全 文 ：第26卷 第11期
2014年11月
生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
Vol. 26, No. 11
Nov., 2014
文章编号：1004-0374(2014)11-1136-007
DOI: 10.13376/j.cbls/2014162
收稿日期：2014-09-09
基金项目：国家重大科学研究计划(2015CB910600)；国家自然科学基金项目(31370102)；浙江省教育厅科研项目
(Y201329892)；中央高校基本科研业务费专项基金(2013QNA6015)资助
*通信作者：E-mail：yjhua@zju.edu.cn
耐辐射球菌DNA双链断裂修复机制研究新进展
赵　烨，华跃进*
(浙江大学原子核农业科学研究所，杭州 310029)
摘　要：耐辐射球菌对于电离辐射等 DNA损伤剂具有极强的抗性，能够将同一个基因组中同时产生的高
达 100个以上的 DNA双链断裂在数十小时内高效而精准地进行修复，是研究 DNA双链断裂修复机制的重
要模式生物。同源重组、非同源末端连接和单链退火途径作为 3个主要的修复途径参与了耐辐射球菌基因
组 DNA双链断裂的修复过程。此外，一系列新发现的重要蛋白质，如 PprI、DdrB等对于耐辐射球菌基因
组的修复过程同样至关重要。根据本实验室和国内外在这一研究领域近年来的报道，以不同的修复途径为
线索，综述该菌 DNA双链断裂修复机制的最新研究成果。
关键词：耐辐射球菌；双链断裂；DNA损伤修复；同源重组；合成依赖的链退火
中图分类号：Q937；R811.5 文献标志码：A
Research progress on DNA double-strand break repair in
Deinococcus radiodurans
ZHAO Ye, HUA Yue-Jin*
(Key Laboratory of Chinese Ministry of Agriculture for Nuclear-Agricultural Sciences,
Institute of Nuclear-Agricultural Sciences, Zhejiang University, Hangzhou 310029, China)
Abstract: Deinococcus radiodurans is a popular model organism to study DNA double-strand break (DSB) repair
due to its high resistance to DNA damage agents such as radiation. D. radiodurans can efficiently repair more than
100 DSBs per genome copy within dozens of hours. It has been shown that homologous recombination, non-
华跃进，博士，教授，浙江大学分子生物物理研究室负责人，教育部
“长江学者”特聘教授，国家杰出青年基金获得者，长期从事 DNA损伤修
复机制与极端环境微生物的适应机理研究。华跃进教授及其团队首次鉴定
并深入研究了与 DNA修复密切相关的新基因 pprI，发现了新的 DNA损伤
修复途径，并提出了“基因开关”的概念，发现了一批具有重要功能的新
基因及其作用方式，在 Nature、PNAS、Mol Cell Proteomics、Mol Microbiol
和 DNA Repair等 SCI期刊发表论文 80余篇。实验室的主要研究方向包括：
(1) DNA损伤和修复相关的基因组学、转录组学和蛋白质组学研究；(2)耐
辐射球菌的极端环境适应机理研究；(3)抗逆性相关功能基因的挖掘和开
发利用；(4)肿瘤细胞耐受性和 DNA损伤修复机制研究；(5) DNA损伤修
复相关蛋白质的结构生物学研究。
华跃进　教授
赵　烨，等：耐辐射球菌DNA双链断裂修复机制研究新进展第11期 1137
homologous end joining and single strand annealing are three major pathways involved in the DSB repair of D.
radiodurans. Additionally, a series of novel proteins were also identified, which play important roles in DSB repair.
In this article, we summarized the recent progresses on DSB repair in D. radiodurans by different DNA repair
pathways.
