全 文 ：第27卷 第5期
2015年5月
Vol. 27, No. 5
May, 2015
生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
文章编号：1004-0374(2015)05-0539-10
DOI: 10.13376/j.cbls/2015071
收稿日期：2015-05-12
基金项目：国家重点基础研究发展计划(“973”项目)(2013CB531502，2014CB542503)；国家自然科学基金青年科学基
金项目(31402196，31400636)
*通信作者：E-mail: shiyi@im.ac.cn
禽流感病毒跨种传播的分子机制
张　蔚1， 施　一1,2*
(1 中国科学院微生物研究所病原微生物与免疫学重点实验室，北京100101；
2 中国科学院北京生命科学研究院，北京100101)
摘　要：流感病毒是目前危害人类健康的主要病原微生物之一，不但造成了巨大的经济损失 ,而且影响着
社会的稳定。除了偶尔出现的流感大暴发，每年都有不少人死于季节性流感。尤其是 2013年在中国暴发的
H7N9禽流感疫情，目前感染人数已超过 600例，死亡人数超过 200人，病毒已经在中国定居，每年冬春
季都会出现病例。流感病毒的天然宿主是禽类，而禽流感病毒如何突破种间屏障去感染人，是病毒学家一
直关心的重要科学问题。主要描述了病毒受体结合特性影响跨种传播的分子机制，包括 H1、H2、H3、H5、
H6、H7、H9、H10等不同亚型流感病毒受体结合特性转变的结构基础，为流感病毒防控提供重要的理论
基础。
关键词：禽流感；受体结合特性；跨种传播机制；晶体结构
中图分类号： Q939.4；R373.1 文献标志码：A
Molecular mechanisms on interspecies transmission of avian influenza viruses
ZHANG Wei1, SHI Yi1,2*
(1 CAS Key Laboratory of Pathogenic Microbiology and Immunology, Institute of Microbiology,
Chinese Academy of Science, Beijing 100101, China;
2 Beijing Institutes of Life Science, Chinese Academy of Sciences, Beijing 100101, China)
Abstract: Influenza virus is one of the major pathogenic microbes, which poses a threat to human health, and
causes tremendous economic loss, affecting social stability. In addition to occasional flu pandemic, there are still
施一，中国科学院北京生命科学研究院副研究员，硕士生导师，
中科院卢嘉锡青年人才奖获得者，中科院卓越青年科学家项目获得者。
中国免疫学会青年工作委员会委员，中国微生物学会病毒学专业委员
会青年工作委员会委员。中国科学院北京生命科学研究院比较与进化
免疫学课题组（课题组长为高福院士）主要研究方向：利用结构生物
学技术等手段研究细胞免疫识别的分子基础与病原微生物跨种间传播
的分子机制，以及免疫相关分子的起源、结构基础与进化规律，进而
阐明机体免疫系统和病原的相互进化关系。同时研究表位呈递、T细
胞表面受体与配体的相互作用及其识别规律，天然免疫受体与其配体，
细胞因子与其受体的相互作用，以及天然免疫感受器 (innate immune
sensor)识别核酸的分子机制。
禽流感专题 第27卷540
many people died of seasonal flu. Especially, in 2013, novel avian H7N9 influenza viruses infected more than 600
people with death of more than 200 people. The avian H7N9 influenza viruses have been established in China, and
cause human infections in winter and spring each year. The natural reservoir of influenza viruses are wild birds, and
how the avian influenza viruses break through the species barrier to infect humans is an important scientific
question. Here we describe the molecular mechanisms on interspecies transmission determined by receptor binding
properties of the viruses, and the structural basis of divergent HA subtype viruses including H1, H2, H3, H5, H6,
H7, H9 and H10. This information could provide an important theoretical basis for the prevention and control of
influenza viruses.
Key words: avian influenza virus; receptor binding property; interspecies transmission; crystal structure
流感病毒 (influenza virus)是引起流行性感冒
(influenza)的人畜共患传染病病原，在分类学上属
于正黏病毒科 (Orthomyxoviridae)，为有囊膜、多形
态、分节段的单股负链 RNA病毒。流感病毒根据
病毒核蛋白 (nucleoprotein, NP)和基质蛋白 (matrix
protein, M1)抗原性的不同，可分为甲型 (A)、乙型 (B)
和丙型 (C)三种。其中 A型流感病毒由于抗原性变
化最大，其危害也最大，在动物和人群中广泛分布，
常常以流行形式出现，曾引起数次世界性流感大流
行。能引起禽类感染的禽流感病毒均为 A型流感
病毒。
A型流感病毒在温血动物中广泛存在，能感染
野鸟、家禽、猪、猫、马、老虎、鲸鱼、海豹、蝙
蝠和人类。A型流感病毒的基因组由 8个负链 RNA
片段组成，目前已知能编码 16种蛋白 [1]。A型流
感病毒根据表面抗原血凝素 (hemagglutinin, HA)和
神经氨酸酶 (neuraminidase, NA)抗原性和基因特性
的不同，又可分为多个亚型。二者可诱导具有亚型
特异性的免疫反应，因此在同一亚型的病毒之间可
以产生免疫保护，但在不同亚型的病毒之间只能产
生部分交叉保护或没有保护。目前，A型流感病毒
可分为 18个 HA亚型 (H1~H16均能在野生水禽中
分离到；而H17和H18的基因组则分离自蝙蝠体内，
其 HA不具有常规流感病毒 HA的功能，也未能成
功包装出完整病毒粒子 )和 11个 NA亚型 (N1~N9
