全 文 ：植物学报 Chinese Bulletin of Botany 2012, 47 (5): 534–542, www.chinbullbotany.com
doi: 10.3724/SP.J.1259.2012.00534
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收稿日期: 2012-01-09; 接受日期: 2012-05-24
基金项目: 国家自然科学基金(No.31101931)和河南工业大学引进人才专项(No.2009BS006)
* 通讯作者。E-mail: hjjing@haut.edu.cn
活性氧对植物自噬调控的研究进展
景红娟*, 周广舟, 谭晓荣, 平康康, 任雪建
河南工业大学生物工程学院, 郑州 450001
摘要 自噬是一种在真核生物中高度保守的降解细胞组分的生物过程, 在饥饿、衰老和病菌感染等过程中起关键作用。而
活性氧是有氧生物在正常或胁迫条件下产生的一种代谢副产物, 在植物的生长发育、胁迫适应和程序性细胞死亡过程中起
重要作用。最新研究结果表明, 当植物受到病菌感染产生超敏反应时活性氧和自噬在程序性细胞死亡、生长发育和胁迫适
应过程中起重要调控作用。因此, 该文结合最新的研究进展, 从活性氧的种类及特点、自噬的分子基础以及活性氧在植物
自噬中的作用等方面, 探讨了活性氧与植物自噬之间的信号转导关系。
关键词 植物自噬, 程序性细胞死亡, 活性氧
景红娟, 周广舟, 谭晓荣, 平康康, 任雪建 (2012). 活性氧对植物自噬调控的研究进展. 植物学报 47, 534–542.
自噬(autophagy, self-eating)是指细胞内的液泡
(酵母, 植物)或溶酶体(哺乳动物)降解自身细胞器和
其它大分子的过程(Reumann et al., 2010)。植物自噬
主要有3种作用(Reumann et al., 2010): (1) 在C、N
元素缺乏、生长因子减少或衰老过程中, 通过自噬可
以使营养元素得到充分再利用; (2) 在植物受到氧化
胁迫时, 自噬是清除氧化蛋白、减轻氧化损伤的重要
方式(Xiong et al., 2007b); (3) 在植物免疫过程中,
自噬通过反向调控病菌感染引起的超敏反应程序性
细胞死亡 (hypersensitive reaction-proceeding cell
death, HR-PCD)限制病原菌的传播(Liu et al., 2005)。
活性氧(reactive oxygen species, ROS)是细胞正常
条件下进行有氧代谢的副产物, 植物饥饿或衰老会打
破ROS生成与清除之间的动态平衡引起ROS积累
(Van Breusegem et al., 2001)。植物在受到生物胁迫
或非生物胁迫时, 也会使细胞内产生大量的ROS, 该
过程称为氧化猝发(oxidative burst)(Gechev et al.,
2006)。研究表明, ROS和自噬之间关系密切。本文对
近年来有关ROS和自噬研究的最新进展进行了总结
概括, 综述了ROS和植物自噬之间的关系及相互作
用。目前, 植物自噬研究主要集中在模式植物拟南芥
(Arabidopsis thaliana)。 因此, 本文以拟南芥为例介
绍ROS与植物自噬之间复杂的调控关系。
1 活性氧的种类及作用
1.1 活性氧的种类及性质
ROS的种类很多, 包括单线态氧(O21)、超氧阴离子
(O2
–. )、过氧化氢(H2O2)、羟自由基(·OH)等(Vranová et
al., 2002)。除了O21, 其它的ROS都是分子氧接收电
子经过4步还原生成的。该还原反应的起始是限速步
骤, 接下来的反应是放热的, 可以在酶的催化下完成
或自发完成(Van Breusegem et al., 2001)。
O2→(H)O2
–. →H2O2→·OH+H2O→2H2O
O2
–.的半衰期很短(约为2–4 μs), 能迅速与生成
