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Transcription factor Rex-1: structure, expression profile and stemness regulatory function

转录因子Rex-1:结构、表达谱和干性(stemness)调控功能



全 文 :生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
第21卷 第1期
2009年2月
Vol. 21, No. 1
Feb., 2009
文章编号 :1004-0374(2009)01-0081-05
转录因子Rex-1:结构、表达谱和
干性(stemness)调控功能
蹇 锐1,刘 兵2,胡福泉1*,程小星3*
(1 第三军医大学微生物学教研室,重庆 400038;2 解放军307 医院肿瘤学研究室,北京 100071;
3解放军总医院309 临床部,北京 100091)
摘 要:Rex-1(reduced expression 1)又称Zfp-42(zinc finger protein 42),是一种酸性锌指结构蛋白,在
胚胎干细胞和部分成体干细胞中高表达,并随维甲酸(retinoid acid, RA)诱导干细胞分化而迅速下调。 该
分子的结构特点提示其具有转录调控的功能,对决定干细胞的状态和发育阶段发挥重要作用。
关键词:R e x - 1;干细胞;分化;转录调控
中图分类号:Q2; Q7; R394  文献标识码:A
Transcription factor Rex-1: structure, expression profile and
stemness regulatory function
JIAN Rui1, LIU Bing2, HU Fu-quan1*, CHENG Xiao-xing3*
(1 Department of Microbiology, Third Military Medical University, Chongqing 400038, China;
2 Laboratory of Oncology, the 307th Hospital of PLA, Beijing 100071, China;
3 309th Clinical Division, PLA General Hospital, Beijing 100091, China)
Abstract: Rex-1 (reduced expression 1), also known as Zfp-42(zinc finger protein 42), encodes a protein containing
four repeats of the zinc finger motif and an acidic domain. These structural features imply a possible regulatory
function for Rex-1. Expression of Rex-1 is high in embryonic and several adult stem cells, and rapidly reduced
after RA-induced differentiation. The unique expression profile of Rex-1 suggests that it may play an important
role in deciding the status and fate of stem cells.
Key words: Rex-1; stem cells; differentiation; transcriptional regulation
收稿日期:2008-09-10;修回日期:2008-10-29
基金项目:国家自然科学基金项目(30700418)
*通讯作者:胡福泉,Tel: 023-68752240, E-mail:
hoofuquan@yahoo.com.cn;程小星,Tel: 010-
66775493, E-mail: xc36cn@yahoo.com.cn
在维甲酸(retinoid acid, RA)诱导小鼠畸胎瘤细
胞分化调控机制的研究中,Hosler等[1]利用cDNA文
库筛选并分离到一个随RA刺激而表达明显下调的新
分子,遂将其命名为Rex-1。后发现它在胚胎干细
胞(embryonic stem cells, ES细胞)等发育早期的细胞
中特征性表达[2-4]。目前,该分子已作为鉴定干细
胞自我更新状态和发育阶段的重要标志而被广泛应
用[5-7]。本文重点就Rex-1 分子的结构、功能及其
相关调控机制展开综述。
1 Rex-1的结构
Rex-1/Zfp42属于锌指蛋白C2H2家族,是转录
因子YY1(Yin Yang 1)亚家族成员之一[2]。小鼠的
