全 文 ：第 ３６ 卷第 １５ 期
２０１６年 ８月
生 态 学 报
ＡＣＴＡ ＥＣＯＬＯＧＩＣＡ ＳＩＮＩＣＡ
Ｖｏｌ．３６，Ｎｏ．１５
Ａｕｇ．，２０１６
ｈｔｔｐ： ／ ／ ｗｗｗ．ｅｃｏｌｏｇｉｃａ．ｃｎ
基金项目：中央级公益性科研院所基本科研业务费专项（２０１３）；江苏省环境科技创新团队项目资助
收稿日期：２０１５⁃０１⁃１５； 　 　 网络出版日期：２０１５⁃１１⁃１７
∗通讯作者 Ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｉｎｇ ａｕｔｈｏｒ．Ｅ⁃ｍａｉｌ： ｘｈｇ＠ ｎｉｅｓ．ｏｒｇ
ＤＯＩ： １０．５８４６ ／ ｓｔｘｂ２０１５０１１５０１２５
陈炼，吴琳，刘燕，徐海根．环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ及其在生态学研究中的应用．生态学报，２０１６，３６（１５）：４５７３⁃４５８２．
Ｃｈｅｎ Ｌ， Ｗｕ Ｌ， Ｌｉｕ Ｙ， Ｘｕ Ｈ Ｇ．Ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ ｉｎ ｅｃｏｌｏｇｙ．Ａｃｔａ Ｅｃｏｌｏｇｉｃａ Ｓｉｎｉｃａ，２０１６，３６（１５）：４５７３⁃４５８２．
环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ及其在生态学研究中的应用
陈　 炼１， ２，吴　 琳２，刘　 燕１，徐海根１，∗
１ 环境保护部南京环境科学研究所， 南京　 ２１００４２
２ 江苏第二师范学院生命科学与化学化工学院， 南京　 ２１００１３
摘要：环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ（ｅＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ）是指利用环境样本（如土壤、水、粪便等）中分离的 ＤＮＡ进行高通量的多个
物种（或高级分类单元）鉴定的方法。 近年来，该方法引起了学者的广泛关注，逐渐应用于生物多样性研究、水生生物监测、珍
稀濒危物种和外来入侵物种检测等生态学领域。 介绍环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ 的含义和研究方法；重点介绍环境 ＤＮＡ
ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ在物种监测、生物多样性研究和食性分析等生态学领域中的应用；总结环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ 应用于生态学研
究领域面临的挑战并对该方法的发展进行展望。
关键词：环境 ＤＮＡ；ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ；生物多样性；物种监测
Ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ ｉｎ ｅｃｏｌｏｇｙ
ＣＨＥＮ Ｌｉａｎ１，２， ＷＵ Ｌｉｎ２， ＬＩＵ Ｙａｎ１， ＸＵ Ｈａｉｇｅｎ１，∗
１ Ｎａｎｊｉｎｇ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ ｏｆ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ， Ｍｉｎｉｓｔｒｙ ｏｆ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ Ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ， Ｎａｎｊｉｎｇ ２１００４２， Ｃｈｉｎａ
２ Ｃｏｌｌｅｇｅ ｏｆ Ｌｉｆｅ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ， Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ ａｎｄ Ｃｈｅｍｉｃａｌ Ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ， Ｊｉａｎｇｓｕ Ｓｅｃｏｎｄ Ｎｏｒｍａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ， Ｎａｎｊｉｎｇ ２１００１３， Ｃｈｉｎａ
Ａｂｓｔｒａｃｔ： Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ ｉｓ ｄｅｆｉｎｅｄ ａｓ ｈｉｇｈ ｔｈｒｏｕｇｈｐｕｔ ＤＮＡ ｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇ ｕｓｅｄ ｆｏｒ ｓｉｍｕｌｔａｎｅｏｕｓ
ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｔａｘａ ｉｎ ａ ｃｏｍｐｌｅｘ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ｓａｍｐｌｅ （ ｉ． ｅ．， ｓｏｉｌ， ｗａｔｅｒ， ｆｅｃｅｓ， ｅｔｃ．） ． Ｉｎ ｒｅｃｅｎｔ
ｙｅａｒｓ， ｔｈｉｓ ｍｅｔｈｏｄ ｈａｓ ａｒｏｕｓｅｄ ｗｉｄｅｓｐｒｅａｄ ｃｏｎｃｅｒｎ ａｍｏｎｇ ｓｃｉｅｎｔｉｓｔｓ ａｎｄ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｉｎｃｒｅａｓｉｎｇｌｙ ｕｓｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｆｉｅｌｄ ｏｆ ｅｃｏｌｏｇｙ，
