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DNA damage tolerance controlled by PCNA post-translational modifications

受PCNA翻译后修饰调控的DNA损伤耐受机制



全 文 :第26卷 第11期
2014年11月
Vol. 26, No. 11
Nov., 2014
生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
文章编号:1004-0374(2014)11-1143-14
DOI: 10.13376/j.cbls/2014163
收稿日期:2014-09-06
基金项目:国家重点基础研究发展计划(“973”计划) (2013CB911003);首都师范大学211特殊基金 (10531182313)
*通信作者:E-mail: wei.xiao@usask.ca
受PCNA翻译后修饰调控的DNA损伤耐受机制
秦周帅,张传林,萧 伟*
(首都师范大学生命科学学院,北京 100048)
摘 要:为了应对 DNA损伤复制阻滞,增殖细胞核抗原 (proliferating cell nuclear antigen, PCNA)164位点的
赖氨酸残基能够发生一系列的泛素化修饰并介导两种不用的损伤耐受机制,即 DNA跨损伤合成 (TLS)和
无错耐受通路。目前,单泛素化的 PCNA介导 DNA跨损伤合成通路,而多泛素化的 PCNA介导无错耐受
通路这一观点已被普遍认可。另外,PCNA的 164位点还能被泛素类似物小蛋白 (SUMO)修饰,从而抑制
DNA双链断裂重组。总结 PCNA的翻译后修饰及其在 DNA损伤应答过程中的作用机制,有助于我们了解
PCNA在 DNA损伤耐受机制中的中心作用。重点总结 PCNA的翻译后修饰如何调控真核生物 DNA损伤应
答的不同途径。
关键词:增殖细胞核抗原;跨损伤合成;DNA损伤耐受;泛素
中图分类号:Q75;Q813  文献标志码:A
DNA damage tolerance controlled by PCNA post-translational modifications
QIN Zhou-Shuai, ZHANG Chuan-Lin, XIAO Wei*
(College of Life Sciences, Capital Normal University, Beijing 100048, China)
Abstract: In response to replication-blocking lesions, proliferating cell nuclear antigen (PCNA) can be sequentially
萧伟,博士,教授,首都师范大学生命科学学院院长,国家第二批千
人计划,同时任加拿大 Saskatchewan大学兼职教授,2011年被聘为国家特
聘专家。
泛素(Ubiquitin, Ub)是一种高度保守的小蛋白(76个氨基酸),普遍
存在于从单细胞酵母到人类的所有真核细胞内,并且表达水平很高。通过一
系列的酶促反应连接到目的蛋白,从而被单泛素化或多泛素化修饰,结合有
Lys48链连接的多聚泛素目的蛋白被 26S蛋白酶体降解。2004年的诺贝尔生
理学或医学奖授予“泛素化的发现和它在蛋白降解中的作用”就说明了它的
重要性。随后又发现 Lys63链连接的多泛素化修饰,在所有生物中发现的泛
素结合酶中,只有 Ubc13能够专一通过 Lys63连接泛素;重要的是,被
Lys63链连接的多泛素化修饰的目的蛋白不是为了降解,而是为了改变其活
性,这一新颖的蛋白质活性调节机制,拓宽了人们对泛素化功能的认识。本
实验室的主要兴趣在于发现上述非常规泛素化过程和探索相关途径的分子
机制,如 DNA损伤耐受、细胞周期检验点、天然免疫和应激反应,而且这
些过程在人类疾病中起关键作用,如癌症、抗病及衰老,所以,这项研究将
会对包括癌症在内的多种疾病诊断和治疗产生直接影响。
萧 伟 教授
生命科学 第26卷1144
ubiquitinated at the K164 residue, leading to two modes of DNA-damage tolerance (DDT), namely, translesion
DNA synthesis (TLS) and error-free lesion bypass. It is generally believed that monoubiquitinated PCNA promotes
TLS, whereas polyubiquitinated PCNA mediates an error-free mode of lesion bypass. In addition, PCNA can also
be sumoylated at the same K164 residue to inhibit double-strand break recombination. Understanding PCNA post-
translational modifications and their implications reveals the central role of PCNA in regulating DDT. In this review,
we describe how PCNA post‑translational modifications mediate different mechanisms of DDT in response to lethal
DNA damage in eukaryotes, from yeast to human.
Key words: PCNA; translesion DNA synthesis; DNA-damage tolerance; ubiquitin
增殖细胞核抗原 (proliferating cell nuclear antigen,
PCNA)是 1978年在系统性红斑狼疮患者血清中首
次发现并命名,之后研究发现其与细胞 DNA合成
密切相关,并在细胞增殖中起重要作用。PCNA蛋
白大小为 36 kDa,主要存在于细胞核,G0-G1期没
有明显表达,G1晚期迅速增加,S期达到高峰,
G2-M期明显下降,所以最初被认定为周期蛋白。
对 PCNA研究热潮的掀起,是由于其在细胞增殖中
起重要作用,与肿瘤细胞有一定的相关性,并且在
DNA损伤修复中起非常重要的作用 [1-3]。
行使功能的 PCNA是一个同源三聚体,3个
PCNA单体相接形成一个环状结构并有两个平面,
PCNA单体 N端和 C端首尾连接处在一个平面,其
对应平面有 β发夹结构。PCNA的环状三聚体结构
在进化上高度保守,内环富含大量赖氨酸和精氨酸,
带正电荷的碱性氨基酸易于与带负电的双螺旋 DNA
结合 [4]。2007年,Moldovan等 [5]研究表明,真核
细胞中 PCNA不仅在 DNA复制中起非常重要的作
用,而且在 DNA损伤应答通路中也有不可或缺的
作用。研究证明,许多不同 DNA损伤药剂和 UV
损伤处理都会造成 PCNA翻译后修饰,并且这些翻
译后修饰通常发生在 PCNA的 164位点的赖氨酸残
基上。泛素化的 PCNA调节跨损伤合成 (TLS),其
中需要多个 TLS聚合酶参与,如 Polη、Polι、Polκ、
Rev1、Polζ等 [6-9]。PCNA翻译后修饰募集 TLS聚
合酶到 DNA损伤位点,关于这个过程的具体机制
仍然还不清楚,尤其是对于 PCNA的翻译后修饰参
加 DNA损伤的无错耐受更是知之甚少。本文主要
就 PCNA翻译后修饰所调节的一系列 DNA损伤耐
受机制进行归纳与总结。
1 DNA损伤与PCNA修饰
活体生物组织或细胞维持正常生命状态,经常
受到各种各样来源的 DNA损伤压力,其中包括物
理化学因素,如各种射线和生化试剂等,还有细胞
自身新陈代谢和氧化反应等。一些类型的 DNA损
伤,如 UV-射线或是化学药剂都会干扰 DNA正常
复制,损伤的 DNA无法通过传统聚合酶完成复制,
因此造成复制叉停滞。在正常情况下,大多数损伤
的 DNA能够通过切除等方式被修复,一旦 DNA
损伤过度从而导致损伤的 DNA无法在 S期修复,
将会造成很严重的后果,比如基因组不稳定,甚至
细胞死亡。所以,细胞和机体组织进化出各种精密
的系统来应对各种DNA损伤。当DNA复制停滞时,
为了保证 DNA复制顺利完成,系统可以启动 DNA
损伤耐受 (DNA-damage tolerance, DDT)或称为复制
后修复 (DNA post-replication repair, PRR)通路,大
致分为无错耐受和跨损伤合成 (TLS),TLS又可进
一步分为易错 TLS和无错 TLS。不同的损伤耐受机
制都需要 PCNA参与。PCNA可以被泛素 (Ub)修
饰也可以被泛素类似物小蛋白 SUMO修饰,PCNA
的不同修饰调控 PCNA参与 DNA的不同损伤耐受
机制。图 1系统地总结了 PCNA不同的共价修饰类
型及其功能。
1.1 PCNA泛素化修饰
泛素是一种广泛存在于真核细胞中的小蛋白,
它的主要功能是标记不同蛋白质,改变蛋白质活性
或功能,参与底物蛋白水解过程或信号通路。泛素
由 76个氨基酸组成,相对分子质量大约 8.5×103。
它在真核生物中高度保守,人类和酵母的泛素有
96%的相似性。泛素化即蛋白质上的一个赖氨酸残
基与泛素 C末端的保守的甘氨酸残基之间形成共价
连接的一个共价结合过程,这一过程是一个三级酶
联反应,即需要有 3个酶的参与:泛素激活酶 E1、
泛素结合酶 E2和泛素连接酶 E3[10]。大多数细胞机
体里有一个 E1、多个 E2和多个 E3 [11],底物蛋白
可以结合一个泛素分子被单泛素化,也可以结合多
个泛素分子形成的泛素链被多泛素化。一般认为在
多泛素过程中必须依赖于底物单泛素化,然而,在
泛素的延伸方式中,到底是泛素一个接一个有顺序
秦周帅,等:受PCNA翻译后修饰调控的DNA损伤耐受机制第11期 1145
地加入还是直接接入一个泛素链至今也没有明确
结论 [12-13];并且在泛素链形成过程中,泛素表面上