分离自野生水禽，N10和 N11来自蝙蝠源流感样病
毒基因组 )[2-5]。
为了实现跨种传播，A型流感病毒需要改变其
宿主噬性以适应新的宿主类型，而在这一过程中，
无论是病毒自身蛋白还是宿主因子都起到重要的作
用 [6-7]。流感病毒的高变异率是病毒实现跨种传播
的遗传学基础，病毒变异的主要机制有两个。(1)
基因突变 (mutation)，也叫抗原漂移 (antigenic drift)。
由于流感病毒的 RNA聚合酶缺乏校对功能，病毒
RNA复制或转录为 mRNA时容易出错而引起突变，
流感病毒每个核苷酸在每个复制周期中的突变机
率为 5 × 10-4~8 × 10-3，与其他 RNA病毒的突变率
相似 [8]。人流感病毒可以通过 HA和 NA基因上抗
体识别位点的突变来逃逸宿主的免疫反应，禽流感
病毒则通过 HA和 PB2等基因的点突变获得对哺乳
动物的适应能力。(2)基因重配 (reassortment)，也
叫抗原转移 (antigenic shift)。当两个或两个以上具
有不同遗传背景的病毒粒子同时感染一个宿主细胞
时，8个基因片段可以随机互换重新组合，通过基
因重配理论上可以产生 28种抗原性和毒力有差异的
新毒株 [9]。通过基因重配，往往能产生许多新亚型
的流感病毒毒株。
1　流感病毒的生命周期
流感病毒的基本生命周期包括以下几个阶段：
病毒表面的 HA蛋白识别和结合宿主细胞表面的唾
液酸受体，吸附到细胞表面 [10]；经内吞作用进入细
胞 [11]，在内吞体中低 pH值引发 HA构象改变，使
病毒囊膜和内吞体膜发生融合 [10]；离子通道蛋白
M2介导病毒脱衣壳，病毒基因组释放到细胞质中，
并进一步被运送至细胞核内；病毒的 RNA聚合酶
复合体以 vRNA为模板，合成病毒 mRNA，mRNA
出核转录出病毒蛋白质；病毒 RNA在细胞核内复
制，新合成的 vRNA与 NP及聚合酶复合物组装成
vRNP，在M1和核输出蛋白 (nuclear export protein,
NEP, 也称为 NS2)帮助下出核，与其他病毒蛋白质
在包装信号的调控下完成病毒颗粒的组装 [12-13]；病
毒颗粒在细胞质膜表面出芽，NA切除与 HA结合
的唾液酸受体，帮助子代病毒颗粒释放 [14-15]。
流感病毒的 HA特异性识别并结合宿主细胞表
面的 N-乙酰神经氨酸 (唾液酸，SA)受体，是启动
病毒感染与复制周期的第一步，也是决定流感病毒
能否侵染宿主细胞的首要因素 [16]。不同宿主来源的
张　蔚，等：禽流感病毒跨种传播的分子机制第5期 541
流感病毒与宿主细胞唾液酸受体的结合由唾液酸糖
苷键连接方式的特异性决定。
2　宿主细胞的受体类型
流感病毒结合的细胞表面受体是末端为唾液酸
的糖脂或糖蛋白 [17-19]。糖蛋白通常含有两种类型的
糖基化修饰：N-糖基化和 O-糖基化。N-连接糖基
化的糖链通过天冬酰胺的自由氨基连接于多肽链
上，而 O-连接糖基化的糖链则连接在多肽链的丝
氨酸或苏氨酸的羟基的氧原子上。N-连接糖、O-
连接糖和糖脂具有不同的核心结构 [7]。然而，对受
体结合特异性起决定作用的是末端唾液酸与糖链连
接方式差异导致的特定的结构特征，而不是糖链核
心结构的差异。流感病毒结合的宿主受体最末端通
常都是固定的 3个多糖：第一位的唾液酸 (SA1)、
第二位的半乳糖 (Gal2)和第三位的 N-乙酰氨基葡
萄糖 (GlcNAc3)[20]。唾液酸的 C2位碳原子可以与
次末端半乳糖的 C3或 C6位碳原子结合，形成 α-2,3
或 α-2,6连接糖苷键，不同的连接方式使得受体糖
链的空间构象差异很大。
流感病毒对唾液酸受体的识别和结合具有偏好
性，禽流感病毒偏好性结合 α-2,3连接的唾液酸受
体，而人流感病毒则倾向于结合 α-2,6连接的唾液
酸受体 [21-22]。传统观念认为禽类的肠道上皮细胞主
要分布着 α-2,3受体 [23]，而人类的上呼吸道上皮细
胞主要存在 α-2,6受体 [24]，因此禽流感病毒感染人
的先决条件是 HA蛋白受体结合位点发生突变，获
得结合 α-2,6受体的能力。近些年来，一些研究改
变了这种观点。2006年 3月，Kawaoka和 Kuiken
两个研究组分别在 Nature和 Science杂志上发表了
他们的研究结果，发现在人类的下呼吸道上皮细胞、
肺泡和肺巨噬细胞上均存在 α-2,3受体 [25-26]，禽流
感病毒感染只要达到一定的量，就有可能深入下呼
吸道和肺部，从而感染人类，这也就解释了为什么
大多数禽流感病毒的感染者都具有禽类直接接触
史。2007年 2月，Nicholls等 [27]的研究发现，H5N1
流感病毒能体外感染鼻咽和扁桃腺等不表达 SAα-
2,3Gal受体的呼吸道上皮细胞，表明这些上皮细胞
可能有其他结合位点或辅助受体的存在。尽管如此，
禽流感病毒要实现有效的人际传播，乃至引起人类
大流行，仍需获得 α-2,6受体的结合能力 [7,16,28]。
3　HA蛋白
HA是病毒粒子表面丰度最高的蛋白，具有识
别并结合宿主细胞表面特异性唾液酸受体的功能，
同时也具有使病毒囊膜与细胞内吞体膜融合的活性。
此外，HA是流感病毒的主要抗原，诱导中和抗体产
生，HA也是流感病毒毒力的最主要决定因子 [10]。
在电镜下，HA蛋白呈现为 140Å × 40Å的刺突状结
构。每个病毒粒子表面有 400~600个 HA分子。
HA前体蛋白 (HA0)属于 I型跨膜糖蛋白，含有大
约 550个氨基酸，其 N端为信号肽，跨膜区靠近 C
端，连接有一个短的细胞质尾巴。HA0被宿主细胞
的蛋白酶裂解成以二硫键相连的两条多肽链 HA1
和 HA2，三个单体 HA1-HA2分子形成一个相对分
子质量约 220 kD的同源三聚体 HA。裂解作用对于
病毒融合是必不可少的，HA0和 HA都能和受体结
合，但是带有 HA0的病毒没有融合活性，不引起
感染。
最早解析的 HA的晶体结构是 H3亚型的 HA，
即 1981年 Skehel和Wiley研究组解析的 A/Aichi/2/
68 (H3N2)HA分子的晶体结构 [29]。HA三聚体分子
的胞外区长约 135Å，由远膜端的球形头部和近膜
端的纤维状茎部组成，球形的头部完全由 HA1残
基组成，主要是 β-片层结构，是一个 8股 Swiss-
roll或者 jelly-roll型结构。纤维状的茎部既含有
HA1的残基，又含有 HA2的残基。3个 76Å长螺
旋形成一个三重卷曲螺旋，在其N末端紧密靠拢 (螺
旋间的距离为 10Å)。3个螺旋彼此相互扭转，形成
左手超螺旋，最终在最靠近病毒囊膜的地方向外散
开 (螺旋间的距离为 22Å)。3个短螺旋以反平行的
方式靠拢在长螺旋旁，并且围绕着长螺旋扭转。
HA2的 N端埋藏在长螺旋之间，使得疏水的融合
肽埋藏在三聚体结构的内部。三聚体的结构主要是
由纤维状的茎部维持的，而球状头部之间的结合很
松散。这个结构的获得使人们对 I型囊膜蛋白的结
构有了初步的了解。
流感病毒的受体结合位点位于 HA分子远膜端
的一个浅的、凹陷的口袋，其底部由一系列保守氨
基酸组成，包括 Y98、W153、H183和 Y195(H3排
序 )；侧面由三个保守的二级结构元件构成，包括
190- 螺 旋 (HA1 188~190)、130- 环 (HA1 134~138)
和 220-环 (HA1 221~228)。唾液酸与所有已知结构
的 HA的结合模式都是相似的，即与 130-环和底部
的 Y98形成数个保守的氢键，与W153、H183和
Y195通过范德华力作用，而受体糖链的其他部分