Rex-1基因定位于8号染色体,其cDNA由 1 741个
核苷酸组成,含4 个外显子,开放阅读框位于第4
外显子(图1)。该基因编码分子量约32.3kDa的酸性
蛋白质,共编码288个氨基酸,其氨基末端从Asp56
至Glu103的48个氨基酸残基组成的阴离子区域可能
8 2 生命科学 第21卷
是真核细胞调节蛋白的酸性激活因子结构域;羧基
末端有 4 个重复的 C2H2 锌指基序(从 Cys172 至
His281),每个锌指之间由 4 个氨基酸残基间隔。
Rex-1 蛋白的结构特点是,具有与DNA 相互作用并
参与转录调节的功能[1-3,8]。
小鼠与人Rex-1蛋白氨基酸序列同源性为57%,
其中 C 末端锌指结构域同源性达 7 7 %,N 末端为
44%,而同一物种的Rex-1 又均与YY1 蛋白有较高
的同源性。YY1 是一个广泛存在的转录调节分子,
但对Rex-1 调控功能的了解却比较欠缺。通过生物
信息学分析发现,Rex-1 与 YY1 的同源性较高主要
是由于两者的 C 末端锌指区域具有较大的相似性
(75%),而N 末端尚未发现与基因组中任何已知基
因同源,因此推断Rex-1 蛋白的N 端决定了其特殊
的表达方式。利用分子建模技术比较Rex-1 与 YY1
的锌指结构,发现两者存在7 个锌指残基差异,而
这些差异在不同物种Rex-1蛋白间却高度保守[2],提
示 Rex-1 与 YY1 蛋白具有相似的与 DNA 结合的方
式,但调节基因转录的功能却并不相同。
2 Rex-1的表达谱及其功能
Rex-1最先是从具有干细胞特征的小鼠畸胎瘤细
胞系F9中分离得到的,其转录水平随RA诱导F9细
胞分化而迅速下调[1]。进一步的研究发现,Rex-1
只在少数的细胞或组织中表达,包括小鼠 ES 细胞
和畸胎瘤细胞、CD34+ 的造血干细胞、胎盘以及成
体的睾丸组织[2,3] ;而在人类,迄今为止只在ES细
胞、部分组织来源的成体干细胞以及脐带血
CD133+ 细胞中检测到Rex-1 的表达[9-11]。因此,推
测Rex-1能反映干细胞多能性(pluripotential)。
在小鼠胚胎的发育过程中,受精卵分裂产生卵
裂球,此时的细胞具有同等的发育潜能。第一次分
化发生在胚胎期2.5-3.5d,分别产生内细胞团(inner
cell mass, ICM)和滋养外胚层(trophectoderm),后者
发育成胎盘组织,是胚胎植入所必需的;而从前者
中则可分离到ES细胞,最终可发育为一个完整的胚
胎。胚胎期4d,ICM继续分化产生外胚体(epiblast)
和原始内胚层(primitive endoderm),一旦植入后,
外胚体内部的细胞凋亡形成囊腔,外层存活的柱状
上皮细胞即原始外胚层(primitive ectoderm)发育为胚
体。原始外胚层细胞是该发育阶段惟一保持多能性
的细胞,可进一步分化产生内、中、外胚层体细
胞和生殖细胞,但缺乏分化为胚外组织、原始内胚
层以及滋养外胚层细胞的能力[12,13]。
Rex-1在早期囊胚(blastocyst)的ICM和极滋养
层(polar trophoblast)中均有表达;晚期囊胚只在滋
养外胚层发育产生的绒膜锥(ectoplacental cone)和胚
外外胚层(extraembryonic ectoderm, ExE)中可检测到
Rex-1,而在ICM 发育的胚胎外胚层中其丰度明显
降低(图2)。到发育后期,只有在来自于滋养层的
细胞(如小鼠18d胎盘)中可检测到Rex-1,而成体组
图1 Rex-1基因结构示意图
图2 胚胎发育阶段Rex-1基因表达变化
8 3第1期 蹇 锐,等:转录因子Rex-1:结构、表达谱和干性(stemness)调控功能
织中只有睾丸能检测到Rex-1,并且其表达只局限
于精母细胞(经历减数分裂的生殖细胞)[3,14]。这些结
果显示:Rex-1 分子的表达主要发生在胚胎发育的
早期阶段,并且其功能很可能与滋养外胚层以及生
殖细胞的发育有密切关系。
最近,陆续有文献报道Rex-1分子在不同组织
细胞中的表达谱。除骨髓、心脏来源的成体多能干
细胞之外,Mongan等[2]和Beltrami等[4]在具有较强
再生能力的人表皮角质化细胞、前列腺及肺来源的
上皮细胞中均检测到Rex-1 的表达,但随细胞传代
次数增加而逐渐消失,提示Rex-1 的表达与细胞的
自我更新能力密切相关。Kristensen等[14]发现Rex-1
表达于男性睾丸和女性卵巢中的减数分裂细胞,提
示Rex-1 可能在减数分裂中发挥作用。Raman 等[15]
的研究结果显示:在高于90%的正常肾组织样本中
检测到Rex-1 的表达,而在肾肿瘤样本中检出阳性
率为36%;而另一个干细胞标志性分子Oct-4 的表
达分布却没有差别。另一个值得引起注意的是Rex-1
的表达并不是只局限于核内,而是在不同的发育时
期或细胞类型可观察到胞浆定位,提示Rex-1 蛋白
可能并不仅仅是一个转录因子,而是在不同的细胞
发育阶段或状态下发挥不同的功能[14,15]。
