全 文 ：生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
第21卷 第5期
2009年10月
Vol. 21, No. 5
Oct., 2009
文章编号 ：1004-0374(2009)05-0631-08
收稿日期：2009-09-21
基金项目：国家自然科学基金项目(30570907)
*通讯作者：E-mail: yjin@sibs.ac.cn
调控胚胎干细胞自我更新的关键转录因子研究进展
李令杰，金　颖*
（中国科学院上海生命科学研究院/ 上海交通大学医学院健康科学研究所
干细胞重点实验室，上海 200025）
摘　要：胚胎干细胞(embryonic stem cells，ES细胞)具有自我更新和发育多能性的特点，在再生医学
研究中有着广泛的应用前景。ES 细胞多能性和自我更新的维持受到复杂的调控，涉及到转录调控、信
号转导以及表观遗传调控等多个方面。转录因子 Oct4、Sox2、Nanog 在其中扮演着非常重要的角色，
对干细胞特性的维持必不可少。本文着重讨论了这些关键转录因子的研究进展。这些研究促进了对 ES
细胞自我更新机制的深入理解，并为进一步的临床研究提供了理论基础。
关键词：胚胎干细胞；自我更新；多能性；关键转录因子；O c t 4；S o x 2；N a n o g
中图分类号：Q 8 1 3　　文献标识码：A
Research progress on the key transcription factors governing the
self-renewal of embryonic stem cells
LI Ling-jie, JIN Ying*
(Key Laboratory of Stem Cell Biology, Institute of Health Sciences, Shanghai Institutes for Biological Sciences,
Chinese Academy of Sciences/Shanghai Jiao Tong University School of Medicine,
Shanghai 200025, China)
Abstract: Embryonic stem (ES) cells are pluripotent and capable of self-renewal, thus holding the promise for
regenerative medicine. The mechanism underlying pluripotency and self-renewal is governed at multiple levels,
involving the transcriptional regulation, signal transduction and epigenetic regulation and so on. Transcription
factors Oct4, Sox2 and Nanog play a critical role in this regulatory network and are critical for maintaining ES cell
identity. In this review, we discuss the recent advances of these key regulators. These studies will facilitate the
understanding of the mechanisms of self-renewal in ES cells and provide theoretical basis on its clinical
application.
Key words: ES cells; self-renewal; pluripotency; key transcription factors; Oct4; Sox2; Nanog
胚胎干细胞(embryonic stem cells，ES细胞)是
胚胎发育早期囊胚阶段(blastocyst stage)的内细胞团
(inner cell mass，ICM)在体外特定的培养条件下所
得到的一类具有无限自我更新(self-renewal)与发育多
能性(pluripotency)的细胞[1-3]。在体外合适的条件
下，ES细胞能够无限制地进行完全的对称分裂并保
持未分化状态；另一方面，它们又可以分化为外、
中、内三胚层来源的各种细胞。此外，ES 细胞易
于冻存、培养，便于遗传操作。这些特性使它成
为研究发育调控、基因功能等理论问题的重要模
型。更重要的是，ES 细胞多向分化的潜能也使它
成为组织工程、细胞移植的理想来源。19 98 年，
人胚胎干细胞系被成功地分离培养[3]，这为治疗帕
金森病、糖尿病等难治性疾病打开了新的窗口。为
了更好地利用 ES 细胞，需要深入了解其维持自我
更新状态的分子机制。近年来的研究表明：这一状
632 生命科学：干细胞研究专刊 第21卷
态的维持是转录因子、信号转导通路、表观遗传修
饰因子等多种因素联合作用的结果。其中转录因子
Oct4、Sox2、Nanog 在其中处于至关重要的地位。
深入研究这些转录因子的功能，必将有助于进一步
了解 ES 细胞维持自我更新和发育多能性的分子机
制，为更好地应用于临床提供坚实的理论基础。
1　概述
Oct4 由Pou5f1编码，属于POU(Pit-Oct-Unc)
转录因子家族。它通过结合含有 ATGC AA AT 的八
碱基保守序列来参与对下游基因的调控[4]。Oct4主
要表达于受精卵、桑椹胚(morula)、囊胚的内细胞
团以及着床后胚胎的上胚层(epiblast)和原始生殖细胞
(primordial germ cells, PGCs)。在小鼠中，敲除Oct4
基因导致胚胎死于着床前期(胚胎发育3.5－4.5 d)。
该囊胚由于不能形成多能性的内细胞团，并且不能
正常着床而发育停滞[5]。这说明Oct4对于胚胎发育
早期多能性细胞的形成是必需的。在体外培养的ES
细胞中，只有当Oct4 的表达量在一个特定的范围
内，细胞才能保持未分化状态。当Oct4 表达量高
于正常水平两倍时，会导致 ES 细胞向原始内胚层
(primitive endoderm)和中胚层分化；而当表达量低
于正常水平50%时，ES细胞则会向滋养层trophec-
toderm和原始内胚层分化[6-8]。这提示Oct4在ES细
胞中受到了精确调控，而且它的表达水平决定了ES
细胞的命运。
Sox2属于HMG(high mobility group)转录因子家
族。Sox2 通过结合DNA 上含有A(T)A(T)CAAAG 的
保守序列来调控基因表达[9]。Sox2在胚胎发育过程