部位的分子发生氧化还原反应, 并对该部位细胞造成
损伤(Van Breusegem et al., 2001)。O2–.的另一个去
向是自动歧化或经超氧化物歧化酶(superoxide dis-
mutase, SOD)催化生成H2O2(Van Breusegem et al.,
2001; Ślesak et al., 2007)。O2–.的来源很多, 叶绿体
光合作用光系统II(PS II)和光系统I(PS I)以及线粒体
糖酵解和三羧酸循环过程中产生的高能电子, 经过电
子传递链均能传给氧分子生成O2–. (Vranová et al.,
2002; Ślesak et al., 2007)。另外, 与细胞壁结合的酶
(pH依赖的细胞过氧化物酶、草酸氧化酶、多胺氧化
酶)和细胞膜结合的酶类(NADPH氧化酶)是O2–.另一
个主要来源(Vranová et al., 2002; Rinalducci et al.,
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景红娟等: 活性氧对植物自噬调控的研究进展 535
2008)。
H2O2与其它的ROS相比不带净电荷 (Halliwell
and Gutteridge, 2006), 因此具有相对较长的寿命(半
衰期约为1 ms), 可以作为信号分子从产生部位运输
到作用位点。细胞膜上的水通道(aquaporin)可以在运
输水分子的同时运输部分H2O2(Henzler and Steu-
del, 2000)。H2O2不仅来源于O2–.的歧化作用, 而且来
源于抗坏血酸、硫氢基及含铁蛋白等一些还原性物质
对O2–.的还原。因此, H2O2的生成往往与O2–.的生成相
关(Ślesak et al., 2007)。另外, 乙醇酸氧化酶、葡萄
糖氧化酶、氨基酸氧化酶、亚硝酸盐氧化酶在氧化其
底物时也会产生H2O2。例如, 在过氧化物酶体中, 乙
醛酸循环在乙醇酸氧化酶的作用下生成H2O2(Ślesak
et al., 2007)。
O21是分子氧的第一电子激发态, 与电子传递无
关, 因此是一种特殊的活性氧(Triantaphylidès and
Havaux, 2009)。O21首先来源于叶绿体, 叶绿素的第
三激发态(3Chl*)寿命(10–3 s)比第一激发态(1Chl*)寿
命(10–8 s)长, 能够与基态的分子氧反应生成O21。O21
主要产生部位是光捕获天线复合体(light-harvesting
antenna complexes, LHCs)和PS II。O21的另一个来
源是在植物感染病原菌的过程中。O21的寿命很短(在
μs范围), 故其氧化还原反应只集中在O21的生成部
位。
1.2 活性氧作为信号分子在植物中的作用
ROS都具有不成对的电子(H2O2除外), 性质非常活
跃, 容易与一些生物大分子(如核酸、蛋白质和脂类)
发生反应 , 对细胞造成伤害甚至致其死亡 (Van
Breusegem et al., 2001; Halliwell and Gutteridge,
2006)。但是, 越来越多的研究表明: ROS作为信号分
子, 在植物的生长发育、胁迫适应和PCD过程中起重
要调节作用(Gechev et al., 2006)。ROS对细胞的生
物学效应(细胞毒性或信号作用)主要取决于生成系统
和清除系统之间的平衡。例如: 高浓度O21能够引起叶
片组织损伤, 除草剂就是利用过量表达O21杀除杂草
的。但拟南芥突变体flu中, 少量生成的O21反而起信
号作用诱导了几种特异基因的表达(Triantaphylidès
et al., 2008)。ROS的清除主要靠抗氧化剂。根据抗
氧化剂分子量的大小, 分为高分子量抗氧化剂和低分
子量抗氧化剂2种。前者包括超氧化物歧化酶、过氧
化氢酶 (catalase, CAT)和谷胱甘肽过氧化物酶
(glutathion peroxidase, GPX)等酶类和转铁蛋白、清