的 7个赖氨酸 (K6、K11、K27、K29、K33、K48、K63)
都可以参与泛素链的形成,但是它们在细胞中参与
的生物学功能并不完全清楚 [14-15]。研究比较清楚的
泛素化修饰是 K48连接的经典泛素化修饰,主要参
与蛋白酶体降解途径。另一种是 K63连接的泛素化
修饰,不同于 K48链,K63链在大多数情况下并不
参与依赖蛋白酶体降解途径的降解作用,而是参与
各种不同的信号通路。
1.1.1 PCNA单泛素化修饰
目前许多研究表明,PCNA泛素化修饰作为
DNA损伤应答的重要信号,对于 DNA损伤修复过
程具有极为重要的意义。PCNA单泛素化修饰即
PCNA的 164位点的赖氨酸与一个泛素 C端的甘氨
酸共价结合,这一过程需要 E2、E3复合物的参与。
许多研究表明,Rad6与 Rad18形成一个复合物共
同参与 PCNA 泛素化修饰。Rad6 作为 E2 参与
DNA损伤修复,这一过程依赖于 E3泛素连接酶
Rad18 [16-18]。Rad18 N端的 RING指结构域并不参
与结合 Rad6 [19-20],而是依赖于 Rad18上的 Rad6结
合结构域 (R6BD),此结构域比较保守,在酵母
Rad18中是 371~410共 40个氨基酸 [21],在人类细
胞 Rad18中是 340~395共 56个氨基酸 [7]。在体外
实验中,纯化的人类细胞中的 Rad18和 Rad6蛋白
能够使 PCNA泛素化。在过表达 Rad18时明显增加
图1 以酵母为例总结不同PCNA共价修饰与其功能
生命科学 第26卷1146
PCNA的单泛素化修饰,并且在下调 Rad6或敲除
RAD18能使 PCNA泛素化程度降低或消失 [6-7,22]。
无论是在酵母还是哺乳动物细胞中,Rad18都能结
合单链 DNA,这一过程很可能是由与 DNA单链结
合的解旋蛋白 A(RPA)介导的 [16,23]。
PCNA泛素化修饰的诱因有很多种,如化学试
剂甲磺酸甲酯 (MMS)、丝裂霉素 C(MMC)、羟基脲
(HU)和苯比 (a)芘 -7,8-二氢二醇 -9,10-环氧化物
(BPDE)等,还有 UV诱导的环丁烷嘧啶二聚体
(CPD)和 6-4光产物二聚体 (6-4PP)等 [6,24]。细胞本
身的复制压力和自发的 DNA损伤也能诱导 PCNA
泛素化,如在酵母中下调 Polδ的一个非必需亚基
Pol32能够增加 PCNA泛素化水平 [25]。PCNA泛素
化在未经损伤处理的细胞中也能检测出来 [26-27],这
可能由于细胞内部存在的高频率自发的 DNA损伤
或者是由于个别细胞的功能缺陷造成的。
单泛素化是一个可逆过程 [28],有一类去泛素
化酶 (DUBs)特意地去除被修饰的底物蛋白上的泛
素分子,Usp1就是其中一个重要的去泛素化酶,专
门去除 PCNA上的泛素化修饰 [29]。UV损伤处理降
低了 Usp1的水平,因此增加 PCNA泛素化水平 [30],
在细胞中无论是敲除还是下调 Usp1,PCNA的泛素
化修饰都能增加 [27],并不是所有 PCNA泛素化程度
高的时候都会导致 Usp1表达量的下调,在MMS或
MMC处理细胞时就不能检测到Usp1的水平下调 [24],
可能不同的损伤有不同的机制,有的并不是通过下
调 Usp1来增加 PCNA的泛素化水平的,而是通过调
节 Usp1的分子伴侣来调节去泛素化,如 UAF1 [30]。
1.1.2 PCNA多泛素化修饰
PCNA多泛素化修饰也是发生在 PCNA的 164
位点的赖氨酸残基上,在 DNA损伤无错耐受中起
作用的主要是 Mms2-Ubc13-Rad5复合物介导的
K63形式的多聚泛素化修饰 [31]。Mms2是 Ubc变体
UEV家族中很重要的一个蛋白质,与其他 Ubc蛋
白有很高的相似性,因缺少与泛素结合的半胱氨酸
活性位点而不具有泛素结合酶活性,必须与完整的
E2 结合共同发挥介导 K63 链的多聚泛素化的形
成 [32-34]。Ubc13是唯一一个已知的介导 PCNA的
K63链泛素化修饰的 E2,但它的酶活性需要 UEV
的参与 [35]。Rad5属于 SWI/SNF超家族,是含有
RING结构域的 E3,参与 PCNA多泛素化的形成 [31]。
在 PCNA 多泛素化修饰过程中,Rad6-Rad18 和
Mms2-Ubc13-Rad5两个复合物都是必需的,这一观
点被普遍认可并在酵母中得到证明。在 DNA损伤
情况下,改变 Rad6的表达不仅影响 PCNA单泛素
水平而且影响 PCNA的多泛素化水平。在酵母
UBC13、MMS2或 RAD5缺失的突变体里,DNA损
伤药物处理不能诱导 PCNA多泛素化,而 PCNA
单泛素化程度不受影响 [31]。
1.2 PCNA的SUMO化修饰
SUMO是与泛素类似的小蛋白分子,与泛素具
有 18%的同源性,在高级结构中两者具有类似的
三维结构。SUMO通过 SUMO化修饰改变底物蛋
白的活性、结构等。SUMO化过程首先被 SUMO
激活酶E1激活,然后转移到SUMO结合酶E2 (Ubc9)
上,最后在 SUMO连接酶 E3的参与下,SUMO分
子从 Ubc9转移到底物分子上 [36]。与泛素类似,
SUMO也是连接到底物分子的赖氨酸残基上 [37],
但其并不参与蛋白质降解过程,而是参与细胞调节
和新陈代谢过程,如转录调节、核内运输、细胞凋
亡和蛋白质稳定性等 [38]。
在酵母中,PCNA的 SUMO化修饰发生在 127
和 164位点的赖氨酸,如果把这两个位点全部突变
掉则 PCNA无法被 SUMO所修饰 [39]。PCNA上能
被 SUMO修饰的 127位点的赖氨酸是一个疏水残
基,它只存在酵母中的 PCNA;相比之下,PCNA
的 164位点的赖氨酸是主要的修饰位点,不但能够
被泛素化修饰也能被 SUMO修饰,而且普遍存在
于酵母和哺乳动物细胞中 [40]。PCNA形成同源三聚
体的环状结构环绕 DNA,127和 164这两个位点都
位于环状结构的外侧 [41],127位点定位于 PCNA上
连接两个单体的环上,这个环的结构与聚合酶的结
合有关 [42-43]。
不少研究都在探究泛素化修饰和 SUMO化修
饰的关系 [44],在 PCNA修饰过程中,这两种修饰
都是连接到同一个位点的赖氨酸,所以现在有这样
一个假设:在 PCNA的 164位点的赖氨酸位置,
SUMO化修饰是泛素化修饰的竞争抑制因素 [45]。
PCNA的 SUMO化修饰不仅影响 PCNA的泛素化
修饰,而且影响底物蛋白的其他功能。在细胞中泛
素化和 SUMO化都是一个可逆的过程 [37,46],有很
精密的调节机制调节底物蛋白的泛素化和 SUMO
化,也许泛素化修饰和 SUMO化修饰的转化机制
在细胞中是广泛存在的,有待我们进一步研究。
PCNA的 SUMO化修饰抑制同源重组。在酵
母中,SUMO化的 PCNA通过 Srs2 C端的与 SUMO
结合的结构域招募 Srs2[47],然后,Srs2通过抑制
Rad51的功能降低细胞中同源重组频率。如果在
秦周帅,等:受PCNA翻译后修饰调控的DNA损伤耐受机制第11期 1147
RAD18-/-的细胞系中表达带有 164位点突变的
PCNA,也就是在排除 PCNA泛素化的情况下,
PCNA不能被 SUMO化修饰,会增加细胞中的双链
断裂 [48]。表达 PCNA-SUMO融合蛋白同样也能够
抑制由于 DNA损伤复制停滞引起的 DNA双链断
裂,从而抑制同源重组 [49-51]。所以,PCNA 被
SUMO化修饰主要是通过抑制不必要的同源重组来
保持基因组的稳定性。
2 PCNA单泛素化在DNA跨损伤合成(TLS)机
制中的作用
细胞在维持基因组的稳定性过程中进化出一系
列精密的 DNA损伤耐受机制,这种机制并不是修
复模板 DNA上的损伤位点,而是跨过损伤位点完
成整个 DNA复制。在这种机制中起主要作用的是
一种特殊的聚合酶,即 DNA跨损伤合成 (TLS)聚
合酶,它可以以损伤的 DNA为模板合成 DNA使
DNA复制继续进行 [52]。TLS聚合酶普遍存在于原
核以及真核生物中,并且具有一定的保守性 [53]。
虽然 A、B、X家族的聚合酶在某些特殊的情
况下也能介导 DNA跨损伤合成 [54-55],但是大部分
的 TLS聚合酶属于 Y家族聚合酶。这些聚合酶对
DNA模板的要求相对宽松,可以以损伤的 DNA为
模板,在损伤位点对面加上核苷酸使 DNA复制继
续进行,然而,这种酶缺少 3′→5′外切酶活性,因此,
DNA复制的保真性很低,大大增大了 DNA复制时
引入突变的频率 [56]。DNA跨损伤合成大致需要两
步来完成,第一是插入过程,第二步是延伸过程。
在插入过程中,TLS聚合酶保真性较低,从而在损
伤位点对应位置插入碱基具有一定的易错性,接下
来在损伤位点之后继续延伸 [52]。
在 DNA损伤情况下,正常的 DNA聚合酶不
能完成 DNA损伤处的复制,于是复制叉停滞在损
伤位点,PCNA的 164位点赖氨酸在 Rad6-Rad18
复合物的作用下被单泛素化。PCNA通过单泛素化
修饰调节 TLS聚合酶与复制性聚合酶的转换,利用
TLS聚合酶缺少 3′→5′外切酶活性的特性,插入核
苷酸使 DNA合成继续进行 [7]。这一过程中 TLS聚
合酶上与泛素结合的结构域至关重要,泛素化的
PCNA与 TLS聚合酶有更高的亲和性,把它们募集
到损伤位点,目前有几个酵母和哺乳动物细胞的
TLS聚合酶被发现并被具体研究,包括 Polη、 Rev1、
Polζ、Polκ、Polι [57]。这些低保真性的聚合酶可以
以错误的 DNA为模板进行 DNA合成,在 DNA合
成过程中并没有移除原本的损伤。不同的损伤由不
同的 TLS聚合酶参与修复,不同的 TLS聚合酶其
合成保真度有很大区别,如 Polη在跨越 UV损伤产
生的胸腺嘧啶二聚体时保真度较高,相比之下 Polζ
对于同样 DNA损伤会引入更多的突变 [58-59]。在哺
乳动物细胞中,Rev1、Polη、Polκ、Polι都能与泛
素化的 PCNA共定位 [60]。
哺乳动物细胞中已发现四个 Y家族聚合酶,
包括 Polη、Polκ、Polι和 Rev1。酵母中有两个 Y
家族聚合酶,即 Rad30 (Polη)和 Rev1 [61-62]。在这些
聚合酶中都有一个或两个与泛素结合的结构域
UBM或 UBZ,以便与泛素化的 PCNA结合 [63]。