中表达于内细胞团、上胚层、前部外胚层(anterior
ectoderm)、生殖细胞和胚外外胚层(extra embryonic
ectoderm)[10, 11]。随着组织分化的进行，Sox2表达
逐渐减弱。Sox2基因敲除小鼠能形成正常囊胚，但
由于不能继续发育出上胚层而在着床后(胚胎发育
6.0 d左右)死亡。Sox2缺失的胚胎，上胚层严重缺
失，胚外组织结构紊乱[10]。在小鼠ES细胞中，抑制
Sox2的表达会引起细胞向滋养层等多个方向分化[12]。
这些都提示 Sox2 对于维持 ES 细胞多能性的重要
性[12]。Sox2 经常与Oct4协同作用共同调节下游基
因的表达[13]。有研究发现Sox2缺失引起的细胞表型
可以被过表达Oct4所逆转，提示Sox2的主要生理
功能是通过协助Oct4的转录活性而实现的[14]。
Nanog 属于NK-2家族的同源域蛋白。Nanog在
小鼠胚胎发育早期表达于致密型桑椹胚的内部以及
囊胚中的内细胞团。在分化细胞中，Nanog 呈现低
表达或不表达[15,16]。有趣的是，当去除外源性LIF
(leukemia inhibitory factor，LIF)时，持续表达
Nanog仍能够使小鼠ES细胞保持未分化状态[16]。此
外，Nanog过表达的ES细胞可以在不添加BMP(bone
morphogenetic proteins)的无血清培养条件下持续扩
增[17]。Nanog基因敲除小鼠在着床后很快死亡(胚胎
发育5.5 d左右)。进一步研究表明，Nanog缺失导
致囊胚中的内细胞团不能继续发育成上胚层，而仅
仅产生结构异常的胚外组织。Nanog缺失的ES细胞
丧失多能性，分化成胚外内胚层细胞(extra embry-
onic endoderm cell)[15]。在人ES细胞当中，过表达
Nanog 可以使细胞在无饲养层的条件下保持多能性
传代[18]。
2　关键转录因子表达的转录调控：
Oct4基因的上游有两个不同的增强子元件，它
们以细胞类型特异性的方式调节Oct4的表达。远端
增强子DE(distal enhancer)位于启动子上游5 kb处，
调节Oct4在着床前胚胎(桑椹胚，内细胞团)、原始
生殖细胞以及ES细胞、F9 胚胎癌细胞(embryonal
carcinoma cell，EC细胞)和胚胎生殖细胞(embryonic
germ cell，EG 细胞)中的表达。近端增强子 PE
(proximal enhancer)位于启动子上游1.2 kb处，调
控Oct4在外胚层以及P19胚胎癌细胞中的表达[19]。
孤核受体Lrh1(liver receptor homolog 1)能够正
向调节Oct4的表达。在Lrh1敲除胚胎的上胚层中
Oct4表达缺失；在ES细胞中，Lrh1缺失能够加速
Oct4在分化过程中的下降趋势[20]。与此相反，Gcnf
(germ cell nuclear factor)被认为是Oct4表达的负性
调节因子。在Gcnf 缺失胚胎的神经上皮中，Oct4
的表达区域以及表达时间都有所增加[21] ；在Gcnf缺
失的ES 细胞中，Oct4 随分化而降低的趋势也有所
延迟[22]。
此外，Coup-tf I、II(chicken ovalbumin up-
stream promoter-transcription factors I，II)能够负性
调节Oct4的表达[23]。值得一提的是，Oct4与 Sox2
还能够相互作用，调节自身的表达[24]。这些调节因
子的协同作用，使得Oct4在不同的发育阶段及不同
的细胞类型中能够维持在一个合适的表达水平[14]。
Nanog基因5启动子区域含有多个顺式调控元
件控制Nanog 的表达调控。这其中含有Oct4/Sox2
蛋白复合体(转录起始-180区域)和Foxd3的结合位
点(转录起始-270区域)[25-27]。
633第5期 李令杰，等：调控胚胎干细胞自我更新的关键转录因子研究进展
转录因子Sp1、Sp3可以特异性地结合在Nanog
基因上游调控区(转录起始-50－-76区域)并促进该
基因的表达[28]。Tcf3 可以结合Nanog 上游调控区，
抑制 Nanog 的表达，使其维持在稳态水平，保持
ES 细胞的自我更新状态。Tcf3 缺失引起Nanog 水
平升高和ES 细胞延迟分化[29]。当 DNA 损伤时，激
活并发生Ser315磷酸化的p53能够招募共抑制因子
mSin3a 共结合于Nanog 的启动子，抑制它的表达，
促进细胞分化[30]。最新的研究表明，共激活因子
(coactivator)p300也参与Nanog在ES细胞分化过程
中的表达调控[31]。
以上研究表明，这些关键转录因子的表达受到
多方面复杂的调控。它们处于适当的表达范围对于
维持ES 细胞的自我更新状态具有重要的意义。
3　关键转录因子对下游基因的调控及其机制
Oct4能够单独或通过与其他因子相互作用的方
式调控众多的下游基因。它通过激活那些有利于维
持多能性的基因，或抑制一些促进细胞分化的基因
来维持 ES 细胞的多能性。在早期的报道中，那些
参与维持多能性的基因，如Fgf4、Utf1、Zfp42/
Rex1、Opn等均是受到Oct4激活的下游基因[4]。另
一方面，Oct4可以抑制人绒毛膜促性腺激素 β亚基
(human chorionic gonadotropin β subunit，hCGb)的
表达；Oct4 还可以通过抑制Cdx2、Hand1 的表达
来阻止ES细胞向滋养层方向分化[4]。这些基因的表
达调控区域大多含有如前所述的Oct4和Sox2的结合
序列，受到Oct4/Sox2 转录复合物的调控。
与 Oc t 4、S o x 2 具有明确的结合序列不同，
Nanog 所结合的靶序列尚不完全明确。通过SELEX
(systematic evolution of ligands by exponential
enrichment)技术，Mitsui等[15]发现Nanog可结合含
有TAAT 核心序列的靶基因。此后这一序列又被扩
充为 TAAT GG [ 32 ]。与以上体外结合筛选靶序列不
同，通过在ES 细胞全基因组范围内对Nanog 所结
合的基因序列的分析发现，Nanog 所结合的保守序
列为 CATT [33 ]。
Mitsui等[15]发现Gata6在Nanog缺失的ES细胞
中表达上升，并发现其增强子区域含有Nanog 的结
合位点。他们认为Nanog 可直接结合到Gata6 的增
强子区并抑制Gata6的表达，从而阻止ES细胞向胚
外内胚层方向分化。Shi等[34]报道 Nanog 还可以直
接结合并激活Rex1 基因的启动子。在ES 细胞中，
Nanog可以与Sox2相互作用协同促进Rex1表达，抑
制 Na n o g 的表达会造成 Re x 1 表达减少。此外，
Nanog 的 C 末端对于Rex1 转录激活是必不可少的。