则与 220-环和 190-螺旋相互作用 [28]。α-2,3受体通
常采取伸展构象与 HA结合，其糖链从 220-环向外
禽流感专题 第27卷542
延伸；而 α-2,6受体则常常采取折叠构象，其糖链
会拐弯走向 190-螺旋。在所有已经解析的 HA-受
体复合物晶体结构中，α-2,3受体大多采取反式构
象 (trans conformation)，SA1与 Gal2连接处亲水的
糖苷氧原子面向 220-环；而 α-2,6受体则大多采取
顺式构象 (cis conformation)，使 α-2,6连接处疏水的
C6碳原子朝向 220-环。为了适应 α-2,3和 α-2,6受
体的不同构象，HA受体结合位点的氨基酸也需要
发生相应的变化：当与 α-2,3受体结合时，需要亲
水的氨基酸残基；而与 α-2,6受体结合时则需要疏
水的氨基酸残基 [28]。因此， HA受体结合位点的氨
基酸改变引起的受体结合特异性的改变，是流感病
毒发生跨种传播的分子基础。
4　H1、H2和H3亚型流感病毒跨种传播分子
机制
迄今为止，能感染人类并引起人类流感大流行
或季节性流感的 A型流感病毒仅有 H1N1、H2N2
和 H3N2亚型的流感病毒，从溯源上来说，人流感
病毒都来源于禽流感病毒。
对于 H2和 H3亚型的禽流感病毒而言，HA蛋
白上的 Q226 L和 G228S突变 (H3排序 )是改变受
体特异性实现跨种传播的关键 [30]。含有 Q226和
G228的禽流感病毒 HA偏好性结合 α-2,3和 α-2,6
唾液酸受体，而含有 L226和 S228的人流感病毒
HA则特异性结合 α-2,6受体 [31]。从结构上看，
L226提供的疏水环境有利于 α-2,6受体的结合，而
不利于 α-2,3受体的结合，同时 S228与 SA1之间形
成一个氢键，增加了 HA对 α-2,6受体的亲和力 [20,32]。
此外，H2亚型禽流感 HA的 N186能够与 Gal2形
成氢键，可能是使H2亚型禽流感病毒初步获得α-2,6
受体结合能力的关键 [32](具有 S186的 H3亚型禽流
感的 HA则不能形成这个氢键，与 α-2,6受体的结
合能力也较弱 )。
对于 H1亚型病毒来说，190和 225位氨基酸
在受体结合特异性的决定中起关键作用。H1亚型
禽流感病毒的 HA主要为 E190和 G225，能够结合
α-2,3和 α-2,6受体，而 H1亚型人流感病毒的 HA
为D190和D225，只结合 α-2,6受体 [31]。从结构上看，
H1亚型 HA蛋白通过 D190和 D225氨基酸残基与
α-2,6受体的糖环形成氢键相互作用，并且由于
D225和 K222的盐桥相互作用使得 220-环柔性下
降，不利于 α-2,3受体的结合；而 G225由于不能
和 K222形成盐桥，导致 220-环比较柔性，从而使
得 Q226能够向前移动 1.56Å，与 α-2,3受体的 Gal2
形成三个氢键 [33]；Gamblin等 [34]报道 190E能够通
过两个水分子抬高 Q226的侧链，使得 Q226能与
α-2,3受体的 Gal2糖环相互作用。
5　高致病性H5N1禽流感病毒跨种传播分子
机制
近年来，H5N1高致病性禽流感在家禽中常有
暴发，造成巨大的经济损失，并偶尔传给人类，在
局部地区引起集中感染或散发病例。人感染 H5N1
流感病毒后的典型症状为肺炎和高细胞因子血症，
死亡率很高 [35]。目前，WHO累计报告人感染 H5N1
高致病性禽流感病毒确诊病例已有 600多例，其中
死亡率高达 59%。值得庆幸的是，回溯性的流行病
学调查表明，大部分 H5N1亚型流感病毒感染者都
有禽类接触史，目前还没有足够的证据表明 H5亚
型流感病毒已经获得结合 α-2,6受体的能力 [36-38]。
然而，近几年的一些研究表明，在实验室环境下，
有可能制造出能够特异性结合 α-2,6受体并能在哺
乳动物间通过空气传播的 H5N1突变体病毒 [39-42]。
2012年，Kawaoka课题组报道在 H5N1流感病毒
A/Vietnam/1203/2004 的 HA 蛋白上引入 N158D、
N224K、Q226L和 T318I突变，并与 2009大流感
H1N1流感病毒的其余 7个片段包装出的 H5N1病
毒能够在模式动物雪貂中通过空气传播 [40]。同年，
Fouchier课题组报道了将 H5N1病毒 A/Indonesia/5/
2005 人工引入 HA Q226L 和 G228S 突变及 PB2
E627K突变后，在雪貂中连续传代，最终得到可以
在雪貂中通过空气途径传播的突变体病毒 (HA最终
具有 H110Y、T160A、Q226L 和 G228S 突变 )[39]。
这两组研究的共同点是都在 H5N1病毒的 HA蛋白
上引入了 Q226L突变。2013年，本课题组及 Skehel
课题组分别解析了这两种野生型及突变体 H5N1病
毒的 HA蛋白与受体复合物的晶体结构，揭示了
H5亚型流感病毒跨种传播的分子机制 [43-45]。结构
研究表明，L226残基产生的疏水环境使突变体 H5
亚型 HA蛋白能够结合 α-2,6受体，而不利于 α-2,3
受体的结合，这与 H2和 H3亚型人流感病毒 HA
蛋白选择性结合 α-2,6受体的原理一致。研究还发
现，α-2,3受体和 α-2,6受体类似物在与野生型 A/
Indonesia/5/2005病毒 HA蛋白结合时都采取了反式
构象，而在与突变体 HA结合时都转变成顺式构
象 [45]。另外，无论是 N158D突变还是 T160A突变，
其结果都是使 HA受体结合位点附近的 158位缺失
张　蔚，等：禽流感病毒跨种传播的分子机制第5期 543
了一个 N-糖基化位点，从而增加了对 α-2,6受体的
亲和力；而 T318I和 H110Y突变则是通过增加 HA
的热稳定性，使病毒更适应于空气传播。T318I突
变能够稳定 HA蛋白的融合肽在 HA单体中的位置，
而 H110Y突变则是通过与相邻 HA单体形成氢键
来提高 HA三聚体的稳定性。
6　H7N9禽流感病毒跨种传播分子机制
2013年 2月，在我国安徽和上海等地出现了
一种新型的人感染 H7N9禽流感病毒，截至 2015
年 2月 23日，已经造成 571例人类感染，并导致
212例死亡。动物传播实验表明，H7N9病毒能够
在雪貂间发生有效的接触传播，但空气传播能力很
有限 [46-49]。
受体结合实验表明，H7N9病毒仍然保留强结
合 α-2,3受体的能力，但大多数毒株已经获得了一
定的结合 α-2,6受体的能力。本课题组分别从病毒
水平和蛋白质水平检测了此次 H7N9流感暴发事件
中的两个不同的分支病毒，流行毒株安徽株 (A/
Anhui/1/2013)(安徽 1)和早期分离的上海株 (A/
Shanghai/1/2013)(上海 1)的受体结合特性，发现安
徽 1株既能结合 α-2,3受体，又能结合 α-2,6受体 (但
对 α-2,3受体的亲和力更高 )，而上海 1株却偏好性
地结合 α-2,3受体 [50]。这充分解释了安徽 1株由于
获得 α-2,6受体的结合能力，使得该毒株具备感染
人的能力。
上海 1株和安徽 1株的 HA蛋白在一级序列上
仅有 8个氨基酸的差异，其中 4个氨基酸差异在受
体结合位点区域，包括 S138A、G186V、T221P、
Q226L。然而，在安徽 1株的 HA蛋白引入 L226Q
突变后，突变蛋白依然保留着双受体结合能力，这
一结果表明，与 H5N1病毒不同，Q226L氨基酸突
变对于 H7N9病毒的 HA获得 α-2,6受体结合能力