Polη、Polκ、Polι这 3个聚合酶中都有与 PCNA结
合的PIP结构域和与Rev1结合的RIR结构域 [60,64-66]。
Rev1 则通过 C端与其他聚合酶结合 [67-69]。图 2系
统地显示 TLS聚合酶的结构域,图 3总结在不同情
况下 TLS聚合酶的作用与分工。下面分别介绍每一
种 TLS聚合酶。
2.1 Polη
Polη在酵母中称为 Rad30,在人细胞中被称为
XPV。如果以没有损伤的 DNA为模板,它在 DNA
复制过程产生高达 10-2~10-3的突变率 [52],但它能够
准确地跨越由 UV损伤造成的环丁烷嘧啶二聚体
(CPD)[59,70],这主要因为它的特殊高级结构有更大的
空间能够结合嘧啶二聚体,然后在其对应位置插入
腺嘌呤 (A)。在哺乳动物细胞和酵母中,Polη还能
准确高效地跨越 8-oxo-G损伤类型,并使 DNA复
制继续延伸 [71-72];也有体外实验研究表明,Polη抑
制这种损伤类型的易错修复途径 [73],Polη还能跨
越 m6G [74]和奥沙利铂、顺铂造成的 GpG损伤类
型 [75-76],而且在哺乳动物细胞中 Polη可以无错地
跨越 GpG损伤类型。然而,对于 BPDE -dG损伤类
型,在体外实验中 Polη更容易加入错误的 G或 A
来替代正确的 C [77],这在体内实验也得到一致的结
果,如果在人细胞中敲除 Polη,则会大大降低细胞
中由于TLS修复BPDE-dG损伤产生的高突变率 [75]。
在 Polη上有很多结构域有助于它参与 TLS途
径,在 Polη的 Ν端有一个聚合酶结构域 [78-79],在
靠近 C端有一个与泛素结合的 UBZ结构域,它在
Polη与泛素化的 PCNA相互作用时起非常重要的作
用 [63]。在 Polη上发现了两个与Rev1结合的结构域,
分别是 509~557位和 369~491位氨基酸 [69,80]。在
Polη的 C端也存在与 PCNA相互作用的 PIP结构
域 [9],后来在 UBZ结构域的上游又发现一个类似
生命科学 第26卷1148
PIP的结构域,并且在哺乳动物细胞中,这个结构
域在 Polη参与 TLS途径起了非常重要的作用 [65]。在
一些 DNA损伤情况下 Polη被募集到损伤位点,是
由于它与泛素化的 PCNA有更高的亲和性 [81-83]。也
有研究表明,PCNA泛素化在Polη形成聚集点 (nuclear
foci)过程中非常重要,但不是必需因素 [84]。含有
UBZ (H650A、C635A)突变的 Polη依然能够形成聚
集点,但是含有 UBZ (D652A、H654A、F655A)突变
的 Polη功能就消失了,很有可能后面这些位点影
响的不仅是 Polη的 UBZ结构域的功能,还影响
Polη的其他功能 [65]。
2.2 Rev1
从酵母到哺乳动物细胞中,Rev1在跨损伤修
复通路易错修复中占据中心位置。在体外试验中,
Rev1也有聚合酶活性,可以在 G或损伤位点对面
加入 C,因此,它又称为 dCMP转移酶 [85]。Rev1
无论模板是 A、T,还是 C时都能在对面加入
dCMP [86],形成错配修复,这种错配修复依靠的是
Rev1自身结构上的精氨酸,被插入的碱基并不是
跟 DNA双螺旋的碱基互补配对,而是和 Rev1自身
图2 TLS聚合酶结构示意图
图3 跨损伤合成示意图
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的精氨酸结合 [87]。Rev1还能够在碱基缺失损伤类
型或尿嘧啶对面高效专一地加入 dCMP,但是它不
能修复 CPD和 6-4光产物二聚体 [86,88-89]。
Rev1参与 TLS通路和 Rev1本身的结构密切
相关,在 Rev1的 N端有一个 BRCT结构域,这个
结构域在 Rev1提高细胞抗性和增加突变率方面起
很重要的作用 [90-92]。在哺乳动物细胞中,Rev1与
PCNA相互作用也是通过这个结构域完成的 [93]。然
而,在酵母中有两种不同的观点,一种认为是与哺
乳动物细胞中一样通过 BRCT结构域介导的 [92-93];
另一种认为是通过 Rev1的 PAD结构域介导的 [94]。
在 Rev1上有两个 UBM结构域,其中 UBM2主要
参与 Rev1和泛素化的 PCNA相互作用 [95]。与 Polη
类似,Rev1与泛素化的 PCNA亲和性比野生型
PCNA高 10倍左右 [83]。由于它的 C端的 100个氨基
酸能够结合其他 TLS聚合酶,如 Polη、Polι、Polκ
以及 Polζ聚合酶中的调节亚基 Rev7 [67,69,80,96],因此,
Rev1在聚合酶转换过程中起到框架作用 [97]。Rev1
与泛素化的 PCNA的相互作用在 Rev1形成聚集点
(foci)过程中至关重要,因为在 UV损伤的情况下
Rev1形成聚集点依赖于 UBM结构域 [95]。
在细胞中 Rev1主要通过 TLS通路来维持基因
组的稳定性,但是它与 Polζ共同作用会引入更多的
自发突变和诱发突变。通过反义 RNA技术降低
Rev1的表达会减少 UV和 BPDE诱导的抗 6-TG的
突变体 [98-100]。并且,对应不同的损伤类型,如顺铂、
MMS、UV和 4-硝基喹啉 -1-氧化物 (4-NQO),Rev1
的表达量不同,细胞也表现出不同的抗性 [98-101]。对
于 UV损伤类型,Polη具有无错修复功能,但在
XPV细胞中,细胞具有 Rev1依赖的易错 TLS修复
功能 [91]。
2.3 Polι
Polι并不存在于原核和酵母细胞中,在体外复
制过程中有很高的易错性,但它和 Polη类似,能
够准确快速地跨越 CPD损伤类型 [59,102-104]。Polι的
N端具有与其他 Y家族聚合酶相似的聚合酶结构域
和聚合酶活性 [78],还有一个 PIP结构域能够与
PCNA相互作用 [105]。在 C端还有两个 UBM结构
域能够提高与泛素化的 PCNA的相互作用 [63]。Polι
在哺乳动物细胞中被定义为易错修复的 TLS聚合
酶。如果以 T为模板,Polι在复制过程中加入
dGMP比加入 dAMP的概率高 3~10倍,而且不同
于复制性聚合酶和其他 Y家族聚合酶,它以嘌呤为
模板比以嘧啶为模板有更高的准确性 [106-108]。并且,
Polι能够以扭曲的 DNA为模板或是碱基缺失的
DNA为模板插入核苷酸,如 6-4光产物二聚体和碱
基缺失等损伤类型 [108-109]。Polι在插入碱基后并没
有延伸功能,所以 Polι在行使功能时需要 Polζ的
延伸作用 [108,110]。
在 UV损伤情况下,Polι能够与 DNA复制复
合体共定位参与 DNA损伤应答 [111]。在此过程中很
多因素影响 Polι的招募和调控,如 Polι可以与
Rev1的 C端相互作用,在 UV损伤位点 Polι与
Rev1共定位 [67]。Polι也可以通过保守的 PIP结构
域与 PCNA相互作用 [105]。与野生型 PCNA相比,
Polι与泛素化的 PCNA有更高的亲和性,这源于其
自身的 UBM结构域。在 UV损伤情况下,UBM突
变的 Polι不能跟 PCNA共定位。在 XPV细胞中,
如果敲除 Polι,细胞会有更高的 UV诱变率,也就
是说 Polι参与其中易错的 TLS通路。Polι是能够跨
越氧化产物 8-oxo-dG的多种聚合酶其中的一个,
能够增加氧化胁迫下的突变率。除了TLS功能之外,
Polι还参与碱基切除修复功能。
2.4 Polκ
Polκ是 Y家族聚合酶 DinB/Polκ的一个分支,
在结构上从原核生物到脊椎动物比较保守 [118]。在
体外实验中,Polκ可以在不同损伤的 DNA模板对
面插入核苷酸,包括碱基缺失、被修饰的鸟嘌呤或
BPDE、8-oxoG、乙二醇胸腺嘧啶 [119-124]。与 Polη
和 Polι不同,Polκ对 DNA上体积庞大的 N2-dG小
沟有很高的适应性,能够快速跨越这种损伤类型,
由于它自身的结构和性能可以无错地在 N2-dG对应
位置插入 dCTP[125]。在哺乳动物细胞中,Polκ与
Polζ共同作用可以无错地跨越 BPDE-dG损伤类型。
相反,这两种聚合酶共同作用在跨越顺铂产生的链
内交联顺铂 -GG损伤的时候会引入更高突变率 [75],
并且 Polκ不能跨越 UV产生的 CPD二聚体和 6-4
光产物二聚体,在体外也不能跨越由顺铂造成的
DNA链内交联和 O6-MeG损伤类型 [52]。
在结构上,Polκ与其他聚合酶类似,其 N端
序列对于 Polκ的活性是必不可少的 [126]。它有两个
PIP结构域用来结合 PCNA[64,127],也有经典的 Rev1
结合结构域 (560~615)与Rev1的C端相互作用 [67,69],
其中 567和 568位两个苯丙氨酸在 Polκ与 Rev1相
互作用中是必不可少的。在 Polκ−/−小鼠成纤维细胞
中表达 Polκ苯丙氨酸突变体,细胞就不能跨越
BPDE和 UV损伤,突变的 Polκ也不能和 Rev1共
定位 [128]。在 Polκ的 C端也有经典的UBZ结构域 [63],
生命科学 第26卷1150
这个与Ub结合的结构域在 Polκ与泛素化的 PCNA结
合时候起很重要的作用,与没有被泛素化修饰的
PCNA相比,Polκ与泛素化的 PCNA相互作用强很
多 [6,129]。
2.5 Polζ
Polζ是 TLS聚合酶中唯一一个已知的 B家族
TLS聚合酶,由催化亚基 Rev3和调节亚基 Rev7组
成 [130]。作为 TLS聚合酶,Polζ能够参与多种跨损
伤合成,如 UV损伤产生的 T<>T二聚体、BPDE
等 [131-133]。但是,Polζ更重要的功能是起延伸作用,
它需要 Y家族聚合酶在特定的损伤位点插入适应的
碱基,然后经过聚合酶的转换,Polζ继续使 DNA
复制延伸 [108]。Polζ类似 Y家族聚合酶,它不具有
3→5的外切酶活性,所以在延伸时候会有更高的
突变率,于是 Polζ被认为主要参与易错的 TLS。
UV损伤会产生更高的诱发突变率,这主要依赖于
Polζ,在酵母细胞和人类细胞中,敲除或下调 Rev3
都能大大降低UV损伤产生的诱发突变 [85,130]。所以,
