全 文 ：生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
第22卷 第4期
2010年4月
Vol. 22, No. 4
Apr., 2010
文章编号 ：1004-0374(2010)04-0331-07
收稿日期：2009-10-13；修回日期：2009-11-11
基金项目：山东省自然科学基金项目(Y2008D36)
通讯作者：Email: xiezhh6823@163.com
小RNAs 在沉默转座因子中的作用
谢兆辉
(德州学院生物系，德州253023)
摘　要：在很多生物基因组中都存在 D N A 成分的转座序列，它们能够转座到基因组的很多位点，对
基因组造成很大的危害，如破坏编码基因、改变基因表达的调节网络、使染色体断裂或造成大范围基
因重排等。真核生物已经进化出了多种机制来控制这些寄生核酸序列造成的损伤，以维持基因组完整
性。虽然这些机制在不同生物中有些差异，但其中一种主要的机制是通过小 R N A s 介导的，这些小
RNA s 包括小干扰 RNA s、p i w i 相互作用的小 RN A s、微小 RNA s、扫描 RNA s 和 2 1U - R NA s 等。这
些小 RNAs 可以通过 DN A 水平剪切转座序列，或在转录和(或)转录后水平沉默转座成分。该文就这些
小 RN A s 沉默转座成分的机制和功能做一论述。
关键词：转座成分；小干扰 RNA s；piw i 相互作用的小 RNA s；微小 RNA s；扫描 RNA s；21U- RNAs
中图分类号：Q5 22 . 2；Q 7 8　　文献标识码：A
The role of small RNAs in silencing transposable elements
XIE Zhao-hui
(Department of Biology, Dezhou University, Dezhou 253023, China)
Abstract: Transposable elements (TEs) are DNA elements found in the genomes of various organisms. However,
due to their ability to transpose into virtually any locus, TEs have the ability to generate deleterious damages in
the host genome, such as disrupting protein-coding genes, altering transcriptional regulatory networks and
causing chromosomal breakage or large-scale genomic rearrangement. Eukaryotes has evolved multiple silenc-
ing mechanisms as a defense strategy against these parasitic nucleic acids to protect genomic integrity. Al-
though the strategies used in different organisms vary in their details, a major system that controls the activity
of TEs, is mediated by small RNAs, including siRNAs, piRNAs, miRNAs, scanRNAs and 21U-RNAs. These
small RNAs can tame TEs through eliminating TE sequences or silencing them in transcriptional and/or post-
transcriptional level. The functions and the mechanisms of these small RNAs in the ongoing struggle against
TEs, were discussed in the following review.
Key words: transposable element; siRNA; piRNA; miRNA; scanRNAs; 21U-RNAs
基因组可以产生多种小 RNA s，如微小 RNA s
(miRNAs)、与Piwi蛋白相互作用的RNAs (piRNAs)
和小干扰RNAs (siRNAs)。其中siRNAs又可分为反
式作用siRNAs (ta-siRNAs)、天然反义转录siRNAs
(nat-siRNA)、异染色质siRNAs (hc-siRNAs)、长小
片段干扰RNAs (lsiRNAs)等很多亚类。除此之外，