蛋白等非酶分子; 后者包括亲水性的维生素C、谷胱
甘肽、尿酸及亲脂性的维生素E和辅酶Q等(Halliwell
and Gutteridge, 2006)。ROS作为信号分子在植物细
胞中的作用 , 目前已有大量综述进行了详尽报道
(Van Breusegem et al., 2001; Gechev et al., 2006;
Swanson and Gilroy, 2010), 在此不再赘述。
2 植物自噬
植物体内主要存在2种降解蛋白质的途径, 分别是植
物自噬和泛素 /26S蛋白酶体系统 (ubiquitin-protea-
somal system)。前者主要降解单个长寿蛋白、蛋白
质复合体和亚细胞细胞器; 而后者则主要降解细胞内
的短寿命蛋白。植物在饥饿、衰老及受到病菌感染时
能够诱导自噬, 但是在正常生长条件下也存在组成型
自噬(Inoue et al., 2006; Xiong et al., 2007b)。越来
越多的研究证明, 自噬在真核生物中是一种高度保守
的过程。根据在酵母、哺乳动物和植物中自噬分子基
础的最新研究进展, 可总结出植物自噬的一些基本特
点。
2.1 自噬的种类和特点
自噬的种类主要包括Cvt途径 (cytoplasm-to-vacu-
ole)、伴侣蛋白介导的自噬 (chaperone-mediated
autophagy, CMA)、微自噬(microautophagy)和巨自
噬(macroautophagy)(Essick and Sam, 2010; Re-
umann et al., 2010)。目前, Cvt途径仅组成型存在于
酵母中 , 而且与生物合成相关 (Reumann et al.,
2010)。CMA途径只存在于哺乳动物中, 并要求降解
物在运入溶酶体之前完全无折叠及能够识别个别蛋
白进行降解(Kon and Cuervo, 2010)。相反, 微自噬
和巨自噬都是大规模降解细胞质组分的过程。而且,
微自噬的特点是通过溶酶体(动物)或液泡(植物)膜内
陷直接包裹需要降解的胞内物质(Klionsky and Oh-
sumi, 1999)。巨自噬的特点是围绕被消化的长寿命蛋
白或细胞器形成双层膜的自噬小泡 (autopha-
gosome), 自噬小泡的外层膜与溶酶体或中央液泡膜
融合, 在溶酶体或中央液泡中完成后续的消化过程
(Levine and Kroemer, 2008)。因此, 在自噬发生的后
536 植物学报 47(5) 2012
期, 在电子显微镜下清晰可见溶酶体或液泡中存在大
量泡状结构, 即自噬小体(autophagic body)。巨自噬
(简称自噬)是细胞内溶酶体或液泡中最常见且最复杂
的消化细胞器的方法。因此, 本文主要围绕巨自噬探
讨ROS在其过程中的信号作用。
2.2 自噬发生的过程
尽管很早就在植物中发现了自噬, 但一直停留在形态
观察的阶段。对自噬机制的研究主要得益于酵母中一
些自噬基因的发现 (Tsukada and Ohsumi, 1993;
Thumm et al., 1994)。到目前为止, 发现的ATG基因
(autophagy-related genes)已经达到了32个(Nakato-
gawa et al., 2009; Kanki et al., 2009)。与自噬小泡形
成有关的基因有ATG1–10、ATG12–14、ATG16–18、
ATG29和ATG31。主要分为ATG1蛋白激酶复合体、
PI3激酶复合体(PI3K)、ATG9复合体以及2个类泛素
化的蛋白结合系统(ATG8酯化系统和ATG12蛋白连
接系统)。其中, 与自噬诱导相关的是ATG1蛋白激酶
复合体和ATG9复合体; 与自噬小泡成核反应相关的
是PI3K复合体; 与自噬小泡成熟相关的是ATG8酯化
系统和ATG12蛋白连接系统。

2.2.1 自噬的诱导
在植物和酵母中, 当营养元素缺乏时主要通过TOR
(target of rapamycin)途径诱导自噬(He and Klion-
