全 文 ：第27卷 第7期
2015年7月
Vol. 27, No. 7
Jul., 2015
生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
文章编号：1004-0374(2015)07-0859-08
DOI: 10.13376/j.cbls/20150118
收稿日期：2015-06-28
基金项目：国家自然科学基金项目(31125018，31030043，31321003)
*通信作者：E-mail: liyulab@mail.tsinghua.edu.cn
细胞自噬分子机制的进展
冯文之1,2，陈　扬2，俞　立2*
(1 北京大学生命科学学院PTN项目，北京 100871；2 清华大学-北京大学生命科学联合中心，
清华大学生命科学学院生物膜与膜生物工程国家重点实验室，北京 100083)
摘　要：细胞自噬是一类依赖于溶酶体的蛋白质降解途径，在真核生物中非常保守。自噬能够感受细胞所
处环境的各种信号，如氨基酸、糖等营养物质的缺乏、pH值或渗透压的改变等，使细胞做出应激反应，在
恶劣环境下存活。同时，自噬过程会清除细胞内错误折叠或聚集的蛋白质，受损或老化细胞器以维持细胞
内部稳态。自噬发生时，细胞内部的胞质组分被包裹在自噬体中，自噬体与溶酶体融合进行降解，产生新
的小分子，如氨基酸等供细胞重新利用。一系列研究发现自噬的信号通路非常复杂，已报道有 40个自噬相
关蛋白 (Atg蛋白 )参与了自噬体的形成过程。Atg蛋白按照一定步骤发挥功能，同时相互影响，利用内膜
系统构建成一个闭合的双层膜结构。将对细胞自噬研究的历史、自噬分子机制的前沿进展进行综述。
关键词：细胞自噬；自噬体；溶酶体； Atg蛋白；蛋白质降解
中图分类号：Q25 文献标志码：A
Process in molecular mechanism of autophagy
FENG Wen-Zhi1,2, CHEN Yang2, YU Li2*
(1 PTN Program, School of Life Sciences, Peking University, Beijing 100871, China;
2 Tsinghua University-Peking University Joint Center for Life Sciences, State Key Laboratory of Biomembrane and
Membrane Biotechnology, School of Life Sciences, Tsinghua University, Beijing 100083, China)
Abstract: Autophagy is a conserved protein degradation process dependent on lysosome. Cells can sense various
signals in the environment, such as amino acids, glucose or other nutrient deprivation, variation of pH or osmotic
pressure to induce stress response and guarantee cell survival. Autophagy can maintain cell homeostasis by
elimination of unfolded or aggregated proteins or damaged cell organelles. When autophagy occurs, autophagosome
engulfs cytosolic components and fuses with lysosome for cargo degradation to produce recycling materials such as
俞立，博士，教授，国家杰出青年基金获得者。主要科研领域与方向：综
合细胞生物学、酵母遗传学、生物化学、分子生物学等研究方法，以从酵母到
小鼠等不同模式生物为模型研究：(1)细胞自噬的分子生物学机制，尤其细胞
自噬末期自噬性溶酶体再生的分子机制，并对其进行了体外重构；(2)新细胞
器Migrosome的分子生物学机制和其在细胞迁徙中的功能。
生命科学 第27卷860
amino acids and lipids. Studies have shown that the signal mechanism of autophagy is very complicated and there
are 40 autophagy related proteins (Atg) identified by now regulating the autophagy process. These proteins function
step by step and interact with each other to build a double-membrane closed structure de novo from endomembrane
system. In this review, we describe the history of research on autophagy and discuss the progression in autophagy
regulation mechanism.