其他生物中还发现了一些独特的小 RNAs，如线虫
的21U-RNAs 和纤毛虫类的扫描RNAs (scanRNAs，
scnRNAs)。这些小RNAs 的产生和作用机制通常包
括三个过程：(1)形成小RNAs 前体。这些前体可以
是单链RNAs、双链 RNAs (dsRNAs)或发夹结构
RNAs(hpRNAs)。(2)小 RNAs 前体剪切成小RNAs。
这个过程一类依赖Dicer，另一类不依赖Dicer。(3)
小RNAs招募Argonaute (Ago)类蛋白形成复合体，发
332 生命科学 第22卷
挥调节基因表达作用。这些小RNAs 的功能几乎涉
及所有的生命活动过程：如细胞的分化和死亡、生
物的发育和代谢调节、胁迫反应、沉默转座因子
(transposable elements, TEs)和抗病毒等。而蛇或蜂
中小RNAs还可以作为攻击或捕食的武器[1]。TEs几
乎存在于所有生物，但其丰度差异很大，酿酒酵母
基因组中TEs只有3%，人类和玉米的TEs则分别占
到基因组的50% 和 80%。很多基因组还可以容许少
量TEs的表达，像一些长散布重复元件-1 (LINE-1)
和短散布元件序列(SINE)，但大多数TEs的活性受
到严格的调控。小RNAs 在沉默TEs 方面具有重要
的作用，它们可以在多个水平沉默TEs，如DNA 水
平指导TEs 序列的切除，转录水平抑制其转录，转
录后水平剪切其转录物或抑制其翻译等。本文就小
RNAs 沉默 TEs 的作用和机制做一概述。
1　siRNAs 沉默 TEs 的作用
1.1　酵母siRNAs沉默TEs作用
酵母主要通过siRNAs 指导染色质组蛋白甲基
化，并引发异染色质形成沉默TEs，这个过程需要
RNA诱导的转录沉默复合体(RNA-induced transcrip-
tional silencing, RITS)和RNA聚合酶 (RDRP)复合体
(RDRC)。在细胞分裂的S期，RNA聚合酶II (PolII)
的原始转录物被 R I T S 剪切后，由 R D R C 复制成
dsRNAs，并被Dicer-1 剪切成siRNAs。siRNAs 和
相关蛋白质组装新的RITS，剪切PolII转录物并招募
甲基转移酶Clr4等，使组蛋白H3的9位赖氨酸甲基
化(H3K9me)，后 RDRC 掺入进入下一轮循环[2, 3]。
H3K9me 是染色质异染色质化的一个重要特点，在
真菌、植物和动物中非常保守。除此之外，酵母
siRNAs 也可能由双向转录形成的dsRNAs 或 hpRNAs
剪切而来。
1.2　植物siRNAs沉默TEs作用
植物siRNAs不仅指导组蛋白甲基化，而且也指
导 DNA 甲基化，从而引发异染色质形成沉默TEs。
拟南芥siRNAs可能引发了其大约30%的胞嘧啶甲基
化，尤其在TEs序列[4]。siRNAs 指导甲基化的过程
需要植物特有的一种RNA 聚合酶——RNA 聚合酶IV
(Pol IV)，Pol IV有两种活性形式：PolIVa和PolIVb
(有时称为Pol IV或Pol V)，主要区别在它们的最大
亚基NRPD1a 和 NRPD1b。编码Pol IVa 和 Pol IVb
部分亚基的基因与PolII的部分亚基基因是旁系同源
基因或相同，说明这三种酶属同一类。而前者在进
化过程中获得了特殊的功能，可以形成siRNAs沉默
TEs 或沉默其他重复序列[5]。NRPD1a 和 NRPD1b 与
PolI、PolII和PolIII在活性中心附近的结构差异很
大，使它们可以利用异常的模版，如 d s R N A s 。
PolIVa 和PolIVb结合镁离子的结构域没有变化，因
为这个结构域对siRNAs 合成、siRNAs 指导DNA 甲
基化和沉默转座子都具有重要作用[6]。
植物中与TEs、5S rDNA 和着丝粒重复序列有
关的siRNAs，常被称为hc-siRNAs，或重复相关的
小干扰RNAs (ra-siRNAs)，其作用机制是： PolII
或 PolIVa 转录的异常RNAs 被 AGO4 剪切，其中一
个片段由RDR2或者PolIVa复制成dsRNAs，异常的
RNAs 有时也可以不经剪切直接被转录成dsRNAs。
以后dsRNAs 被 DCL3 剪切成24nt-siRNAs，并和
A G O 4 及 N R P D 1 b 形成复合物进入核质，再结合
NRPD2a、DRM2 和 DRD1，对靶位点的胞嘧啶进行
甲基化。这个过程中Pol IVa 还可以利用dsRNAs为
模板，合成新RNAs，使siRNAs 的产生形成一个回
路并放大[7, 8]。另外，Pol IVa的转录模板可以是甲
基化的DNA，也可以是靶位点正在转录的RNA[9, 10]。
s i R N A s 还可以由双向转录形成的 ds R N A s，或
hpRNAs 剪切形成[4]，如玉米MuDR TIR 类转座子的
沉默，就是hpRNAs 产生的siRNAs 导致[11]。有些
siRNAs积累并不需要PolIVb，但它们在沉默TEs中