目前，以染色质免疫沉淀技术(chromatin im-
munoprecipitation，ChIP)结合芯片以及测序等方法
而发展起来的ChIP-on-chip、ChIP-PET(paired end
tag sequencing)等全基因组序列分析方法已经应用于
对小鼠以及人ES细胞中转录因子调控网络的研究[33,35,36]。
在对以Oct4、Nanog、Sox2 为核心的转录调控网
络的分析中发现，这三个转录因子经常共结合于同
一个靶基因。这些靶基因大多参与 ES 细胞自我更
新和分化过程。在小鼠ES 细胞中，345 个 Oct4 的
下游基因的调控区同时结合有Nanog[33]。在人的ES
细胞中，一半的Oct4结合的调控区同时结合Sox2，
其中90%以上与Oct4/Sox2 结合的启动子同时结合
Nanog。352个基因同时结合Oct4/Sox2/Nanog[35]。
另一方面，Oc4/Sox2 可结合Nanog 的启动子，它
们又可以结合自身的启动子，以此形成了 ES 细胞
中前馈调控环路(feedforward loops)和自我调控环路
(autoregulatory loops)。这些结果提示，ES细胞的
多能性主要是通过促进自我更新基因的表达以及抑
制胚层特异性分化基因的表达而实现的。关键转录
因子在多数情况下是通过调节一套共同的下游基
因，而不是相互独立地行使其功能的。它们之间存
在的自我调节与相互调节方式，有利于基因表达的
稳定性，使得 ES 细胞维持在未分化状态[37]。
通过全基因组的序列分析并结合功能实验研
究，很多新的参与调控自我更新与分化的重要靶基
因相继被发现。Esrrb、Sall4、Rif1、Tcl1等被证
明是受Oct4、Nanog 调节的新的靶基因，它们的
缺失导致ES 细胞丧失全能性和分化[13,36,38-40]。此
外，参与组蛋白修饰的基因Jmjd1a、Jmjd2c 被发
现是受Oct4调控的靶基因[41]。Wnt 通路中的下游分
子Tcf3 被证明含有Oct4、Sox2、Nanog 的结合位
点[42,43]。mir-137、mir-301等一批miRNA的调控区
也含有这些转录因子的结合位点[35]。这些发现一方
面丰富了转录因子对新的靶基因调控机制的研究；
另一方面也提示这些转录因子参与到表观遗传修
饰、信号转导、miRNA 表达等复杂的调控网络中，
加深了人们对多能性机制的认识。
作为ES 细胞内重要的转录因子，它们并不是
孤立地发挥作用的。它们受到多种蛋白水平的调
节，并且能够与多种共作用因子(cofactor)相互作
用，构成复杂的蛋白质调控网络，以此来促进 ES
634 生命科学：干细胞研究专刊 第21卷
细胞保持未分化状态。
如上所述，Oct4/Sox2构成了ES细胞内重要的
转录调控复合物。除此而外，锌指蛋白Sall4 能够
与 Nano g 形成复合物，共同调节 Oct4、Sox 2、
Nanog、Sall4 以及其他干细胞相关基因的表达。
Nanog/Sall4 可以形成与Oct4/Sox2相类似的调控环
路，对ES细胞的自我更新起着重要的作用[38, 39, 44]。
Oct4和Nanog除了与ES细胞内特异表达的转录
因子协同作用并维持多能性相关基因的表达之外，
还可以与一些分化相关的转录因子相互作用，调控
ES 细胞向特定胚层的分化。
Cdx2 是促进滋养层分化的转录因子。在ES 细
胞中，Oct4 能够抑制Cdx2 的表达，阻止向滋养层
方向分化。研究表明，Oct4能够与Cdx2相互作用，
形成一个抑制复合物，阻止 Cdx2 在 ES 细胞以及
Oct4在滋养层细胞中的表达。两者之间的相互抑制
作用决定了胚胎发育早期第一次分化事件中内细胞
团与滋养层的分离[45]。
Gata6 是促进胚外内胚层分化的转录因子。抑
制Nanog表达，可导致Gata6上升并使得ES细胞向
胚外内胚层方向分化。作为Nanog的靶基因，Gata6
可能与Nanog相互作用形成与Oct4/Cdx2类似的抑制
复合物，调控 ICM 向上胚层和胚外内胚层的分化。
但这一假设还缺少进一步的实验证据。
近年来，在蛋白质组学迅速发展的背景下，以
亲和层析为基础并结合质谱分析等手段，研究人员
发现了一系列与Oct4、Nanog 等关键转录因子相互
作用的蛋白因子。它们之间所构成的蛋白质调控网
络为理解 ES 细胞维持多能性的机制提供了新的思
路[44,46]。
研究表明，以 Oct4、Nanog 为核心的蛋白调
控网络中集中了多个参与调控自我更新的关键因
子，它们构成了调控多能性网络中的关键节点。这
些因子包括：Dax1、Sall4、Nac1、Zfp281、Esrrb
等[46]。除了以上转录因子之外，还包括转录抑制复
合物中的协同因子，如组蛋白去乙酰化酶(histone
deacetylase，HDAC)和 polycomb 家族YY1、Rnf2、
Rybp等[44,46]。值得关注的是，研究还发现了一个含
有 HDAC1/ 2 和 Mta1 /2 的新型调控复合物 NODE
(Nanog- and Oct4-associated deacetylase)，NODE复
合物协同Oct4、Nanog 参与抑制有关下游基因的表
达。NODE 复合物中某些组分的缺失会导致发育相
关基因的表达和ES 细胞的分化[44]。
转录调控网络和蛋白相互作用网络是密不可分
的，对它们的深入研究将有利于更好地理解 ES 细
胞内复杂的基因调控机制。
4　关键转录因子与ES细胞内主要信号通路之间的
调控关系
LIF/STAT3通路的激活对于小鼠ES细胞多能性
的维持起着非常重要的作用。Oct4表达水平异常升
高和STAT3 失活可以引起相似的细胞分化表型，这
提示两者之间可能存在着某种联系[ 6 ]。O c t 4 与
STAT3 可能间接地相互作用。它们能调控一系列相
同的下游基因，如polycomb 抑制因子Eed、锌指
蛋白Zfp-57、孤核受体Dax1 等[47-49]。
Nanog过表达能够使ES细胞在无LIF条件下仍
能保持未分化状态，而此时磷酸化的STAT3 未发生
明显改变[16]。Nanog 虽然能够不依赖LIF/STAT3通
路而发挥作用，但内源性的Nanog并不足以维持ES
细胞的未分化状态。这表明在正常情况下，两者协
同作用来维持ES 细胞自我更新能力。当Nanog 过
表达和LIF同时存在时，ES细胞得到更大程度的自
我更新。最近研究表明，STAT 3 和中胚层标志蛋
白T(brachyury)能够结合在小鼠Nanog基因上游5 kb
区域，参与Nanog基因的表达调控。Nanog与STAT3
均能结合到依赖STAT3 的启动子上，两者协同作用
调节下游基因的表达[50]。这些结果表明 Nanog 与
LIF/STAT3 通路之间存在着密切的联系。
BMP 通路在小鼠 ES 细胞保持多能性方面扮演