Key words: autophagy; autophagosome; lysosome; Atg proteins; protein degradation
1　细胞自噬简介
细胞自噬是细胞将自身一些蛋白质和细胞器包
裹在特定的膜结构中，送入溶酶体 (酵母的液泡 )
降解，产生能量和小分子，如氨基酸等供细胞再次
利用的过程。这对细胞耐受饥饿，清除胞内错误折
叠的蛋白质和受损衰老的细胞器，维持内部稳态至
关重要。这一过程在真核生物细胞中从单细胞酵母
到多细胞的哺乳动物中广泛存在。自噬通常分为 3
种：巨自噬 (macroautophagy)、微自噬 (microautophagy)
和分子伴侣介导的自噬 (chaperone-mediated autophagy)。
巨自噬的特征是有独特的双层膜结构——自噬体
形成，自噬体包被胞质成分，如蛋白质聚集体，损
伤或者衰老的线粒体、过氧化物酶体等，最终与溶
酶体融合。微自噬则是溶酶体内陷，包裹部分胞质
进入溶酶体，没有独立的双层膜自噬体形成。而分
子伴侣介导的自噬则是由特定蛋白 Hsc70等介导，
具有选择性 [1]。此外，巨自噬和微自噬针对包含的
内容物种类又都有选择性和非选择性。
相对于我们常提到的非选择性自噬，选择性自
噬常见有Cvt pathway (cytoplasm-to-vacuole targeting
pathway)、过氧化物酶体自噬和线粒体自噬、内质
网自噬等。这些选择性自噬的主要过程与非选择性
的自噬有一定的相似性。但是，选择性自噬的特征
是有自己特异的受体蛋白介导特定的包含物配体，
即有识别底物的过程。受体蛋白会与待降解的配体
结合并形成聚集体，然后在受体蛋白或者其支架蛋
白附近会有囊泡和双层膜形成特异性的自噬体。例
如，在酵母中，线粒体自噬的受体是其外膜蛋白
Atg32 [2]，能够和其他 Atg核心蛋白结合，使受损
老化的线粒体进入自噬体。而与线粒体自噬非常类
似的是过氧化物酶体自噬。酵母从含甲醇或者油酸
的培养基中转换到含糖或氨基酸的正常培养基中会
发生过氧化物酶体自噬，Atg36和 PpAtg30是该自
噬的特异性受体 [3]，Pex3和 Pex14则是特异的配体。
本文中除特殊说明外，所讲的自噬均指非选择
性巨自噬。
2　细胞自噬的历史
细胞自噬 (autophagy)，英文名词是由著名的生
物化学和细胞生物学家 Christian De Duve在 1963
年提出，来描述细胞内由包裹胞质内组分送入溶酶
体 (也是由 Christian De Duve发现和命名的 )的这
一过程。Christian De Duve因为在细胞器领域的巨
大贡献，开发了新的细胞研究手段，发现了溶酶体
这一新的细胞器而获得 1974年诺贝尔生理学或医
学奖。在自噬研究初期，由于实验手段的限制，自
噬研究难以深入，相关的分子机制难以入手，细胞
自噬只能处于形态学描述阶段：大多数关于细胞自
噬的工作都是描述性的，通常是用电子显微镜下观
察不同生理或病理状态下自噬体的产生。例如，研
究者发现动物模型中胰高血糖素等激素会诱导肝脏
细胞中自噬的发生 [4]。
在 20世纪 80年代，挪威生物化学家 Per Ottar
Seglen发现氨基酸可以抑制自噬的发生，在此工作
的基础上，提出自噬受细胞营养状态的调控。同时，
Per Ottar Seglen发现多种激酶的抑制剂可以阻止自
噬的发生。因此，自噬这一细胞过程的调控机制很
可能非常复杂。在研究中，Seglen发现磷脂酰肌醇 -3-
磷酸 (phosphatidylinositol 3-phosphate, PI3P)激酶抑
制剂 3-甲基腺嘌呤 (3-methyladenine, 3-MA)可以抑
制自噬的发生 [5]。至今，在自噬的研究中 3-MA是
最常用的自噬抑制剂。
在 20世纪 90年代初，日本的遗传学家Yoshinori
Ohsumi的研究组发现酵母中的细胞自噬过程。他
们发现在缺乏营养的环境中，如饥饿培养，自噬对
酵母的存活是必需的。Ohsumi于是利用酵母这一
经典的模式生物通过遗传学手段做了突变筛选，首
先是看哪些突变菌株在饥饿条件下无法存活，然后
人工在显微镜下分析自噬体是否形成，与酵母的液
泡是否融合，最终筛选出了多数参与自噬的关键基
因 [6]。这些基因被命名为 apg (autophagy)基因。随
后，很多研究者在酵母中筛选出了各类自噬基因，
如 Cvt pathway相关的基因 [7]。然而，不同的研究
冯文之，等：细胞自噬分子机制的进展第7期 861
组对这些自噬基因命名各异，经过协商在 2003年
统一命名为 atg (autophagy)基因 [8]。Ohsumi实验室
于 1997年克隆了第一个自噬基因 apg1 (atg1)[9]。2015
年又有 atg39和 atg40被报道 [10]，已经有 40个自噬
关键基因被鉴定出来，并且在拟南芥、果蝇等模式
生物中相继有 atg的同源基因被鉴定。最近，张宏