相互合作[12]。植物siRNAs 不仅指导甲基化，而且
也可以指导脱甲基化，需要两种Pol IV 的异构体，
揭示Pol IVb产生siRNAs的作用与染色质修饰的作用
相比是次要的[13]。 最近，在拟南芥中又发现了一种
新组分—— RDM2，它可以与 NRPD1a 和 NRPD1b
组成复合体，引发植物染色体甲基化，推测这是植
物siRNAs 指导DNA 甲基化的一种新机制[14]。
1.3　果蝇和哺乳动物内源siRNAs (endo-siRNAs)
沉默TEs的作用
由于siRNAs 合成往往需要RDRP，而RDRP 只
存在于植物、真菌和少数动物，大部分动物缺乏这
种酶，所以siRNAs 在动物中发现较晚，只是近来
才发现。虽然很多动物没有RDRP，但可以通过TEs
的双向转录、hpRNAs 或天然反义转录(natural
antisense transcripts, NATs)产生endo-siRNAs，并在
果蝇的体细胞和生殖细胞[15, 16]及小鼠的卵母细胞和胚
胎干细胞[17]中都发现了endo-siRNAs。endo-siRNAs
的合成过程需要Dcr-2 和 AGO2，因为很多endo-
siRNAs 来源于TEs，如来自果蝇长末端重复(long
333第4期 谢兆辉：小RN A s 在沉默转座因子中的作用
terminal repeat, LTR)反转录元件，揭示endo-siRNAs
具有沉默TEs的功能[18]。这种功能在果蝇体细胞中
由endo-siRNAs 承担，而生殖细胞中可能由endo-
siRNAs 和 piRNAs 共同承担。小鼠的卵母细胞含有
丰富的endo-siRNAs，piRNAs 看起来好像是可有可
无的，如MT 转座子就主要受到endo-siRNAs 的调
节，因为没有发现与其同源的piRNAs。 Dicer突变
时，MT 表达上调；而 piwi 突变也没有发现MT 的
表达变化[19]。另外，果蝇endo-siRNAs途径中的Dcr-
2 和AGO2突变，Stalker4和F因子两种转座子的表
达是对照的3倍[20]。有一些endo-siRNAs来自piRNAs
的基因位点，像果蝇卵巢中Mdg-1和 Stalker4 LTR
反转录转座子[20]，说明这些位点可以产生两种沉默
TEs 的小RNAs。但也有些TEs 只是一种小RNAs 的
靶标，像有些 LTR 反转录转座子，仅仅为 endo -
siRNAs的目标，这说明endo-siRNAs或piRNAs有时
对目标基因具有选择性。endo-siRNAs 也可以由
hpRNAs 形成，但形成endo-siRNAs 的 hpRNAs，比
形成miRNAs 的 hpRNAs 茎环结构更长。这揭示TEs
能够产生三种内源小RNAs：miRNAs、endo-siRNAs
和 piRNAs。TEs的单链转录物，可以形成piRNAs；
如果这种单链转录物具有发夹结构，茎环部较长时可
以形成endo-siRNAs，茎环部较短时形成miRNAs；
最后，TEs 还可以双向转录形成dsRNAs，再形成
endo-siRNAs。从TEs能够产生多种内源小RNAs方
面考虑，我们可以感知TEs 的转座可能对基因组稳
定性具有很大的压力。AGO2-endo-siRNAs复合物具
有核酸酶活性[21, 22]，使人容易理解endo-siRNAs可以
通过剪切TEs 的转录物来抑制转座子活性。其他小
siRNAs沉默TEs的机制多为指导DNA或组蛋白修饰
而导致异染色质形成，但现在还没有实验发现endo-
siRNAs 具有这种功能。
1.4　脉孢菌siRNAs沉默TEs的作用
脉孢菌可以通过三种方式沉默 T E s ：压制
(quelling)、重复序列诱导的点突变(repeat-induced
point mutation, RIP)和非配对DNA介导的减数分裂
沉默(meiotic silencing by unpaired DNA, MSUD)。这
些导致脉孢菌中几乎找不到活跃的TEs。压制可由
转基因引发：导入的基因由pol II 转录产生单链
RNAs，被QDE-1(只在脉孢菌营养期细胞中表达)形
成dsRNAs，再被DCL-1 或 DCL-2 剪切成siRNAs，
并组装RNA诱导的沉默复合体(RNA-induced silenc-
ing complex, RISC)，剪切TEs转录物[23]。脉孢菌
自然状态下也可产生siRNAs，沉默Tad转座子[24]，
或维持核糖体 rRNA 基因的完整性[25 ]。压制这种
RNA 沉默现象目前已在多种真菌中被发现, 包括子
囊菌、担子菌和接合菌，甚至于卵菌[26]。RI P 是
真菌一种特异沉默TEs 的机制，最早在脉孢菌中发
现，以后又在稻瘟病菌、柄孢霉、油菜黑胫病菌
发现。RIP 发生在配对和减数分裂之间的双核期，
T E s 的重复序列配对后，被甲基化酶识别并甲基
化，后脱氨基使碱基C 转化为T，可在转录水平抑