3 Rex-1对 ES细胞自我更新和分化的影响
由于Rex-1 在 ICM中高丰度表达,而在外胚体
和原始外胚层中迅速下调,因此,Rex-1 通常被认
为是干细胞多能性的标志性分子。然而,该分子是
否具有与Nanog及Oct-3/4同等重要的核心地位尚缺
乏足够的证据,后者的表达变化可直接决定 ES 细
胞的状态及分化方向[16]。
F9 细胞具有与多能性干细胞相似的生物学特
性,是体外研究 ES 细胞分化的理想细胞模型。正
常的F9 细胞在RA 和不同培养条件的诱导下,可选
择性地分化为原始内胚层、腔壁内胚层(parietal
endoderm, PE)或内脏内胚层(visceral endoderm,
VE)。与之相比,Rex-1 基因敲除(Rex-1−/−)的 F9细
胞只能分化产生PE,预示Rex-1分子在胚胎发育早
期可控制分化方向[8]。然而,该结果并未获得进一
步的实验支持。近期,Niwa 实验室则提出了不同
的观点。他们发现:Rex-1−/− ES 细胞系能够建立,
且可在体内或体外正常分化;尽管一些 VE 标记分
子的诱导受到影响,但仍可通过常规的方法建立
Rex-1 基因缺失的小鼠。因此,Rex-1 分子并不是
维持干细胞自我更新与胚胎发育所必需的[12,17]。
上述看似矛盾的研究中有两个现象尤其值得关
注:首先, Rex-1−/− F9 细胞的增殖能力明显高于
Rex-1+/−和野生型F9细胞,特别是当加入RA后,后
者表现为完全生长停滞,而前者几乎不受影响[8],
提示Rex-1 有可能通过控制细胞周期和凋亡来影响
干细胞的命运;其次,Niwa 等的研究发现,体外
培养的ES细胞并不是均质性的,至少包括Rex-1−/
Oct-3/4+和Rex-1+/Oct-3/4+两种类型,两类细胞可
相互转变,但Rex-1−/Oct-3/4+更易于分化为体细胞
系,而Rex-1+/Oct-3/4+主要分化为原始外胚层,并
且形成嵌合体小鼠的能力也更强。该结果已得到
Carter等研究的支持,表明体外培养的ES细胞实际
上是由小范围内不同发育阶段的多能性细胞构成(主
要包括ICM、外胚体和原始外胚层)[12,18]。这些现
象提示,Rex-1 可能是胚胎发育早期(从受精卵到
ICM)特定阶段的功能分子,它的缺失可能对ES 细
胞的分化方向不产生直接影响,但它的存在必定赋
予 ES 细胞某种特殊的生理学特性,对决定干细胞
的状态和发育阶段至关重要。
4 Rex-1的调控机制
Rex-1 分子的结构特点提示其具有结合DNA 并
调节基因转录的功能,而特殊的表达谱变化又表明该
分子的转录表达受其他信号的严密调控。对Rex-1基
因启 动 子的 分 析结 果 显 示,该启 动 子缺 乏
“TATA”盒并有多个转录起始位点[19]。虽然已发
现多个转录因子的结合位点,但目前得到充分证据
支持的主要是Oct-3/4。Oct-3/4属于POU转录因子
家族,与Nanog、Sox-2 共同调控ES 细胞自我更
新与分化,位于细胞全能性调控网络的顶端[20-22]。
在Rex-1启动子的−234-−204区域存在Oct-3/4的
结合位点(ATTTGCAT),突变该位点导致启动子活
性下降,表明该八聚体元件(octamer element)是
Rex-1 基因转录激活所必需的。如前所述,F9细胞
接受RA 刺激后Rex-1 的表达迅速下调,但RA 并不
直接调控 Rex-1 转录水平的变化,而是通过下调
Oct-3/4对Rex-1的表达产生影响,即使无RA刺激,
Rex-1 的表达也会随细胞发生分化而下降[19]。该结
论得到Rosfjord和Rizzino[23] 及Ben-Shushan等[24]研
究的支持,并认为低水平的Oct-3/4 蛋白表达激活
Rex-1启动子的活性,高水平的Oct-3/4反而抑制其
活性。另外,Nanog 和 Sox-2 可能也参与对Rex-1
分子的直接调控,Shi 等[25]的研究发现,Nanog 蛋
白C末端CD2(C-terminal domain 1)和WP(W-repeat
8 4 生命科学 第21卷
domain)是激活Rex-1的功能域,并且与Sox-2有协
同效应,其反应元件位于Rex-1启动子−286-−187
区域。
相比而言,对于Rex-1下游的分子调控机制尚
缺乏足够的了解。有证据显示,Rex-1 与 Oct-3/4
之间可能存在负反馈调控关系,干扰Rex-1 会导致
Oct-3/4表达上调,从而进一步抑制Rex-1的表达并
诱导ES细胞分化[26]。Xu等[27]的研究则表明,Rex-1
能通过抑制JAK/STAT(Janus kinase /signal transducer
and activator of transcription)信号传导通路调节F9细
胞分化,该信号通路对控制 ES 细胞的自我更新也
同样发挥重要作用。
系统进化分析的结果显示,Rex-1 分子是YY1
通过逆转座产生的复制本基因,两者具有亲缘关