研究组在秀丽线虫中也找到一系列的 atg同源基因
(epg)，并表明其在发育中起重要作用 [11]。随着相关
研究的深入还会有更多的 atg基因被发现。
在哺乳动物细胞中，日本的Mizushima等 [12]
在 1998年首先报道了 Atg5和 Atg12的同源基因，
并证明其分子机制与酵母十分相似。而 Tamotsu
Yoshimori研究组则鉴定了细胞自噬中的关键标记
分子，Atg8的同源蛋白 LC3 (microtubule-associated
protein 1A/1B-light chain 3)，并且基于 LC3的功能，
即 LC3-I到 LC3-II的变化，建立了哺乳动物细胞中
检测自噬水平的方法 [13]。这已成为细胞自噬研究中
普遍使用的标准检测方法。值得一提的是，对自噬
研究做出重大贡献的Mizushima和 Yoshimori 都曾
在 Ohsumi实验室受过系统的科研训练。在自噬功
能与人体疾病的关系的研究中，Beth Levine实验室
在 1999年报道了自噬的关键基因 beclin1/atg6是肿
瘤的抑制基因，首次将自噬与人类疾病联系在一
起 [14]。Mizushima实验室发现在小鼠神经细胞中特
异性的敲除 Atg5会导致神经退行性疾病类似的表
型 [15]，随后很多研究组也报道了自噬在各种人类疾
病中发挥重要作用。
20世纪 90年代，Ohsumi利用酵母为模式生物，
通过遗传学手段得到自噬各相关基因 atg，从而将
细胞自噬带入了分子时代，自噬机制得以进一步被
阐明。随后自噬与各种疾病之间的密切关系被报道，
使得越来越多的研究人员参与到自噬的研究中，近
20年自噬领域发表的文章呈现指数级增长 (图 1)。
自噬已经成为生命科学中的热点。
3　细胞自噬发生的分子机制
细胞自噬的发生可分为以下几步：(1)自噬体
形成起始步骤，在酵母细胞中是特异结构 PAS
(pre-autophagosomal structure,自噬体的前体结构 )
的形成并招募其他 Atg蛋白和囊泡等膜成分定位，
在哺乳动物细胞中是欧米茄体和分离膜形成杯状结
构；(2)自噬体的双层膜在多个 Atg蛋白的调控下
扩展、延伸、包裹各种胞内组分；(3)双层膜在 Atg
蛋白等帮助下延伸和封闭，形成自噬体；(4)自噬
体的外膜与溶酶体或者酵母的液泡发生融合，该特
异结构称为自噬溶酶体，而内膜和内含物则被溶酶
体内酯酶和蛋白酶降解为小分子；(5)自噬溶酶体
会在 Clathrin、Kif5b、Dynamin等膜相关蛋白质帮
助下产生细管状结构，通过自噬性溶酶体再生形成
新的溶酶体 [16-17]。
选择性和非选择性等不同类型的自噬的分子核
心机制类似，由大约 18个核心基因编码的蛋白质
调控。概括为以下几个部分：(1) Atg1/ULK1复合体，
包括 Atg1、Atg13、Atg11、Atg17、Atg29和 Atg31，
于自噬的开始过程中发挥重要作用；(2) Atg9的囊
泡和 Atg2-Atg18复合体，Atg9囊泡可在双层膜和
胞质中循环，依赖 Atg17或 Atg11复合体定位到
PAS，依赖 Atg2-Atg18复合体离开 PAS；(3) PI3K
激酶复合体，包括 Vps34、Vps15、Atg6/Beclin1、
Atg14和 Atg38，可与膜结合，催化脂分子 PI转换
为 PI3P，从而招募与 PI3P结合的蛋白；(4)两套类
泛素化体系，Atg8/LC3、Atg4、Atg3、Atg7和Atg12、
Atg7、Atg5、Atg10、Atg16。具体功能和相互之间
的关系有待进一步研究，可能发挥识别底物，在双
层膜延伸中维持曲度等作用。
3.1　Atg1/ULK1激酶复合体
Atg1/ULK1的激酶复合体在酵母和高等哺乳动
物细胞都有类似的作用。Atg1蛋白复合体的核心组
成是 Atg1和 Atg13，其中 Atg13的去磷酸化可以诱
导细胞自噬的发生。而很多自噬上游信号的激酶可
以调控Atg1 复合体的磷酸化，如 Tor (target of rapamycin)
激酶复合体、AMPK (AMP-activated protein kinase)、
PKA (protein kinase A)等激酶都可磷酸化 Atg1和
Atg13，相关位点先后被报道 [18]。在营养丰富的环
图1 1965年—2014年，Pubmed数据库收录的自噬领
域发表的文章数量
生命科学 第27卷862
境中，Tor 复合体使 Atg13处于高度磷酸化状态，
在饥饿或者其他的外界压力刺激下，Tor激酶失活，
Atg13发生去磷酸化与 Atg1发生结合，从而激活
Atg1的激酶活性，使 Atg1形成二聚体并且发生自
身的磷酸化 [19]。最近一些新的研究表明，不论
Atg13的磷酸化水平如何，Atg13都与 Atg1存在一
些结合，但是当自噬发生，Atg13的去磷酸化使其
与 Atg1的结合大大增强，并且与 PAS结构的支架