制TEs的表达[27]。全基因组分析表明, 粗糙脉孢菌
基因组的甲基化绝大多数与RIP有关, 在发生RIP的
序列中, 80% 以上的胞嘧啶被甲基化。MSUD 发生
在减数分裂期，未配对的DNA 序列转录产生异常的
RNAs，被 SAD-1 合成 dsRNAs，再被DCL 剪切成
siRNAs，组装成RISC，剪切siRNAs 同源序列[28]。
与植物或酵母的 R D R P 位于细胞质不同，脉孢菌
SAD-1 位于的核周腔内，这有利于防止异常mRNA
进入细胞质参与翻译，也有利于siRNAs快速合成并
参与沉默过程。近来脉孢菌中又发现了一种 S A D
(SAD-2)，能够招募SAD-1正确定位在核周腔内[29]。
可以看出脉孢菌中，压制中的siRNAs在营养阶段表
达，MSUD 中的 siRNAs 在有性生殖阶段表达，与
真核生物endo-siRNAs 和piRNAs分别在体细胞或生
殖细胞中表达相似。
有性生殖可以增加遗传的变异性，提高生物对
多变环境的适应能力，但两个基因组的重组，又有
利于TEs 的扩散，使基因组不稳定，像果蝇中的杂
种劣育。有性生殖两个基因组的结合，还有利于基
因组扫描并清除TEs，所以在减数分裂是基因组沉
默 TE s 重要的一环，但最近发现四孢脉孢菌缺乏
MSUD，也许 MSU D 对有些脉孢菌基因组沉默 TEs
并不是必需的[30]。
2　动物piRNAs 沉默 TEs的作用
2.1　动物piRNAs的生物合成
piRNAs于2006年在小鼠睾丸中发现，长26~31
nt，5端具有尿嘧啶(U)偏向性，可以结合Piwi蛋
白，故被命名为piRNAs。由于果蝇和斑马鱼中发
现的rasiRNAs也结合Piwi蛋白，亦被划为piRNAs，
目前piRNAs 多在动物中发现。
果蝇Piwi蛋白家族包括三个成员：Piwi、Aub
和 Ago3，其中Ago3偏好结合正义链piRNAs；Piwi
和 Aub 偏好结合反义链piRNAs。piRNAs 可以通过
334 生命科学 第22卷
“乒乓机制”合成：正义链转录物被 Pi wi / A u b -
piRNAs 剪切，剪切片段结合 Ago3，形成 Ago3-
piRNAs 复合体，识别并剪切反义链转录物，剪切
片段再和Piwi/Aub结合，形成Piwi/Aub-piRNAs复
合物，剪切正义链的转录物，完成piRNA 合成的一
个循环[31]。最近发现piRNAs合成过程可能在类核周
体(nuage)中，正义链piRNAs前体转运到nuage，被
Aub-piRNAs剪切，沉默TEs，并形成正义链piRNAs
前体，后者结合Ago3 并被加工成成熟piRNAs，剪
切反义链转录物，产生与Piwi 和Aub结合的piRNAs
前体，以后成熟的Aub-piRNAs留在nuage中继续参
与piRNAs的合成和有义链剪切，而Piwi-piRNAs进入
细胞核参与异染色质形成和转录水平基因沉默等[32]。
果蝇X染色体上flamenco 区域是产生piRNAs 的热
点，flamenco-piRNAs可以沉默gypsy、ZAM和Idefix
等反转录转座子，但只发现了Piwi-piRNAs，没有
发现Ago3-piRNAs[33]。果蝇睾丸细胞Y染色体上su
(ste)序列产生的piRNAs特异结合Aub，剪切X染色
体上stellate 转座子的mRNA[34]，也没发现Ago3-
piRNAs，推测有的piRNAs 合成过程不形成“乒乓
机制”。
小鼠中也有二种Piwi蛋白：mili和 miwi2。其
中mili偏向结合有义链piRNAs；miwi2偏向结合反
义链 piRNAs，可能也能够通过“乒乓机制”合成
piRNAs。哺乳动物的piRNAs 可以分为两类：前粗
线期piRNAs和粗线期piRNAs。前粗线期piRNAs在
减数分裂以前的生殖细胞中发现，来自基因组重复
序列或TEs；粗线期piRNAs，大约在减数分裂的
粗线期出现，在精子分化过程中逐渐消失，链的偏
向性较高。
2.2　piRNAs沉默 TEs的作用
在很多生物中piRNAs 就像精细组装的免疫系
统，可以识别并沉默 T E s 。果蝇有两个主要的
piRNAs簇，一个是X-TAS位点，可以沉默P 因子；
另一个是X染色体着丝粒附近的flamenco位点，可
以沉默gypsy家族中一些LTR反转座子，包括gypsy
反转座子[35]。哺乳动物mili和miwi2突变，会造成
反转录转座子LINE-1和IAP表达加强[36]。piRNAs抑
制TEs的功能在生殖干细胞维持和精子发生过程中具
有非常重要的作用：果蝇piwi突变，会导致成年果
蝇生殖干细胞丧失且不育；aub 突变的雄性果蝇不
育, 雌性果蝇的卵子形态异常。果蝇杂交劣育还说
明piRNAs及相关蛋白质可以从母体传给后代，抑制
TEs [3 7 ]。有趣的是小鼠的卵母细胞同时可以产生
piRNAs 和 endo-siRNAs，共同抑制转座子活性，而
小鼠的睾丸中只表达piRNAs，所以piwi基因突变的