ｓｕｃｈ ａｓ ｂｉｏｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ｒｅｓｅａｒｃｈ， ｍｏｎｉｔｏｒｉｎｇ ｏｆ ａｑｕａｔｉｃ， ｒａｒｅ， ｏｒ ｉｎｖａｓｉｖｅ ｓｐｅｃｉｅｓ． Ｔｈｉｓ ａｒｔｉｃｌｅ ｄｅｓｃｒｉｂｅｓ ｔｈｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｃｅ ａｎｄ
ｔｈｅ ｍｅｔｈｏｄｓ ｏｆ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ， ａｎｄ ｈｉｇｈｌｉｇｈｔｓ ｉｔｓ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｆｉｅｌｄｓ ｏｆ ｓｐｅｃｉｅｓ ｍｏｎｉｔｏｒｉｎｇ，
ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ ｏｆ ｒａｒｅ ａｎｄ ｉｎｖａｓｉｖｅ ｓｐｅｃｉｅｓ， ｂｉｏｄｉｖｅｒｓｉｔｙ， ａｎｄ ｄｉｅｔ ａｎａｌｙｓｉｓ． Ｆｉｎａｌｌｙ， ｔｈｉｓ ａｒｔｉｃｌｅ ｓｕｍｍａｒｉｚｅｓ ｔｈｅ ｃｈａｌｌｅｎｇｅｓ ｉｎ
ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ ｉｎ ｅｃｏｌｏｇｉｃａｌ ｒｅｓｅａｒｃｈ ａｎｄ ｄｉｓｃｕｓｓｅｓ ｔｈｅ ｆｕｔｕｒｅ ｐｒｏｓｐｅｃｔｓ ｏｆ ｉｔｓ
ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ．
Ｋｅｙ Ｗｏｒｄｓ： ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ＤＮＡ； ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ； ｂｉｏｄｉｖｅｒｓｉｔｙ； ｓｐｅｃｉｅｓ ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ
在生态学研究中，要实现对物种有效的管理与保护首先要对物种分布有清晰而明确的认识，这需要建立
准确、快速的物种监测机制。 近年来，环境 ＤＮＡ ｍｅｔｅｂａｒｃｏｄｉｎｇ 被广泛地应用于生态学的研究中。 环境 ＤＮＡ
ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ是在 ＤＮＡ条形码技术的基础上研究出来的新兴方法。 该方法从环境样品中直接提取 ＤＮＡ，当
结合第二代测序技术时可以实现对环境样品中所有存在物种的有效检测，在生物多样性研究、物种监测、动物
食性分析和外来入侵物种检测等方面都有较好的应用前景。
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１　 环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ
１．１　 环境 ＤＮＡ
　 　 环境 ＤＮＡ（ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ＤＮＡ， ｅＤＮＡ）的概念早在 ２０ 世纪 ８０ 年代末就已经被提出，最初仅应用于微生
物研究领域，它是指从环境样品（如土壤、沉积物、空气、水体等）中提取的 ＤＮＡ，不对任何目标生物进行分
离［１］。 受该技术在微生物研究方面的启发，科学家们研究发现可以利用环境样品中包含的 ＤＮＡ 进行物种鉴
定及植食性动物的食性分析等方面的研究。
环境样品中通常含有动植物脱落的细胞或者是游离的 ＤＮＡ，生物排泄过程中脱落的皮肤，尿液和粪便等
也可以是“环境 ＤＮＡ”的来源，并能提供一个环境系统中物种的存在记录［２⁃３］。
使用传统采样方法开展生态学研究，一些物种的样本采集通常比较困难，并且耗时费力。 环境 ＤＮＡ允许
从土壤、水体或是空气中包含的动物毛发、脱落的细胞、粪便等进行非损伤性取样，从而成功进行遗传检测。
相比传统的直接采样，该方法成本更低，样本采集受气候条件影响较小［４］，可以进行更大数量的样本收集。
环境 ＤＮＡ还可以用来分析那些很难通过传统方法监测的物种，比如那些需要经过相关部门许可才可以获得
的濒危或珍稀物种［５］。 目前，有关环境 ＤＮＡ在生态学中的应用研究已有较多报道［６⁃１２］。
１．２　 环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ
ＤＮＡ 条形码作为物种快速鉴定和发现新物种的方法已得到广泛应用。 对于不同类别生物的 ＤＮＡ 条形
码已确定了不同的扩增片段，例如：线粒体细胞色素 Ｃ氧化酶 Ｉ 基因（ＣＯＩ） 已经作为标准条形码广泛用于鉴
定动物物种［１３］； 核糖体 １６Ｓ ｒＲＮＡ 常用于细菌的鉴定［１４］； 而 ＩＴＳ 基因则作为真菌的标准条形码用于物种鉴
定［１５］。 中国植物条形码工作组建议 ＩＴＳ 基因（或 ＩＴＳ２）应作为种子植物的核心条形码之一［１６］。 目前通常采
用 ｒｂｃＬ＋ｍａｔＫ＋ＩＴＳ 基因组合作为植物的标准 ＤＮＡ 条形码用于物种鉴定［１７］。
ＤＮＡ条形码技术虽然发展前景广阔，但由于 ＤＮＡ 易发生降解，所以对于保存年代久远的博物馆馆藏标
本，要获得标准的 ＤＮＡ 条形码序列比较困难。 对于 ＤＮＡ 降解的标本，相对而言，２００ｂｐ 左右的序列易于扩
增。 由此，ＤＮＡ 微型条形码（ＤＮＡ ｍｉｎｉｂａｒｃｏｄｅ）的概念被提出，它是指长度为 １００—２００ ｂｐ 的 ＤＮＡ 序列［１８］。
但在实际研究中，一方面，ＤＮＡ易降解；另一方面，传统测序技术仅适用于小样品量的测序，当需要研究的混
合样品包含上千个个体时，传统测序技术不能满足复杂的、大范围的样品测序。 在第二代测序技术的发展和
ＤＮＡ条形码存在局限性的双重作用下，ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ应运而生。 Ｈａｊｉｂａｂａｅｉ［１９］认为这两种技术的结合极大地
推动了“ＤＮＡ 宏分类学（ＤＮＡ ｍｅｔａｓｙｓｔｅｍａｔｉｃｓ）”的发展。 环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ是指利用宏条形码对环境样