sky, 2009)。TOR是一种丝氨酸/苏氨酸激酶, 属于磷
脂酰肌醇激酶相关的激酶家族, 通过形成TOR复合
体(TORC)的形式调节自噬。酵母中发现的TORC1,
通过感受生长因子、营养元素和细胞能量状态的变化
调节自噬(Díaz-Troya et al., 2008)。哺乳动物中发现
至少存在3种与mTOR相互作用的蛋白质, 即RAPTOR
(regulatory associated protein of mammalian
TOR)、LST8和FKBP12 (FK506-binding protein 12)。
具体调节过程如下 : 雷帕霉素与FKBP12结合诱导
mTOR与RAPTOR解离 , 使RAPTOR对mTOR的抑
制解除, TORC1的其它组分(mTOR、LST8、FKBP12)
激活自噬。
后来研究发现TORC1在拟南芥中也是高度保守
的(Díaz-Troya et al., 2008)。与哺乳动物不同, 拟南
芥tor突变体是胚胎致死的, 且在野生型拟南芥中雷
帕霉素不能诱导自噬(Menand et al., 2002)。究其原
因, 发现高等植物中FKBP12失去了雷帕霉素的结合
位点(Menand et al., 2002; Mahfouz et al., 2006)。此
外, 雷帕霉素能够诱导超表达ScFKBP12的转基因拟
南芥细胞自噬 , 证明AtTOR能够与ScFKBP12结合
(Sormani et al., 2007), 说明其在高等植物中也是保
守的。最新研究表明, TOR在高等植物中确实是自噬
的一种负调控因子。
另外, ATG1/ATG13复合体是诱导自噬小泡形成
的自噬起始阶段所必需的, 在多细胞生物中已经证明
其是TOR的一种底物。TOR可以使ATG13磷酸化, 从
而使ATG13从ATG13/ATG1复合体解离, 游离出来
的ATG1可以诱导自噬小泡的形成。但是TOR、ATG1/
ATG13之间的关系和调控作用在酵母和多细胞生物
中是不同的(Chang and Neufeld, 2009; Hosokawa
et al., 2009)。目前在拟南芥中已发现3个ATG1和2个
ATG13的同源基因(Han et al., 2011)。ATG9复合体
也参与自噬的诱导过程 , 拟南芥基因敲除突变体
atg9-1在刀豆素A处理的根中自噬小泡的积累减少,
证明ATG9参与植物自噬小泡的诱导过程(Yoshimoto
et al., 2004)。

2.2.2 自噬小泡的成核反应
在酵母系统中, 自噬小泡的成核反应与PI3K复合体
密切相关。PI3K复合体包括VPS34、ATG6/VPS30、
VPS15、UVRAG和ATG14。在拟南芥中发现了
VPS34和VPS15的一个同源基因。另外, PI3K复合体
的核心组分ATG6、PI3K和UVRAG在植物中都存在,
但它们之间的具体作用还有待于进一步的实验支持
(Hayward and Dinesh-Kumar, 2011)。但是, 目前在
拟南芥中尚未发现ATG14的同源基因。

2.2.3 自噬小泡的延伸和成熟
ATG8酯化系统和ATG12蛋白连接系统参与自噬小泡
的形成过程。这也是目前有关植物细胞自噬过程中研
究得较清楚的部分(Yoshimoto et al., 2010; Han et
al., 2011)。新合成的ATG8 C末端被ATG4切割, 裸露
出甘氨酸残基; 然后在E1酶(ATG7)的催化下, 使AT-
G8的甘氨酸与ATG7的半胱氨酸通过硫酯键相连; 接
着, ATG8经E2酶(ATG3)的半胱氨酸转移给磷脂酰乙
醇胺(phosphatidylethanolamine, PE)并与其头部结
合。同样的, ATG12经ATG4切割和ATG7催化, 先后
景红娟等: 活性氧对植物自噬调控的研究进展 537
与E2类似酶ATG10的半胱氨酸残基和ATG5赖氨酸
残基相连。最新研究结果表明, ATG12-ATG5复合体