Atg17-Atg31-Atg29复合体结合，共同组成 PAS，
并招募其他 Atg蛋白 [20]。
Atg1 蛋白是自噬过程的核心蛋白中的一个重
要的蛋白激酶，但是其底物一直不确定，目前有一
系列研究报道了 Atg1的不同底物，如 2014年，
Papinski 等 [21]报道了 Atg1可以磷酸化 Atg9，磷酸
化的Atg9对于招募Atg8和双层膜的扩展是必需的。
高等哺乳动物细胞中的激酶 Atg1的同源蛋白
是 ULK1/2。ULK1/2与 ATG13 (与酵母的 Atg13同
源 )、FIP200 (与 Atg17同源 )和 ATG101(在酵母
中无同源物 )构成 ULK1/2激酶复合体，与酵母中
的该复合体不同的是 ULK1/2、ATG13和 FIP200之
间是稳定的结合，不受饥饿刺激与否的影响。而且
MTORC与 ATG13存在结合。值得一提的是，细胞
在耐受糖饥饿时，MTORC 失活离开 ULK1/2-
ATG13复合物，而 AMPK激酶会被激活，结合并
磷酸化 ULK1/2，激活的 ULK1/2 会磷酸化 ATG13、
AMBRA1以及 Beclin1。ULK1/2的磷酸化对 VPS34
激酶复合体的组成和活性也有重要影响 [22]。
3.2　Atg9膜泡
Atg9蛋白在进化中非常保守，是自噬相关蛋
白中唯一一个跨膜蛋白，有六个跨膜域。Atg9位于
一些细小的单层膜囊泡上，这些囊泡在胞质中定位
于特定区域，可看作是 Atg9位于胞质中的存储库。
在哺乳动物细胞中，Atg9也定位在晚期内含泡和反
式高尔基 (trans-Golgi)膜网中。自噬发生时，Atg9
的囊泡会在酵母 PAS (或者哺乳动物细胞自噬前体
phagophore)同胞质存储库之间来回转运。Atg9囊
泡定位在 PAS或者自噬前体上需要 Atg17、Atg11
以及Atg23和Atg27的协助，离开需要Atg1 (ULK1/2)
复合体的激活和 Atg2-Atg18(哺乳动物中的WIPI2)
复合体。其具体机制有待进一步研究。有观点认为
Atg9囊泡为自噬体双层膜的形成提供了起始的膜或
蛋白质组分。
3.3　PI3K复合体I和II
PI3K复合体 I的组分包括Vps15、Atg6 (Beclin1)、
Vps34、Atg14和 Atg38。该复合体定位在 PAS结
构或者哺乳动物细胞的自噬前体上，可以结合膜组
分，并将脂分子中的磷脂酰肌醇 (phosphatidylinositol,
PI)转化成 PI3P。PI3P可招募膜结合蛋白 Atg18到
双层膜上 [23]。酵母中蛋白组分中的 Vps15、Atg6
(Beclin1)、Vps34也可同 Vps38而不是 Atg14结合
构成 PI3K复合体 II。其不参与自噬体的形成。哺
乳动物细胞中有相似的 PI3K复合体 I，但是其
PI3K复合体 II由 UVRAG取代 Atg14，参与了内
吞作用和自噬。
3.4　类泛素化结合系统
自噬的分子机制中比较独特的是存在两条类泛
素化结合的途径。Atg8和 Atg12都是类泛素化的蛋
白，Atg8可与脂分子磷脂酰乙醇胺 (phosphatidyl
ethanolamine, PE)，Atg12可同 Atg5发生共价结合。
与泛素化途径中存在的 E1-E2-E3激活和连接酶类
似，该途径的 E1是 Atg7，E2是 Atg3、Atg10。在
Atg8 (LC3 A/B/C, GABARAP)类泛素系统内，Atg8
蛋白的 C 端被蛋白酶 Atg4剪切，末端变为甘氨酸，
之后 Atg7 (E1)将 Atg8传递到 Atg3 (E2)，在 Atg12-
Atg5-Atg16的帮助下，Atg8的 C端甘氨酸 COOH
与自噬双层膜上的 PE膜组分的氨基发生共价结合，
帮助自噬体双层膜的扩展。Atg12被 Atg7传递到另
一个 E2: Atg10，最后 C端与 Atg5中的赖氨酸侧链
结合，并结合 Atg16，而 Atg16可与自身结合，形
成二聚体，最终 Atg5-Atg12、Atg16构成 2:2:2的
复合体，该复合体进一步与自噬体的双层膜结合，
帮助 Atg8定位在双层膜上并控制双层膜的大小和
曲度。该过程概括为图 2。
目前，相继有研究组报道了Atg7、Atg3、Atg10、
Atg8和 Atg12-Atg5的蛋白结构，为该途径提供了
分子结构上的解释 [24-28]。
3.5　自噬中的蛋白质修饰
自噬蛋白有很多翻译后修饰，如 Atg13、Atg1
和 Atg3等会发生磷酸化、乙酰化等多种修饰。乙
酰化修饰在自噬的发生中起重要作用 [29]。酵母细胞
的乙酰化酶 ESA1失活，自噬不能正常发生，研究
人员通过蛋白质的相互作用和质谱分析鉴定，发现
ESA1可以乙酰化 Atg3蛋白的多个赖氨酸位点，在
自噬体形成中促进 Atg8与 PE的共价结合反应。这
一乙酰化修饰对自噬体的正常形成是必需的。泛素
化修饰对自噬的影响也有报道。在哺乳动物细胞中，
ULK1可发生 K63位的多泛素链修饰，这对自噬的