着重要的角色。无 LIF 时，BMP 诱导中胚层的分
化；当 LIF 存在时，BMP 通过抑制神经外胚层的
分化来促进ES细胞多能性的维持[17, 51]。研究表明，
过表达Nanog 可以使ES细胞在无BMP/ 血清刺激下
持续扩增。这主要是由于Nanog可以促进Id(inhibitor
of differentiation)基因的表达，从而抑制神经外胚层
的分化[17]。另一方面，在 LIF 的作用下，STAT3
和 T(brachyury)能协同激活Nanog的表达，Nanog
通过结合BMP 下游的Smad1，干扰其招募共激活因
子p300并抑制T(brachyury)等下游基因的转录[51]。
Nanog/BMP之间的负反馈(negative feedback)机制阻
止了ES 细胞向中胚层方向分化，对维持多能性起
了重要作用。
LIF、BMP 通路中的重要成分除了在蛋白水平
与Oct4、Nanog 等转录因子有相互作用之外，它
们下游的靶基因也有很多相同之处。在对 ES 细胞
中重要转录因子结合位点的分析当中发现，87.4%
635第5期 李令杰，等：调控胚胎干细胞自我更新的关键转录因子研究进展
的Smad1 结合位点和56.8% 的 STAT3 结合位点都与
Oct4/Nanog/Sox2转录复合物相关。抑制Oct4表达
会降低STAT3 和 Smad1 与相关位点的结合[52]。这
提示，Oct4 对 STAT3、Smad1 结合靶基因的调控，
体现并协调了LIF、BMP 通路与关键转录因子之间
的汇集作用[37]。
Wnt 通路与关键转录因子之间的关系主要是通
过其下游分子Tcf3 所体现的。如前所述，Tcf3 能
够结合Nanog启动子，抑制该基因的表达。Tcf3缺
失导致Nanog表达升高和细胞的延迟分化[29]。利用
ChIP-on-chip 技术在全基因组范围内对Tcf3结合位
点分析发现，Tcf3可以结合并调控多能性相关以及
发育相关的两类基因，而且Tcf3 与 Oct4、Sox2、
Nanog 之间存在着大量的共结合位点。进一步研究
发现，Tcf3 可以拮抗Oct4、Nanog 的作用，对分
化和保持多能性之间的平衡产生影响[42,43]。因此，
Tcf3介导了Wnt信号通路与关键转录因子之间的信
号对答(cross talk)，参与了对自我更新和多能性机
制的调控。
抑制PI3K/Akt通路导致ES细胞自我更新能力下
降[53]，而持续激活形式的Akt可使ES细胞在去除LIF
情况下仍保持未分化状态[54]。研究表明，PI3K/Akt
可以激活Nanog的表达，而该通路的下游分子Tcl1
的调控区又含有 Oc t4 的结合位点，受到 Oc t4、
Jmjd1a、Zfx等蛋白的激活[41,55,56]。由此可以推断，
转录因子调控网络与PI3K/Akt通路构成了一个正反
馈调控环路(positive feedback loop)，从而调节ES细
胞的自我更新状态。
其他如TGF-β、Grb2/Mek 通路等，都与这些
关键转录因子之间存在着调控关系，如Nanog 被认
为是受Grb2/Mek 通路抑制的下游分子[57]等。最近
我们的研究发现，Oct4 能通过调控Erk/MAPK 通路
的一些组分的表达实现对该信号通路的抑制。这些
研究拓展了关键转录因子的作用范围，揭示了外界
刺激引发的信号通路与内部的转录调控网络存在着
广泛而复杂的联系，为深入理解 ES 细胞自我更新
和多能性的机制提供了新的思路。
5　关键转录因子与表观遗传调控
表观遗传调控主要涉及DNA及染色质的修饰和
结构的改变等方面，包括 DNA 甲基化修饰、组蛋
白甲基化、乙酰化修饰以及 X 染色体活性的改变
等。表观遗传调控在维持 ES 细胞多能性中的作用
越来越受到关注。而最近的研究表明，关键转录因
子与表观遗传调控也存在着广泛而复杂的联系。
首先，转录因子可以调控表观遗传因子的表
达。Oct4、Sox2、Nanog 可以共同结合并调节参
与染色质重塑和组蛋白修饰的基因的表达，如
SMARCAD 1、MYS3 和 SET 等[35 ]。其次，转录因
子可以和众多参与表观遗传修饰的蛋白复合物相互
作用，共同结合并调节下游基因的表达，如PcG蛋
白复合物(polycomb group，PcG)、染色质重塑因
子SWI-SNF(switch-sucrose non-fermentable)复合物
以及去乙酰化复合物NuRD(nucleosome remodeling
and deacetylase)等[46]。在对PcG蛋白抑制复合物2
(polycomb repressive complex2，PRC2)的靶基因分
析发现，约有1/3受到Oct4、Sox2或 Nanog 调控。
而Oct4/Sox2/Nanog三者都参与抑制的发育相关基因
几乎都被PRC2 所结合[58]。此外，转录因子的表达
也同样受到表观遗传修饰的调控。例如组蛋白去甲
基化酶Jmjd1a、Jmjd2c 被证明是Oct4的靶基因。
Jmjd2c可以使Nanog启动子区域H3K9Me3发生去甲
基化，阻止转录抑制复合物HP1、KAP1 等的结合，
从而促进Nanog基因的表达。Jmjd1a可以使一些多
能性相关因子Tcl1、Tcfcp2l1 和 Zfp57启动子区
H3K9Me2 去甲基化，从而激活这些基因的表达[41]。
最近研究表明，Oct4/Sox4/Nanog 复合物对于
E S 细胞内 X 染色体的活化状态起着重要的作用。
Oct4/Sox4/Nanog复合物能够结合在Xist基因的第一
个内含子上，通过抑制Xist的表达来重新激活雌性
ES细胞中两个X 染色体[59]。当利用ZHBTc4 细胞抑
制Oct4 的表达时，Nanog、Sox2 也不能够结合在
Xist的染色体上，Xist表达量显著上升。而在ES细
胞内敲除Nanog时，Oct4、Sox2仍旧结合在Xist基
因的内含子上，Xist 表达量则只有适度的升高[59]。
这种相互依赖的调控关系也体现在早期胚胎发育过
程中。有研究表明，着床前的早期雌性胚胎中表达
Oct4 和 Sox2，而不表达Nanog。此时父本来源的
X 染色体由于带有表观遗传印记修饰，导致Oct4/
Sox2 不能结合在Xist 染色体区域，父本X染色体
被Xist RNA所覆盖而失活。当胚胎发育进行到晚期
桑椹胚直至囊胚阶段时，Nanog 开始表达，它通过
招募以及解除Xist区域的表观遗传修饰等方式，促
使Oct4/Sox2更好地结合在该区域，抑制Xist表达，
从而激活父本X 染色体[60,61]。
miRNA 为含有18－ 25个核苷酸的单链非编码
RNA，其表达水平的调控也是表观遗传修饰的方式
636 生命科学：干细胞研究专刊 第21卷
之一。m i R N A 通过特异性地结合靶 m R N A 引起