系。YY1 是 Gli-Kruppel 型锌指蛋白,其C 末端为
DNA 结合功能域,而位于N 末端的调节结构域显示
其具有抑制、激活以及蛋白 / 蛋白相互作用的功
能。Rex-1 与 YY1 蛋白分子的C 末端高度同源,然
而由于在进化过程中承受不同的选择压力,其DNA
结合基序已发生改变,但核心区(5-CCAT-3)域仍
具有相似性。体外实验表明,YY1 的 DNA 结合位
点(CGCCATNTT)非常保守,而与 Rex-1 结合的序
列包括两种类型:5-GGCAGCCATTA-3 和 5-
GGCCATTA-3,亲和力相对较低,分析认为5 端
的-GGC-以及3端的A均有助于提高与Rex-1蛋白
结合的亲和力[2,28]。
5 结语
Rex-1分子在胚胎发育过程中可能扮演了非常特
殊的角色,对 ES 细胞自我更新与多向分化的调节
可能也发挥重要的作用,但迄今为止对其功能的认
识还比较局限,深入了解其分子调控机制必将有助
于最终揭示干细胞多能性的复杂调控网络。
[参 考 文 献]
[1] Hosler BA, Larosa GJ, Grippo JF, et al. Expression of REX-
1, a gene containing zinc finger motifs, is rapidly reduced by
retinoic acid in F9 teratocarcinoma cells. Mol Cell Biol, 1989,
9(12): 5623-9
[2] Mongan NP, Martin KM, Gudas LJ. The putative human
stem cell marker, Rex-1 (Zfp42) structural classification and
expression in normal human epithelial and carcinoma cell
cultures. Mol Carcinog, 2006, 45(12): 887-900
[3] Rogers MB, Hosler BA, Gudas LJ. Specific expression of a
retinoic acid-regulated, zinc-finger gene, Rex-1, in preim-
plantation embryos, trophoblast and spermatocytes.
Development, 1991, 113(3): 815-24
[4] Beltrami AP, Cesselli D, Bergamin N, et al. Multipotent cells
can be generated in vitro from several adult human organs
(heart, liver, and bone marrow). Blood, 2007, 110(9):3438-46
[5] Jiang YH, Jahagirdar BN, Reinhardt RL, et al. Pluripotency
of mesenchymal stem cells derived from adult marrow.
Nature, 2002, 418(6893):41-9
[6] Eiges R, Schuldiner M, Drukker M, et al. Establishment of
human embryonic stem cell-transfected clones carrying a marker
for undifferentiated cells. Curr Biol, 2001, 11(7):514-8
[7] Karlmark KR, Freilinger A, Marton E, et al. Activation of
ectopic Oct-4 and Rex-1 promoters in human amniotic fluid
cells. Int J Mol Med, 2005, 16(6):987-92
[8] Thompson JR, Gudas LJ. Retinoic acid induces parietal en-
doderm but not primitive endoderm and visceral endoderm
differentiation in F9 teratocarcinoma stem cells with a tar-
geted deletion of the Rex-1 (Zfp-42) gene. Mol Cell
Endocrinol, 2002, 195(1-2):119-33
[9] Ramalho-Santos M, Yoon S, Matsuzaki Y, et al. “Stemness”:
transcriptional profiling of embryonic and adult stem cells.