发生也是必需的 [30]。此外，在自噬中研究最多的是
冯文之，等：细胞自噬分子机制的进展第7期 863
关键的 Atg蛋白上的多种磷酸化修饰变化。Atg13
被 TOR激酶磷酸化，在 TOR失活后，Atg13发生
去磷酸化才会诱导自噬的发生。去磷酸化的 Atg13
会与自噬中唯一的激酶 Atg1结合，使得 Atg1激酶
活性升高，发生自身磷酸化并招募其他 Atg蛋白，
如 Atg8、Atg9囊泡等，起始自噬体双层膜的装配。
此外，Beclin1可被 ULK1和 AMPK磷酸化，激活
VPS34复合体，而 Atg14可被 TOR磷酸化，抑制
VPS34的激酶活性。ULK1还可以磷酸化 AMBRA1，
使 VPS34从细胞骨架上脱离，定位在自噬体起始
位置 [18,22,31-32]。
3.6　自噬体膜的来源
Atg蛋白的发现和功能研究阐明了自噬体形成
的分子调控机制，但是自噬体形成过程中有一些关
键问题依旧有待解答，如自噬体双层膜的来源一直
没有确定的结论，目前在哺乳动物细胞中的研究中
出现了多种膜来源的模型。自噬体膜的来源有内质
网、线粒体膜、内质网和高尔基体的连接组分、高
尔基膜、内吞体以及细胞质膜等。其中内质网起源
说被很多研究人员认可。
3.6.1　膜起源内质网
长期以来，在哺乳动物细胞自噬的相关研究中，
自噬体形成位置一直是在内质网的膜上或者附近。
Axe等 [33]发现蛋白 DFCP1 (double FYVE-containing
protein 1)定位在内质网和高尔基体上，蛋白结构中
有两个 FYVE结构域可结合 PI3P，而在饥饿条件下，
DFCP1被诱导在内质网上形成点。LC3的点则出现
在 DFCP1形成的 1 µm直径的环状结构的中心。
DFCP1的环类似于 Ω，该结构被称为欧米茄体
(omegasome)[34]。运用 3D 断层扫描显微成像技术展
示出细胞内该结构实际上是三明治式的夹层，形成
欧米茄体的分离膜组分被两层内质网夹在中间，分
离膜组分有一细小管与内质网膜相连，进一步证实
了欧米茄体的结构存在。在分离的膜组分扩大延伸
的过程中，内质网可能持续提供膜。而且 70%的
自噬体中含内质网成分，表明欧米茄体形成自噬体
是基于内质网膜。
小分子化合物 3-甲基腺嘌呤 (3-MA)是复合体
PI3K激酶的抑制剂，阻止 PI3P的产生，会抑制欧
米茄体的形成，表明欧米茄体定位在内质网上脂分
子 PI3P高含量的位点。而 PI3K复合体 I的组分，
Atg14在内质网上定位，对自噬体的形成非常重要。
饥饿时，Atg14由均匀分布变为内质网上的斑点。
Atg14蛋白的 N 端有保守性很高的半胱氨酸重复序
列，这对其定位是必需的 [35]。突变该位点也阻止了
自噬的发生，进一步说明内质网在自噬体的形成中
发挥重要作用，提供了形成位点和膜组分。
3.6.2　内质网-线粒体交接点
研究人员早已发现线粒体膜与自噬体双层膜的
关系密切。有研究表明，饥饿时蛋白 YFP-MitoTM，
注：不同的形状和颜色表示该系统中各Atg蛋白，其中E1是Atg7，E2分别是Atg3和Atg10，而E3 很可能是Atg12-Atg5-Atg16
复合体。
图2 酵母中的两套类泛素系统
生命科学 第27卷864
线粒体外膜的标记物，与LC3标记的膜有共定位 [36]，
但是线粒体的内膜和内部基质蛋白却与 LC3没有共
定位。值得一提的是，只有外膜的外层脂分子锚定
的蛋白才与 LC3有定位，而如果是跨过外膜脂双分
子层的蛋白，则不会与 LC3有共定位。研究者认为
这种情况是因为欧米茄体分离出的膜与线粒体外膜
相连，但是连接处的高曲度阻止了跨脂双分子层的
膜蛋白进入。该研究表明，细胞饥饿时线粒体的外
膜贡献了自噬体的双层膜。
对于自噬体双层膜来源于内质网和线粒体外
膜两种学说，最近 Yoshimori研究组的工作提出了
新的解释，将两者整合在一起。他们发现自噬体
实际上起始于内质网和线粒体的交接处，而 YFP-
Mitocb5TM 很有可能是通过该连接处到了欧米茄
体的分离膜。已知该位点存在，并且在线粒体的
分裂、钙信号的传导、脂分子的转运中有重要作用。
内质网和线粒体外膜交界处的膜结构称为 MAM
(mitochondria associated membrane)，细胞饥饿后，
在密度梯度离心分离出的MAM中有 PI3K复合体。
而 Atg5 在饥饿条件下在内质网上形成点，同时也
与线粒体存在动态的结合。破坏该交接点后，抑制
了 Atg14和 LC3点的形成，自噬体也不能正常形
成 [37]。
3.6.3　内质网的COPII小泡出位点
内质网的 COPII小泡参与了内质网到高尔基的
蛋白质转运过程。很早就有 COPII小泡形成与自噬
关系密切的报道。在酵母的 COPII形成缺陷的突变
体中，自噬体形成受阻，但是这些实验并不能证明
自噬体形成与 COPII形成的直接关系。最近研究表
明，内质网到高尔基体的 COPII形成的抑制剂会减