本（如土壤、水、粪便等）中分离的 ＤＮＡ进行扩增和高通量测序，从而达到同时对环境样本中多个物种（或高
级分类单元）鉴定的目的［１，２０］。 环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ克服传统物种鉴定方法耗时费力的缺点，以更高的效
率和更低的成本极大地拓展 ＤＮＡ 条形码在生态学中的应用。
环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ整合 ＤＮＡ 条形码和高通量测序技术，通过提取环境样品中的 ＤＮＡ，并使用特异
性引物进行 ＰＣＲ扩增，对扩增产物进行测序后得到的可操纵分类单元（ｏｐｅｒａｔｉｏｎａｌ ｔａｘｏｎｏｍｉｃ ｕｎｉｔｓ，ＯＴＵｓ）进行
物种鉴定［２１］。 该技术最大的优势在于高通量、低成本并能快速地鉴定物种［４⁃５］，最大的局限性在于 ＰＣＲ 的偏
向性，导致条形码的解析度和普适性及数据库的完善度水平较低。 要实现 ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ 技术高通量、准确、
快速物种鉴定，最为关键的是构建完善的物种 ＤＮＡ 条形码的标准数据库、物种信息库、信息共享和应用
平台［２２］。
环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ扩大了生物多样性的研究范围，其快速、可重复及高效性的特点让更多的研究人
员进行物种鉴定和生物多样性评估。 在对混合样品（水流样品或土壤样品等）的生物多样性评估时，传统方
法中所遇的问题都会迎刃而解。
２　 环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ的研究方法
２．１　 样品采集
　 　 目前，在生态学研究中环境 ＤＮＡ 样本的主要来源是水体、土壤和粪便等。 水样可以来源于实验室的水
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箱［２３］、天然的池塘［２４⁃２５］、河流［２６⁃２７］、溪流［８］、海水［６，２８］等。 池塘、溪流、河流等的采样量从 １５ｍＬ 到 １０Ｌ 不等，
对于溪流、河水和海水而言，一般标准的样本量大小是 １—２Ｌ［５］。 在物种监测中一些研究小组采取在水体的
不同地点 ３次取样的方法来提高水样中的物种覆盖度，增加物种检测概率［７⁃８，１０，２４］。 对于流动水，应在水流上
游连续采样以避免水样的重复采集。 采样过程中始终佩戴一次性无菌手套，每采样一次及时更换手套［２９］。
水样的采集通常采用沉淀法（ｐｒｅｃｉｐｉｔａｔｉｏｎ）或滤膜法（ ｆｉｌｔｒａｔｉｏｎ） ［１０，２４］。 沉淀法是使用 ５０ｍＬ 的灭菌离心管，取
１５ｍＬ的水样，加入 １．５ｍＬ的 ３ｍｏｌ ／ Ｌ醋酸钠和 ３３．５ｍＬ的无水乙醇，放置于－２０℃冰箱保存［２４，３０］。 同沉淀法相
比，滤膜法需要更多体积的水， 其优点是可以通过大量的水收集 ＤＮＡ，但也会丢失一些能够增加检测几率的
可溶性 ＤＮＡ［３１］。 水通过装有 ４７ｍｍ直径，０．４５ mｍ孔径的硝酸纤维素无菌过滤膜的一次性过滤器过滤。 过滤
后，将滤膜放置在无菌的 ２ｍＬ小瓶中，加入无水乙醇放置于－２０℃保存［３２］。 对于滤膜规格和类型的选择，并
没有统一的标准，有些研究者选用 ２５ｍｍ直径，０．７ mｍ的玻璃纤维滤膜或 １．５ mｍ的玻璃纤维素滤膜［２７，３３］。 研
究发现对于静水和流水样本的大型无脊椎动物，使用滤膜法检测率最高。 环境 ＤＮＡ 采样同传统的方法比更
容易以统一的标准实施，而且不易受到采样强度和人员培训差异的影响而变化［２９］。
在对土壤的生物多样性分析中，土壤样品应该尽可能地代表研究区域的生物多样性，当研究区域的生物
分布具有异质性时需要多份样品混合取样。 在收集土壤样品时需要注意两点：一是应该随机或有规律地采集
来自不同深度的土样，二是每个取样地点应该至少收集两份样品，同时每份样品应该是该取样地点不同深度
的土样的混合品［３１］。 开展食性分析研究时，对采集到的 １个或多个粪便样本，应从样本混合物中进行多次取
样，以增加检测出样品中所含被捕食动物的可能性［３４］。
２．２　 环境 ＤＮＡ的提取
环境 ＤＮＡ 提取方法也有很多种，包括氯仿萃取法［３５］、 细胞溶解的物理破碎法［２６］以及二氧化硅提取
法［８］。 Ｄｖｅｉｎｅｒ等［３３］采集湖泊和河流水样，比较了 ６ 种不同的样本采集和 ＤＮＡ 提取方法组合对水生态系统
生物多样性监测的影响，结果表明不同的环境 ＤＮＡ采集和提取方法对 ＤＮＡ产量和高通量测序技术获得的序
列数量有显著影响。 采用滤膜法结合 ＤＮｅａｓｙ 血液和组织试剂盒（Ｑｉａｇｅｎ， 德国）提取 ＤＮＡ 的方法对生活在
激流环境中物种的检测率最高。 这也在检测稀有物种或入侵物种的研究中得到证实［８，２７，３６］。 目前研究中环
境 ＤＮＡ提取使用较多的是 ＤＮｅａｓｙ 血液及组织试剂盒（Ｑｉａｇｅｎ， 德国）， ＱＩＡａｍｐ 组织试剂盒（Ｑｉａｇｅｎ 德国），
ＰｏｗｅｒＷａｔｅｒＴＭ ＤＮＡ 提取试剂盒 （ＭｏＢｉｏ Ｌａｂｏｒａｔｏｒｉｅｓ， 美国）， ＰｏｗｅｒＭａｘＴＭ土壤 ＤＮＡ 提取试剂盒 （ＭｏＢｉｏ
Ｌａｂｏｒａｔｏｒｉｅｓ， 美国）等［１１，２５，３３］。
２．３　 ＰＣＲ扩增与引物设计
由于环境 ＤＮＡ 样本往往会混有不同物种，无法使用传统的 ＤＮＡ 条形码进行研究。 根据研究目的的需
要，通常会扩增 １ 个或多个基因。 动物研究一般选择扩增线粒体 ＣＯＩ 基因， Ｃｙｔ ｂ 基因，１２Ｓ ｒＲＮＡ 和 １８Ｓ
ｒＤＮＡ等，植物研究一般选择扩增叶绿体 ＤＮＡ ｔｒｎＬ 的 Ｐ６环。 Ｔｈｏｍｓｅｎ等［１０］通过扩增环境水样中混合 ＤＮＡ的
线粒体 ＣＯＩ基因和 Ｃｙｔ ｂ基因，成功鉴别了该环境中包含的两栖类、鱼类、甲虫、哺乳动物和昆虫等。
Ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ技术依赖于设计理想的引物，通过 ＰＣＲ从环境样品中扩增出高质量的混合 ＤＮＡ片段。 由