Polζ参与的易错 TLS主要有两步,第一步是特定聚
合酶加入 1~2个核苷酸;第二步是 Polζ的易错延伸
功能。在这一过程中,两种 TLS聚合酶之间的转
换起很重要的作用 [108,110]。
Polζ聚合酶由两个亚基组成,其中催化亚基
Rev3是一个相对较大的蛋白质,在酵母中 Rev3有
1 504 个氨基酸残基,而人类细胞中的 Rev3 有
3 103个氨基酸残基 [134]。由于 Rev3蛋白如此之大,
在细胞中表达全长不是很容易,并且 Rev3在酵母
中可以敲除但是人类细胞并不能敲除,可能与 Rev3
参与其他必要的功能有关,如参与与细胞不稳定性
有关的普通脆性位点 (CFS)[135]。由于各种局限性,
目前对于 Rev3结构了解比较少。Rev3上有一个
Rev7结合结构域和一个聚合酶结构域 [132,136-138]。
Rev3可以通过 Rev7二聚体介导与 Rev1的相互作
用,并且 Rev3的 TLS功能完全依赖于 Rev1[139]。
这种完全依赖性说明 Rev3与 Rev1在 TLS功能上
处于同一通路,Rev3的延伸作用依赖 Rev1的框架
功能,也许 Rev1介导 TLS聚合酶之间的转化。由
于 Rev1的功能受到泛素化的 PCNA调节,所以,
Rev3的功能也同样受到泛素化的 PCNA调节,并
且 UV损伤情况下 Rev3与 PCNA共定位 [139]。
3 PCNA多泛素化修饰在无错耐受通路中的
作用
无错耐受通路被认为是以无损伤的姐妹染色单
体为模板进行 DNA合成,这种 DNA合成方式不
像 TLS通路那样引入很高的突变,因此,称为无错
耐受通路 [140]。虽然这种耐受方式从分子机制探究
的还不是很清楚,但是在酵母中从遗传学角度证明
了 PCNA多泛素化修饰在这条通路中起很重要的作
用,需要MMS2、UBC13和 RAD5[33,141-142]。在酵母中,
这条通路能参与较低剂量的 UV损伤的耐受 [143]。
Rad5是一个多功能蛋白,它的 ATP酶活性和 RING
结构域参与 UV损伤修复,ATP酶活性和 RING结
构域突变体都能增强细胞对 UV的敏感性 [144-145]。
Rad5不仅可以与 Rad18和 Ubc13相互作用,还能跟
PCNA相互作用,这些相互作用有助于招募 Ubc13-
Mms2复合物,然后进一步在损伤位点处与 Rad6-
Rad18复合物相互作用 [31,142]。在酵母中敲除MMS、
UBC13或 RAD5都会使 PCNA多泛素化条带消失 [31],
细胞也没有无错的复制后修复功能 [33,35,141,146],但是
这并不影响 PCNA的单泛素化水平,可能原因是
Ubc13-Mms2替代 Rad6-Rad18复合物来介导单泛
素化的 PCNA继续被 K63链连接的多泛素化修饰,
所以 PCNA被 K63链连接的多泛素化修饰参与无
错耐受通路。
在哺乳动物细胞中经过 UV处理也能检测到
PCNA的多泛素修饰,与在酵母中类似,哺乳动物
中的多泛素化修饰也是 K63连接的多泛素链,这种
修饰能够保护细胞免于产生更多的突变。在哺乳动
物细胞中有两个 Rad5的同源蛋白被发现,SHPRT
和 HLTF[147-150],可能参与哺乳动物细胞中 PCNA的
K63链连接的多泛素化修饰,但是在各种损伤的情
况下,比如 UV、HU、MMS等处理细胞,在细胞
内源水平上都很难观察到 PCNA的多泛素化。因此,
在哺乳动物细胞中,PCNA多泛素修饰是不是普遍
存在以及如何参与 DNA损伤耐受机制还有待进一
步研究。
4 展望与讨论
在 DNA损伤情况下,PCNA能够在 Rad6-Rad18
复合物作用下被单泛素化修饰,这种修饰在 DNA
跨损伤合成过程中起非常重要的作用,通过增强与
Y家族聚合酶的亲和性,促进 TLS聚合酶与复制性
聚合酶之间的转化,利用这些 TLS聚合酶跨越损伤
位点,使 DNA复制继续进行,这也是被普遍认可
的观点。但是,PCNA单泛素化修饰参与跨损伤合
成机制中仍然有很多地方不是很清楚。第一,在
DNA损伤情况下 PCNA会被单泛素化修饰,通过
秦周帅,等:受PCNA翻译后修饰调控的DNA损伤耐受机制第11期 1151
增加物理亲和性来招募各种 TLS聚合酶到损伤位点
参与跨损伤合成,这种观点是否正确;PCNA泛素
化是否足以启动 TLS通路,还是它只是其中一个因
素。第二,TLS通路中,各种聚合酶都有自己的特
点和特性,对于不同的损伤类型不同的聚合酶有不
同的合成效率和准确率,如 Polη高效准确地跨越
UV损伤产生的胸腺嘧啶二聚体,对于同一种损伤
类型有多种不同种类的 TLS聚合酶参与,如 UV损
伤,Polη、Polι、Polκ、Rev1、Rev3 都能与 PCNA
共定位,这些聚合酶如何参与不同损伤的具体机制,
各种聚合酶之间的相互协作方式也不是很清楚;还
有各种聚合酶的各种结构域与功能也有待我们进一
步具体探知,尤其是 Rev3,如此之大的一个蛋白
质已知的结构域却很少。第三,TLS聚合酶参与
DNA跨损伤合成都是由泛素化的 PCNA调节的,
然而泛素化的 PCNA是如何选择区分不同的 TLS
聚合酶的,在损伤修复时是如何调控不同聚合酶之
间转换的等等,很多问题都不是很清楚;而且,研
究 PCNA单泛素化受到很多局限性,PCNA单泛素
化的水平与内源 PCNA相比要低很多,并且泛素化
的 PCNA并不是很稳定,容易被去泛素化酶 Usp1
水解,无法得到大量稳定的单泛素化的 PCNA,因
此,在 PCNA泛素化修饰参与跨损伤修复合成几乎
遇到了瓶颈。为了克服各种限制,人们一直致力于
PCNA泛素化在跨损伤修复合成中的研究,在酵母
中利用 PCNA和泛素的融合蛋白来模拟泛素化的
PCNA,从结构和功能上分析了这种融合模拟泛素
化的 PCNA的可行性并取得了一定成果 [81,151-152] 。
这一方法被进一步扩展应用到哺乳动物细胞中,研
究发现 PCNA和泛素的融合蛋白可以替代内源泛素
化的 PCNA,在 DNA损伤情况下通过 Y家族聚合
酶中的 Rev1为细胞提供抗性,并且这种融合蛋白
能够像内源泛素化的 PCNA一样增强对 TLS聚合
酶的亲和性 [83]。目前,PCNA泛素化都伴随着复杂
的 DNA损伤处理,即便这样也很难得到大量稳定
的泛素化的 PCNA,因此,在以后 PCNA泛素化参
与跨损伤修复合成研究中,用 PCNA融合蛋白来模
拟泛素化的 PCNA将成为一种有力手段,有望突破
目前面临的瓶颈。
PCNA单泛素化调节 TLS通路,多泛素化参
与无错耐受,SUMO化修饰通过 Srs2抑制同源重组。
PCNA这些不同修饰介导的不同通路总结在图 1中。
PCNA泛素化修饰不仅参与 DNA损伤修复,还参
与细胞周期等,因此,在 DNA损伤情况下,可能
会出现一个广谱效应,一方面抑制细胞周期,保留
足够的时间使 DNA进行修复;另一方面启动各种
机制对损伤的 DNA进行修复 [153]。PCNA多泛素化
参与 DNA损伤耐受通路中的无错修复,利用未损
伤的姐妹染色体上的 DNA为模板完成 DNA复制
过程。这一机制在酵母中研究得相对较多,然而,
在哺乳动物细胞中已知得却很少。体外试验中已知
Ubc13-Mms2参与 K63链的形成,并且两个 Rad5
的同源蛋白都参与 K63链的形成,但是在体内即便
是在 DNA损伤情况下依然很难看到,所以,在哺
乳动物细胞中 PCNA多泛素化参与的无错修复一直
是个迷。近期有实验室利用化学合成的方法人工构
建出连有 K63链的 PCNA,用于模拟 PCNA多泛素
修饰,一些体外实验发现连有 K63 链的 PCNA 通
过抑制 TLS 通路介导无错修复 [154]。本课题组通
过模拟的方式,发现在哺乳动物细胞中 PCNA多泛
素化修饰可以启动同源重组机制。因此,在细胞中
通过 PCNA多泛素化修饰抑制 PCNA单泛素化的
功能,启动同源重组来进行无错修复也是一种可能
机制,不过具体机理有待进一步的探究。
[参 考 文 献]
[1] Mathews MB, Bernstein RM, Franza BR, et al. Identity of
the proliferating cell nuclear antigen and cyclin. Nature,
1984, 309(5966): 374-6
[2] Bravo R, Fey SJ, Bellatin J, et al. Identification of a
nuclear polypeptide ("cyclin") whose relative proportion
is sensitive to changes in the rate of cell proliferation and
to transformation. Prog Clin Biol Res, 1982, 85(Pt A):
235-48
[3] Bravo R, Celis JE. A search for differential polypeptide
synthesis throughout the cell cycle of HeLa cells. J Cell
Biol, 1980, 84(3): 795-802
[4] Krishna TS, Kong XP, Gary S, et al. Crystal structure of
the eukaryotic DNA polymerase processivity factor
PCNA. Cell, 1994, 79(7): 1233-43
[5] Moldovan GL, Pfander B, Jentsch S. PCNA, the maestro
of the replication fork. Cell, 2007, 129(4): 665-9
[6] Bi X, Barkley LR, Slater DM, et al. Rad18 regulates DNA
polymerase κ and is required for recovery from S‑phase
checkpoint-mediated arrest. Mol Cell Biol, 2006, 26(9):
3527-40
[7] Watanabe K, Tateishi S, Kawasuji M, et al. Rad18 guides