作为一种类E3酶参与ATG8的酯化作用(Hanada et
al., 2007; Chung et al., 2010), 且与自噬小泡的形成
有关。
3 活性氧和氧胁迫在植物自噬中的作用
3.1 活性氧对自噬的诱导
H2O2和O2–.在哺乳动物细胞中可以调节自噬。例如,
营养饥饿可引起ROS积累, 尤其是线粒体中H2O2的
积累, 从而诱导自噬(Scherz-Shouval et al., 2007)。
另外, 长时间的葡萄糖饥饿也会诱导O2–.的产生。虽然
SOD过表达对H2O2含量的变化影响不大, 但是共同
过表达CAT和SOD则能显著抑制自噬。ROS生成剂
甲基紫精(methyl viologen, MV)能诱导拟南芥自噬。
但是, 具体哪种ROS诱导自噬产生, 仍是一个值得探
讨的问题。研究表明, 长时间暴露在外源的H2O2, 可
导致细胞内O2–.而不是H2O2的聚集, 表明O2–.能诱导
自噬(Chen et al., 2009b)。
关于ROS诱导自噬的分子机制, 有报道显示酵
母饥饿诱导生成的ROS直接调节ATG4蛋白从而激活
自噬。前文已经提到, ATG4作为一种半胱氨酸蛋白
酶, 既可以切割新合成的ATG8的C末端裸露出甘氨
酸残基, 形成ATG8/PE复合体, 也可以利用其蛋白酶
的活性将ATG8从ATG8/PE上切割下来, 抑制自噬小
泡的形成。有趣的是, 在营养元素缺乏的起始阶段,
ATG8的C末端切割不受影响。但是随着饥饿时间的
延长, ROS的积累会影响产生部位ATG4蛋白水解酶
的活性 , 抑制 ATG8 从 ATG8/PE 复合体上切割
(Essick and Sam, 2010), 从而诱导自噬。
ROS在植物中通过诱导自噬来缓解氧化胁迫。氧
化胁迫时有毒的ROS使蛋白质大量氧化, 这些损伤
的氧化蛋白质需要被迅速和有效地降解。拟南芥atg5
和 atg2突变体中 , 能够检测到H2O2的显著聚集
(Yoshimoto et al., 2009)。另外, ATG18表达下调也
能引起氧化蛋白的聚集, 进一步增加对氧化胁迫的敏
感性(Xiong et al., 2007a, 2007b)。除了拟南芥, 水稻
(Oryza sativa) atg10a突变体比野生型对高盐和MV
更加敏感, 在MV处理后的突变幼苗中出现了大量的
氧化型蛋白质(Shin et al., 2009)。因此, 自噬通过降
解氧化蛋白从而保护植物细胞远离氧化胁迫(Han et
al., 2011)。但是 , Liu等 (2009)的研究发现RNAi-
AtATG18a植株与野生型相比, 氧化蛋白的含量没有
显著差异。因此, 推测自噬的主要作用不是降解氧化
蛋白, 而是促进氧化蛋白运输到液泡。
3.2 在病菌感染时的作用
植物自噬在微生物侵染的免疫过程中起关键作用。植
物的先天免疫通过HR-PCD阻止病菌传播。自噬参与
病原菌感染时的HR-PCD(Bassham, 2007), 并且对
宿主细胞死亡既有正向作用(pro-death)也有负向作
用(anti-death)(Lenz et al., 2011a, 2011b)。拟南芥
atg5、atg10和atg18a突变体在应对产生毒素的病原
菌(Alternaria brassicicola)感染时, ROS增加, 坏死
扩大且对疾病的敏感性增加, 说明自噬正向控制宿主
组织的PCD从而抑制宿主细胞死亡。相反, 上述突变
体在活体营养病原菌感染时通过改变植物激素SA增
强免疫, 说明自噬在植物基础免疫中起负调控作用
(Lenz et al., 2011a, 2011b)。另外, 最近的研究表明,
atg2、atg5、atg7和atg10突变体表现出白粉病抗性
和诱导细胞死亡(Wang et al., 2011a, 2011b)。因此,
自噬过程参与病原菌感染时的HR-PCD, 根据感染病
原菌生活方式和感染策略的不同, 自噬对宿主细胞死
亡的作用也是不同的。