Science, 2002, 298(5593):597-600
[10] Henderson JK, Draper JS, Baillie HS, et al. Preimplantation
human embryos and embryonic stem cells show comparable
expression of stage-specific embryonic antigens. Stem Cells,
2002, 20(4):329-37
[11] Baal N, Reisinger K, Jahr H, et al. Expression of transcrip-
tion factor Oct-4 and other embryonic genes in CD133 posi-
tive cells from human umbilical cord blood. Thromb Haemost,
2004, 92(4):767-75
[12] Toyooka Y, Shimosato D, Murakami K, et al. Identification
and characterization of subpopulations in undifferentiated
ES cell culture. Development, 2008, 135(5):909-18
[13] Niwa H. How is pluripotency determined and maintained.
Development, 2007, 134(4):635-46
[14] Kristensen DM, Nielsen JE, Skakkebaek NE, et al. Pre-
sumed pluripotency markers UTF-1 and REX-1 are ex-
pressed in human adult testes and germ cell neoplasms. Hum
Reprod, 2008, 23(4):775-82
[15] Raman JD, Mongan NP, Liu L, et al. Decreased expression
of the human stem cell marker, Rex-1 (zfp-42), in renal cell
carcinoma. Carcinogenesis, 2006, 27(3):499-507
[16] Niwa H, Miyazaki J, Smith AG. Quantitative expression of
Oct-3/4 defines differentiation, dedifferentiation or self-re-
newal of ES cells. Nat Genet, 2000, 24(4):372-6
[17] Masui S, Ohtsuka S, Yagi R, et al. Rex1/Zfp42 is dispens-
able for pluripotency in mouse ES cells. BMC Dev Biol,
2008, 8(1):45
[18] Carter MG, Stagg CA, Falco G, et al. An in situ hybridiza-
tion-based screen for heterogeneously expressed genes in
mouse ES cells. Gene Expr Patterns, 2008, 8(3):181-98
[19] Hosler BA, Rogers MB, Kozak CA, et al. An octamer motif
contributes to the expression of the retinoic acid-regulated
zinc finger gene Rex-1 (Zfp-42) in F9 teratocarcinoma cells.
Mol Cell Biol, 1993, 13(5):2919-28
[20] Chambers I. The molecular basis of pluripotency in mouse
embryonic stem cells. Cloning and Stem Cells, 2004, 6(4):
386-91
[21] Chambers I, Smith A. Self-renewal of teratocarcinoma and
8 5第1期 蹇 锐,等:转录因子Rex-1:结构、表达谱和干性(stemness)调控功能
embryonic stem cells. Oncogene, 2004, 23(43):7150-60
[22] Wang JL, Rao S, Chu JL, et al. A protein interaction network
for pluripotency of embryonic stem cells. Nature, 2006,
444(7117):364-8
[23] Rosfjord E, Rizzino A. The octamer motif present in the
Rex-1 promoter binds Oct-1 and Oct-3 expressed by EC
cells and ES cells. Biochem Biophys Res Commun, 1994,
203(3):1795-802
[24] Ben-Shushan E, Thompson JR, Gudas LJ, et al. Rex-1, a
gene encoding a transcription factor expressed in the early
embryo, is regulated via Oct-3/4 and Oct-6 binding to an
octamer site and a novel protein, Rox-1, binding to an adjacent
site. Mol Cell Biol, 1998, 18(4):1866-78
[25] Shi WJ, Wang H, Pan GJ, et al. Regulation of the pluripotency
marker Rex-1 by Nanog and Sox2. J Biol Chem, 2006, 281(33):
23319-25
[26] Zhang JZ, Gao W, Yang HB, et al. Screening for genes essen-
tial for mouse embryonic stem cell self-renewal using a sub-
tractive RNA interference library. Stem Cells, 2006, 24(12):
2661-8
[27] Xu J, Sylvester R, Tighe AP, et al. Transcriptional activa-
tion of the suppressor of cytokine signaling-3 (SOCS-3) gene
via STAT3 is increased in F9 REX1 (ZFP-42) knockout
teratocarcinoma stem cells relative to wild-type cells. J Mol
Biol, 2008, 377(1):28-46
[28] Kim JD, Faulk C, Kim J. Retroposition and evolution of the
DNA-binding motifs of YY1, YY2 and REX1. Nucleic Ac-
ids Res, 2007, 35(10):3442-52