雄性小鼠，转座子活性提高，睾丸缺失且育性丧
失；而雌性卵巢的发育和功能正常。piRNAs 的保
守性较差，如啮齿目piRNAs 簇中，很多是其与灵
长类分化之后产生的。piRNA 簇也是啮齿目基因家
族中扩增最快的，且在进化过程中piRNA 簇一个也
没有丢失，推测这是哺乳动物日益增加的 TE s 对
piRNA 簇的正选择导致[38]。
虽然小鼠和果蝇piRNAs一样可以抑制转座子活
性，但小鼠Miwi2和 Mili功能缺失伴随DNA甲基化
降低，说明小鼠还可以通过 DN A 甲基化方式沉默
TEs[39]。进一步研究发现，小鼠Miwi2 和 Mili主要
影响TEs 的从头甲基化。胚胎、幼鼠和成年鼠中的
piRNAs，在组成和序列上都有一定的差别[36]。小鼠
中甲基转移酶 DNM T 1 可以维持 DNA 甲基化状态，
DNMT3 催化 DNA 从头甲基化，DNMT 3L 可以激活
DNA 甲基转移酶，参与反转座子 IA P 的甲基化沉
默，DNMT3L 突变会导致生殖细胞中转座子的从头
甲基化缺失，表达提高[40]。piRNAs 沉默TEs 的作
用也可以发生在转录后水平，果蝇睾丸中Y染色体Su
(Ste)产生的piRNAs，可以在核内和胞质沉默Stellate，
胞质中piRNAs能够降解目标基因的转录物[41]。曾经
观测到一些piRNAs 与多聚核糖体紧密联系，推测
piRNAs 也可以通过抑制翻译的方式发挥作用[42]。
基因组中piRNAs簇的存在及其乒乓合成机制揭
示了细胞一种完美沉默TEs 的途径。首先，piRNAs
簇的存在使TEs一旦转座到piRNAs簇中，它们的转
座活性就会受到控制，如果蝇p因子转座到X-TAS位
点；其次，piRNAs 的乒乓合成方式，形成了一个
放大的循环回路，一旦循环引发就有可能延续并放
大。果蝇piRNAs 的乒乓合成方式在动物中应该具有
一定的保守性，因为这种机制在斑马鱼[43]和小鼠[44]
也存在，这种双向转录物分别被加工成piRNAs方式
体现了一种完美的小 RNAs 倍增方式。
3　miRNAs 沉默 TEs 的作用
m i R N A s 由 si R N A s 进化而来，推测会保留
siRNAs 沉默 TEs 的功能，哺乳动物、水稻和拟南
芥TEs-miRNAs 的发现印证了这种观点[46]。实验研
究了人类452 个 miRNAs 基因，其中55 个起源于
TEs，而且计算机分析揭示，还有87 个 miRNAs 可
335第4期 谢兆辉：小RN A s 在沉默转座因子中的作用
能也起源于TEs[46]。另外，TEs也可以形成miRNAs，
人类miR-548就来自于Made1 TEs，生物信息学揭示
人类3 500多个基因上有其靶位点。大肠癌细胞miR-
548 表达加强，可以沉默Made1 TEs，降低Made1
mRNA 丰度[46]。一些miRNAs 中含有TEs 序列，人
类20% 的 miRNAs 与 TEs 具有相同序列，尤其与保
守的Alu 序列互补，推定其靶标可能为TEs，这也
说明miRNAs 具有沉默TEs 的功能[47]。TEs 进化较
快，研究发现TEs-miRNAs 的保守性也比较低，这
与它们沉默TEs 的功能一致[48]。
4　ScanRNAs 沉默 TEs 的作用
原生动物纤毛虫类有一个具生殖作用的小核和
一个体细胞性质的大核。在有性发育阶段，大核要
经历广泛的DNA 重排和剪切，剪切片段主要来自转
座子。scanRNAs 在 DNA 重排和剪切过程中起着关
键作用，它们可以利用母本大核的非编码序列通过
碱基配对方式扫描新大核基因组[49]。scanRNAs最早
在四膜虫中发现[50,51]，近来发现草履虫中也存在[52]。
四膜虫的scanRNAs，大小26~30 nt，合成过程需
要Dicer，可与ncRNAs组装成一个含组蛋白甲基转
移酶的复合体，诱导H3K9/K27 甲基化。甲基化的
H3K9/K27 吸引染色体蛋白dd1p，导致异染色质化，
最后该序列被核酸酶切除[53]。草履虫减数分裂早期
也可以产生scanRNAs，它们的产生与Dcl2和 Dcl3
有关，作用机制和四膜虫一样，说明scanRNAs 途
径在这两种纤毛虫中是保守的[54]。由于scanRNAs与
PIWI 亚族中的TWI1 结合，调节组蛋白H3K9 的甲
基化，推测scanRNAs 可能是四膜虫中的piRNAs。
5　21U-RNAs 沉默 TEs 的作用
21U-RNAs长为21 nt，5端具有U偏爱性，前
体为单链RNAs，来源于线虫第IV 染色体，通常单
独转录，大部分与基因间序列或内含子对应。21U-
RNAs 最大的特点是其基因上游存在两个重要的基
元，虽然21U-RNAs 不具有保守性，但这两个基元
高度保守[55]。21U-RNAs 与 piRNAs 有很多相同的特
点：2 或 3 氧一般都被修饰，5 端多为U；形成
过程不依赖Dicer。另外，21U-RNAs与线虫Piwi家
族成员PRG-1相互作用， PRG-1只在线虫生殖细胞