于环境中 ＤＮＡ易于受到紫外线和微生物分解作用的影响，物种的长 ＤＮＡ 片段十分容易降解，因此使用短的
片段（约 ９０—１２０ｂｐ）十分重要［５］。 在不同的研究中，选择的宏条形码不可能是完全相同的，在很多情况下需
要针对特定的生物设计特异性的引物［３８］。 所以使用 ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ技术分析环境 ＤＮＡ的研究中，为了避免在
不同分类种群中放大偏差，设计短小的、高度保守的引物是极其重要的。 如果实验设计的引物保守度低和特
异性不足的话，容易引起碱基错配甚至引起实验结果出现假阳性和假阴性的结果［２７］。 因此理想的宏条形码
应该具有序列短且高度保守、高辨别度等优点。 Ｌｅｒａｙ等［３７］设计了 ５组针对线粒体 ＣＯＩ基因片段扩增的特异
性引物，研究天竺鲷科（Ａｐｏｇｏｎｉｄａｅ）和金鳞鱼科（Ｈｏｌｏｃｅｎｔｒｉｄａｅ）珊瑚鱼的胃内容物。 结果表明其中一对引物
（ｍｌＣＯＩｉｎｔＦ ／ ｊｇＨＣＯ２１９８）扩增出的 ３１３ｂｐ 的线粒体 ＣＯＩ 基因片段比传统的 ＣＯＩ 基因通用引物（ ＬＣＯ１４９０ ／
ＨＣＯ２１９８）在后生动物多样性研究中能够获得更多的 ＯＴＵｓ，扩增成功率更高。
５７５４　 １５期 　 　 　 陈炼　 等：环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ及其在生态学研究中的应用 　
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目前虽然有一些工具可以帮助生物学家设计引物，比如 Ｐｒｉｍｅｒ５ 和 ＱＰｒｉｍｅｒ，但是还不能完全满足
ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ设计引物的需求。 Ｒｉａｚ等［３８］通过研究证实 ｅｃｏＰｒｉｍｅｒｓ软件可以满足 ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ 研究中设计
引物的要求，尽管仍然存在一对引物覆盖率较低的问题，但是可以通过设计极短的条形码来提高引物的特异
性和对目标物种的覆盖率。 相信随着公共数据库中数据的不断完善，可以根据生物的特异性和研究需求，精
确地设计出更多更有效的条形码。
２．４　 第二代高通量测序技术
１９７７年，Ｓａｎｇｅｒ等发明了双脱氧核苷酸末端终止法，而Ｍａｘａｍ和 Ｇｉｌｂｅｒｔ发明的化学降解法标志了第一代
测序技术的产生。 第一代测序技术完成了从噬菌体基因组到人类基因组草图的测序工作，但是由于其测序成
本高、速度慢等缺点并不是最理想的方法［３９］。 随后，出现了可以边合成边测序，通过捕捉新合成的末端的标
记来确定 ＤＮＡ 的序列的第二代高通量测序技术（Ｎｅｘｔ－ｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇ，ＮＧＳ），包括罗氏公司的 ４５４技术
的 ＧＳ ＦＬＸ测序平台、Ｉｌｌｕｍｉｎａ 公司的 Ｓｏｌｅｘａ Ｇｅｎｏｍｅ Ａｎａｌｙｚｅｒ测序平台和 ＡＢＩ公司的 ＳＯＬｉＤ测序平台［４０］。 第
二代测序技术的大致步骤为：将片断化的基因组 ＤＮＡ 两端连上特殊的接头，通过不同的方式将每个片段结合
在微珠或芯片上，形成几百万个可以同时进行反应的微型反应池，每个单链 ＤＮＡ 片段在其微型反应池中通过
ＰＣＲ 扩增产生大量拷贝形成单克隆“ＤＮＡ 簇群” （Ｐｏｌｏｎｙ），以作为测序的模板；再通过酶延伸反应或寡核苷
酸连接反应同时对这几百万个微型反应池中的模板进行测序［４１］。
第二代测序技术最显著的特征就是高通量，一次能对几十万到几百万条 ＤＮＡ 分子进行序列测序，目前
ＳＯＬｉＤ ３系统单次运行可产生 ５０ＧＢ的序列数据，相当于 １７ 倍人类基因组覆盖度［４２］。 与第一代测序技术相
比，虽然读取的序列片段长度和准确度不及 Ｓａｎｇｅｒ测序，但是第二代测序技术不仅降低了测序成本并缩短了
测序时间，同时又可以对复杂的混合样品进行测序。 因此第二代测序技术的广泛应用可以在短时间内对环境
样品中包含的上百万条序列进行测序，可以实现短时间对复杂环境样品的研究。 随着第三代测序技术（如
ＳＭＲＴ技术，纳米孔单分子测序技术等）的迅速发展，测序的长度和准确性都会大幅度提高。 同时第三代测序
技术无需进行 ＰＣＲ扩增［４３⁃４４］，解决了第二代测序错误偏向性的问题。
２．５　 生物信息学分析
Ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ使用通用 ＰＣＲ引物扩增环境中的 ＤＮＡ，经高通量测序后得到其中包含的大规模分类学信
息基因。 然而如何对测序得到的大量数据进行处理是第二代测序的主要问题。 由于得到的序列片段较短，而
且环境样品通常具有高度的复杂性，很难确定某条序列来自于哪个物种，因此面对海量的短序列，拼接和进一
步的分析具有相当大的挑战。 一般来说，数据处理过程主要包括：（１）去除噪音，即对测序数据进行预处理以
去除低质量的污染的序列。 测序产物可能含有非特异性扩增片段，利用特异性引物信息可以将其去除；序列
中可能含有模糊碱基（ａｍｂｉｇｕｏｕｓ）、单碱基高重复区（ｈｏｍｏｌｏｇｏｕｓ），长度过短的序列，及 ＰＣＲ 过程中产生的一
些嵌合体（ｃｈｉｍｅｒａ），将这些序列纳入分析范围会降低分析质量，因此修剪、去除（ｔｒｉｍ）这部分序列，可得到供
精准分析的优化序列。 如： ＳｅｑＣｌｅａｎ、ＶｅｃＳｃｒｅｅ、ＵＣＨＩＭＥ 等可以用来去除噪音［３９］； （ ２）使用相关软件如
（ＵＳＥＡＲＣＨ ／ ＣＲＯＰ、Ｄｅｎｏｉｓｅｒ ／ ＵＣＬＵＳＴ、ＯＣＴＵＰＵＳ）根据相似度或序列组成对序列进行归类获得 ＯＴＵｓ。 因为
每个物种单独贡献许多 ＤＮＡ，而且通过 ＰＣＲ被复制了很多次，所以输出的数据集需要使用软件分配 ＯＴＵｓ，其
每一个理想的 ＯＴＵｓ应该只包含来自一个物种的序列［２１］。 最后，代表序列取自每个 ＯＴＵ 和分配使用一个上