mRNA降解、脱腺苷化(deadenylation)以及转录抑
制，从而调控靶基因的表达[ 6 2 ]。最近研究表明，
miRNA 也参与了 ES 细胞的自我更新以及分化的调
控[63]。ES 细胞关键转录因子与miRNA 之间的关系
主要体现在，miRN A 可以参与转录因子的表达调
控。例如miR-296、miR-470 以及miR-134 能够结
合在Nanog、Oct4 和 Sox2 mRNA 的编码区抑制它们
的表达，并影响细胞的分化[64,65]。另一方面，miRNA
也受到这些转录因子的调控。通过全基因组序列分
析发现，在小鼠 ES 细胞中，共有 55 个 miRNA 转
录单元(编码 81 个成熟 miR N A )的启动子区受到
Oct4、Sox2、Nanog 和 Tcf3 的结合和调控。其中
多数为ES 细胞特异性表达的 miRNA；而部分细胞
分化相关的miRNA 则被这些转录因子以及PcG蛋白
所结合而表达受到抑制[66]。在人ES 细胞中也发现
OCT4、SOX2、NANOG 参与调控 14 个 miRNA 的
表达，其中mir-137和mir-301的启动子被这些转录
因子共同结合[35]。最近的研究表明，miR-145 能够
结合在OCT4、SOX2、KLF4 mRNA 的 3 非翻译区
(untranslated regions，UTRs)，抑制这些转录因子
在分化过程中的表达。另一方面，OCT4 也可以结
合miR-145的启动子区并抑制miR-145在未分化细胞
中的表达。它们之间所构成的双效负反馈调控环路
(double-negative feed back loop)对核心转录因子的表
达以及ES细胞的自我更新与分化调控起了很重要的
作用[67]。
以上研究也提示，关键转录因子的靶基因不但
受到转录水平的直接调控，还受到这些转录因子所
调控的 miRNA 在转录后水平的调控。这为研究 ES
细胞内的转录因子调控网络提供了新的视角。例
如，Oct4/Sox2/Nanog/Tcf3 可以促进下游靶基因
Lefty1 和Lefty2的表达，同时这些转录因子激活的
下游mir-290-295可以通过结合Lefty1 和 Lefty2
mRNA 的 3UTRs 区而抑制它们的表达。这种靶基因
同时受转录因子正向和负向的调控方式被称作“非
一致型前馈”调控(incoherent feed-forward
regulation)[66, 68]。这种调控方式使得干细胞内重要靶
基因的激活受到精细的调控并维持在稳态或动态的
水平。与此不同的是转录因子对下游miRNA Lin28
和Let-7g的非一致型前馈调控则有利于细胞分化的
快速启动[ 6 6 ] 。此外，D N A 甲基转移酶( D N A
methyltransferase，Dnmt)基因Dnmt3a、Dnmt3b受
到Oct4/Sox2/Nanog/Tcf3正调控，并被它们调控的
mir-290-295间接激活则体现了另一种“一致型前馈
调控”(coherent feed-forward regulation)模式[66]。总
之，关键转录因子与下游靶基因以及miRNA 之间存
在着复杂的转录水平与转录后水平的调控。这种方
式使得ES细胞内重要靶基因的表达受到精确调控以
利于自我更新和多能性的维持，并通过调节相关基
因的表达使ES 细胞为进一步的有效分化做好准备。
6　结语与展望
ES细胞多能性和自我更新状态的维持涉及到细
胞内多个层次、多种因子参与的复杂的调控网络。
而Oct4、Sox2、Nanog 则在这一复杂调控体系中
处于核心地位。它们不但可以调控多个维持多能性
和分化相关基因的表达，还参与到诸如信号转导、
表观遗传调控等多个过程。近几年的研究表明，这
些关键转录因子在体细胞重编程过程中扮演着极为
重要的角色。通过基因转染引入外源转录因子的表
达，终末分化的体细胞可以重编程为诱导多能干细
胞(induced pluripotent stem cell，iPS细胞)[69-71]。这
一突破性成果不但加深了人们对于多能性和重编程
的认识，更是为今后的细胞移植临床治疗提供了强
大的推动力。
尽管如此，对于 ES 细胞内的关键转录因子的
研究还有待于进一步深化和探索。例如，这些关
键转录因子自身的表达调控目前还不十分明确。通
过全基因组序列分析，我们对它们的多种作用方式
有了总体认识，但仍需进一步分析和相关的功能实
验阐明具体的作用机制。ES 细胞如何协调外部因
素介导的信号转导通路和内部转录因子之间的关系
还不十分明确。除了 Oct4、Sox2、Nanog 之外，
对其他重要的转录因子，如Sall4、Tbx3等的研究
还有待进一步深化。人与小鼠 ES 细胞在信号通路
和转录因子调控方式上还存在着很多差异，需要进
一步研究和比较。关键转录因子所介导的重编程过
程的作用机制目前还不明确。此外，这些关键转
录因子还表达于部分肿瘤细胞[72]，还参与X染色体
的激活[60]和细胞融合过程中干细胞相关基因的激
活[73]等多种事件。综上所述，对以上问题的研究
必将深化对关键转录因子作用的认识，有助于全面
揭开 ES 细胞维持自我更新和发育多能性的分子机
制，促进人们更有效地分离、扩增 ES 细胞和进一
步的定向分化，促进干细胞研究在临床疾病治疗
中的应用。
637第5期 李令杰，等：调控胚胎干细胞自我更新的关键转录因子研究进展
[参　考　文　献]
[1] Stojkovic M, Lako M, Stojkovic P, et al. Derivation of hu-
man embryonic stem cells from day-8 blastocysts recovered
after three-step in vitro culture. Stem Cells, 2004, 22(5):790-
7
[2] Martin GR. Isolation of a pluripotent cell line from early
mouse embryos cultured in medium conditioned by terato-
carcinoma stem cells. Proc Natl Acad Sci USA, 1981, 78
(12):7634-8
[3] Thomson JA, Itskovitz-Eldor J, Shapiro SS, et al. Embry-
onic stem cell lines derived from human blastocysts. Science,
1998, 282(5391):1145-7
[4] Niwa H. Molecular mechanism to maintain stem cell re-
newal of ES cells. Cell Struct Funct, 2001, 26(3):137-48