中表达，揭示21U-RNAs 可能是线虫piRNAs。在鉴
定的21U-RNAs 中，只发现其中一个21U-RNAs 的
靶标是Tc3 转座子，其他还没有鉴定出其在基因组
的靶标。21U-RNAs 可以通过改变染色质结构沉默
转座子，与温度相关的生殖力维持相关[56]。实验发
现Tc3 转座子的正义链21U-RNAs 对反义链siRNAs
的合成是必要的。它在 Tc 3 沉默途径上游的起作
用，能够激活RDRP 利用Tc3 反义链转录物为模板，
放大合成次级siRNAs。以后正义链转录物成为反义
链siRNAs的目标，并且充当下个循环的模板，21U-
RNAs和 siRNAs形成的扩增循环使Tc3-siRNAs保持
高水平[55]。这种方式将piRNAs 和 siRNAs 紧密联系
起来，可能并不只限于Tc3 转座子。果蝇或小鼠的
某些位点也可以同时产生piRNAs 和 siRNAs，也许
很多小 RNA s 看似独立的作用途径是紧密联系的。
piRNAs、21U-RNAs 和 scnRNAs 都在发育的某个阶
段出现与生殖细胞有关，且都与Piwi亚家族蛋白结
合，并往往可以通过表观遗传的方式沉默转座子，
揭示与生殖有关的小RNAs可能具有古老的起源。但
scnRNAs与 piRNAs和线虫21U-RNAs合成方式不同，
表明PIWI 和 piRNAs 作用机制进化出了多种方式。
6　结 语
小RNAs 分子小，合成迅速，表明小RNAs 途
径是生物一种完美免疫TEs的方式。但其中一些机制
需要进一步研究：首先，这种免疫反应是如何识别
和引发的。si R N A s 多个沉默 TE s 途径中会出现
dsRNAs，推测dsRNAs可能在引发TEs沉默中具有重
要作用。但piRNAs 和21U-RNAs 途径中却并没有出
现dsRNAs：因为现在还没有发现植物特有的Pol IV
转录基本RNAs的功能，是否植物Pol IV的产生是由
于植物往往有更多的TEs。其次，小RNAs的倍增效
应，基于TEs的特点，这种效应可能是非常重要的。
piRNAs 可以通过“乒乓机制”倍增，siRNAs 可以
通过RDRP 或 Pol IV 倍增。其中RDRP 有两种方式
倍增siRNAs：合成siRNAs 前体dsRNAs 或者直接合
成siRNAs，后者无疑是最经济和有效的，但为什么
现在生物中发现得很少。再次，生物为什么进化了
分别与体细胞和生殖细胞联系的两套沉默TEs 的机
制。siRNAs 主要在体细胞，而piRNAs、21U-RNAs
和scanRNAs 则与生殖细胞有关。沉默 TEs 的方式
有多种，脉孢菌和纤毛虫类可以剪切去除基因组中
的 TEs，这好像是最直接有效的方式，但哺乳动物
和植物主要通过异染色质化沉默TEs，这说明曾被
认为是“垃圾DNA”的 TEs 一定具有某些的功能。
相信随着研究的深入，上述问题会被完美解决。
336 生命科学 第22卷
[参　考　文　献]
[1] Pereira TC, Lopes-Cendes I. RNAi-mediated gene silencing
as a principle of action of venoms and poisons. Med
Hypotheses, 2008, 70(6): 1179-81
[2]] Djupedal I, Ekwall K. Epigenetics: heterochromatin meets
RNAi. Cell Res, 2009, 19(3): 282-95
[3] Faehnle CR, Joshua-Tor L. Argonautes confront new small
RNAs. Curr Opin Chem Biol, 2007, 11(5): 5569-77
[4] Matzke M, Kanno T, Daxinger L, et al. RNA-mediated chro-
matin-based silencing in plants. Curr Opin Cell Biol, 2009, 21
(3): 367-76
[5] Ream TS, Haag JR, Wierzbicki AT, et al. Subunit composi-
tions of the RNA-silencing enzymes Pol IV and Pol V reveal
their origins as specialized forms of RNA polymerase II.
Mol Cell, 2009, 33(2): 192-203
[6] Haag JR, Pontes O, Pikaard CS. Metal A and metal B sites of
nuclear RNA polymerases Pol IV and Pol V are required for
siRNA-dependent DNA methylation and gene silencing.