少 Atg14和 Atg16L点的形成，抑制自噬体的发生，
说明 COPII小泡出芽在自噬体形成早期起重要作
用。在酵母中的研究表明，PAS定位靠近液泡和内
质网膜，而形成中的自噬前体与 COPII小泡的出芽
位置 ERES靠近。在自噬体形成中该位置也有 Atg9
囊泡和 Atg2-Atg18复合体定位 [38]。Graef等 [39]通
过蛋白质组学发现，COPII转运小泡的组分 Sec23
与多个 Atg蛋白有相互作用，既定位在自噬体膜上，
又定位在自噬体与内质网的相接部分 ERES上。目
前，自噬体的形成与内质网的出泡点的关系尚不清
楚。但与此一致的是，内质网到高尔基体的膜转运
在自噬中发挥重要作用。
3.6.4　内质网和高尔基体的交互成分(ERGIC)
最近有报道指出，ERGIC (endoplasmic reticulum-
golgi intermediate compartment, ERGIC)可能为自噬
体双层膜提供膜组分。Ge等 [40]利用体外的非细胞
体系 (cell free system)发现 Atg5敲除的 MEF细胞
中的膜成分，本不能与 LC3结合，却能在正常细胞
的胞质裂解液中结合 LC3。这些膜成分的密度梯度
离心显示，LC3的定位与ERGIC膜蛋白的位置一致。
通过抑制剂破坏掉 ERGIC，减少了 LC3与 PE的共
价结合和点的形成，也减弱 Atg14L在内质网膜的
定位。
3.6.5　质膜和内吞泡
David Rubinsztein研究组发现 Atg16与质膜的
网格蛋白 Clathrin有结合，定位在网格蛋白包被的
囊泡上。抑制网格蛋白介导的内吞也减少了 Atg16
的点和自噬体的数量 [41]。SNARE蛋白也定位在含
有 Atg16的囊泡上，介导囊泡的融合。敲低这些
SNARE蛋白会抑制自噬体的形成，可能是 Atg16
的囊泡融合到了分离的膜组分中。Atg9囊泡可通过
网格蛋白 Clathrin和 AP2运到质膜上，与 Atg16不
同的是 Atg9只定位在有 EEA1的初级内吞泡上，
但是 Atg9和 Atg16 最终都会定位在有 Rab11的次
级内吞泡上 [42]。因此，基于 Atg9和 Atg16在质膜
和次级内吞泡的定位，该膜结构很可能为自噬体的
形成提供膜或蛋白质成分。
循环的内吞泡在自噬体的形成中有重要作用。
Sharon Tooze研究组证明 Atg9有部分定位在内吞
泡 [43]。SNX18蛋白也可调控细胞自噬 [44]。SNX18
含有 BAR结构域，能感受膜的曲度。SNX18可通
过 C端的 PX-BAR结构域与 Atg16L结合，通过 N
端的 LIR序列与 LC3结合。而且 SNX18和 Atg16L
都定位在内吞泡上，可能为自噬体提供脂的来源。
3.6.6　Atg9的囊泡
哺乳动物细胞的 Atg9囊泡与 LC3定位，参与
自噬体双层膜的形成是被人熟知的。但是，利用免
疫电镜成像一直观察不到自噬体上的 Atg9蛋白。
Atg9的囊泡可能只是瞬时同分离膜或者自噬体结
合。一系列研究表明，Atg9囊泡可以聚集而且融合，
这可以是分离的膜组分的起始膜来源。值得注意的
是，酵母中的研究表明，在一个自噬体形成中只需
要少数几个 Atg9囊泡即可完成。高分辨率显微镜
观察到大概 3个囊泡会定位在 PAS上，帮助双层膜
的起始，最终囊泡上的 Atg9定位在外膜上，在自
噬体形成后离开，该过程没有更多的Atg9囊泡参与。
然而，这几个 Atg9的囊泡不足以完全提供自噬体
的双层膜，因此，自噬体双层膜扩展过程中存在其
冯文之，等：细胞自噬分子机制的进展第7期 865
他的膜来源。而 Atg9的囊泡对自噬体双层膜的起
始过程是必需的 [45]。
4　结论与展望
自噬过程是细胞的基本生命活动之一，对细胞
的存活是至关重要的。自噬的研究已经有 50多年
的历史，随着酵母和其他模式生物中一系列自噬过
程分子调控机制的阐明，自噬已经是生命科学领域
内的热点。但是，我们现在尚处在自噬研究的早期
阶段，在自噬的具体机制中依旧有很多问题和挑战
存在，我们依旧不知道自噬体起始过程中的关键步
骤，比如自噬体起始核心如何形成，膜上的脂分子
来源于何处，如何转运到自噬体膜上。而在自噬体
双层膜的扩张中，膜的曲度如何维持以及自噬体的
大小如何决定都是有待解决的问题。自噬中关键的
Atg蛋白的结构有待解析，如酵母或者哺乳动物细
胞 PAS上 Atg1/ULK1-Atg13复合体的完整结构、
PI3K激酶复合体的结构以及 Atg5-Atg12-Atg16复
合体的完整高分辨率晶体结构等都尚无报道。这些
结构的解析将有助于我们深入理解自噬机制。自噬
与人类多种疾病有密切关系，自噬机制的深入研究
将为癌症、神经退行性疾病等提供新的治疗方法，
而自噬相关蛋白的结构解析将为未来临床应用提供
潜在药物靶标。
[参　考　文　献]
[1] Feng Y, He D, Yao Z, et al. The machinery of macroautophagy.