[5] Nichols J, Zevnik B, Anastassiadis K, et al. Formation of
pluripotent stem cells in the mammalian embryo depends
on the POU transcription factor Oct4. Cell, 1998, 95(3):
379-91
[6] Niwa H, Miyazaki J, Smith AG. Quantitative expression of
Oct-3/4 defines differentiation, dedifferentiation or self-re-
newal of ES cells. Nat Genet, 2000, 24(4):372-6
[7] Humphrey RK, Beattie GM, Lopez AD, et al. Maintenance
of pluripotency in human embryonic stem cells is STAT3
independent. Stem Cells, 2004, 22(4):522-30
[8] Zafarana G, Avery SR, Avery K, et al. Specific knockdown
of OCT4 in human embryonic stem cells by inducible short
hairpin RNA interference. Stem Cells, 2009, 27(4):776-82
[9] Bowles J, Schepers G, Koopman P. Phylogeny of the SOX
family of developmental transcription factors based on se-
quence and structural indicators. Dev Biol, 2000, 227(2):
239-55
[10] Avilion AA, Nicolis SK, Pevny LH, et al. Multipotent cell
lineages in early mouse development depend on SOX2
function. Genes Dev, 2003, 17(1):126-40
[11] Alldridge L, Metodieva G, Greenwood C, et al. Proteome
profiling of breast tumors by gel electrophoresis and
nanoscale electrospray ionization mass spectrometry. J
Proteome Res, 2008, 7(4):1458-69
[12] Ivanova N, Dobrin R, Lu R, et al. Dissecting self-renewal in
stem cells with RNA interference. Nature, 2006, 442(7102):
533-8
[13] Yuan H, Corbi N, Basilico C, et al. Developmental-specific
activity of the FGF-4 enhancer requires the synergistic ac-
tion of Sox2 and Oct-3. Genes Dev, 1995, 9(21):2635-45
[14] Masui S, Nakatake Y, Toyooka Y, et al. Pluripotency gov-
erned by Sox2 via regulation of Oct3/4 expression in mouse
embryonic stem cells. Nat Cell Biol, 2007, 9(6):625-35
[15] Mitsui K, Tokuzawa Y, Itoh H, et al. The homeoprotein
Nanog is required for maintenance of pluripotency in mouse
epiblast and ES cells. Cell, 2003, 113(5):631-42
[16] Chambers I, Colby D, Robertson M, et al. Functional ex-
pression cloning of Nanog, a pluripotency sustaining factor
in embryonic stem cells. Cell, 2003, 113(5):643-55
[17] Ying Q L, Nichols J, Chambers I, et al. BMP induction of Id
proteins suppresses differentiation and sustains embryonic
stem cell self-renewal in collaboration with STAT3. Cell,
2003, 115(3):281-92
[18] Darr H, Mayshar Y, Benvenisty N. Overexpression of
NANOG in human ES cells enables feeder-free growth while
inducing primitive ectoderm features. Development, 2006,
133(6):1193-201
[19] Minucci S, Botquin V, Yeom YI, et al. Retinoic acid-medi-
ated down-regulation of Oct3/4 coincides with the loss of
promoter occupancy in vivo. EMBO J, 1996, 15(4):888-99
[20] Gu P, Goodwin B, Chung AC, et al. Orphan nuclear recep-
tor LRH-1 is required to maintain Oct4 expression at the
epiblast stage of embryonic development. Mol Cell Biol,
2005, 25(9):3492-505
[21] Fuhrmann G, Chung AC, Jackson KJ, et al. Mouse germline
restriction of Oct4 expression by germ cell nuclear factor.