Key words: Deinococcus radiodurans; double-strand break; DNA repair; homologous recombination; extended
synthesis-dependent strand annealing
DNA是遗传物质的主要载体，细胞内外的各
种因子，如自由基、电离辐射、有毒制剂等都能够
对其造成损伤。若无法进行及时有效的修复，将会
影响基因组的稳定性，造成 DNA分子的突变、重排，
甚至可能进而诱发癌症，最终造成个体的死亡。
DNA损伤的类型不尽相同，包括交联、加合和断
裂等。在这些种类之中，DNA的双链断裂 (double-
strand break, DSB)是公认的最为严重的损伤形式，
任何一个 DSB的修复失败将直接导致细胞的死亡。
目前研究发现主要存在有 3种 DSB的修复途径：
同源重组途径 (homologous recombination, HR)、
非同源末端连接途径 (non-homologous end joining,
NHEJ)和单链退火途径 (single strand annealing, SSA)。
这些途径互相竞争、协作，完成了细胞对于 DSB
的修复过程。
耐辐射球菌 (Deinococcus radiodurans)最早分
离自辐射灭菌处理后的肉类罐头中，是迄今为止地
球上发现的最抗辐射的生物之一，对于紫外射线、
过氧化氢、电离辐射等多种 DNA损伤剂都具有极
强的耐受性 [1]。在指数生长期，耐辐射球菌的电离
辐射耐受性大约是大肠杆菌的 250倍，人类细胞的
3 000倍以上 [2]。进一步的研究表明，这种惊人的
能力来源于耐辐射球菌所具有的超强 DNA损伤修
复能力，尤其是对于 DSB的修复。对于一般生物
来说，一个或数个的 DSBs就会造成细胞的死亡，
而耐辐射球菌能够神奇地将同一个基因组中同时产
生的高达 100个以上的 DSBs在数十小时内高效而
精准地进行修复 [3]。正因为如此，国内外围绕耐辐
射球菌 DSB损伤修复机制进行了大量的研究，取
得了一些重要的进展，本文涉及到的相关蛋白质见
表 1。
1　同源重组(HR)修复途径
同源重组修复是细菌和酵母中 DNA双链断裂
修复的主要途径，主要包括损伤的响应和识别、
DNA末端的降解、链交换和 Holliday分支迁移几
个过程。在细菌中，通常由 RecN和 PNPase蛋白
首先识别并富集双链断裂末端形成修复中心。进一
步地，RecBCD蛋白复合体行使解旋酶和核酸酶活
性，降解 5单链末端，产生突出的 3单链末端，
并将 RecA蛋白募集到 3单链末端上进行链交换反
应，使单链 DNA侵入到同源的双链 DNA序列上，
形成重要的 DNA中间体 D-loop结构。此时，至少
有两种选择完成后续的修复过程：(1) DNA聚合酶
I沿着 3单链末端继续合成新的 DNA，D-loop迁移
形成 Holliday分支结构，并最终通过 RuvABC复合
体解开 Holliday分支结构完成修复，这一过程被称
为双链断裂修复途径 (doublestrand break repair, DSBR)；
(2) D-loop在解旋酶的作用下解离，其 3单链与邻
近的 5互补序列退火形成缺口，由 DNA聚合酶 I
填补缺口并最终通过 DNA连接酶完成修复，这一
过程也被称为合成依赖的链退火途径 (synthesis-
dependent strand annealing, SDSA)。真核生物中的
同源重组修复途径与上述过程大同小异，以人源蛋
白为例：MRN-CtIP、DNA2、EXO1等蛋白参与了
双链断裂末端的识别以及酶切；Rad51和 Rad52等
蛋白介导了链交换的反应；BLM、MRN等蛋白复
合体最终解开 Holliday分支结构完成了整个修复的
过程。
1.1　损伤的识别和DNA末端的降解
RecN属于 SMC家族蛋白，是耐辐射球菌中最
早响应双链断裂的重要蛋白之一。Funayama等 [4]
在耐辐射球菌体内对其进行了敲除，结果显示该基
因的缺失大大加强了细胞对于 γ射线、UV射线以
及丝裂霉素 C (mitomycin C, MMC)的敏感性，表明