面列出的数据库的一个或多个分类法。 通过多个对条形码的分析可以获得在该环境中各种物种的存在情况；
（３）在获得了 ＯＴＵｓ后可以针对研究的具体内容进行后续分析，比如 α－多样性分析、β⁃多样性分析、构建系统
发育树、物种分类及物种丰度分析等［３９］。
３　 环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ在生态学研究中的应用
３．１　 生物多样性研究
物种的准确鉴定是探索、认识物种和保护生物多样性的基础。 但是，使用传统的方法鉴定物种有很多局
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限性：（１）耗时较长，效率较低；（２）过于依赖专家的经验，鉴定与分类结果的正确性有待商榷；（３）在某些物
种的特定阶段或发育阶段时，会影响鉴定结果。 ＤＮＡ 条形码可以构建植物与动物之间的网状拓扑结构，可以
从群落水平探讨物种多样性、系统发育多样性与群落稳定性之间的相互关系［１７］。
近年来，环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ已成功应用于动植物的多样性研究。 Ｙｏｃｃｏｚ等［１２］利用 ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ技
术分析了不同植被类型的土壤 ＤＮＡ，获得其中叶绿体 ｔｒｎＬ（ＵＡＡ）内含子 Ｐ６ 环序列，结果表明利用土壤 ＤＮＡ
检测的植物多样性与传统地面调查估计的植物种类和生长型多样性结果高度一致。 Ｂｉｅｎｅｒｔ 等［４５］利用
ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ技术结合线粒体 １６Ｓ基因，设计两个 ＤＮＡ 短序列的特异性引物（大约 ３０ｂｐ 和 ７０ｂｐ）进行 ＰＣＲ
扩增及测序，分析了法国阿尔卑斯山地生态系统土壤中蚯蚓组成。 研究表明基于 ＤＮＡ 方法分析的蚯蚓群落
多样性与传统分类方法获得的结果一致，阐明了环境 ＤＮＡ 作为土壤动物多样性评价工具的潜力。 Ｔｈｏｍｓｅｎ
等［６］从丹麦的一个海洋生态系统中采集海水，利用环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ 技术研究海洋鱼类生物多样性。
在获得的环境 ＤＮＡ中发现了 １５种不同的鱼类以及 ４种鸟类，其中包括一些用传统监测方法很难发现的稀有
物种。 同时与 ９种传统的海洋鱼类调查方法比较，环境 ＤＮＡ检测出的鱼类多样性与其他传统方法相当，甚至
优于传统方法。 Ｔｈｏｍｓｅｎ等［１０］研究表明从湖泊、池塘和河流的少量水样中直接获得 ＤＮＡ，可以检测并定量分
析研究区域内珍稀及濒危淡水动物（两栖类、鱼类、哺乳类、昆虫类和甲壳类）多样性。 同时表明通过池塘水
中分离的 ＤＮＡ，利用第二代测序技术可以检测到研究区域内两栖类和鱼类群体，环境 ＤＮＡ 可以作为监测珍
稀濒危物种的工具，应用于更广泛的物种监测中。
应用环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ技术不仅可以针对当前的生物多样性进行有效的评估，也可以对过去的动
植物群落的多样性进行评估［１１，４５］。 Ｅｐｐ等［１１］通过对过去和现在的环境 ＤＮＡ进行 ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ研究，所有目
标类群都能通过 ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ的方法检测出来，但是类群之间和不同年代的环境样品所检测的结果存在较
大变异范围，如更新世时期的样品中真菌检测成功率最高，同时也可以检测到苔藓植物、甲虫和鸟类的序列。
目前国内在应用环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ 技术研究生物多样性的报道还比较少。 杨晨雪等［４６］使用
ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ技术研究土壤样品中的生物多样性，通过三种不同的生物信息学分析方法进行比较分析，探讨
了用 １８Ｓ ｒＤＮＡ基因扩增土壤中后生动物的有效性，研究证明 ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ技术可以快速、全面、有力地调查
土壤动物多样性。 中科院昆明动物所 Ｙｕ等［４７］利用马氏网诱捕节肢动物，对整个混合样本的 ＤＮＡ 进行线粒
体 ＣＯＩ基因扩增，再进行高通量测序，并结合生物信息学分析，探讨 ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ 方法对群落的差异度（β⁃多
样性）和群落内系统发育（α⁃多样性）评估的准确性，结果表明 ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ方法可以在更广的尺度上有效地
测量生物多样性。
３．２　 食性分析
食性分析及食物网络的研究可直接体现出生态群落的功能结构，是生态系统研究的重要组成部分［３４］。
传统的食性分析通常通过收集粪便并鉴别其中的食物残留，研究人员通过肉眼直接观察或利用早期的分子实
验获取食谱信息。 由于食物残留情况各异，这种方法耗时费力，对分析人员的经验依赖性大而且解析度不高，
时间长，准确度不高［４８］。
在动植物间的植食网络关系中，当观察动物的行为存在困难时，可利用动物消化道中的食物残渣，利用
ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ技术，研究人员可快速准确地进行大量样品的食性分析［３４］。 Ｓｈｅｈｚａｄ 等［４９］基于第二代测序技
术进行了食肉动物豹猫（Ｐｒｉｏｎａｉｌｕｒｕｓ ｂｅｎｇａｌｅｎｓｉｓ）的食性分析。 从 ３８ 个豹猫的粪便提取出了混合 ＤＮＡ，通过