许多研究表明, ROS作为信号分子在病菌感染时
宿主HR-PCD过程中也起关键作用。病原菌感染时,
来源于NADPH氧化酶的ROS含量增加能够激活防御
反应, 诱导HR-PCD。研究表明, ROS诱导的HR限制
了活体营养病原菌(biotrophtic pathogen)的传播, 有
利于坏死营养病原菌(necrotrophic pathogen)的传
播。传统的观念认为, 植物对抗病原菌所产生的ROS
主要来源于细胞膜结合的NADPH氧化酶, 而与叶绿
体无关。但越来越多的证据表明, 叶绿体来源的ROS
在该过程中也起关键作用(Ślesak et al., 2007)。
高等植物atg突变体中过度的HR-PCD与SA信号
途径密切相关, 而且自噬过程依赖SA信号的NPR1
(nonexpressor of pathogenesis-related genes1)反
向调节HR-PCD(Yoshimoto et al., 2009)。随后, 许多
研究表明, 自噬通过SA信号通路参与调节HR-PCD
过程(Lenz et al., 2011a; Wang et al., 2011a)。自噬
在对坏死营养病原菌的抗性中起关键作用。ATG18a
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通过与WRKY33(一种能够产生抗性的转录因子)的结
合, 参与植物对坏死营养病原菌的防卫反应(Hayw-
ard and Dinesh-Kumar, 2011)。ROS与SA信号通路
之间的关系早已引起了人们的关注(Van Breusegem
et al., 2001)。H2O2和SA之间存在自我催化环(self-
amplification loop), 即H2O2能够增加SA的含量, 而
SA又可以诱导H2O2的增加, 这样有利于积累足量的
H2O2作为信号诱导产生SAR(systemic acquired resi-
stence)(Van Breusegem et al., 2001)。另外, Liu等
(2005) 的研究表明 , Beclin1在限制感染部位的
HR-PCD过程中起关键作用。在哺乳动物的心血管系
统, 已经证明ROS通过Beclin1依赖的途径诱导动物
细胞自噬相关的 PCD(De Meyer and Martinet,
2009)。因此, 植物病菌感染过程中ROS与自噬的关
系是相当复杂的, 仍需大量的实验数据进一步证实
ROS与自噬之间的关系。
最近的研究发现, 植物叶绿体在HR-PCD过程中
是一种前死亡信号的重要来源。并且叶绿体自噬
(chlorophagy), 即叶绿体本身被自噬小泡降解的过
程 , 也逐渐引起人们的兴趣(Talbot and Kershaw,
2009; Hayward et al., 2009)。越来越多的证据表明,
叶绿体是植物免疫系统调节PCD的最初位点。叶绿体
作为病毒复制和聚集的位点, 推测使叶绿体防御信号
失活, 而且叶绿体自噬可能使侵染的病毒降解, 或调
节叶绿体依赖的信号在免疫系统中发挥作用(Seay et
al., 2009)。另外, 叶绿体是光合生物ROS生成的主要
部位(Van Breusegem et al., 2001; Halliwell and
Gutteridge, 2006)。叶绿体损伤的最初反应势必造成
ROS的积累, 但是ROS在叶绿体自噬中的关键作用
还需要大量的实验证据支持。
3.3 在非生物胁迫中的作用
ROS除了在病菌感染时参与宿主的防御外, 在植物
应对非生物胁迫过程中也起着信号转导作用。拟南芥
在不同的非生物胁迫中有不同的自噬调控通路。比如,
饥饿和盐胁迫诱导的自噬就是NADPH氧化酶依赖的;
而渗透胁迫诱导的自噬却是NADPH氧化酶非依赖的
(Liu et al., 2009)。拟南芥包含10个编码NADPH氧化
酶 的 同 源 基 因 (AtbohA–AtbohI)(Sagi and Fluhr,