Dev Cell, 2001, 1(3):377-87
[22] Gu P, LeMenuet D, Chung AC, et al. Orphan nuclear recep-
tor GCNF is required for the repression of pluripotency
genes during retinoic acid-induced embryonic stem cell
differentiation. Mol Cell Biol, 2005, 25(19):8507-19
[23] Ben-Shushan E, Sharir H, Pikarsky E, et al. A dynamic bal-
ance between ARP-1/COUP-TFII, EAR-3/COUP-TFI, and
retinoic acid receptor:retinoid X receptor heterodimers regu-
lates Oct-3/4 expression in embryonal carcinoma cells. Mol
Cell Biol, 1995, 15(2):1034-48
[24] Okumura-Nakanishi S, Saito M, Niwa H, et al. Oct-3/4 and
Sox2 regulate Oct-3/4 gene in embryonic stem cells. J Biol
Chem, 2005, 280(7):5307-17
[25] Rodda DJ, Chew JL, Lim LH, et al. Transcriptional regula-
tion of Nanog by OCT4 and SOX2. J Biol Chem, 2005, 280
(26):24731-7
[26] Pan G, Li J, Zhou Y, et al. A negative feedback loop of
transcription factors that controls stem cell pluripotency
and self-renewal. FASEB J, 2006, 20(10):1730-2
[27] Kuroda T, Tada M, Kubota H, et al. Octamer and Sox ele-
ments are required for transcriptional cis regulation of Nanog
gene expression. Mol Cell Biol, 2005, 25(6):2475-85
[28] Wu DY, Yao Z. Functional analysis of two Sp1/Sp3 binding
sites in murine Nanog gene promoter. Cell Res, 2006, 16(3):
319-22
[29] Pereira L, Yi F, Merrill BJ. Repression of Nanog gene tran-
scription by Tcf3 limits embryonic stem cell self-renewal.
Mol Cell Biol, 2006, 26(20):7479-91
[30] Lin T, Chao C, Saito S, et al. p53 induces differentiation of
mouse embryonic stem cells by suppressing Nanog
expression. Nat Cell Biol, 2005, 7(2):165-71
[31] Zhong XM, Jin Y. Critical roles of coactivator p300 in mouse
embryonic stem cell differentiation and Nanog expression. J
Biol Chem, 2009, 284(14):9168-75
[32] Jauch R, Ng CK, Saikatendu K S, et al. Crystal structure and
DNA binding of the homeodomain of the stem cell tran-
scription factor Nanog. J Mol Biol, 2008, 376(3):758-70
[33] Loh YH, Wu Q, Chew JL, et al. The Oct4 and Nanog tran-
scription network regulates pluripotency in mouse embry-
onic stem cells. Nat Genet, 2006, 38(4):431-40
[34] Shi W, Wang H, Pan G, et al. Regulation of the pluripotency
marker Rex-1 by Nanog and Sox2. J Biol Chem, 2006, 281
(33):23319-25
[35] Boyer LA, Lee TI, Cole MF, et al. Core transcriptional
regulatory circuitry in human embryonic stem cells. Cell,
2005, 122(6):947-56
[36] Loh YH. The Oct4 and Nanog transcription network regu-
lates pluripotency in mouse embryonic stem cells. Nat Genet,
638 生命科学：干细胞研究专刊 第21卷
2006, 38:431-40
[37] Chen X, Vega VB, Ng HH. Transcriptional regulatory net-
works in embryonic stem cells. Cold Spring Harb Symp
Quant Biol, 2008, 73:203-9
[38] Wu Q, Chen X, Zhang J, et al. Sall4 interacts with Nanog
and co-occupies Nanog genomic sites in embryonic stem
cells. J Biol Chem, 2006, 281(34):24090-4
[39] Zhang J, Tam WL, Tong GQ, et al. Sall4 modulates embry-
onic stem cell pluripotency and early embryonic develop-
ment by the transcriptional regulation of Pou5f1. Nat Cell
Biol, 2006, 8(10):1114-23
[40] Nakatake Y, Fukui N, Iwamatsu Y, et al. Klf4 cooperates
with Oct3/4 and Sox2 to activate the Lefty1 core promoter
in embryonic stem cells. Mol Cell Biol, 2006, 26(20):7772-
82
[41] Loh YH, Zhang W, Chen X, et al. Jmjd1a and Jmjd2c his-
tone H3 Lys 9 demethylases regulate self-renewal in embry-
onic stem cells. Genes Dev, 2007, 21(20):2545-57
[42] Cole MF, Johnstone SE, Newman JJ, et al. Tcf3 is an inte-
gral component of the core regulatory circuitry of embry-
onic stem cells. Genes Dev, 2008, 22(6):746-55
[43] Tam WL, Lim CY, Han J, et al. T-cell factor 3 regulates
embryonic stem cell pluripotency and self-renewal by the
transcriptional control of multiple lineage pathways. Stem
Cells, 2008, 26(8):2019-31
[44] Liang J, Wan M, Zhang Y, et al. Nanog and Oct4 associate
with unique transcriptional repression complexes in embry-
onic stem cells. Nat Cell Biol, 2008, 10(6):731-9
[45] Niwa H, Toyooka Y, Shimosato D, et al. Interaction be-
tween Oct3/4 and Cdx2 determines trophectoderm
differentiation. Cell, 2005, 123(5):917-29
[46] Wang J, Rao S, Chu J, et al. A protein interaction network for
pluripotency of embryonic stem cells. Nature, 2006, 444
(7117):364-8