polη to replication stalling sites through physical
interaction and PCNA monoubiquitination. EMBO J,
2004, 23(19): 3886-96
[8] Haracska L, Unk I, Johnson RE, et al. Roles of yeast DNA
polymerases δ and ζ and of Rev1 in the bypass of abasic
sites. Genes Dev, 2001, 15(8): 945-54
[9] Haracska L, Johnson RE, Unk I, et al. Physical and
functional interactions of human DNA polymerase η with
生命科学 第26卷1152
PCNA. Mol Cell Biol, 2001, 21(21): 7199-206
[10] Hershko A, Ciechanover A. The ubiquitin system. Annu
Rev Biochem, 1998, 67: 425-79
[11] Pickart CM. Back to the future with ubiquitin. Cell, 2004,
116(2): 181-90
[12] Parker JL, Ulrich HD. Mechanistic analysis of PCNA
poly-ubiquitylation by the ubiquitin protein ligases Rad18
and Rad5. EMBO J, 2009, 28(23): 3657-66
[13] Hochstrasser M. Ubiquitin-dependent protein degradation.
Annu Rev Genet, 1996, 30: 405-39
[14] Peng J, Schwartz D, Elias JE, et al. A proteomics approach
to understanding protein ubiquitination. Nat Biotechnol,
2003, 21(8): 921-6
[15] Xu P, Peng J. Characterization of polyubiquitin chain
structure by middle-down mass spectrometry. Anal Chem,
2008, 80(9): 3438-44
[16] Bailly V, Lamb J, Sung P, et al. Specific complex
formation between yeast RAD6 and RAD18 proteins: a
potential mechanism for targeting RAD6 ubiquitin-
conjugating activity to DNA damage sites. Genes Dev,
1994, 8(7): 811-20
[17] Jentsch S, McGrath JP, Varshavsky A. The yeast DNA
repair gene RAD6 encodes a ubiquitin-conjugating
enzyme. Nature, 1987, 329(6135): 131-4
[18] Jones JS, Weber S, Prakash L. The Saccharomyces
cerevisiae RAD18 gene encodes a protein that contains
potential zinc finger domains for nucleic acid binding and
a putative nucleotide binding sequence. Nucleic Acids
Res, 1988, 16(14B): 7119-31
[19] Tateishi S, Sakuraba Y, Masuyama S, et al. Dysfunction of
human Rad18 results in defective postreplication repair
and hypersensitivity to multiple mutagens. Proc Natl Acad
Sci USA, 2000, 97(14): 7927-32
[20] Notenboom V, Hibbert RG, van Rossum-Fikkert SE, et al.
Functional characterization of Rad18 domains for Rad6,
ubiquitin, DNA binding and PCNA modification. Nucleic
Acids Res, 2007, 35(17): 5819-30
[21] Bailly V, Prakash S, Prakash L. Domains required for
dimerization of yeast Rad6 ubiquitin-conjugating enzyme
and Rad18 DNA binding protein. Mol Cell Biol, 1997,
17(8): 4536-43
[22] Shiomi N, Mori M, Tsuji H, et al. Human RAD18 is
involved in S phase-specific single-strand break repair
without PCNA monoubiquitination. Nucleic Acids Res,
2007, 35(2): e9
[23] Davies AA, Huttner D, Daigaku Y, et al. Activation of
ubiquitin-dependent DNA damage bypass is mediated by
replication protein a. Mol Cell, 2008, 29(5): 625-36
[24] Niimi A, Brown S, Sabbioneda S, et al. Regulation of
proliferating cell nuclear antigen ubiquitination in
mammalian cells. Proc Natl Acad Sci USA, 2008,
105(42): 16125-30
[25] Karras GI, Jentsch S. The RAD6 DNA damage tolerance
pathway operates uncoupled from the replication fork and
is functional beyond S phase. Cell, 2010, 141(2): 255-67
[26] Leach CA, Michael WM. Ubiquitin/SUMO modification
of PCNA promotes replication fork progression in
Xenopus laevis egg extracts. J Cell Biol, 2005, 171(16):
947-54
[27] Yang XH, Zou L. Dual functions of DNA replication forks
in checkpoint signaling and PCNA ubiquitination. Cell
Cycle, 2009, 8(2): 191-4
[28] Hicke L. Protein regulation by monoubiquitin. Nat Rev
Mol Cell Biol, 2001, 2(3): 195-201
[29] Huang TT, Nijman SM, Mirchandani KD, et al. Regulation
of monoubiquitinated PCNA by DUB autocleavage. Nat
Cell Biol, 2006, 8(4): 339-47
[30] Cohn MA, Kowal P, Yang K, et al. A UAF1-containing
multisubunit protein complex regulates the Fanconi
anemia pathway. Mol Cell, 2007, 28(5): 786-97
[31] Hoege C, Pfander B, Moldovan GL, et al. RAD6-
dependent DNA repair is linked to modification of PCNA
by ubiquitin and SUMO. Nature, 2002, 419(6903): 135-41
[32] Xiao W, Lin SL, Broomfield S, et al. The products of the
yeast MMS2 and two human homologs (hMMS2 and
CROC‑1) define a structurally and functionally conserved
Ubc-like protein family. Nucleic Acids Res, 1998, 26(17):
3908-14
[33] Broomfield S, Chow BL, Xiao W. MMS2, encoding a
ubiquitin-conjugating-enzyme-like protein, is a member of
the yeast error-free postreplication repair pathway. Proc
Natl Acad Sci USA, 1998, 95(10): 5678-83
[34] McKenna S, Spyracopoulos L, Moraes T, et al .