扩增约 １００ｂｐ片段的 １２Ｓ ｒＲＮＡ研究豹猫取食的食物种类，发现了 １８ 种猎物，包括八种哺乳动物、八种鸟类、
一种两栖类和一种鱼类，并且确定豹猫主要食用啮齿动物鼠类。
在自然界中，动物栖息地和食物资源的改变，季节和地域的差异通常会对动物的取食有所影响。 Ｓｏｉｎｉｎｅｎ
等［５０］利用叶绿体 ｔｒｎＬ（ＵＡＡ）内含子 Ｐ６ 环作为条形码，对苔原生态系统的食草动物棕背 （Ｍｙｏｄｅｓ ｒｕｆｏｃａｎｕｓ）
和根田鼠（Ｍｉｃｒｏｔｕｓ ｏｅｃｏｎｏｍｕｓ）的胃内容物中包含的种子植物进行分析。 结果表明棕背 和根田鼠对食物的
选择比较灵活，尽管季节和地域会对这两种鼠的取食有所影响，但是影响很小。 环境的改变会影响灵长类动
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物的食物资源的获取。 Ｑｕéｍéｒé等［５１］对濒临灭绝的金冠狐猴（Ｐｒｏｐｉｔｈｅｃｕｓ ｔａｔｔｅｒｓａｌｌｉ）食谱多样性进行了研究。
他们从该物种栖息地收集 ９６个金冠狐猴的粪便，利用叶绿体 ｔｒｎＬ 内含子 Ｐ６ 环作为条形码对粪便中提取的
ＤＮＡ进行鉴定，发现金冠狐猴取食的食物中包含至少 １３０多种植物，取食多样性有利于金冠狐猴应对栖息地
环境的改变。 温带地区的蝙蝠冬季取食在很大程度上被忽略。 Ｈｏｐｅ 等［５２］对纳氏鼠耳蝠（Ｍｙｏｔｉｓ ｎａｔｔｅｒｅｒｉ）的
冬季取食进行研究，扩增采集的粪便样品的 Ｃｙｔ ｂ 基因，发现冬季纳氏鼠耳蝠取食的食物中包含大量的鳞翅
目幼虫，证实了 ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ技术在动物食性分析研究上的可行性。
３．３　 外来入侵物种的检测
目前外来入侵物种的情况日趋严重。 当外来物种入侵时，入侵物种很有可能破坏原本的生态平衡，使生
态系统不完善，从而对本地物种的种类和数量产生影响［２４］。 但是在早期入侵阶段外来入侵物种通常数量不
多，使用传统的检测方法耗时且效率不高，难度高，不能及时被发现。 这会导致外来入侵物种对本地生态平衡
的危害达到最高值时才受到重视，为时已晚。 环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ增强了对入侵物种早期监测的可能性，
可以有效地遏制物种入侵。
研究发现利用环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ 可以从淡水中提取环境 ＤＮＡ，检测出外来入侵物种的存在。
Ｆｉｃｅｔｏｌａ等［２４］最早将环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ应用于物种监测，他们使用特异性引物扩增短线粒体 ＤＮＡ 序列
追踪在受控环境和自然环境中一种入侵牛蛙（Ｒａｎａ ｃａｔｅｓｂｅｉａｎａ）的存在，发现对环境中低密度的物种，使用
ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ技术仍然可以进行快速有效的物种检测。 这是首次结合大规模测序和 ＤＮＡ条形码技术的发展
来进行物种识别，为利用环境 ＤＮＡ监测外来物种提供了新方法和新思路。 Ｊｅｒｄｅ 等［２６］利用环境 ＤＮＡ 研究美
国芝加哥地区河流中的两种入侵亚洲鲤科鱼（Ｈｙｐｏｐｈｔｈａｌｍｉｃｈｔｈｙｓ ｍｏｌｉｔｒｉｘ 和 Ｈ．ｎｏｂｉｌｉｓ），发现使用传统电气捕
鱼法检测到一条鱼需要 ９３ 人 ｄ 的努力，而环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ 方法检测到目标物种只需要 ０．１７４ 人 ｄ。
在亚洲鲤科鱼种群密度很低的区域，只有环境 ＤＮＡ 方法能够检测到这两种鱼［５］。 可见，环境 ＤＮＡ
ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ方法不仅在时间和资金成本上优于传统监测方法，而且可以在种群密度很低的环境样本中灵敏
地检测到入侵物种的存在。 Ｐｉａｇｇｉｏ等［２３］捕获入侵佛罗里达州的半水栖物种缅甸巨蟒（Ｐｙｔｈｏｎ ｂｉｖｉｔｔａｔｕｓ），放
置于 ９０Ｌ的水箱中评估水中环境 ＤＮＡ的降解速率，结果表明缅甸巨蟒的 ＤＮＡ在 ９６ｈ以内都可以检测到。 在
佛罗里达州 ６个野外地点采集的水样中，有 ５个地点的缅甸巨蟒环境 ＤＮＡ为阳性，这与缅甸巨蟒的野外分布
结果一致。 Ｔａｋａｈａｒａ等［７］使用环境 ＤＮＡ方法采集日本海岸以及周围岛屿的 ７０ 个水样对一种入侵蓝腮太阳
鱼（Ｌｅｐｏｍｉｓ ｍａｃｒｏｃｈｉｒｕｓ）进行检测。 利用蓝腮太阳鱼的特异性引物（１００ｂｐ的 Ｃｙｔ ｂ片段）扩增水环境 ＤＮＡ，结
果表明 ７０个池塘中有 １９个池塘遭受蓝腮太阳鱼的入侵。 尽管鱼的大小、习性等因素对实验结果有一定影
响，但使用环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｃｏｄｉｎｇ提高了监测入侵物种的准确度。
３．４　 物种监测
通过水体中的环境 ＤＮＡ可以有效检测水生脊椎动物，并且已在湿地和大型河流研究中得到证实［２６］。 利
用环境 ＤＮＡ检测河流中的稀有物种和隐秘物种可以增加调查结果准确性，减少调查成本。 Ｇｏｌｄｂｅｒｇ 等［８］利
用 ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ技术，通过收集快速流动的水体环境 ＤＮＡ样本，对尾突角蟾（Ａｓｃａｐｈｕｓ ｍｏｎｔａｎｕｓ）和爱达荷陆
巨螈（Ｄｉｃａｍｐｔｏｄｏｎ ａｔｅｒｒｉｍｕｓ）两种珍稀物种进行监测。 设计特异性引物尾突角蟾和爱达荷陆巨螈的线粒体
Ｃｙｔ ｂ区域的 ８５ｂｐ和 ７８ｂｐ片段，在 ５个不同物种密度的水样中均成功进行了 ＰＣＲ扩增并灵敏地检测到了目
标物种的存在。 该研究还发现早春季节比早秋季节更难以检测到两栖类物种存在，推测可能是由于早春比早
秋温度更低，降低了生物代谢速率而导致。 Ｆｏｏｔｅ等［２８］从海水中分离 ＤＮＡ，使用特异性引物扩增线粒体 ＤＮＡ