[47] Sun C, Nakatake Y, Ura H, et al. Stem cell-specific expres-
sion of Dax1 is conferred by STAT3 and Oct3/4 in embry-
onic stem cells. Biochem Biophys Res Commun, 2008, 372
(1):91-6
[48] Akagi T, Usuda M, Matsuda T, et al. Identification of Zfp-
57 as a downstream molecule of STAT3 and Oct-3/4 in em-
bryonic stem cells. Biochem Biophys Res Commun, 2005,
331(1):23-30
[49] Ura H, Usuda M, Kinoshita K, et al. STAT3 and Oct-3/4
control histone modification through induction of Eed in
embryonic stem cells. J Biol Chem, 2008, 283(15):9713-23
[50] Torres J, Watt F M. Nanog maintains pluripotency of mouse
embryonic stem cells by inhibiting NFκB and cooperating
with Stat3. Nat Cell Biol, 2008, 10(2):194-201
[51] Suzuki A, Raya A, Kawakami Y, et al. Nanog binds to Smad1
and blocks bone morphogenetic protein-induced differentia-
tion of embryonic stem cells. Proc Natl Acad Sci USA, 2006,
103(27):10294-9
[52] Chen X, Xu H, Yuan P, et al. Integration of external signaling
pathways with the core transcriptional network in embry-
onic stem cells. Cell, 2008, 133(6):1106-17
[53] Paling NR, Wheadon H, Bone HK, et al. Regulation of em-
bryonic stem cell self-renewal by phosphoinositide 3-ki-
nase-dependent signaling. J Biol Chem, 2004, 279(46):48063-
70
[54] Watanabe S, Umehara H, Murayama K, et al. Activation of
Akt signaling is sufficient to maintain pluripotency in mouse
and primate embryonic stem cells. Oncogene, 2006, 25(19):
2697-707
[55] Galan-Caridad JM, Harel S, Arenzana TL, et al. Zfx controls
the self-renewal of embryonic and hematopoietic stem cells.
Cell, 2007, 129(2):345-57
[56] Matoba R, Niwa H, Masui S, et al. Dissecting Oct3/4-regu-
lated gene networks in embryonic stem cells by expression
profiling. PLoS One, 2006, 1:e26
[57] Hamazaki T, Kehoe SM, Nakano T, et al. The Grb2/Mek
pathway represses Nanog in murine embryonic stem cells.
Mol Cell Biol, 2006, 26(20):7539-49
[58] Lee TI, Jenner RG, Boyer LA, et al. Control of developmen-
tal regulators by Polycomb in human embryonic stem cells.
Cell, 2006, 125(2):301-13
[59] Navarro P, Chambers I, Karwacki-Neisius V, et al. Molecu-
lar coupling of Xist regulation and pluripotency. Science,
2008, 321(5896):1693-5
[60] Navarro P, Avner P. When X-inactivation meets
pluripotency: an intimate rendezvous. FEBS Lett, 2009,
583(11):1721-7
[61] Chambers I, Tomlinson SR. The transcriptional foundation
of pluripotency. Development, 2009, 136(14):2311-22
[62] Du T, Zamore PD. microPrimer: the biogenesis and function
of microRNA. Development, 2005, 132(21):4645-52
[63] Kloosterman WP, Plasterk RH. The diverse functions of
microRNAs in animal development and disease. Dev Cell,
2006, 11(4):441-50
[64] Tay Y, Zhang J, Thomson AM, et al. MicroRNAs to Nanog,
Oct4 and Sox2 coding regions modulate embryonic stem cell
differentiation. Nature, 2008, 455(7216):1124-8
[65] Tay YM, Tam WL, Ang YS, et al. MicroRNA-134 modu-
lates the differentiation of mouse embryonic stem cells,
where it causes post-transcriptional attenuation of Nanog
and LRH1. Stem Cells, 2008, 26(1):17-29
[66] Marson A, Levine SS, Cole MF, et al. Connecting microRNA
genes to the core transcriptional regulatory circuitry of em-
bryonic stem cells. Cell, 2008, 134(3):521-33
[67] Xu N, Papagiannakopoulos T, Pan G, et al. MicroRNA-145
regulates OCT4, SOX2, and KLF4 and represses
pluripotency in human embryonic stem cells. Cell, 2009,
137(4):647-58
[68] Alon U. Network motifs: theory and experimental
approaches. Nat Rev Genet, 2007, 8(6):450-61
[69] Yu J, Vodyanik MA, Smuga-Otto K, et al. Induced pluripo-
tent stem cell lines derived from human somatic cells. Science,
2007, 318(5858):1917-20
[70] Takahashi K, Yamanaka S. Induction of pluripotent stem
cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by
defined factors. Cell, 2006, 126(4):663-76
[71] Takahashi K, Tanabe K, Ohnuki M, et al. Induction of pluri-
potent stem cells from adult human fibroblasts by defined
factors. Cell, 2007, 131(5):861-72
[72] Schoenhals M, Kassambara A, De Vos J, et al. Embryonic
stem cell markers expression in cancers. Biochem Biophys
Res Commun, 2009, 383(2):157-62
[73] Silva J, Chambers I, Pollard S, et al. Nanog promotes transfer
of pluripotency after cell fusion. Nature, 2006, 441:997-1001