Noncovalent interaction between ubiquitin and the human
DNA repair protein Mms2 is required for Ubc13-mediated
polyubiquitination. J Biol Chem, 2001, 276(43): 40120-26
[35] Hofmann RM, Pickart CM. Noncanonical MMS2-encoded
ubiquitin-conjugating enzyme functions in assembly of
novel polyubiquitin chains for DNA repair. Cell, 1999,
96(5): 645-53
[36] Johnson ES. Protein modification by SUMO. Annu Rev
Biochem, 2004, 73: 355-82
[37] Melchior F. SUMO--nonclassical ubiquitin. Annu Rev
Cell Dev Biol, 2000, 16: 591-626
[38] Su HL, Li SS. Molecular features of human ubiquitin-like
SUMO genes and their encoded proteins. Gene, 2002,
296(1-2): 65-73
[39] Matunis MJ. On the road to repair: PCNA encounters
SUMO and ubiquitin modifications. Mol Cell, 2002,
10(3): 441-2
[40] Johnson ES, Blobel G. Cell cycle-regulated attachment of
the ubiquitin-related protein SUMO to the yeast septins. J
Cell Biol, 1999, 147(5): 981-4
[41] Ladner JE, Pan M, Hurwitz J, et al. Crystal structures of
two active proliferating cell nuclear antigens (PCNAs)
encoded by Thermococcus Kodakaraensis. Proc Natl Acad
Sci USA, 2011, 108(7): 2711-6
[42] Amin NS, Holm C. In vivo analysis reveals that the
interdomain region of the yeast proliferating cell nuclear
antigen is important for DNA replication and DNA repair.
Genetics, 1996, 144(2): 479-93
[43] Eissenberg JC, Ayyagari R, Gomes XV, et al. Mutations in
yeast proliferating cell nuclear antigen define distinct sites
for interaction with DNA polymerase δ and DNA
秦周帅,等:受PCNA翻译后修饰调控的DNA损伤耐受机制第11期 1153
polymerase ε. Mol Cell Biol, 1997, 17(11): 6367‑78
[44] Muller S, Hoege C, Pyrowolakis G, et al. SUMO,
ubiquitins mysterious cousin. Nat Rev Mol Cell Biol,
2001, 2(3): 202-10
[45] Ulrich HD, Vogel S, Davies AA. SUMO keeps a check on
recombination during DNA replication. Cell Cycle, 2005,
4(12): 1699-702
[46] Bergink S, Jentsch S. Principles of ubiquitin and SUMO
modifications in DNA repair. Nature, 2009, 458(7237):
461-7
[47] Kerscher O. SUMO junction-whats your function? New
insights through SUMO-interacting motifs. EMBO Rep,
2007, 8(6): 550-5
[48] Gali H, Juhasz S, Morocz M, et al. Role of SUMO
modification of human PCNA at stalled replication fork.
Nucleic Acids Res, 2012, 40(13): 6049-59
[49] Santiago A, Godsey AC, Hossain J, et al. Identification of
two independent SUMO-interacting motifs in Daxx:
evolutionary conservation from Drosophila to humans and
their biochemical functions. Cell Cycle, 2009, 8(1): 76-87
[50] Ting L, Jun H, Junjie C. RAD18 lives a double life: its
implication in DNA double-strand break repair. DNA
Repair: Amst, 2010, 9(12): 1241-8
[51] Xu X, Ball L, Chen W, et al. The yeast Shu complex
utilizes homologous recombination machinery for error-
free lesion bypass via physical interaction with a Rad51
paralogue. PLoS One, 2013, 8(12): e81371
[52] Prakash S, Johnson RE, Prakash L. Eukaryotic translesion
synthesis DNA polymerases: specificity of structure and
function. Annu Rev Biochem, 2005, 74: 317-53
[53] Waters LS, Minesinger BK, Wiltrout ME, et al. Eukaryotic
translesion polymerases and their roles and regulation in
DNA damage tolerance. Microbiol Mol Biol Rev, 2009,
73(1): 134-54
[54] Ohmori H, Friedberg EC, Fuchs RP, et al. The Y-family of
DNA polymerases. Mol Cell, 2001, 8(1): 7-8
[55] Lange SS, Takata K, Wood RD. DNA polymerases and
cancer. Nat Rev Cancer, 2011, 11(2): 96-110
[56] Guo C, Kosarek-Stancel JN, Tang TS, et al. Y-family DNA
polymerases in mammalian cells. Cell Mol Life Sci, 2009,
66(14): 2363-81
[57] Lehmann AR. Translesion synthesis in mammalian cells.
Exp Cell Res, 2006, 312(14): 2673-6
[58] Washington MT, Johnson RE, Prakash S. Accuracy of
thymine-thymine dimer bypass by Saccharomyces
cerevisiae DNA polymerase η. Proc Natl Acad Sci USA,
2000, 97(7): 3094-9
[59] Johnson RE, Prakash S, Prakash L. Efficient bypass of a
thymine‑thymine dimer by yeast DNA polymerase, Polη.
Science, 1999, 283(5404): 1001-4
[60] Kannouche PL, Wing J, Lehmann AR. Interaction of
human DNA polymerase η with monoubiquitinated
PCNA: a possible mechanism for the polymerase switch
in response to DNA damage. Mol Cell, 2004, 14(4): 491-
500
[61] Acharya N, Haracska L, Prakash S. Complex formation of
yeast Rev1 with DNA polymerase η. Mol Cell Biol, 2007,
27(23): 8401-8
[62] Lehmann AR. Replication of damaged DNA by translesion
synthesis in human cells. FEBS Lett, 2005, 579(4): 873-6
[63] Bienko M, Green CM, Crosetto N, et al. Ubiquitin-binding
domains in Y-family polymerases regulate translesion
synthesis. Science, 2005, 310(5755): 1821-4
[64] Haracska L, Unk I, Johnson RE, et al. Stimulation of DNA
synthesis activity of human DNA polymerase κ by PCNA.
Mol Cell Biol, 2002, 22(3): 784-91
[65] Acharya N, Yoon JH, Gali H, et al. Roles of PCNA-
binding and ubiquitin-binding domains in human DNA
polymerase η in translesion DNA synthesis. Proc Natl
Acad Sci USA, 2008, 105(46): 17724-9
[66] Haracska L, Acharya N, Unk I, et al. A single domain in
human DNA polymerase ι mediates interaction with
PCNA: implications for translesion DNA synthesis. Mol
Cell Biol, 2005, 25(3): 1183-90
[67] Guo C, Fischhaber PL, Luk-Paszyc MJ, et al. Mouse Rev1
protein interacts with multiple DNA polymerases involved
in translesion DNA synthesis. EMBO J, 2003, 22(24):
6621-30
[68] Murakumo Y, Roth T, Ishii H, et al. A human REV7
homolog that interacts with the polymerase ζ catalytic
subunit hREV3 and the spindle assembly checkpoint
protein hMAD2. J Biol Chem, 2000, 275(6): 4391-7
[69] Ohashi E, Murakumo Y, Kanjo N, et al. Interaction of
hREV1 with three human Y-family DNA polymerases.
Genes Cells, 2004, 9(6): 523-31
[70] Masutani C, Kusumoto R, Yamada A, et al. The XPV
(xeroderma pigmentosum variant) gene encodes human
DNA polymerase η. Nature, 1999, 399(6737): 700‑4
[71] Haracska L, Yu SL, Johnson RE, et al. Efficient and
accurate replication in the presence of 7,8-dihydro-8-
oxoguanine by DNA polymerase η. Nat Genet, 2000,
25(4): 458-61
[72] Maga G, Villani G, Crespan E, et al. 8-oxo-guanine bypass
by human DNA polymerases in the presence of auxiliary
proteins. Nature, 2007, 447(7144): 606-8
[73] Lee DH, Pfeifer GP. Translesion synthesis of 7,8-dihydro-
8‑oxo‑2‑deoxyguanosine by DNA polymerase η in vivo.