不是唯一关键位点，受体结合位点的其他相关氨基
酸也至关重要。本课题组解析了上海 1株、安徽 1
株及其 L226Q突变的 HA蛋白与受体类似物的复合
体结构，发现安徽 1株结合位点区域的 4个突变
(S138A、G186V、T221P、Q226L)共同创造了一个
疏水性环境，使得安徽 1株的受体结合位点 220环
附近区域比上海 1株具有更大的疏水性，易于与
α-2,6受体结合。即使发生了 L226Q突变后，其他
3个疏水氨基酸依然提供了足够的疏水环境来维持
α-2,6受体的结合。该研究还首次观察到了 α-2,3受
体在与 HA结合时具有两种构象：在与安徽 1株突
变体 HA结合时，α-2,3受体呈现出经典的反式构象；
而在与上海 1株 HA的复合物结构中，α-2,3受体却
采取了不常见的顺式构象。尽管这两个蛋白的 226
位都是 Q，α-2,3受体却能够以不同的构象 (其 HA
与受体相互作用的细节也不同 )稳定存在 [50]。前人
研究表明，在溶液状态下，α-2,3受体可以以顺式
或反式构象存在，而 α-2,6受体主要以顺式构象存
在 [51-53]。这表明在流感病毒跨种传播的机制研究中，
α-2,3受体和 α-2,6受体的不同构象也是影响受体结
合特性的重要因素之一。
目前认为此次暴发的 H7N9禽流感病毒具备有
限的人际传播能力，这可能是由于 H7N9病毒仍然
具备强结合 α-2,3受体的能力，而人呼吸道上有很
多带 α-2,3受体的黏液素束缚住了病毒的扩散 [24]，
从而使得 H7N9病毒无法有效传播。然而，H7N9
病毒还在不断的演变当中 [54]，某些突变病毒一旦丧
失强结合 α-2,3受体能力，而继续保留 α-2,6受体的
结合能力，就有可能引发流感大流行 (当然，这种
自然选择或许永远不会出现 )。因此，监测 H7N9
病毒的演化，尤其是可能引起跨种传播的关键氨基
酸的变异，对于流感大流行的预警具有重要意义。
7　H9N2亚型流感病毒跨种传播分子机制
H9N2亚型流感病毒是一种常见于家禽的低致
病性的流感病毒。郭元吉等 [41]在 1997~1998年首
次从韶关和汕头急性呼吸道感染患者样本中分离出
了 H9N2亚型流感病毒 [55]。随后又有学者从广东、
香港患者样本中分别分离出了 H9N2病毒 [56]。2003
年 12月，香港再次发现 1例 H9N2亚型的流感患
者 [57]。这些感染都只引发轻度呼吸道疾病，没有发
生死亡。值得注意的是，目前流行的 H9N2禽流感
病毒已经普遍获得了 HA的 Q226L突变。近年来出
现的能感染人的 H7N9和 H10N8禽流感病毒，其
内部基因也全部来源于 H9N2病毒 [58]。
目前为止，仅有一株猪源 H9N2病毒的 HA结
构被解析 [59]，这株病毒的 226位为 L，228位为 G。
α-2,3受体和 α-2,6受体在与这株 H9N2 HA结合时
都采用了顺式构象，而且 Gal2与 L226都形成氢键
相互作用。然而 α-2,3受体仅有 SA1和 Gal2的部
分糖环可见电子密度，而 α-2,6受体的 5个糖环均
可见清晰的电子密度，暗示着这个 HA可能与 α-2,6
受体的亲和力更高。跟一般的 α-2,6受体与 HA结
合时从 190-螺旋向外延伸的走向不同，在与 H9
HA结合时，α-2,6受体从 220-环转向 190-螺旋后，
禽流感专题 第27卷544
后面的糖链又往回折叠，从 130-环的唾液酸上方
伸出，并与受体结合位点上方的 125-137环、150-
环及 N193形成多达 11个氢键相互作用。这种变化
可能是由 H9 HA的 N133、G135、V190和 G228造
成的 [59]。
8　H10N8禽流感病毒跨种传播分子机制
早在 2004年，埃及就报道了首例 H10N7亚型
禽流感病毒感染人事件，澳大利亚在 2010和 2012
年也先后发生了 H10N7病毒感染人的病例 [60-61]。
2013年 12月，我国江西省出现了首例人感染
H10N8禽流感病毒病例，并导致患者死亡 [62]。紧
接着的 2014年，江西省又发生 2例人感染 H10N8
禽流感病毒病例，其中 1人死亡。2014年 5月，我
国广东地区的活禽市场的野狗当中又分离出 H10N8
病毒 [63]。因此，H10亚型禽流感病毒跨种传播的风
险也引起了很高的关注。
2014年 7月，Skehel研究组率先发表了第一
株感染人的 H10N8病毒 A/Jiangxi-Donghu/346/2013
的 HA晶体结构 [64]，发现 H10蛋白具有双受体结
合特性，并且对 α-2,3和 α-2,6受体的亲和力相似 (分
别为 1.81 mmol/L和 1.39 mmol/L)。他们还同时报
道了一株 H10N2 禽流感病毒 A/mallard/Sweden/
51/2002的 HA蛋白的结构，发现这株 H10N2病毒
已经获得了 α-2,6受体的结合能力，并且其亲和力
与可感染人的 H7N9病毒相当，同时这株 H10N2
病毒还保留了很高的对 α-2,3受体的亲和力。紧接
着，本课题组和Wilson课题组也先后报道了同一
株 H10N8病毒 HA的晶体学结构，但这两项研究
都显示，H10N8病毒的 HA蛋白偏好性结合 α-2,3
受体，对 α-2,6受体的结合很低，表明这种感染人
的 H10N8病毒仍然是一个典型的禽流感病毒 [61,65]。
结构分析表明，α-2,3受体和 H10 HA结合时，
采取的是经典的反式构象，受体结合位点的 R137
与 220-环的 G225形成了一个氢键，为 α-2,3受体
的结合提供了一个良好的亲水环境，而不利于 α-2,6
受体的结合 [65]。在 Skehel的研究中，禽 H10 HA
的 Q226与 α-2,6受体形成很强的氢键相互作用，
α-2,6受体采用了经典的顺式构象，但其走向是往
130-环方向延伸 [64]，其 137位为赖氨酸 (K)，不会
与 220-环发生相互作用，使得 220-环比较柔性，
能与 α-2,6受体相互作用；而人 H10的 HA由于
R137与 G225形成氢键，固定了 220-环的位置，
很可能会破坏 Q226位与 α-2,6受体的相互作用而
不利于 α-2,6受体的结合 [65]。Wilson课题组也认为
在人 H10与 α-2,6受体的复合物结构中，虽然 α-2,6
受体采取了经典的顺式构象，但其延伸方向与人
H1、H3及可在雪貂中传播的 H5与 α-2,6受体复合
物中 α-2,6受体的延伸方向都不同，反而与人 H7-α-
2,6受体复合物中 α-2,6受体的延伸方向类似。这种
构象与 α-2,6受体在溶液中的低能构象不同，也与
经典的 HA-α-2,6受体结构的伞型拓扑结构不符，
因此 H10的受体结合位点并不利于 α-2,6受体的结
合 [61]。Wilson等还指出，虽然 Skehel课题组的人
H10-α-2,6受体结构中， R137的侧链与 α-2,6受体的
Gal2和 GlcNAc3存在可能的氢键相互作用 (但该
结构中 R137侧链末端的电子密度不可见，因此，
这种相互作用在结构中也不可见，只是推测 )，但
在Wilson课题组的人 H10-α-2,6受体结构中，R137
的侧链 (电子密度良好 )仅与 GlcNAc3有非常弱的
相互作用。
突变实验显示，H10N8 HA的 Q226L突变极大
降低了 HA对 α-2,3受体的结合，但并没有提高其对
α-2,6受体的结合能力；而 G228S突变并不会改变其
受体结合特性，只有 Q228L/G228S双突变提升了