其参与了同源重组修复的过程。体外生化实验也验
证了耐辐射球菌 RecN蛋白 (RecNDra)具有与其同源
蛋白相似的 ATPase活性。值得注意的是，RecNDra
的 ATPase活性只能够被双链 DNA所激活，而其同
源蛋白则往往被单链 DNA激活。这种 ATPase的激
活完全依赖于蛋白质的浓度，表明 RecNDra蛋白之
间的互作对于其行使功能是必需的。另外一方面，
RecNDra能够在 DNA连接酶存在的情况下，帮助线
生命科学 第26卷1138
性 DNA的连接，表明其具有 SMC家族蛋白保守的
活性 [5]。通过结合使用 X射线晶体学和小角衍射的
方法，RecNDra的蛋白质结构已被完全解析，结果
显示该蛋白以延展的二聚体形式存在，其直径大约
为 300 Å。进一步的生化实验验证了 RecNDra蛋白
的 DNA结合以及 APTase活性区域位于 N末端 [6]。
除了 RecN蛋白之外，近些年来在耐辐射球菌
中发现的一系列新型的转录调控因子 PprI、DdrO
和 DrRRA也被证实参与了最初的 DNA双链断裂响
应过程 [7-10]。PprI是最早被鉴定出来的耐辐射球菌
所独有的新型转录因子，该基因的缺失极大地削弱
了细胞对于电离辐射等 DNA损伤剂的耐受性，其
表型与缺失重组关键酶 RecA相似 [8]。体外 DNA
结合实验表明，PprI蛋白能够特异性地结合 RecA
及其自身基因的启动子区域 [11]。进一步的转录组学
与蛋白质组学的研究也发现，PprI蛋白调控了包括
recA、ssb和 pprA等一系列重要基因的转录 [12]。有
意思的是，PprI蛋白在细胞内为稳定表达，其表达
量在辐照前后并没有很大的变化，这与 RecA蛋白
在细胞受到损伤后大量诱导表达完全不同。来自于
沙漠奇球菌 IrrE蛋白 (PprI的同源蛋白 )的结构生
物学研究表明，该家族蛋白由锌指结构、HTH以及
GAF等 3个结构域组成，而该家族蛋白的蛋白酶活
性则极有可能是其行使生物学活性的关键 [13]。
DdrO和 DrRRA是耐辐射球菌受到辐照之后表达量
上调最大的两种蛋白质。DdrO属于 Xre转录调控
子家族，生物信息学预测其极可能作为唯一的蛋白，
参与了耐辐射球菌特有的辐射 /干燥响应基序
(radiation/desiccation response motif, RDRM)位点的
识别，调控包括 recA、ssb、recQ等一系列重要基
因的转录 [9]。DrRRA是耐辐射球菌双组份调控系统
中的感受蛋白，其缺失将造成细胞对于 γ射线辐照
的敏感，表明其参与了 DNA损伤修复的过程。除
此之外，DrRRA还参与了细胞抗氧化的过程，调
控了诸如过氧化氢酶、超氧化物歧化酶等一系列的
氧化损伤响应相关酶的表达 [10]。
在大肠杆菌中，DNA末端降解主要由 RecBCD
蛋白复合体完成，RecFOR蛋白复合体则为备用途
径。耐辐射球菌并不存在 recB和 recC基因，而仅
仅只有 recD。细胞缺失 recD基因并没有明显的表
型，同时在体内过量表达大肠杆菌 RecBC蛋白将
会产生毒性，表明了在耐辐射球菌细胞内并不存在
RecBCD介导的DNA末端降解途径 [14]。另外一方面，
耐辐射球菌拥有一条完整的 RecFOR途径，包括
RecF、RecO、RecR和 RecJ蛋白。这些蛋白质对于
细胞的正常生长以及同源重组修复至关重要，任何
一个蛋白质的缺失将直接造成基因组修复的延缓和
失败，表明 RecFOR途径是耐辐射球菌中主要的
DNA末端降解途径 [15]。耐辐射球菌 RecO蛋白能
够与 RecR蛋白形成稳定的复合体，具有单链或双
链 DNA结合和链退火活性 [16]。晶体学研究表明，
RecR蛋白以同源四聚体的形式存在，形成一个中
间开孔的环状结构，能够容纳双链 DNA的穿过。
RecF能够结合双链 DNA并与 RecR相互作用，起
到稳定 RecOR复合体的作用 [17]。UvrD和 RecJ是
耐辐射球菌同源重组修复途径中的关键解旋酶以及
表1　参与DNA双链断裂修复的蛋白质
耐辐射球菌 大肠杆菌
损伤的响应和识别 RecN、PNPase RecN、PNPase
PprI、DdrO、DrRRA -