PLoS ONE, 2009, 4(1): e4110
[7] Matzke M, Kanno T, Huettel B, et al. Targets of RNA-
directed DNA methylation. Curr Opin Plant Biol, 2007, 10
(5): 512-9
[8] Eamens A, Wang MB, Smith NA, Waterhouse PM. RNA
silencing in plants: yesterday, today, and tomorrow. Plant
Physiol, 2008, 147(2): 456-68
[9] Pontes O, Li CF, Nunes PC, et al. The Arabidopsis chroma-
tin-modifying nuclear siRNA pathway involves a nucleolar
RNA processing center. Cell, 2006, 126 (1): 79-92
[10] Huettel B, Kanno T, Daxinger L, et al. RNA-directed DNA
methylation mediated by DRD1 and Pol IVb: a versatile
pathway for transcriptional gene silencing in plants. Biochim
Biophys Acta, 2007, 1769(5-6): 358-74
[11] Slotkin RK, Freeling M, Lisch D. Heritable transposon si-
lencing initiated by a naturally occurring transposon inverted
duplication. Nat Genet, 2005, 37(6): 641-4
[12] Wierzbicki AT, Haag JR, Pikaard CS Noncoding transcrip-
tion by RNA Polymerase Pol IVb/ PolV mediates transcrip-
tional silencing of overlapping and adjacent genes. Cell ,
2008, 135 (4): 635-48
[13] Mosher RA, Schwach F, Studholme D, et al. PolIVb influ-
ences RNA-directed DNA methylation independently of its
role in siRNA biogenesis. Proc Natl Acad Sci USA, 2008, 105
(8): 3145-50
[14] He XJ, Hsu YF, Pontes O, et al. NRPD4, a protein related
to the RPB4 subunit of RNA polymerase II, is a component
of RNA polymerases IV and V and is required for RNA-
directed DNA methylation. Genes Dev, 2009, 23(3): 318-
30
[15] Kawamura Y, Saito K, Kin T, et al. Drosophila endogenous
small RNAs bind to Argonaute 2 in somatic cells. Nature,
2008, 453(7196): 793-7
[16] Okamura K, Chung WJ, Ruby JG, et al. The Drosophila
hairpin RNA pathway generates endogenous short interfer-
ing RNAs. Nature, 2008, 453(7196): 803-6
[17] Babiarz JE, Ruby JG, Wang Y, et al. Mouse ES cells express
endogenous shRNAs, siRNAs, and other Microprocessor-
independent, Dicer-dependent small RNAs. Genes Dev,
2008, 22(20): 2773-85
[18] van Rij RP, Berezikov E. Small RNAs and the control of
transposons and viruses in Drosophila. Trends Microbiol,
2009, 17(4): 163-71
[19] Murchison EP, Stein P, Xuan Z, et al. Critical roles for Dicer
in the female germline. Genes Dev, 2007, 21(6): 682-93
[20] Czech B, Malone CD, Zhou R, et al. An endogenous small
interfering RNA pathway in Drosophila. Nature, 2008, 453
(7196): 798-802
[21] Siomi MC, Saito K, Siomi H. How selfish retrotransposons
are silenced in Drosophila germline and somatic cells. FEBS
Lett, 2008, 582(17): 2473-8
[22] Nilsen TW. Endo-siRNAs: yet another layer of complexity
in RNA silencing. Nat Struct Mol Biol, 2008, 15(6): 546-8
[23] Fulci V, Macino G. Quelling: post-transcriptional gene si-
lencing guided by small RNAs in Neurospora crassa. Curr
Opin Microbiol, 2007, 10(2): 199-203
[24] Nolan T, Braccini L, Azzalin G, et al. The post-transcrip-
tional gene silencing machinery functions independently of
DNA methylation to repress a LINE1-like retrotransposon
in Neurospora crassa. Nucleic Acids Res, 2005, 33(5): 1564-
73
[25] Cecere G, Cogoni C. Quelling targets the rDNA locus and
functions in rDNA copy number control. BMC Microbiol,
2009, 9: 44
[26] Nakayashiki H, Kadotani N, Mayama S. Evolution and di-
versification of RNA silencing proteins in fungi. J Mol Evol,
2006, 63(1): 127-35
[27] Hane JK, Oliver RP. RIPCAL: a tool for alignment-based
analysis of repeat-induced point mutations in fungal genomic
sequences. BMC Bioinformatics. 2008, 9: 478
[28] Kelly WG. Standing guard: Perinuclear localization of an
RNA-dependent RNA polymerase. Proc Natl Acad Sci USA,
2006, 103(7): 2007-8
[29] Shiu PK, Zickler D, Raju NB, et al. SAD-2 is required for
meiotic silencing by unpaired DNA and perinuclear localiza-
tion of SAD-1 RNA-directed RNA polymerase. Proc Natl
Acad Sci USA, 2006, 103(7): 2243-8
[30] Jacobson DJ, Raju NB, Freitag M. Evidence for the absence
of meiotic silencing by unpaired DNA in Neurospora
tetrasperma. Fungal Genet Biol, 2008, 45(3): 351-62
[31] Hartig JV, Tomari Y, Förstemann K. piRNAs--the ancient
hunters of genome invaders.Genes Dev, 2007, 21 (14): 1707-
13
[32] Klattenhoff C, Theurkauf W. Biogenesis and germline func-
tions of piRNAs. Development, 2008, 135(1): 3-9
[33] Brennecke J, Aravin AA, Stark A, et al. Discrete small RNA-
generating loci as master regulators of transposon activity in
Drosophila. Cell, 2007, 128(6): 1089-103
[34] Vagin VV, Sigova A, Li C, Seitz H, et al. A distinct small
RNA pathway silences selfish genetic elements in the
germline. Science, 2006, 313(5785): 320-4
[35] Malone CD, Hannon GJ. Small RNAs as guardians of the
genome. Cell, 2009, 136(4): 656-68
[36] Kuramochi-Miyagawa S, Watanabe T, Gotoh K, et al. DNA
methylation of retrotransposon genes is regulated by Piwi
family members MILI and MIWI2 in murine fetal testes.