H10 HA对 α-2,6受体的亲和力，但并没有降低对
α-2,3受体的结合 (仅为 ELISA结果，在使用糖点
阵方法检测时，显示双突变与两种受体都不结合 )，
因此并没有转变 H10 HA的受体结合嗜性。同样，
G225D突变及 E190D/G225D双突变也未能转变
H10 HA的受体结合嗜性。可见，H10亚型流感病
毒很可能采用不同的分子机制来实现跨种传播 [61]。
9　H6N1亚型禽流感病毒跨种传播分子机制
2013年 6月，在台湾发现了全球首例人类感
染 H6N1亚型禽流感病毒病例。从患者体内所分离
的病毒基因序列显示，此病毒为一典型的低致病性
禽流感病毒，与台湾本土家禽中的 H6N1病毒株非
常接近，其跨种传播的分子机制成为世界科学家所
关注的焦点。
1972年以来，H6N1亚型禽流感病毒感染已在
台湾家禽中流行，病毒在台湾家禽之间的流行具有
独特的基因谱系，不同于香港和中国大陆东南部的
流行。因此，台湾分离的 H6N1亚型病毒可以作为
研究病毒进化的良好对象。本课题组通过分析台湾
地区所有 H6N1亚型流感病毒的 HA蛋白中决定受
体结合特性的关键性氨基酸位点，发现其变化规律
先后为 186P-190E-226Q-228G、186P-190V-226Q-228S、
张　蔚，等：禽流感病毒跨种传播的分子机制第5期 545
186L-190V-226Q-228S[66]。之后，选取相对应的代
表性毒株 A/duck/Taiwan/0526/72、A/chicken/Taiwan/
A2837/2013和 A/Taiwan/2/2013，表达其可溶性 HA
蛋白 (Duck H6N1HA、Chicken H6N1HA和 Human
H6N1HA)，并且通过反向遗传学技术拯救出相应病
毒，从蛋白质和病毒水平上对其受体结合特性进行
了研究。结果显示，Duck H6N1HA只结合 α-2,3受
体，Chicken H6N1HA和 Human H6N1HA可同时结
合两种受体，但 Chicken H6N1HA偏好结合 α-2,3
受体，Human H6N1HA偏好结合 α-2,6受体，病毒
水平结果与此相一致。由此，本课题组提出台湾地
区的 H6N1亚型流感病毒按其受体结合特性变化，
可分为两个不同的主要时期，即早期为 α-2,3受体
结合期，后期为双受体结合期，而这次人感染
H6N1则偏好结合 α-2,6受体。
为了鉴定决定 H6N1亚型流感病毒 HA蛋白受
体结合特性发生转变的关键性氨基酸位点，通过点
突变实验，本课题组证实 186、190、228位氨基酸
在 H6N1亚型流感病毒的受体结合特性转变中发挥
了重要的作用，E190V/G228S双突变可使 H6N1亚
型流感病毒获得 α-2,6受体结合能力，而 P186L突
变可使其偏好性结合 α-2,6受体。
本课题组认为目前大部分 H6N1亚型的流感病
毒仍保持着高水平地结合 α-2,3受体的能力，这可
能限制了其在人体内有效的复制和传播，但其对人
类的生命安全还是会造成一定威胁，正如新型
H7N9流感病毒一样，尤其是当 H6N1亚型病毒与
H9N2亚型流感病毒发生基因重配后，可能会引起
新的流感大暴发。更为重要的是，这次人感染
H6N1禽流感病毒偏好性结合 α-2,6受体，表明其在
受体结合特性上已与人流感病毒类似，如果加上其
他的基因变异，极有可能引发大流行。
10　影响跨种传播的其他重要蛋白质
PB2是病毒 RNA聚合酶复合物的组成成分，
直接调控 vRNA的复制水平。PB2的 E627K突变
被广泛证明与禽流感病毒对哺乳动物的适应性相
关 [67-70]：通常，禽流感病毒 PB2为 E627，而人流
感病毒为 K627，可在雪貂中传播的 H5N1突变型
病毒以及 2013年在我国爆发的 H7N9病毒都具有
E627K突变 [39,42,71-72]。PB2的 627突变并不影响病
毒的细胞嗜性，而是通过影响病毒在不同宿主中的
复制能力来决定宿主特异性 [73]。PB2的 E627K突变
使禽流感病毒能在更低的温度下进行复制，从而更
适应于在哺乳动物尤其是人类间传播，因为人的上
呼吸道温度通常是 33℃，远远低于禽类的肠道温度
(约 41℃ ) [70,74]。627位氨基酸位于 PB2蛋白 C-末
端区同名的“627 结构域”，该区域被认为与
importin-α结合相关 [75]。从已经解析的晶体结构可
以看到，E627K突变改变了“627结构域”表面携
带的电荷特性 (从带正电荷变成带负电荷 )[75-76]，可
能通过阻碍 PB2与哺乳动物细胞中抑制性因子的结
合，使病毒能在哺乳动物细胞中复制 [77-78]。
研究发现，2009年甲型流感大流行的 H1N1
病毒的 PB2为 E627， 在结构上与 627位氨基酸相
邻的 G590S/Q591R双突变能起到 E627K的代偿作
用，为“627结构域”的表面提供足够的负电荷，
从而有利于该病毒在哺乳动物细胞中的复制 [76]。
PB2的 D701N突变也被证明与禽流感病毒对哺乳
动物的适应性有关 [37,79-80]，并且使用了与 E627K突
变不同的分子机制 [81]，可能影响了 PB2对不同亚
型的 importin-α 的选择 [78,82]。此外，PB2 的 271、
526、588、636位氨基酸突变，以及 PB1的 375位
氨基酸和 PA的 85、186、336、552等氨基酸位点
也被认为与跨种传播相关 [78,83]。
NA的主要功能是帮助新生病毒粒子从细胞表
面释放，避免病毒粒子的相互聚集，其在细胞内的
表达量和酶活力，甚至某些结合特性都会影响病毒
的释放和扩大感染 [84]；NA茎区的长度影响它对不
同底物的酶解效率，从而改变宿主范围 [85]。
另外，Scholtissek等 [86]发现 NP基因会影响
H3N2流感病毒的宿主特异性。陈化兰课题组利用
反向遗传学技术将一株 H5N1高致病性禽流感病毒
与 2009甲型流感大流行 H1N1病毒的 8个基因片段
互换，组合出 100多株重组病毒，发现人 H1N1病
毒的 PA和 NS基因能使禽源 H5N1病毒通过呼吸道
飞沫在豚鼠中传播，且人源的 NP、NA和M基因
也能增强禽流感病毒在哺乳动物间传播的能力 [41]。
11　结论
总之，随着对禽流感病毒跨种传播研究的发展，
越来越多的病毒蛋白和宿主因子被发现与流感病毒
的跨种传播相关，但其分子机制尚有待进一步阐明。
病毒表面蛋白对宿主受体的识别是流感病毒识
别和进入宿主细胞的第一步，后续的病毒生活史也
会影响病毒是否能实现跨种传播，涉及到病毒和宿
主因子的相互作用。寻找病毒蛋白与宿主因子的相
互作用，解析其作用机理，乃至最终描绘出清晰的
禽流感专题 第27卷546
相互作用图谱，将是禽流感跨种传播机制研究的未
来发展方向。
[参　考　文　献]
[1] Vasin AV, Temkina OA, Egorov VV, et al. Molecular
mechanisms enhancing the proteome of influenza A
viruses: an overview of recently discovered proteins. Virus
Res, 2014, 185: 53-63
[2] Fouchier RA, Munster V, Wallensten A, et al. Charac-
terization of a novel influenza A virus hemagglutinin