末端降解 RecD、RecD2 RecBCD
RecQ、UvrD、RecJ RecQ-RecJ
SbcCD、SSB SbcCD、SSB
链交换 RecFOR RecBCD、RecFOR
RecA、RadA RecA
RecX RecX
Holliday分支迁移 RecG、RuvABC RecG、RuvABC
- MutS2
ESDSA PolA、PolIII PolI
NHEJ PprA、 -
SSA DdrA、DdrB， RecO、SSB
赵　烨，等：耐辐射球菌DNA双链断裂修复机制研究新进展第11期 1139
核酸酶。UvrD的缺失将造成 DNA修复过程的严重
滞后。体外生化实验表明 RecJ具有 5→3的核酸外
切酶活性，并能识别较其大肠杆菌同源蛋白更广的
底物结构 [15,18]。值得一提的是，耐辐射球菌中并不
存在 sbcB基因，同时，细胞缺失 sbcC和 sbcD基
因后并没有明显的表型，表明该蛋白复合体对于细
胞的 DNA损伤修复并不是必需的 [19]。
1.2　链交换和Holliday分支迁移
RecA蛋白作为链交换过程的关键蛋白，在耐
辐射球菌的同源重组修复途径中占据着核心地位。
recA基因的缺失对耐辐射球菌的辐射抗性、基因的
重组效率、细胞的生长和形态造成极大的影响 [7,20-21]。
体内外实验表明，耐辐射球菌 RecA蛋白 (RecADra)
具有与其同源蛋白不同的地方，具体表现在：(1)
耐辐射球菌缺失 RecA之后只能够被大肠杆菌
RecA(RecAEco)部分补偿，而 RecADra则能够完全替
代 RecAEco在大肠杆菌中的作用
[22]；(2)RecADra对
于双链 DNA的亲和力远远超过单链 DNA，这与
RecAEco正好相反
[20]；(3)RecADra在双链 DNA上的
成核效率远远大于 RecAEco，但其延伸的速率却较
慢 [23]。因而，RecADra在耐辐射球菌体内很有可能
介导了一种反向的链交换反应，其首先结合的是
DNA双链末端。这一现象也许可以从该蛋白的晶
体结构上找到答案：(1)RecADra的 C末端具有一个
较大的位移，更有利于双链 DNA的结合；(2)
RecADra的垂直中心区域带有更多的正电荷，增强
了其与双链 DNA的结合能力；(3)在其自由的发卡
结构处拥有更多的非保守氨基酸残基，可能参与了
双链 DNA的识别 [24]。总的来说，RecADra进化出
了一种更为有效的促进链退火的方式，能够更加快
速、精准地寻找到同源 DNA。
Holliday分支迁移主要由 RuvABC蛋白复合体
和 RecG蛋白完成。RuvABC蛋白复合体作为大肠杆
菌主要的 Holliday分支迁移酶，能够推动 Holliday
分支以 5→3方向前进并最终完成解离。耐辐射球
菌缺失 ruvB基因对于 γ射线、UV射线以及MMC
表现出略微减弱的耐受性，说明除了 RuvABC之外
还存有其他的 Holliday分支解离酶系统参与了 DNA
损伤修复的过程 [25]。耐辐射球菌中的 RecG具有解
旋酶的活性，细胞缺失该基因对于 γ射线和过氧化
氢非常敏感，表明 RecG蛋白介导了 5→3方向的
Holliday分支迁移 [26]。
1.3　合成依赖的链退火途径
与传统的 SDSA不同的是，耐辐射球菌使用
的一种被称作合成依赖的链退火途径 (extended
synthesis-dependent strand annealing, ESDSA)。通过
使用 BrdU和脉冲场电泳的方法监测耐辐射球菌
DNA修复过程中的 DNA合成速率，Zahradka 等 [27]
发现在损伤发生后的大约 1.5 h之内，细胞内 DNA
的合成速率维持在一个正常的较低水平，而在这之
后则有一个大幅度的提升，将一直延续到 DNA修
复的完成。进一步的研究表明，RecA蛋白对于
ESDSA过程中的 DNA末端降解不可或缺，但由于
RecA蛋白并不具有核酸酶活性，因而其是如何参
与 DNA末端降解依旧是一个需要回答的问题 [28]。
一个可能的解释是 RecA能够以辅酶的形式帮助
LexA蛋白启动 SOS蛋白的表达，进而促进 DNA
末端的降解。之后，RecA蛋白在 RadA蛋白的帮
