. H/ACA guide RNAs, proteins and complexes. Curr
Opin Struc Biol, 2007, 17(3): 287-92
[11] Reichow SL, Hamma T, Ferre-D’Amare AR, et al. The
structure and function of small nucleolar ribonucleoproteins.
Nucleic Acids Res, 2007, 35(5): 1452-64
[12] Henras AK, Dez C, Henry Y. RNA structure and function
in C/D and H/ACA s(no)RNPs. Curr Opin Struc Biol,
2004, 14(3): 335-43
[13] Wu G, Yu AT, Kantartzis A, et al. Functions and
mechanisms of sp l iceosomal small nuclear RNA
pseudouridylation. Wiley Interdiscip Rev RNA, 2011,
2(4): 571-81
[14] Kiss T, Fayet-Lebaron E, Jady BE. Box H/ACA small
ribonucleoproteins. Mol Cell, 2010, 37(5): 597-606
[15] Meier UT. How a single protein complex accommodates
many different H/ACA RNAs. Trends Biochem Sci, 2006,
第26卷246 RNA研究的新技术和新方法专题
31(6): 311-5
[16] Ge J, Yu YT. RNA pseudouridylation: new insights into an
old modification. Trends Biochem Sci, 2013, 38(4): 210-8
[17] Jack K, Bellodi C, Landry DM, et al. rRNA pseu dou-
ridylation defects affect ribosomal ligand binding and
translational fidelity from yeast to human cells. Mol Cell,
2011, 44(4): 660-6
[18] King TH, Liu B, McCully RR, et al. Ribosome structure
and activity are altered in cells lacking snoRNPs that form
pseudouridines in the peptidyl transferase center. Mol
Cell, 2003, 11(2): 425-35
[19] Liang XH, Liu Q, Fournier MJ. Loss of rRNA
modifications in the decoding center of the ribosome
impairs translation and strongly delays pre-rRNA
processing. RNA, 2009, 15(9): 1716-28
[20] Yu AT, Ge J, Yu YT. Pseudouridines in spliceosomal
snRNAs. Protein Cell, 2011, 2(9): 712-25
[21] Karijolich J, Yu YT. Spliceosomal snRNA modifications
and their function. RNA Biol, 2010, 7(2): 192-204
[22] Yu YT, Shu MD, Steitz JA. Modifications of U2 snRNA
are required for snRNP assembly and pre-mRNA splicing.
EMBO J, 1998, 17(19): 5783-95
[23] Zhao X, Yu YT. Pseudouridines in and near the branch site
recognition region of U2 snRNA are required for snRNP
biogenesis and pre-mRNA splicing in Xenopus oocytes.
RNA, 2004, 10(4): 681-90
[24] Karijolich J, Yu YT. Converting nonsense codons into
sense codons by targeted pseudouridylation. Nature, 2011,
474(7351): 395-8
[25] Fernandez IS, Ng CL, Kelley AC, et al. Unusual base
pairing during the decoding of a stop codon by the
ribosome. Nature, 2013, 500(7460): 107-10
[26] Anderson BR, Muramatsu H, Nallagatla SR, et al.
Incorporation of pseudouridine into mRNA enhances
translation by diminishing PKR activation. Nucleic Acids
Res, 2010, 38(17): 5884-92
[27] Kariko K, Muramatsu H, Welsh FA, et al. Incorporation of
p s e u d o u r i d i n e i n t o m R N A y i e l d s s u p e r i o r
nonimmunogenic vector with increased translational
capacity and biological stability. Mol Ther, 2008, 16(11):
1833-40
[28] Kariko K, Muramatsu H, Keller JM, et al. Increased
erythropoiesis in mice injected with submicrogram
quantities of pseudouridine-containing mRNA encoding
erythropoietin. Mol Ther, 2012, 20(5): 948-53
[29] Keith G. Mobilities of modified ribonucleotides on two-
dimensional cellulose thin-layer chromatography.
Biochimie, 1995, 77(1-2): 142-4
[30] Behm-Ansmant I, Massenet S, Immel F, et al. A previously
unident if ied act ivi ty of yeast and mouse RNA:
pseudouridine synthases 1 (Pus1p) on tRNAs. RNA, 2006,
12(8): 1583-93
[31] Charpentier B, Muller S, Branlant C. Reconstitution of
archaeal H/ACA small ribonucleoprotein complexes active
in pseudouridylation. Nucleic Acids Res, 2005, 33(10):
3133-44
[32] Roovers M, Hale C, Tricot C, et al. Formation of the
conserved pseudouridine at position 55 in archaeal tRNA.
Nucleic Acids Res, 2006, 34(15): 4293-301
[33] Zebarjadian Y, King T, Fournier MJ, et al. Point mutations
in yeast CBF5 can abolish in vivo pseudouridylation of
rRNA. Mol Cell Biol, 1999, 19(11): 7461-72
[34] Gradeen CY, Bil lay DM, Chan SC. Analysis of
bumetanide in human urine by high-performance liquid
chromatography with fluorescence detection and gas
chromatography/mass spectrometry. J Anal Toxicol, 1990,
14(2): 123-6
[35] Chan CT, Dyavaiah M, DeMott MS, et al. A quantitative
systems approach reveals dynamic control of tRNA
modifications during cellular stress. PLoS Genet, 2010,
6(12): e1001247
[36] Zhao X, Yu YT. Detection and quantitation of RNA base
modifications. RNA, 2004, 10(6): 996-1002
[37] Ofengand J, Bakin A. Mapping to nucleotide resolution of
pseudouridine residues in large subunit ribosomal RNAs
from representative eukaryotes, prokaryotes, archae-
bacteria, mitochondria and chloroplasts. J Mol Biol, 1997,
266(2): 246-68
[38] Ofengand J , De l Campo M, Kaya Y. Mapping
pseudouridines in RNA molecules. Methods, 2001, 25(3):
365-73
[39] L iu N, Par i s ien M, Dai Q, e t a l . P rob ing N6-
methyladenosine RNA modification status at single
nucleotide resolution in mRNA and long noncoding RNA.
RNA, 2013, 19(12): 1848-56
李笑雨，等：RNA中的假尿苷修饰：形成、功能及鉴定第3期 247
伊成器报告讨论
王江云(中国科学院生物物理研究所)
Q：你刚才提到当 U型终止子变成 ψ型终止子时，它除了能编码丝氨酸和苏氨酸以外，还能编码哪些
氨基酸呢？
A：U型终止子变成 ψ型终止子时，它到底能编码哪几种氨基酸，我们实验室目前还没研究过。2011年，
我和做这方面的实验室进行了沟通，他们的实验表明 ψ型终止子 ψAG和 ψAA主要编码丝氨酸和苏氨酸，
而 ψGA主要编码酪氨酸和苯丙氨酸，当然这也不是绝对的，比如说 ψAA可能 50%左右编码丝氨酸，50%
左右编码苏氨酸，但是还是有可能编码其他一些氨基酸。有义密码子如果有修饰，也许会改变 mRNA的编
码能力。这应该更有趣。
Q：化合物 CMCT是否能与 ψ上的两个 N均能发生化学反应？有何专一性？ CMCT与 ψ上的两个 N
反应之间的 pKa有无差别？
A：我们是根据一篇 1963年有关 CMCT的文献报道，作者测试过 ψ上两个 N与 CMCT反应时 pKa
的差别，他们的数据表明 ψ上 3位 N的反应活性更高，大概是 1位 N 的 20倍左右，他们再通过后续一个
反应就能保证得到比较单一的化合物。