subtype (H16) obtained from black-headed gulls. J Virol,
2005, 79(5): 2814-22
[3] Tong S, Li Y, Rivailler P, et al. A distinct lineage of
influenza A virus from bats. Proc Natl Acad Sci USA,
2012, 109(11): 4269-74
[4] Tong S, Zhu X, Li Y, et al. New world bats harbor diverse
influenza A viruses. PLoS Pathog, 2013, 9(10): e1003657
[5] Wu Y, Wu Y, Tefsen B, et al. Bat-derived influenza-like
viruses H17N10 and H18N11. Trends Microbiol, 2014,
22(4): 183-191
[6] Medina RA, Garcia-Sastre A. Influenza A viruses: new
research developments. Nat Rev Microbiol, 2011, 9(8):
590-603
[7] de Graaf M, Fouchier RA. Role of receptor binding
specificity in influenza A virus transmission and pathogenesis.
EMBO J, 2014, 33(8): 823-41
[8] Wright PF, Neumann G, Kawaola Y. Orthomyxoviruses
[M]// Knipe DM, Howley PM, Griffin DE, et al. Virology.
Philadelphia: Lippincott Williams & Wilkins, 2013: 1186-
243
[9] Taubenberger JK, Kash JC. Influenza virus evolution, host
adaptation, and pandemic formation. Cell Host Microbe,
2010, 7(6): 440-51
[10] Skehel JJ, Wiley DC. Receptor binding and membrane
fusion in virus entry: the influenza hemagglutinin. Annu
Rev Biochem, 2000, 69: 531-69
[11] Lakadamyali M, Rust MJ, Zhuang X. Endocytosis of
influenza viruses. Microbes Infect, 2004, 6(10): 929-36
[12] Neumann G, Hughes MT, Kawaoka Y. Influenza A virus
NS2 protein mediates vRNP nuclear export through NES-
independent interaction with hCRM1. EMBO J, 2000,
19(24): 6751-8
[13] Nayak DP, Hui EK, Barman S. Assembly and budding of
influenza virus. Virus Res, 2004, 106(2): 147-65
[14] Matrosovich MN, Matrosovich TY, Gray T, et al.
Neuraminidase is important for the initiation of influenza
virus infection in human airway epithelium. J Virol, 2004,
78(22): 12665-7
[15] Rossman JS, Lamb RA. Influenza virus assembly and
budding. Virology, 2011, 411(2): 229-36
[16] Imai M, Kawaoka Y. The role of receptor binding
specificity in interspecies transmission of influenza
viruses. Curr Opin Virol, 2012, 2(2): 160-7
[17] Sauter NK, Bednarski MD, Wurzburg BA, et al.
Hemagglutinins from two influenza virus variants bind to
sialic acid derivatives with millimolar dissociation
constants: a 500-MHz proton nuclear magnetic resonance
study. Biochemistry, 1989, 28(21): 8388-96
[18] Takemoto DK, Skehel JJ, Wiley DC. A surface plasmon
resonance assay for the binding of influenza virus
hemagglutinin to its sialic acid receptor. Virology, 1996,
217(2): 452-8
[19] Gambaryan AS, Tuzikov AB, Piskarev VE, et al.
Specification of receptor-binding phenotypes of influenza
virus isolates from different hosts using synthetic
sialylglycopolymers: non-egg-adapted human H1 and H3
influenza A and influenza B viruses share a common high
binding affinity for 6-sialyl(N-acetyllactosamine).
Virology, 1997, 232(2): 345-50
[20] Eisen MB, Sabesan S, Skehel JJ, et al. Binding of the
influenza A virus to cell-surface receptors: structures of
five hemagglutinin-sialyloligosaccharide complexes
determined by X-ray crystallography. Virology, 1997,
232(1): 19-31
[21] Matrosovich MN, Gambaryan AS, Teneberg S, et al. Avian
influenza A viruses differ from human viruses by
recognition of sialyloligosaccharides and gangliosides and
by a higher conservation of the HA receptor-binding site.