助下，参与了 ESDSA途径早期的链交换过程。
RadA蛋白只存在于细菌中并高度保守，radA基因
的缺失将大大增强耐辐射球菌对于MMC处理的敏
感性 [28]。与 SDSA不同的是，链交换之后形成的
D-loop结构 DNA并没有就此解开，而是由 DNA
聚合酶 III(Pol III)结合并起始复制，后由 DNA聚
合酶 I单独或与 DNA聚合酶 III合作，共同完成整
个快速复制的过程。值得一提的是，这一合成的过
程可以长达数千个碱基，类似“单轮 PCR反应”[28]。
最终，新合成的单链 DNA与附近同源的片段退火
并在核酸酶、连接酶和 RecA蛋白的共同作用下完
成整个修复的过程 [15,28]。
2　非同源末端连接(NHEJ)途径
在高等生物中，NHEJ是 DNA双链断裂损伤
修复的另外一条重要的途径，其并不依赖于
Rad51(RecA)蛋白。NHEJ的过程相对 HR来说要
简单的多，首先由 Ku蛋白识别双链末端并招募
DNA-PKcs激酶至损伤位点。进一步地，DNA-
PKcs将会招募包括 Artemis、DNA连接酶、XRCC4
等蛋白并对其进行一定的磷酸化，最终由这些蛋白
直接将邻近的双链末端直接连接，完成修复的过程。
在其他微生物，如枯草芽孢杆菌和结核分支杆菌中，
该种修复方式已被证实存在 [29-30]。Narumi等 [31]在
耐辐射球菌中鉴定并发现了一个耐辐射球菌所特有
的与辐射抗性相关的基因 pprA，电离辐射、干燥等
胁迫条件都会诱导其表达量的上调。耐辐射球菌缺
失 pprA之后将造成生长的缓慢，同时对于 γ辐射、
UV射线和MMC极度敏感 [7]。原子力显微镜观测
到 PprA蛋白能够优先结合到 DNA的双链断裂末
生命科学 第26卷1140
端，促进依赖于 ATP的 DNA连接酶 (DRB0100)催
化的 DNA末端连接反应，并同时保护其免受核酸
外切酶的降解 [31]。转录组学和蛋白质组学的分析也
表明，PprA蛋白在辐照后表现出类似于 RecA的表
达量上调 [32]。因而，Narumi等 [31]推测在耐辐射球
菌中 PprA介导了类似于 NHEJ的修复途径。但是
这一理论在近年来也受到了挑战：耐辐射球菌无法
在细胞内环化线性的 DNA片段，同时 pprA recA双
突变菌株的表型与 recA单突变菌株的表型一致，
表明耐辐射球菌可能并不存在经典的 NHEJ途径
[33]。Devigne 等 [34]通过在细胞内荧光标记观测到了
PprA蛋白在 DNA修复的后期聚集在细胞分隔，推
测其可能参与了细胞分裂的过程。
3　单链退火(SSA)途径
单链退火修复途径是耐辐射球菌中另外一条不
依赖于 RecA蛋白的双链断裂损伤修复途径。SSA
途径的起始与HR类似，需要DNA末端降解的过程。
与 HR不同的是，酶切产生的相邻突出 3单链末端
在 RPA(SSB同源蛋白 )的保护以及 Rad52蛋白的
帮助下直接进行退火，并由后续的核酸酶 (rad1-
rad10)等蛋白直接作用完成整个修复过程。近年来
的研究发现，DdrA以及 DdrB蛋白可能在耐辐射球
菌 SSA途径中扮演了与 RPA以及 Rad52类似的角
色：(1)在 recA缺失的条件下，敲除 ddrA或 ddrB
基因使得细胞对于 DNA损伤剂更加地敏感 [33]；(2)
在 RecA蛋白表达受到抑制的条件下，细胞缺失
ddrA基因的表型更加明显 [35]；(3)recA ddrB双敲除
的细胞无法进行完整的基因组修复 [36]；(4)ddrA和
ddrB在基因组受到损伤后被大量诱导表达 [32]。
DdrA与 Rad52蛋白具有一定的同源性，体外生化
实验表明，DdrA能够保护 DNA的 3单链末端不
被核酸酶降解 [37]。ddrA基因的缺失对于细胞的辐
射抗性影响不是很大，但是会加剧辐照后细胞内
DNA的降解。DdrB蛋白除了具有与 RPA类似的单
链 DNA结合活性，同时还能够促进单链 DNA之
间的退火 [36,38]。DdrB蛋白以及 DdrB-单链 DNA复
合体的晶体结构已于近期分别被成功解析。晶体结
构显示 DdrB蛋白具有新型的 SSB家族蛋白折叠，
形成稳定的五聚体环状结构 [39]。DdrB-单链 DNA