区域 ６０—８０ｂｐ的片段检测水体中是否存在港湾鼠海豚（Ｐｈｏｃｏｅｎａ ｐｈｏｃｏｅｎａ），对控制条件下和自然条件下该
物种进行遗传监测。 在一个样地中检测到长肢领航鲸（Ｇｌｏｂｉｃｅｐｈａｌａ ｍｅｌａｓ），而该物种极少在研究海域被发
现，结果表明环境 ＤＮＡ的方法可用于检测稀有物种。 Ｗｉｌｃｏｘ 等［２７］利用环境 ＤＮＡ结合定量 ＰＣＲ 检测了河流
中的两个稀有物种，美洲红点鲑（ Ｓａｌｖｅｌｉｎｕｓ ｆｏｎｔｉｎａｌｉｓ）和强壮红点鲑（ Ｓ． ｃｏｎｆｌｕｅｎｔｕｓ），同时发现定量 ＰＣＲ
（ｑＰＣＲ）比传统 ＰＣＲ更加灵敏，检测概率更高。 Ｒｅｅｓ等［２５］利用环境 ＤＮＡ和传统的实地调查方法开展对英国
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珍稀保护物种冠北螈（Ｔｒｉｔｕｒｕｓ ｃｒｉｓｔａｔｕｓ）的监测，野外调查发现有冠北螈分布的地点中，采集的水样 ＤＮＡ 中成
功检测出冠北螈的概率为 ８４％。 使用环境 ＤＮＡ方法监测物种，对物种及其生存环境不会造成损害。 随着测
序成本的下降，环境 ＤＮＡ与 ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ技术结合应用在许多情况下甚至优于一些传统监测方法，成为物
种监测方法的又一选择［４］。
４　 面临的挑战
４．１　 样品来源的影响
使用环境 ＤＮＡ监测水生生物时，必须保证能获得该环境的完整样品并能进行很好的保存［２７］。 水体的温
度和光照情况［５３⁃５４］，水体的流速［５５］，物种密度和在环境中的停留时间［５４］，生物体的发育阶段［５５］等均会对环
境中所取的 ＤＮＡ的量造成影响。 Ｍａｒｕｙａｍａ等［５６］对水体中 ＤＮＡ的半衰期进行了研究和计算，发现鱼类离开
此水体后环境 ＤＮＡ的半衰期是 ６．３ｈ，但对环境 ＤＮＡ降解速率及其影响因素，环境 ＤＮＡ在环境中存在时间的
长短等问题仍缺乏充分的了解。
在采集溪流水样时，由于许多溪流水来自于地下水，所以接触到目标生物脱落 ＤＮＡ 的可能性较低。 此
外，由于溪流水水位浅而且是充分混合的，因此脱落的 ＤＮＡ被光降解的可能性更大，导致在溪流中检测到的
目标物种密度会比较低［２７］。 使用环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ技术对淡水中的物种进行检测已被证实快速有效。
淡水中水流较平和且流量小，所以准确度高。 与淡水相比，海洋生态系统中有单位体积中的生物量比例更大，
海流和波浪的影响作用，以及盐度对保存和提取环境 ＤＮＡ的影响都需要加以考虑。 这些因素可能意味着海
水中的环境 ＤＮＡ不太集中，且分散更迅速，提取 ＤＮＡ 时比较困难，导致在海水中使用时只能针对一小片区
域，并且对外来入侵物种的检测效率不高。 因此在海水中的使用还需要进一步的研究与完善［２８］。
４．２　 ＰＣＲ扩增的偏向性
环境 ＤＮＡ宏条形码技术的一个潜在的局限性是 ＰＣＲ引物设计。 通用引物的使用是普遍的，对所有的序
列都有扩增的作用。 非特异性的引物和探针会造成假阳性的结果，非靶标模板的竞争会产生不准确的 ＤＮＡ
量估计，从而导致物种丰富度的不准确估计［５３］。 可以通过以下两种方式来解决由于非特异性引物而造成的
假阳性：（１）设计分析与非目标物种最大化碱基对错配的引物区域；（２）通过实验来测定靶 ＤＮＡ 和非靶 ＤＮＡ
的纯样品和混合样品［２７］。
从长远角度看，在 ＰＣＲ扩增时低密度的物种可能会因为通用引物的原因被忽视，这也就是 ＰＣＲ 的偏向
性。 但是如果任由 ＰＣＲ的偏向性发生，会导致一些稀有的或者本身难以扩增的物种有数据丢失的情况，或者
引入嵌合体等错误产物［２１］。 目前的第三代测序技术就是采用单分子读取技术，有着更快的数据读取速度。
而且不依赖于 ＰＣＲ扩增，不仅进一步降低了测序成本，而且解决了在环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ 的研究中 ＰＣＲ
扩增偏向的制约问题［４３］。
５　 展望
在第三代测序技术的推动下，不需要经过 ＰＣＲ步骤的 ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ（ＰＣＲ⁃ｆｒｅｅ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ）技术，相信
在不久的将来就会实现。 该技术的应用可以对物种中存在线粒体 ＤＮＡ 的总量进行推断，还可以在生态学的
研究中作为一种新兴方法对物种的生物量和相对丰度进行评估，将极大地改变生态学家对生态多样性检测方
法的认知。 所以在今后环境 ＤＮＡｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ研究中， 一方面要大力发展 ＰＣＲ⁃ｆｒｅｅ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ，不断完善
数据库并且发展生物信息学工具增加数据处理的可信度［２１］。 另一方面应尽快形成环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ
对不同环境采样的统一标准。 虽然环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ并不能完全取代传统的野外工作者和专业分类学
家的工作，但是对于提高受限制和保护资源的有效利用而言是一个十分有效的工具［５］。
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Ｋ， Ｋａｕｓｅｒｕｄ Ｈ， Ｙｏｃｃｏｚ Ｎ Ｇ， Ｂｒａｔｈｅｎ Ｋ Ａ， Ｗｉｌｌｅｒｓｌｅｖ Ｅ， Ｔａｂｅｒｌｅｔ Ｐ， Ｃｏｉｓｓａｃ Ｅ， Ｂｒｏｃｈｍａｎｎ Ｃ． Ｎｅｗ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｅｓ ｆｏｒ ａｎａｌｙｓｉｎｇ