Cell Res, 2014, 24: 24-41
[2] Okamoto K, Kondo-Okamoto N, Ohsumi Y. Mitochondria-
anchored receptor Atg32 mediates degradation of
mitochondria via selective autophagy. Dev Cell, 2009, 17:
87-97
[3] Farre JC, Manjithaya R, Mathewson RD, et al. PpAtg30
tags peroxisomes for turnover by selective autophagy. Dev
Cell, 2008, 14: 365-76
[4] Deter RL, De Duve C. Influence of glucagon, an inducer
of cellular autophagy, on some physical properties of rat
liver lysosomes. J Cell Biol, 1967, 33: 437-49
[5] Seglen PO, Gordon PB. 3-Methyladenine: specific
inhibitor of autophagic/lysosomal protein degradation in
isolated rat hepatocytes. Proc Natl Acad Sci USA, 1982,
79: 1889-92
[6] Takeshige K, Baba M, Tsuboi S, et al. Autophagy in yeast
demonstrated with proteinase-deficient mutants and
conditions for its induction. J Cell Biol, 1992, 119: 301-11
[7] Harding TM, Morano KA, Scott SV, et al. Isolation and
characterization of yeast mutants in the cytoplasm to
vacuole protein targeting pathway. J Cell Biol, 1995, 131:
591-602
[8] Klionsky DJ, Cregg JM, Dunn WA Jr, et al. A unified
nomenclature for yeast autophagy-related genes. Dev Cell,
2003, 5: 539-45
[9] Matsuura A, Tsukada M, Wada Y, et al. Apg1p, a novel
protein kinase required for the autophagic process in
Saccharomyces cerevisiae. Gene, 1997, 192: 245-50
[10] Mochida K, Oikawa Y, Kimura Y, et al. Receptor-mediated
selective autophagy degrades the endoplasmic reticulum
and the nucleus. Nature, 2015, 522: 359-62
[11] Zhang Y, Yan L, Zhou Z, et al. SEPA-1 mediates the
specific recognition and degradation of P granule
components by autophagy in C. elegans. Cell, 2009, 136:
308-21
[12] Mizushima N, Sugita H, Yoshimori T, et al. A new protein
conjugation system in human. The counterpart of the yeast
Apg12p conjugation system essential for autophagy. J Biol
Chem, 1998, 273: 33889-92
[13] Kabeya Y, Mizushima N, Ueno T, et al. LC3, a mammalian
homologue of yeast Apg8p, is localized in autophagosome
membranes after processing. EMBO J, 2000, 19: 5720-8
[14] Liang XH, Jackson S, Seaman M, et al. Induction of
autophagy and inhibition of tumorigenesis by beclin 1.
Nature, 1999, 402: 672-6
[15] Hara T, Nakamura K, Matsui M, et al. Suppression of
basal autophagy in neural cells causes neurodegenerative
disease in mice. Nature, 2006, 441: 885-9
[16] Yu L, McPhee CK, Zheng L, et al. Termination of
autophagy and reformation of lysosomes regulated by
mTOR. Nature, 2010, 465: 942-6
[17] Schulze RJ, Weller SG, Schroeder B, et al. Lipid droplet
breakdown requires dynamin 2 for vesiculation of
autolysosomal tubules in hepatocytes. J Cell Biol, 2013,
203: 315-26
[18] Wong PM, Puente C, Ganley IG, et al. The ULK1
complex: sensing nutrient signals for autophagy activation.