复合体的晶体结构则进一步的表明该蛋白拥有与传
统 SSB蛋白完全不同的单链结合模式，其能够将单
链 DNA完全结合在自己的一侧，为其单链退火活
性提供了结构生物学的证据 [40]。
4　展望
由于具有超强的 DNA损伤修复能力，耐辐射
球菌已逐步替代大肠杆菌成为研究 DNA损伤修复
机制的模式生物。近年来大量的研究不断地加深了
我们对于这种神奇微生物的了解。前文所述的三条
DNA双链断裂损伤修复途径虽然在其他物种中也
有发现，但耐辐射球菌却进化产生出了一系列更为
高效、快速的特有机制。然而，目前依旧有许多问
题亟待解决：(1)耐辐射球菌参与 DNA双链断裂早
期响应的重要蛋白，如 RecN、RecA等都更倾向于
使用双链 DNA作为底物，这是否代表着其具有与
经典同源重组修复不同的修复机制；(2)PprI和
DdrO等耐辐射球菌独有蛋白的具体功能到底是什
么，PprI在细胞辐照前后稳定表达，其激活的机制
又是什么，DdrO和 RDRM基序又在耐辐射球菌的
损伤修复过程中扮演了什么角色；(3)作为同源重
组修复途径的核心蛋白，RecA表现出与其同源蛋
白不同的生化活性，那么它是如何参与耐辐射球菌
的 DNA损伤修复过程的，RecA不具有核酸酶活性，
它又如何介导 DNA的末端降解；(4)在耐辐射球菌
中是否存在着类似于 NHEJ的修复途径， 在这其中
PprA又扮演了什么角色；(5)DdrB、DdrA等是辐照
后高诱导表达的蛋白，它们的功能是什么。值得一
提的是， 耐辐射球菌细胞内具有不同寻常的Mn/Fe
比，相对较高的Mn离子能够有效地保护蛋白质不
受损伤 [41-43]。与此同时，PprI、RecJ和MutS2等重
要蛋白的酶活性都依赖于Mn离子作为金属辅酶，
因而探索Mn离子参与 DNA损伤修复途径的调控
也将具有非常重要的意义 [18,44-45]。
[参　考　文　献]
[1] Krisko A, Radman M. Biology of extreme radiation
resistance: the way of Deinococcus radiodurans. Cold
Spring Harbor Perspectives Biol, 2013, 5: a012765
[2] Blasius M, Sommer S, Hubscher U. Deinococcus radio-
durans: what belongs to the survival kit? Crit Rev
Biochem Mol Biol, 2008, 43(3): 221-38
[3] Grimsley JK, Masters CI, Clark EP, et al. Analysis by
pulsed-field gel electrophoresis of DNA double-strand
breakage and repair in Deinococcus radiodurans and a
radiosensitive mutant. Int J Radiat Biol, 1991, 60(4): 613-
26
[4] Funayama T, Narumi I, Kikuchi M. Identification and
disruption analysis of the recN gene in the extremely
radioresistant bacterium Deinococcus radiodurans. Mutat
Res, 1999, 435(2): 151-61
[5] Reyes ED, Patidar PL, Uranga LA, et al. RecN is a
赵　烨，等：耐辐射球菌DNA双链断裂修复机制研究新进展第11期 1141
cohesin-like protein that stimulates intermolecular DNA
interactions in vitro. J Biol Chem, 2010, 285(22): 16521-9
[6] Pellegrino S, Radzimanowski J, de Sanctis D, et al.