Virology, 1997, 233(1): 224-34
[22] Stevens J, Blixt O, Glaser L, et al. Glycan microarray
analysis of the hemagglutinins from modern and pandemic
influenza viruses reveals different receptor specificities. J
Mol Biol, 2006, 355(5): 1143-55
[23] Ito T, Suzuki Y, Suzuki T, et al . Recognition of
N-glycolylneuraminic acid linked to galactose by the α2,3
linkage is associated with intestinal replication of
influenza A virus in ducks. J Virol, 2000, 74(19): 9300-5
[24] Couceiro JN, Paulson JC, Baum LG. Influenza virus
strains selectively recognize sialyloligosaccharides on
human respiratory epithelium; the role of the host cell in
selection of hemagglutinin receptor specificity. Virus Res,
1993, 29(2): 155-65
[25] Shinya K, Ebina M, Yamada S, et al. Avian flu: influenza
virus receptors in the human airway. Nature, 2006,
440(7083): 435-6
[26] van Riel D, Munster VJ, de Wit E, et al. H5N1 virus
attachment to lower respiratory tract. Science, 2006,
312(5772): 399
[27] Nicholls JM, Chan MC, Chan WY, et al. Tropism of avian
influenza A (H5N1) in the upper and lower respiratory
tract. Nat Med, 2007, 13(2): 147-9
[28] Shi Y, Wu Y, Zhang W, et al. Enabling the host jump:
structural determinants of receptor-binding specificity in
influenza A viruses. Nat Rev Microbiol, 2014, 12(12):
822-31
[29] Wilson IA, Skehel JJ, Wiley DC. Structure of the
haemagglutinin membrane glycoprotein of influenza virus
at 3 A resolution. Nature, 1981, 289(5796): 366-73
[30] Connor RJ, Kawaoka Y, Webster RG, et al. Receptor
specificity in human, avian, and equine H2 and H3
influenza virus isolates. Virology, 1994, 205(1): 17-23
[31] Matrosovich M, Tuzikov A, Bovin N, et al. Early
alterations of the receptor-binding properties of H1, H2,
张　蔚，等：禽流感病毒跨种传播的分子机制第5期 547
and H3 avian influenza virus hemagglutinins after their
introduction into mammals. J Virol, 2000, 74(18): 8502-
12
[32] Liu J, Stevens DJ, Haire LF, et al. Structures of receptor
complexes formed by hemagglutinins from the Asian
influenza pandemic of 1957. Proc Natl Acad Sci USA,
2009, 106(40): 17175-80
[33] Zhang W, Shi Y, Qi J, et al. Molecular basis of the receptor
binding specificity switch of the hemagglutinins from both
the 1918 and 2009 pandemic influenza A viruses by a
D225G substitution. J Virol, 2013, 87(10): 5949-58
[34] Gamblin SJ, Haire LF, Russell RJ, et al. The structure and
receptor binding properties of the 1918 influenza
hemagglutinin. Science, 2004, 303(5665): 1838-42
[35] de Jong MD, Simmons CP, Thanh TT, et al. Fatal outcome
of human influenza A (H5N1) is associated with high viral
load and hypercytokinemia. Nat Med, 2006, 12(10): 1203-
7
[36] Stevens J, Blixt O, Chen LM, et al. Recent avian H5N1
viruses exhibit increased propensity for acquiring human
receptor specificity. J Mol Biol, 2008, 381(5): 1382-94
[37] Gao Y, Zhang Y, Shinya K, et al. Identification of amino
acids in HA and PB2 critical for the transmission of H5N1
avian influenza viruses in a mammalian host. PLoS
Pathog, 2009, 5(12): e1000709
[38] Watanabe Y, Ibrahim MS, Ellakany HF, et al. Acquisition
of human-type receptor binding specificity by new H5N1
influenza virus sublineages during their emergence in
birds in Egypt. PLoS Pathog, 2011, 7(5): e1002068
[39] Herfst S, Schrauwen EJ, Linster M, et al. Airborne
transmission of influenza A/H5N1 virus between ferrets.
Science, 2012, 336(6088): 1534-41
[40] Imai M, Watanabe T, Hatta M, et al. Experimental
adaptation of an influenza H5 HA confers respiratory
droplet transmission to a reassortant H5 HA/H1N1 virus
in ferrets. Nature, 2012, 486(7403): 420-8
[41] Zhang Y, Zhang Q, Kong H, et al. H5N1 hybrid viruses
bearing 2009/H1N1 virus genes transmit in guinea pigs by
respiratory droplet. Science, 2013, 340(6139): 1459-63
[42] Linster M, van Boheemen S, de Graaf M, et al .
Identification, characterization, and natural selection of
mutations driving airborne transmission of A/H5N1 virus.
Cell, 2014, 157(2): 329-39
[43] Lu X, Shi Y, Zhang W, et al. Structure and receptor-
binding properties of an airborne transmissible avian
influenza A virus hemagglutinin H5 (VN1203mut). Protein
Cell, 2013, 4(7): 502-11
[44] Xiong X, Coombs PJ, Martin SR, et al. Receptor binding
by a ferret-transmissible H5 avian influenza virus. Nature,
2013, 497(7449): 392-6
[45] Zhang W, Shi Y, Lu X, et al. An airborne transmissible
avian influenza H5 hemagglutinin seen at the atomic level.
Science, 2013, 340(6139): 1463-7
[46] Richard M, Schrauwen EJ, de Graaf M, et al. Limited
airborne transmission of H7N9 influenza A virus between
ferrets. Nature, 2013, 501(7468): 560-3
[47] Watanabe T, Kiso M, Fukuyama S, et al. Characterization
of H7N9 influenza A viruses isolated from humans.
Nature, 2013, 501(7468): 551-5
[48] Zhang Q, Shi J, Deng G, et al. H7N9 influenza viruses are
transmissible in ferrets by respiratory droplet. Science,
2013, 341(6144): 410-4
[49] Zhu H, Wang D, Kelvin DJ, et al. Infectivity, transmission,
and pathology of human-isolated H7N9 influenza virus in
ferrets and pigs. Science, 2013, 341(6142): 183-6
[50] Shi Y, Zhang W, Wang F, et al. Structures and receptor
binding of hemagglutinins from human-infecting H7N9
influenza viruses. Science, 2013, 342(6155): 243-7
[51] Breg J, Kroon-Batenburg LM, Strecker G, et al.