Autophagy, 2013, 9: 124-37
[19] Kamada Y, Funakoshi T, Shintani T, et al. Tor-mediated
induction of autophagy via an Apg1 protein kinase
complex. J Cell Biol, 2000, 150: 1507-13
[20] Yeh YY, Shah KH, Chou CC, et al. The identification and
analysis of phosphorylation sites on the Atg1 protein
kinase. Autophagy, 2011, 7: 716-26
[21] Papinski D, Schuschnig M, Reiter W, et al. Early steps in
autophagy depend on direct phosphorylation of Atg9 by
the Atg1 kinase. Mol Cell, 2014, 53: 471-83
[22] Russell RC, Tian Y, Yuan H, et al. ULK1 induces
autophagy by phosphorylating Beclin-1 and activating
VPS34 lipid kinase. Nat Cell Biol, 2013, 15: 741-50
[23] Nagy P, Hegedűs K, Pircs K, et al. Different effects of
Atg2 and Atg18 mutations on Atg8a and Atg9 trafficking
during starvation in Drosophila. FEBS Lett, 2014, 588:
408-13
[24] Hong SB, Kim BW, Lee KE, et al. Insights into
noncanonical E1 enzyme activation from the structure of
autophagic E1 Atg7 with Atg8. Nat Struct Mol Biol, 2011,
18: 1323-30
[25] Yamada Y, Suzuki NN, Hanada T, et al. The crystal
生命科学 第27卷866
structure of Atg3, an autophagy-related ubiquitin carrier
protein (E2) enzyme that mediates Atg8 lipidation. J Biol
Chem, 2007, 282: 8036-43
[26] Hong SB, Kim BW, Kim JH, et al. Structure of the
autophagic E2 enzyme Atg10. Acta Crystal Sect D, Biol
Crystal, 2012, 68: 1409-17
[27] Sugawara K, Suzuki NN, Fujioka Y, et al. The crystal
structure of microtubule-associated protein light chain 3, a
mammalian homologue of Saccharomyces cerevisiae
Atg8. Genes Cells, 2004, 9: 611-8
[28] Otomo C, Metlagel Z, Takaesu G, et al. Structure of the
human ATG12~ATG5 conjugate required for LC3
lipidation in autophagy. Nat Struct Mol Biol, 2013, 20:
59-66
[29] Yi C, Ma M, Ran L, et al. Function and molecular
mechanism of acetylation in autophagy regulation.
Science, 2012, 336: 474-7
[30] Nazio F, Strappazzon F, Antonioli M, et al. mTOR inhibits
autophagy by controlling ULK1 ubiquitylation, self-
association and function through AMBRA1 and TRAF6.
Nat Cell Biol, 2013, 15: 406-16
[31] Russell RC, Yuan HX, Guan KL. Autophagy regulation by
nutrient signaling. Cell Res, 2014, 24: 42-57
[32] Kim J, Kim YC, Fang C, et al. Differential regulation of
distinct Vps34 complexes by AMPK in nutrient stress and
autophagy. Cell, 2013, 152: 290-303
[33] Axe EL, Walker SA, Manifava M, et al. Autophagosome
formation from membrane compartments enriched in
phosphatidylinositol 3-phosphate and dynamically
connected to the endoplasmic reticulum. J Cell Biol, 2008,
182: 685-701
[34] Polson HE, de Lartigue J, Rigden DJ, et al. Mammalian
Atg18 (WIPI2) localizes to omegasome-anchored
phagophores and positively regulates LC3 lipidation.
Autophagy, 2010, 6: 506-22
[35] Matsunaga K, Morita E, Saitoh T, et al. Autophagy
requires endoplasmic reticulum targeting of the PI3-kinase
complex via Atg14L. J Cell Biol, 2010, 190: 511-21
[36] Hailey DW, Rambold AS, Satpute-Krishnan P, et al.
Mitochondria supply membranes for autophagosome
biogenesis during starvation. Cell, 2010, 141: 656-67
[37] Hamasaki M, Furuta N, Matsuda A, et al. Autophagosomes
form at ER-mitochondria contact sites. Nature, 2013, 495:
389-93
[38] Suzuki K, Akioka M, Kondo-Kakuta C, et al. Fine
mapping of au tophagy-re la ted pro te ins dur ing
autophagosome formation in Saccharomyces cerevisiae. J
Cell Sci, 2013, 126: 2534-44
[39] Graef M, Friedman JR, Graham C, et al. ER exit sites are
physical and functional core autophagosome biogenesis
components. Mol Biol Cell, 2013, 24: 2918-31
[40] Ge L, Zhang M, Schekman R. Phosphatidylinositol
3-kinase and COPII generate LC3 lipidation vesicles from
the ER-Golgi intermediate compartment. eLife, 2014, 3:
e04135
[41] Ravikumar B, Moreau K, Jahreiss L, et al. Plasma
membrane contr ibutes to the formation of pre-
autophagosomal structures. Nat Cell Biol, 2010, 12: 747-
57
[42] Puri C, Renna M, Bento CF, et al. ATG16L1 meets ATG9
in recycling endosomes: additional roles for the plasma
membrane and endocytosis in autophagosome biogenesis.
Autophagy, 2014, 10: 182-4
[43] Young AR, Chan EY, Hu XW, et al. Starvation and ULK1-
dependent cycling of mammalian Atg9 between the TGN
and endosomes. J Cell Sci, 2006, 119: 3888-900
[44] Knaevelsrud H, Soreng K, Raiborg C, et al. Membrane
remodeling by the PX-BAR protein SNX18 promotes
autophagosome formation. J Cell Biol, 2013, 202: 331-49
[45] Yamamoto H, Kakuta S, Watanabe TM, et al. Atg9 vesi-
cles are an important membrane source during early steps
of autophagosome formation. J Cell Biol, 2012, 198: 219-
33