Structural and functional characterization of an SMC-like
protein RecN: new insights into double-strand break
repair. Structure, 2012, 20(12): 2076-89
[7] Bauermeister A, Bentchikou E, Moeller R, et al. Roles of
PprA, IrrE, and RecA in the resistance of Deinococcus
radiodurans to germicidal and environmentally relevant
UV radiation. Arch Microbiol, 2009, 191(12): 913-8
[8] Hua Y, Narumi I, Gao G, et al. PprI: a general switch
responsible for extreme radioresistance of Deinococcus
radiodurans. Biochem Biophys Res Commun, 2003,
306(2): 354-60
[9] Makarova KS, Omelchenko MV, Gaidamakova EK, et al.
Deinococcus geothermalis: the pool of extreme radiation
resistance genes shrinks. PLoS One, 2007, 2(9): e955
[10] Wang L, Xu, G, Chen, H, et al. DrRRA: a novel response
regulator essential for the extreme radioresistance of
Deinococcus radiodurans. Mol Microbiol, 2008, 67(6):
1211-22
[11] Lu H, Chen H, Xu G, et al. DNA binding is essential for
PprI function in response to radiation damage in
Deinococcus radiodurans. DNA Repair: Amst, 2012,
11(2): 139-45
[12] Lu H, Gao G, Xu G, et al. Deinococcus radiodurans PprI
switches on DNA damage response and cellular survival
networks after radiation damage. Mol Cell Proteomics,
2009, 8(3): 481-94
[13] Vujicic-Zagar A, Dulermo R, Le Gorrec M, et al. Crystal
structure of the IrrE protein, a central regulator of DNA
damage repair in deinococcaceae. J Mol Biol, 2009,
386(3): 704-16
[14] Khairnar NP, Kamble VA, Misra HS. RecBC enzyme
overproduction affects UV and γ radiation survival of
Deinococcus radiodurans. DNA Repair: Amst, 2008, 7(1):
40-7
[15] Bentchikou E, Servant P, Coste G, et al. A major role of
the RecFOR pathway in DNA double-strand-break repair
through ESDSA in Deinococcus radiodurans. PLoS
Genet, 2010, 6(1): e1000774
[16] Cheng K, Xu X, Zhao Y, et al. The key residue for SSB-
RecO interaction is dispensable for Deinococcus
radiodurans DNA repair in vivo. Acta Biochim Biophy
Sin, 2014, 46(5): 368-76
[17] Timmins J, Leiros I, McSweeney S. Crystal structure and
mutational study of RecOR provide insight into its mode
of DNA binding. EMBO J, 2007, 26(13): 3260-71
[18] Jiao J, Wang L, Xia W, et al. Function and biochemical
characterization of RecJ in Deinococcus radiodurans.
DNA Repair: Amst, 2012, 11(4): 349-56
[19] Kamble VA, Misra HS. The SbcCD complex of
Deinococcus radiodurans contributes to radioresistance
and DNA strand break repair in vivo and exhibits Mre11-
Rad50 type activity in vitro. DNA Repair: Amst, 2010,
9(5): 488-94
[20] Kim JI, Sharma AK, Abbott SN, et al. RecA protein from
the extremely radioresistant bacterium Deinococcus
radiodurans: expression, purification, and characterization.
J Bacteriol, 2002, 184(6): 1649-60
[21] Repar J, Cvjetan S, Slade D, et al. RecA protein assures
fidelity of DNA repair and genome stability in Deinococcus
radiodurans. DNA Repair: Amst, 2010, 9(11): 1151-61
[22] Carroll JD, Daly MJ, Minton KW. Expression of recA in
Deinococcus radiodurans. J Bacteriol, 1996, 178(1): 130-5
[23] Hsu HF, Ngo KV, Chitteni-Pattu S, et al. Investigating
Deinococcus radiodurans RecA protein filament formation
on double-stranded DNA by a real-time single-molecule
approach. Biochemistry, 2011, 50(39): 8270-80
[24] Rajan R, Bell CE. Crystal structure of RecA from
Deinococcus radiodurans: insights into the structural basis
of extreme radioresistance. J Mol Biol, 2004, 344(4): 951-
63
[25] Kitayama S, Kohoroku M, Takagi A, et al. Mutation of D.
radiodurans in a gene homologous to ruvB of E. coli.