Mutat Res, 2008, 641(1-2): 19-26
[74] Vaisman A, Masutani C, Hanaoka F, et al. Efficient
translesion replication past oxaliplatin and cisplatin GpG
adducts by human DNA polymerase η. Biochemistry,
2000, 39(16): 4575-80
[75] Shachar S, Ziv O, Avkin S, et al. Two-polymerase
mechanisms dictate error-free and error-prone translesion
DNA synthesis in mammals. EMBO J, 2009, 28(4): 383-
93
[76] Bassett E, King NM, Bryant MF, et al. The role of DNA
polymerase η in translesion synthesis past platinum‑DNA
adducts in human fibroblasts. Cancer Res, 2004, 64(18):
6469-75
[77] Chiapperino D, Kroth H, Kramarczuk IH, et al .
Preferential misincorporation of purine nucleotides by
human DNA polymerase η opposite benzo[a]pyrene 7,8‑
diol 9,10-epoxide deoxyguanosine adducts. J Biol Chem,
生命科学 第26卷1154
2002, 277(14): 11765-71
[78] Yang W. Damage repair DNA polymerases Y. Curr Opin
Struct Biol, 2003, 13(1): 23-30
[79] Kannouche P, Broughton BC, Volker M, et al. Domain
structure, localization, and function of DNA polymerase η,
defective in xeroderma pigmentosum variant cells. Genes
Dev, 2001, 15(2): 158-72
[80] Tissier A, Kannouche P, Reck MP, et al. Co-localization in
replication foci and interaction of human Y-family
members, DNA polymerase pol η and REVl protein. DNA
Repair: Amst, 2004, 3(11): 1503-14
[81] Parker JL, Bielen AB, Dikic I, et al. Contributions of
ubiquitin- and PCNA-binding domains to the activity of
Polymerase η in Saccharomyces cerevisiae. Nucleic Acids
Res, 2007, 35(3): 881-9
[82] Kannouche PL, Lehmann AR. Ubiquitination of PCNA
and the polymerase switch in human cells. Cell Cycle,
2004, 3(8): 1011-3
[83] Qin Z, Lu M, Xu X, et al. DNA-damage tolerance
mediated by PCNA*Ub fusions in human cells is
dependent on Rev1 but not Polη. Nucleic Acids Res, 2013,
41(15): 7356-69
[84] Sabbioneda S, Gourdin AM, Green CM, et al. Effect of
proliferating cell nuclear antigen ubiquitination and
chromatin structure on the dynamic properties of the
Y-family DNA polymerases. Mol Biol Cell, 2008, 19(12):
5193-202
[85] Lawrence CW. Cellular functions of DNA polymerase ζ
and Rev1 protein. Adv Protein Chem, 2004, 69: 167-203
[86] Masuda Y, Takahashi M, Fukuda S, et al. Mechanisms of
dCMP transferase reactions catalyzed by mouse Rev1
protein. J Biol Chem, 2002, 277(4): 3040-6
[87] Nair DT, Johnson RE, Prakash L, et al. Rev1 employs a
novel mechanism of DNA synthesis using a protein
template. Science, 2005, 309(5744): 2219-22
[88] Lin W, Xin H, Zhang Y, et al. The human REV1 gene
codes for a DNA template-dependent dCMP transferase.
Nucleic Acids Res, 1999, 27(22): 4468-75
[89] Masuda Y, Takahashi M, Tsunekuni N, et al. Deoxycytidyl
transferase activity of the human REV1 protein is closely
associated with the conserved polymerase domain. J Biol
Chem, 2001, 276(18): 15051-8
[90] Lawrence CW. Cellular roles of DNA polymerase ζ and
Rev1 protein. DNA Repair: Amst, 2002, 1(6): 425-35
[91] Jansen JG, Tsaalbi-Shtylik A, Langerak P, et al. The BRCT
domain of mammalian Rev1 is involved in regulating
DNA translesion synthesis. Nucleic Acids Res, 2005,
33(1): 356-65
[92] Pustovalova Y, Maciejewski MW, Korzhnev DM. NMR
mapping of PCNA interaction with translesion synthesis
DNA polymerase Rev1 mediated by Rev1-BRCT domain.
J Mol Biol, 2013, 425(17): 3091-105
[93] Guo C, Sonoda E, Tang TS, et al. REV1 protein interacts
with PCNA: significance of the REV1 BRCT domain in
vitro and in vivo. Mol Cell, 2006, 23(2): 265-71
[94] Sharma NM, Kochenova OV, Shcherbakova PV. The non-
canonical protein binding site at the monomer-monomer
interface of yeast proliferating cell nuclear antigen
(PCNA) regulates the Rev1‑PCNA interaction and Polζ/
Rev1-dependent translesion DNA synthesis. J Biol Chem,
2011, 286(38): 33557-66
[95] Guo C, Tang TS, Bienko M, et al. Ubiquitin-binding
motifs in REV1 protein are required for its role in the
tolerance of DNA damage. Mol Cell Biol, 2006, 26(23):
8892-900
[96] Murakumo Y, Ogura Y, Ishii H, et al. Interactions in the
error-prone postreplication repair proteins hREV1,
hREV3, and hREV7. J Biol Chem, 2001, 276(38): 35644-
51
[97] Friedberg EC, Lehmann AR, Fuchs RP. Trading places:
how do DNA polymerases switch during translesion DNA
synthesis? Mol Cell, 2005, 18(5): 499-505
[98] Mukhopadhyay S, Clark DR, Watson NB, et al. REV1
accumulates in DNA damage-induced nuclear foci in
human cells and is implicated in mutagenesis by benzo [a]
pyrenediolepoxide. Nucleic Acids Res, 2004, 32(19):
5820-6
[99] Clark DR, Zacharias W, Panaitescu L, et al. Ribozyme-
mediated REV1 inhibition reduces the frequency of UV-
induced mutations in the human HPRT gene. Nucleic
Acids Res, 2003, 31(17): 4981-8
[100] Gibbs PE, Wang XD, Li Z, et al. The function of the
human homolog of Saccharomyces cerevisiae REV1 is
required for mutagenesis induced by UV light. Proc Natl
Acad Sci USA, 2000, 97(8): 4186-91
[101] Poltoratsky V, Horton JK, Prasad R, et al. REV1 mediated
mutagenesis in base excision repair deficient mouse
fibroblast. DNA Repair: Amst, 2005, 4(10): 1182‑8
[102] Ishikawa T, Uematsu N, Mizukoshi T, et al. Mutagenic
and nonmutagenic bypass of DNA lesions by Drosophila
DNA polymerases dpolζ and dpolι. J Biol Chem, 2001,
276(18): 15155-63
[103] Tissier A, Frank EG, McDonald JP, et al. Biochemical
characterization of human DNA polymerase ι provides
clues to its biological function. Biochem Soc Trans, 2001,
29(Pt 2): 183-7
[104] McDonald JP, Frank EG, Plosky BS, et al. 129-derived
strains of mice are deficient in DNA polymerase ι and
have normal immunoglobulin hypermutation. J Exp Med,
2003, 198(4): 635-43
[105] Vidal AE, Kannouche P, Podust VN, et al. Proliferating
cell nuclear antigen-dependent coordination of the
biological functions of human DNA polymerase ι. J Biol
Chem, 2004, 279(46): 48360-8
[106] Tissier A, McDonald JP, Frank EG, et al. polι, a
remarkably error-prone human DNA polymerase. Genes
Dev, 2000, 14(13): 1642-50
[107] Zhang Y, Yuan F, Wu X, et al. Preferential incorporation
of G opposite template T by the low‑fidelity human DNA
polymerase ι. Mol Cell Biol, 2000, 20(19): 7099‑108
[108] Johnson RE, Washington MT, Haracska L, et al.
Eukaryotic polymerases ι and ζ act sequentially to bypass
DNA lesions. Nature, 2000, 406(6799): 1015-9
[109] Tissier A, Frank EG, McDonald JP, et al. Misinsertion and
秦周帅,等:受PCNA翻译后修饰调控的DNA损伤耐受机制第11期 1155
bypass of thymine-thymine dimers by human DNA
polymerase ι. EMBO J, 2000, 19(19): 5259‑66
[110] Prakash S, Prakash L. Translesion DNA synthesis in
eukaryotes: a one- or two-polymerase affair. Genes Dev,
2002, 16(15): 1872-83
[111] Kannouche P, Fernandez de Henestrosa AR, Coull B, et al.
Localization of DNA polymerases η and ι to the
replication machinery is tightly co-ordinated in human
cells. EMBO J, 2002, 21(22): 6246-56
[112] Plosky BS, Vidal AE, Fernandez de Henestrosa AR, et al.
Controlling the subcellular localization of DNA
polymerases ι and η via interactions with ubiquitin.