Conformational analysis of the sialyl α(2----3/6)
N-acetyllactosamine structural element occurring in
glycoproteins, by two-dimensional NOE 1H-NMR
spectroscopy in combination with energy calculations by
hard-sphere exo-anomeric and molecular mechanics force-
field with hydrogen-bonding potential. Eur J Biochem,
1989, 178(3): 727-39
[52] Poppe L, Stuike-Prill R, Meyer B, et al. The solution
conformation of sialyl-α (2----6)-lactose studied by
modern NMR techniques and Monte Carlo simulations. J
Biomol NMR, 1992, 2(2): 109-36
[53] Sabesan S, Bock K, Paulson JC. Conformational analysis
of sialyloligosaccharides. Carbohydr Res, 1991, 218: 27-
54
[54] Cui L, Liu D, Shi W, et al. Dynamic reassortments and
genetic heterogeneity of the human-infecting influenza A
(H7N9) virus. Nat Commun, 2014, 5: 3142
[55] 郭元吉, 李建国, 程小雯, 等. 禽H9N2亚型流感病毒能感
染人的发现. 中华实验和临床病毒学杂志, 1999, 2(13):
105-8
[56] Peiris M, Yuen KY, Leung CW, et al. Human infection
with influenza H9N2. Lancet, 1999, 354(9182): 916-7
[57] Butt KM, Smith GJ, Chen H, et al. Human infection with
an avian H9N2 influenza A virus in Hong Kong in 2003. J
Clin Microbiol, 2005, 43(11): 5760-7
[58] Liu D, Shi W, Gao GF. Poultry carrying H9N2 act as
incubators for novel human avian influenza viruses.
Lancet, 2014, 383(9920): 869
[59] Ha Y, Stevens DJ, Skehel JJ, et al. X-ray structures of H5
avian and H9 swine influenza virus hemagglutinins bound
to avian and human receptor analogs. Proc Natl Acad Sci
USA, 2001, 98(20): 11181-6
[60] Arzey GG, Kirkland PD, Arzey KE, et al. Influenza virus
A (H10N7) in chickens and poultry abattoir workers,
Australia. Emerg Infect Dis, 2012, 18(5): 814-6
[61] Zhang H, de Vries RP, Tzarum N, et al. A human-infecting
H10N8 influenza virus retains a strong preference for
avian-type receptors. Cell Host Microbe, 2015, 17(3):
377-84
[62] Chen H, Yuan H, Gao R, et al. Clinical and epide-
miological characteristics of a fatal case of avian influenza
A H10N8 virus infection: a descriptive study. Lancet,
2014, 383(9918): 714-21
[63] Su S, Qi W, Zhou P, et al. First evidence of H10N8 avian
influenza virus infections among feral dogs in live poultry
禽流感专题 第27卷548
markets in Guangdong province, China. Clin Infect Dis,
2014, 59(5): 748-50
[64] Vachieri SG, Xiong X, Collins PJ, et al. Receptor binding
by H10 influenza viruses. Nature, 2014, 511(7510): 475-7
[65] Wang M, Zhang W, Qi J, et al. Structural basis for
preferential avian receptor binding by the human-infecting
H10N8 avian influenza virus. Nat Commun, 2015, 6: 5600
[66] Wang F, Qi J, Bi Y, et al. Adaptation of avian influenza A
(H6N1) virus from avian to human receptor-binding
preference. EMBO J, 2015 [Epub ahead of print]
[67] Almond JW. A single gene determines the host range of
influenza virus. Nature, 1977, 270(5638): 617-8
[68] Subbarao EK, London W, Murphy BR. A single amino
acid in the PB2 gene of influenza A virus is a determinant
of host range. J Virol, 1993, 67(4): 1761-4
[69] Hatta M, Gao P, Halfmann P, et al. Molecular basis for
high virulence of Hong Kong H5N1 influenza A viruses.
Science, 2001, 293(5536): 1840-2
[70] Massin P, van der Werf S, Naffakh N. Residue 627 of PB2
is a determinant of cold sensitivity in RNA replication of
avian influenza viruses. J Virol, 2001, 75(11): 5398-404
[71] Gao R, Cao B, Hu Y, et al. Human infection with a novel
avian-origin influenza A (H7N9) virus. N Engl J Med,
2013, 368(20): 1888-97
[72] Liu D, Shi W, Shi Y, et al. Origin and diversity of novel
avian influenza A H7N9 viruses causing human infection:
phylogenetic, structural, and coalescent analyses. Lancet,
2013, 381(9881): 1926-32
[73] Neumann G, Kawaoka Y. Host range restriction and
pathogenicity in the context of influenza pandemic. Emerg
Infect Dis, 2006, 12(6): 881-6
[74] Hatta M, Hatta Y, Kim JH, et al. Growth of H5N1
influenza A viruses in the upper respiratory tracts of mice.
PLoS Pathog, 2007, 3(10): 1374-9
[75] Tarendeau F, Crepin T, Guill igay D, et al . Host
determinant residue lysine 627 lies on the surface of a
discrete, folded domain of influenza virus polymerase PB2
subunit. PLoS Pathog, 2008, 4(8): e1000136
[76] Yamada S, Hatta M, Staker BL, et al. Biological and
structural characterization of a host-adapting amino acid
in influenza virus. PLoS Pathog, 2010, 6(8): e1001034
[77] Manz B, Schwemmle M, Brunotte L. Adaptation of avian
influenza A virus polymerase in mammals to overcome the
host species barrier. J Virol, 2013, 87(13): 7200-9
[78] Cauldwell AV, Long JS, Moncorge O, et al. Viral
determinants of influenza A virus host range. J Gen Virol,
2014, 95(Pt 6): 1193-210
[79] Steel J, Lowen AC, Mubareka S, et al. Transmission of
influenza virus in a mammalian host is increased by PB2
amino acids 627K or 627E/701N. PLoS Pathog, 2009,
5(1): e1000252
[80] Gabriel G, Dauber B, Wolff T, et al. The viral polymerase
mediates adaptation of an avian influenza virus to a
mammalian host. Proc Natl Acad Sci USA, 2005, 102(51):
18590-5
[81] Zhou B, Pearce MB, Li Y, et al. Asparagine substitution at
PB2 residue 701 enhances the replication, pathogenicity,
and transmission of the 2009 pandemic H1N1 influenza A
virus. PLoS One, 2013, 8(6): e67616
[82] Tarendeau F, Boudet J, Guilligay D, et al. Structure and
nuclear import function of the C-terminal domain of
influenza virus polymerase PB2 subunit. Nat Struct Mol
Biol, 2007, 14(3): 229-33
[83] Song W, Wang P, Mok BW, et al. The K526R substitution
in viral protein PB2 enhances the effects of E627K on
influenza virus replication. Nat Commun, 2014, 5: 5509
[84] Goto H, Wells K, Takada A, et al. Plasminogen-binding
activity of neuraminidase determines the pathogenicity of
influenza A virus. J Virol, 2001, 75(19): 9297-301
[85] Castrucci MR, Kawaoka Y. Biologic importance of
neuraminidase stalk length in influenza A virus. J Virol,
1993, 67(2): 759-64
[86] Schol t issek C, Burger H, Kistner O, e t a l . The
nucleoprotein as a possible major factor in determining
host specificity of influenza H3N2 viruses. Virology, 1985,
147(2): 287-94