ｓｏｉｌ ＤＮＡ： ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｆｏｒ ｓｔｕｄｙｉｎｇ ｐａｓｔ ａｎｄ ｐｒｅｓｅｎｔ ｅｃｏｓｙｓｔｅｍｓ． Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｅｃｏｌｏｇｙ， ２０１２， ２１（８）： １８２１⁃１８３３．
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Ｍｉｑｕｅｌ Ｃ， Ｖａｌｅｎｔｉｎｉ Ａ， Ｄｅ Ｂｅｌｌｏ Ｆ， Ｃｈａｖｅ Ｊ， Ｔｈｕｉｌｌｅｒ Ｗ， Ｗｉｎｃｋｅｒ Ｐ， Ｃｒｕａｕｄ Ｃ， Ｇａｖｏｒｙ Ｆ， Ｒａｓｍｕｓｓｅｎ Ｍ， Ｇｉｌｂｅｒｔ Ｍ Ｔ， Ｏｒｌａｎｄｏ Ｌ， Ｂｒｏｃｈｍａｎｎ
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［１４］ 　 Ｓｏｇｉｎ Ｍ Ｌ， Ｍｏｒｒｉｓｏｎ Ｈ Ｇ， Ｈｕｂｅｒ Ｊ Ａ， Ｍａｒｋ Ｗｅｌｃｈ Ｄ， Ｈｕｓｅ Ｓ Ｍ， Ｎｅａｌ Ｐ Ｒ， Ａｒｒｉｅｔａ Ｊ Ｍ， Ｈｅｒｎｄｌ Ｇ Ｊ． Ｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ｉｎ ｔｈｅ ｄｅｅｐ ｓｅａ ａｎｄ ｔｈｅ
ｕｎｄｅｒｅｘｐｌｏｒｅｄ ＂ ｒａｒｅ ｂｉｏｓｐｈｅｒｅ＂ ． Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ Ｓｔａｔｅｓ ｏｆ Ａｍｅｒｉｃａ， ２００６， １０３（３２）： １２１１５⁃１２１２０．
［１５］ 　 Ｌａｈａｙｅ Ｒ， ｖａｎ ｄｅｒ Ｂａｎｋ Ｍ， Ｂｏｇａｒｉｎ Ｄ， Ｗａｒｎｅｒ Ｊ， Ｐｕｐｕｌｉｎ Ｆ， Ｇｉｇｏｔ Ｇ， Ｍａｕｒｉｎ Ｏ， Ｄｕｔｈｏｉｔ Ｓ， Ｂａｒｒａｃｌｏｕｇｈ Ｔ Ｇ， Ｓａｖｏｌａｉｎｅｎ Ｖ． ＤＮＡ ｂａｒｃｏｄｉｎｇ
ｔｈｅ ｆｌｏｒａｓ ｏｆ ｂｉｏｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ｈｏｔｓｐｏｔｓ． Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇ ｏｆ ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ Ｓｔａｔｅｓ ｏｆ Ａｍｅｒｉｃａ， ２００８， １０５（８）： ２９２３⁃２９２８．
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Ｗ， Ｂｅｎｅｄｉｃｋ Ｓ， Ｈａｍｅｒ Ｋ Ｃ， Ｗｉｌｃｏｖｅ Ｄ Ｓ， Ｂｒｕｃｅ Ｃ， Ｗａｎｇ Ｘ Ｙ， Ｌｅｖｉ Ｔ， Ｌｏｔｔ Ｍ， Ｅｍｅｒｓｏｎ Ｂ Ｃ， Ｙｕ Ｄ Ｗ． Ｒｅｌｉａｂｌｅ， ｖｅｒｉｆｉａｂｌｅ ａｎｄ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ
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０８５４ 　 生　 态　 学　 报　 　 　 ３６卷　
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１８５４　 １５期 　 　 　 陈炼　 等：环境 ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ及其在生态学研究中的应用 　
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Ｃｒｏｕａｕ⁃Ｒｏｙ Ｂ， Ｔａｂｅｒｌｅｔ Ｐ， Ｃｈｉｋｈｉ Ｌ． Ａ ＤＮＡ ｍｅｔａｂａｒｃｏｄｉｎｇ ｓｔｕｄｙ ｏｆ ａ ｐｒｉｍａｔｅ ｄｉｅｔａｒｙ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎｄ ｐｌａｓｔｉｃｉｔｙ ａｃｒｏｓｓ ｉｔｓ ｅｎｔｉｒｅ ｆｒａｇｍｅｎｔｅｄ ｒａｎｇｅ．
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ａｎａｌｙｓｉｓ ｒｅｖｅａｌ ｕｎｅｘｐｅｃｔｅｄ ｆｏｒａｇｉｎｇ ｂｅｈａｖｉｏｕｒ ｂｙ Ｍｙｏｔｉｓ ｎａｔｔｅｒｅｒｉ （Ｃｈｉｒｏｐｔｅｒａ， Ｖｅｓｐｅｒｔｉｌｉｏｎｉｄａｅ） ｉｎ ｗｉｎｔｅｒ． Ｆｒｏｎｔｉｅｒｓ ｉｎ Ｚｏｏｌｏｇｙ， ２０１４， １１： ３９⁃３９．
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［５５］ 　 Ｊａｎｅ Ｓ Ｆ， Ｗｉｌｃｏｘ Ｔ Ｍ， ＭｃＫｅｌｖｅｙ Ｋ Ｓ， Ｙｏｕｎｇ Ｍ Ｋ， Ｓｃｈｗａｒｔｚ Ｍ Ｋ， Ｌｏｗｅ Ｗ Ｈ， Ｌｅｔｃｈｅｒ Ｂ Ｈ， Ｗｈｉｔｅｌｅｙ Ａ Ｒ． Ｄｉｓｔａｎｃｅ， ｆｌｏｗ ａｎｄ ＰＣＲ ｉｎｈｉｂｉｔｉｏｎ：
ｅＤＮＡ ｄｙｎａｍｉｃｓ ｉｎ ｔｗｏ ｈｅａｄｗａｔｅｒ ｓｔｒｅａｍｓ． Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｅｃｏｌｏｇｙ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ， ２０１５， １５（１）： ２１６⁃２２７．
［５６］ 　 Ｍａｒｕｙａｍａ Ａ， Ｎａｋａｍｕｒａ Ｋ， Ｙａｍａｎａｋａ Ｈ， Ｋｏｎｄｏｈ Ｍ， Ｍｉｎａｍｏｔｏ Ｔ． Ｔｈｅ ｒｅｌｅａｓｅ ｒａｔｅ ｏｆ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ＤＮＡ ｆｒｏｍ ｊｕｖｅｎｉｌｅ ａｎｄ ａｄｕｌｔ ｆｉｓｈ． ＰＬｏＳ
Ｏｎｅ， ２０１４， ９（１２）： ｅ１１４６３９．
２８５４ 　 生　 态　 学　 报　 　 　 ３６卷