EMBO J, 2006, 25(12): 2847-55
[113] Dumstorf CA, Clark AB, Lin Q, et al. Participation of
mouse DNA polymerase ι in strand‑biased mutagenic
bypass of UV photoproducts and suppression of skin
cancer. Proc Natl Acad Sci USA, 2006, 103(48): 18083-8
[114] Vaisman A, Woodgate R. Unique misinsertion specificity
of polι may decrease the mutagenic potential of
deaminated cytosines. EMBO J, 2001, 20(22): 6520-9
[115] Zhang Y, Yuan F, Wu X, et al. Response of human DNA
polymerase ι to DNA lesions. Nucleic Acids Res, 2001,
29(4): 928-35
[116] Ito A, Koshikawa N, Mochizuki S, et al. Hypoxia-
inducible factor-1 mediates the expression of DNA
polymerase ι in human tumor cells. Biochem Biophys Res
Commun, 2006, 351(1): 306-11
[117] Bebenek K, Tissier A, Frank EG, et al. 5-Deoxyribose
phosphate lyase activity of human DNA polymerase ι in
vitro. Science, 2001, 291(5511): 2156-9
[118] Gerlach VL, Aravind L, Gotway G, et al. Human and
mouse homologs of Escherichia coli DinB (DNA
polymerase IV), members of the UmuC/DinB superfamily.
Proc Natl Acad Sci USA, 1999, 96(21): 11922-7
[119] Ohashi E, Ogi T, Kusumoto R, et al. Error-prone bypass of
certain DNA lesions by the human DNA polymerase κ.
Genes Dev, 2000, 14(13): 1589-94
[120] Gerlach VL, Feaver WJ, Fischhaber PL, et al. Purification
and characterization of pol κ, a DNA polymerase encoded
by the human DINB1 gene. J Biol Chem, 2001, 276(1):
92-8
[121] Rechkoblit O, Zhang Y, Guo D, et al. trans-Lesion
synthesis past bulky benzo[a]pyrene diol epoxide N2-dG
and N6-dA lesions catalyzed by DNA bypass polymerases.
J Biol Chem, 2002, 277(34): 30488-94
[122] Zhang Y, Yuan F, Wu X, et al. Error-free and error-prone
lesion bypass by human DNA polymerase κ in vitro.
Nucleic Acids Res, 2000, 28(21): 4138-46
[123] Suzuki N, Itoh S, Poon K, et al. Translesion synthesis past
es t rogen-der ived DNA adducts by human DNA
polymerases η and κ. Biochemistry, 2004, 43(20): 6304‑
11
[124] Fischhaber PL, Gerlach VL, Feaver WJ, et al. Human
DNA polymerase κ bypasses and extends beyond thymine
glycols during translesion synthesis in vitro, preferentially
incorporating correct nucleotides. J Biol Chem, 2002,
277(40): 37604-11
[125] Choi JY, Angel KC, Guengerich FP. Translesion synthesis
across bulky N2-alkyl guanine DNA adducts by human
DNA polymerase κ. J Biol Chem, 2006, 281(30): 21062‑
72
[126] Uljon SN, Johnson RE, Edwards TA, et al. Crystal
structure of the catalytic core of human DNA polymerase
κ. Structure, 2004, 12(8): 1395‑404
[127] Yoon JH, Acharya N, Park J, et al. Identification of two
functional PCNA-binding domains in human DNA
polymerase κ. Genes Cells, 2014, 19(7): 594‑601
[128] Ohashi E, Hanafusa T, Kamei K, et al. Identification of a
novel REV1-interacting motif necessary for DNA
polymerase κ function. Genes Cells, 2009, 14(2): 101‑11
[129] Guo C, Tang TS, Bienko M, et al. Requirements for the
interaction of mouse Polκ with ubiquitin and its biological
significance. J Biol Chem, 2008, 283(8): 4658‑64
[130] Nelson JR, Lawrence CW, Hinkle DC. Thymine-thymine
dimer bypass by yeast DNA polymerase ζ. Science, 1996,
272(5268): 1646-9
[131] Gibbs PE, McGregor WG, Maher VM, et al. A human
homolog of the Saccharomyces cerevisiae REV3 gene,
which encodes the catalytic subunit of DNA polymerase ζ.
Proc Natl Acad Sci USA, 1998, 95(12): 6876-80
[132] Neal JA, Fletcher KL, McCormick JJ, et al. The role of
hRev7, the accessory subunit of hPolζ, in translesion
synthesis past DNA damage induced by benzo[a]pyrene
diol epoxide (BPDE). BMC Cell Biol, 2010, 11: 97
[133] Takezawa J, Ishimi Y, Aiba N, et al. Rev1, Rev3, or Rev7
siRNA abolishes ultraviolet light-induced translesion
replication in HeLa cells: a comprehensive study using
alkaline sucrose density gradient sedimentation. J Nucleic
Acids, 2010, 2010: 750296
[134] Gan GN, Wittschieben JP, Wittschieben BO, et al. DNA
polymerase ζ (pol ζ) in higher eukaryotes. Cell Res, 2008,
18(1): 174-83
[135] Bhat A, Andersen PL, Qin Z, et al. Rev3, the catalytic
subunit of Polζ, is required for maintaining fragile site
stability in human cells. Nucleic Acids Res, 2013, 41(4):
2328-39
[136] Tanaka K. [Structure and function of Mad2/Mad2L2
(Rev7)]. Seikagaku, 2013, 85(8): 629-37
[137] Sharma S, Hicks JK, Chute CL, et al. REV1 and
polymerase ζ facilitate homologous recombination repair.
Nucleic Acids Res, 2012, 40(2): 682-91
[138] Zhang W, Qin Z, Zhang X, et al. Roles of sequential
ubiquitination of PCNA in DNA-damage tolerance. FEBS
Lett, 2011, 585(18): 2786-94
[139] Andersen PL, Xu F, Ziola B, et al. Sequential assembly of
translesion DNA polymerases at UV-induced DNA
damage sites. Mol Biol Cell, 2011, 22(13): 2373-83
[140] Broomfield S, Hryciw T, Xiao W. DNA postreplication
repair and mutagenesis in Saccharomyces cerevisiae.
Mutat Res, 2001, 486(3): 167-84
[141] Brusky J, Zhu Y, Xiao W. UBC13, a DNA-damage-
inducible gene, is a member of the error-free postrep-
lication repair pathway in Saccharomyces cerevisiae. Curr
Genet, 2000, 37(3): 168-74
生命科学 第26卷1156
[142] Ulrich HD, Jentsch S. Two RING finger proteins mediate
cooperation between ubiquitin-conjugating enzymes in
DNA repair. EMBO J, 2000, 19(13): 3388-97
[143] Hishida T, Kubota Y, Carr AM, et al. RAD6-RAD18-
RAD5-pathway-dependent tolerance to chronic low-dose
ultraviolet light. Nature, 2009, 457(7229): 612-5
[144] Gangavarapu V, Haracska L, Unk I, et al. Mms2-Ubc13-
dependent and -independent roles of Rad5 ubiquitin ligase
in postreplication repair and translesion DNA synthesis in
Saccharomyces cerevisiae. Mol Cell Biol, 2006, 26(20):
7783-90
[145] Ulrich HD. Protein-protein interactions within an E2-
RING finger complex. implications for ubiquitin-
dependent DNA damage repair. J Biol Chem, 2003,
278(9): 7051-8
[146] Xiao W, Chow BL, Fontanie T, et al. Genetic interactions
between error-prone and error-free postreplication repair
pathways in Saccharomyces cerevisiae. Mutat Res, 1999,
435(1): 1-11
[147] Unk I, Hajdu I, Fatyol K, et al. Human SHPRH is an
u b i q u i t i n l i g a s e f o r M m s 2 - U b c 1 3 - d e p e n d e n t
polyubiquitylation of proliferating cell nuclear antigen.
Proc Natl Acad Sci USA, 2006, 103(48): 18107-12
[148] Motegi A, Sood R, Moinova H, et al. Human SHPRH
suppresses genomic instability through proliferating cell
nuclear antigen polyubiquitination. J Cell Biol, 2006,
175(5): 703-8
[149] Motegi A, Liaw HJ, Lee KY, et al. Polyubiquitination of
proliferating cell nuclear antigen by HLTF and SHPRH
prevents genomic instability from stalled replication forks.
Proc Natl Acad Sci USA, 2008, 105(34): 12411-6
[150] Unk I, Hajdu I, Fatyol K, et al. Human HLTF functions as
a ubiquitin ligase for proliferating cell nuclear antigen
polyubiquitination. Proc Natl Acad Sci USA, 2008,
105(10): 3768-73
[151] Pastushok L, Hanna M, Xiao W. Constitutive fusion of
ubiquitin to PCNA provides DNA damage tolerance
independent of translesion polymerase activities. Nucleic
Acids Res, 2010, 38(15): 5047-58
[152] Ramasubramanyan S, Coulon S, Fuchs RP, et al.
Ubiquitin-PCNA fusion as a mimic for mono-ubiquitinated
PCNA in Schizosaccharomyces pombe. DNA Repair:
Amst, 2010, 9(7): 777-84
[153] Zhu Q, Chang Y, Yang J, et al. Post-translational
modifications of proliferating cell nuclear antigen: a key
signal integrator for DNA damage response. Oncol Lett,
2014, 7(5): 1363-9
[154] Yang K, Gong P, Gokhale P, et al. Chemical protein
polyubiquitination reveals the role of a noncanonical
polyubiquitin chain in DNA damage tolerance. ACS Chem
Biol, 2014, 9(8): 1685-91