337第4期 谢兆辉：小RN A s 在沉默转座因子中的作用
Genes Dev, 2008, 22(7): 908-17
[37] Slotkin RK, Martienssen R. Transposable elements and the
epigenetic regulation of the genome. Nat Rev Genet, 2007, 8
(4): 272-85
[38] Assis R, Kondrashov AS. Rapid repetitive element-medi-
ated expansion of piRNA clusters in mammalian evolution.
Proc Natl Acad Sci USA, 2009, 106(17): 7079-82
[39] Siomi H, Siomi MC. Interactions between transposable ele-
ments and Argonautes have (probably) been shaping the
Drosophila genome throughout evolution. Curr Opin Genet
Dev, 2008, 18(2): 181-7
[40] Kato Y, Kaneda M, Hata K, et al. Role of the Dnmt3 family
in de novo methylation of imprinted and repetitive sequences
during male germ cell development in the mouse. Hum Mol
Genet, 2007, 16(19): 2272-80
[41] Kotelnikov RN, Klenov MS, Rozovsky YM, et al. Pecu-
liarities of piRNA-mediated post-transcriptional silencing
of Stellate repeats in testes of Drosophila melanogaster.
Nucleic Acids Res, 2009, 37(10): 3254-63
[42] Grivna ST, Pyhtila B, Lin H. MIWI associates with transla-
tional machinery and PIWI-interacting RNAs (piRNAs) in
regulating spermatogenesis. Proc Natl Acad Sci USA, 2006,
103(36): 13415-20
[43] Houwing S, Berezikov E, Ketting RF. Zili is required for
germ cell differentiation and meiosis in zebrafish. EMBO J,
2008, 27(20): 2702-11
[44] Aravin AA, Sachidanandam R, Bourchis D, Schaefer C, Pezic
D, Toth KF, Bestor T, Hannon GJ. A piRNA pathway
primed by individual transposons is linked to de novo DNA
methylation in mice. Mol Cell, 2008, 31 (6): 785-99
[45] Piriyapongsa J, Jordan IK. Dual coding of siRNAs and
miRNAs by plant transposable elements. RNA, 2008, 14
(5): 814-21
[46] Feschotte C. Transposable elements and the evolution of
regulatory networks. Nat Rev Genet, 2008, 9(5): 397-405
[47] Liu N, Okamura K, Tyler DM, et al. The evolution and
functional diversification of animal microRNA genes. Cell
Res, 2008, 18(10): 985-96
[48]] Shabalina SA, Koonin EV. Origins and evolution of eukary-
otic RNA interference. Trends Ecol Evol, 2008, 23(10): 578-
87
[49] Mochizuki K, Gorovsky MA. A Dicer-like protein in Tet-
rahymena has distinct functions in genome rearrangement,
chromosome segregation, and meiotic prophase. Genes Dev,
2005, 19(1): 77-89
[50] Liu Y, Mochizuki K, Gorovsky MA. Histone H3 lysine 9
methylation is required for DNA elimination in developing
macronuclei in Tetrahymena. Proc Natl Acad Sci USA, 2004,
101(6): 1679-84
[51] Taverna SD, Coyne RS, Allis CD. Methylation of histone
h3 at lysine 9 targets programmed DNA elimination in
Tetrahymena. Cell, 2002, 110(6): 701-11
[52] Gratias A, Lepère G, Garnier O, Rosa S, et al. Developmen-
tally programmed DNA splicing in Paramecium reveals short-
distance crosstalk between DNA cleavage sites. Nucleic Acids
Res, 2008, 36(10): 3244-51
[53] Aronica L, Bednenko J, Noto T, et al. Study of an RNA
helicase implicates small RNA-noncoding RNA interactions
in programmed DNA elimination in Tetrahymena. Genes
Dev, 2008, 22(16): 2228-41
[54] Lepère G, Nowacki M, Serrano V, et al. Silencing-associated
and meiosis-specific small RNA pathways in Paramecium
tetraurelia. Nucleic Acids Res, 2009, 37(3): 903-15
[55] Das PP, Bagijn MP, Goldstein LD, et al. Piwi and piRNAs
act upstream of an endogenous siRNA pathway to sup-
press Tc3 transposon mobility in the Caenorhabditis elegans
germline. Mol Cell, 2008, 31(1): 79-90
[56] Batista PJ, Ruby JG, Claycomb JM, et al. PRG-1 and 21U-
RNAs interact to form the piRNA complex required for
fertility in C. elegans. Mol Cell, 2008, 31(1): 67-78