Mutat Res,1997, 385(2): 151-7
[26] Wu Y, Chen W, Zhao Y, et al. Involvement of RecG in
H2O2-induced damage repair in Deinococcus radiodurans.
Can J Microbiol, 2009, 55(7): 841-8
[27] Zahradka K, Slade D, Bailone A, et al. Reassembly of
shattered chromosomes in Deinococcus radiodurans.
Nature, 2006, 443(7111): 569-73
[28] Slade D, Lindner AB, Paul G, et al. Recombination and
replication in DNA repair of heavily irradiated Deinococcus
radiodurans. Cell, 2009, 136(6): 1044-55
[29] Pitcher RS, Brissett NC, Doherty AJ. Nonhomologous
end-joining in bacteria: a microbial perspective. Annu Rev
Microbiol, 2007, 61: 259-82
[30] Weller GR, Kysela B, Roy R, et al. Identification of a
DNA nonhomologous end-joining complex in bacteria.
Science, 2002, 297(5587): 1686-9
[31] Narumi I, Satoh K, Cui S, et al. PprA: a novel protein
from Deinococcus radiodurans that stimulates DNA
ligation. Mol Microbiol, 2004, 54(1): 278-85
[32] Liu Y, Zhou J, Omelchenko MV, et al. Transcriptome
dynamics of Deinococcus radiodurans recovering from
ionizing radiation. Proc Natl Acad Sci USA, 2003, 100(7):
4191-6
[33] Tanaka M, Earl AM, Howell HA, et al. Analysis of
Deinococcus radioduranss transcriptional response to
ionizing radiation and desiccation reveals novel proteins
that contribute to extreme radioresistance. Genetics, 2004,
168(1): 21-33
[34] Devigne A, Mersaoui S, Bouthier-de-la-Tour C, et al. The
PprA protein is required for accurate cell division of
γ-irradiated Deinococcus radiodurans bacteria. DNA
Repair: Amst, 2013, 12(4): 265-72
[35] Jolivet E, Lecointe F, Coste G, et al. Limited concentration
of RecA delays DNA double-strand break repair in
Deinococcus radiodurans R1. Mol Microbiol, 2006,
59(1): 338-49
[36] Xu G, Lu, H, Wang, L, et al. DdrB stimulates single-
stranded DNA annealing and facilitates RecA-independent
DNA repair in Deinococcus radiodurans. DNA Repair:
生命科学 第26卷1142
Amst, 2010, 9(7): 805-12
[37] Harris DR, Tanaka M, Saveliev SV, et al. Preserving
genome integrity: the DdrA protein of Deinococcus
radiodurans R1. PLoS Biol, 2004, 2(10): e304
[38] Norais CA, Chitteni-Pattu S, Wood EA, et al. DdrB protein,
an alternative Deinococcus radiodurans SSB induced by
ionizing radiation. J Biol Chem, 2009, 284(32): 21402-11
[39] Sugiman-Marangos S, Junop MS. The structure of DdrB
from Deinococcus: a new fold for single-stranded DNA
binding proteins. Nucleic Acids Res, 2010, 38(10): 3432-
40
[40] Sugiman-Marangos SN, Peel JK, Weiss YM, et al. Crystal
structure of the DdrB/ssDNA complex from Deinococcus
radiodurans reveals a DNA binding surface involving
higher-order oligomeric states. Nucleic Acids Res, 2013,
41(21): 9934-44
[41] Culotta VC, Daly MJ. Manganese complexes: diverse
metabolic routes to oxidative stress resistance in
prokaryotes and yeast. Antioxid Redox Signal, 2013,
19(9): 933-44
[42] Daly MJ. Death by protein damage in irradiated cells.
DNA Repair: Amst, 2012, 11(1): 12-21
[43] Slade D, Radman M. Oxidative stress resistance in
Deinococcus radiodurans. Microbiol Mol Biol Rev, 2011,
75(1): 133-91
[44] Ludanyi M, Blanchard L, Dulermo R, et al. Radiation
response in Deinococcus deserti: IrrE is a metalloprotease
that cleaves repressor protein DdrO. Mol Microbiol, 2014,
94(2): 434-49
[45] Zhang H, Xu Q, Lu M, et al. Structural and functional
studies of MutS2 from Deinococcus radiodurans. DNA
Repair: Amst, 2014, 21: 111-9