2006)。与野生型相比, 不同突变体(Atbohc, d, f)中自
噬的诱导尚未发现明显差异。推测是由于其它的
NADPH氧化酶基因同源物参与自噬, 或者是各基因之
间功能冗余引起的。因此, NADPH氧化酶与自噬关系
的研究仍需借助一个复合多基因敲除突变体的构建。
3.4 在生长发育中的作用
在利用拟南芥突变体研究自噬发生的分子机制时, 几
乎所有ATG功能缺失突变体(atg7-1, atg9-1, atg4a/
atg4b-1, atg5-1, atg12)、ATG6-反义或敲除植株和
RNAi-ATG18a植株, 在营养缺乏的条件下都表现出
早衰和叶片发黄的特征(Reumann et al., 2010)。即使
在营养正常的条件下, 也有少数突变体植株的莲座叶
片发黄, 说明自噬在植物发育过程中起关键作用。例
如, atatg9-1突变体在N和C饥饿条件下, 子叶和莲座
叶片出现萎黄, 且衰老相关基因SEN1和YSL4的表
达上调(Hanaoka et al., 2002)。因此, 自噬是在营养
缺乏条件下维持细胞活力所必需的。ATG功能缺失突
变体都是抑制自噬过程的, 而叶片发黄是叶绿素过度
降解所致, 因此推测自噬在特定情况下有保护叶绿体
的作用。
自噬在植物生长发育中的作用, 研究最多的就是
其在根生长发育中的作用。利用膜通透性蛋白酶抑制
剂E-64d, 发现自噬在大麦(Hordeum vulgare)和拟南
芥的根中组成型存在(Moriyasu et al., 2003; Inoue et
al., 2006)。在营养充足的条件下, 利用GFP-AtAtg8
融合蛋白, 可观察到存在于拟南芥根尖伸长区到分化
区细胞的自噬小泡。但是, 顶端分生组织细胞中的自
噬小泡对C饥饿诱导最敏感。因此, 自噬在植物细胞
中不仅在营养缺乏条件下参与营养物质的循环利用,
而且在细胞生长和根毛形成过程中起关键作用(Yano
et al., 2007)。经3-甲基腺嘌呤(自噬抑制剂)处理的
T-DNA插入突变体atatg2或atatg5的根尖细胞中均发
现自噬小泡减少, 但是atatg9突变体用E-64d处理后
仍有自噬小泡聚集, 说明AtATG2或AtATG5是拟南
芥根尖细胞自噬所必需的, 而AtATG9则不是必需的
(Inoue et al., 2006)。至于NADPH氧化酶是否参与调
节植物根尖细胞的组成型自噬, 还有待于进一步验
证。在拟南芥RNAi-AtTOR中, NADPH氧化酶抑制剂
不能调节根尖细胞的组成型自噬, NADPH氧化酶在
信号通路中可能位于AtTOR的上游或与其平行(Liu
and Bassham, 2010)。
自噬除了在衰老和根发育过程中起重要作用外,
景红娟等: 活性氧对植物自噬调控的研究进展 539
拟南芥的ATG6同源基因是花粉管萌发和伸长的关键
基因(Harrison-Lowe and Olsen, 2008)。atg6纯合体
不可再生, atg6杂合体花粉测交表明, 雄性配子体缺
陷是造成纯合体不可再生的原因(Harrison-Lowe and
Olsen, 2008)。另外, HVA22作为自噬的抑制剂在植
物和酵母中影响生殖生长(Chen et al., 2009a)。
HVA22最初从大麦中克隆出来, ABA和环境胁迫诱导
该基因表达。HVA22的同源基因包括酵母中的Yop1、
人 类 TB2/DP1 和 拟 南 芥 AtHVA22a–e 。 拟 南 芥
AtHVA22d (RNAi)植株角果变小、产量降低、花丝变
短、心皮缺陷和花粉颗粒功能失常, 究其原因发现是
由于花丝细胞自噬增加引起的(Chen et al., 2009a)。
另外, 在木质部管状分子(tracheary elements, TEs)
的发育过程中, TE的次生细胞壁加厚并且死亡。研究
表明 , 小GTP结合蛋白(GTPase)RabG3b在自噬参
与的TE分化中起关键作用 (Kwon et al., 2010a,
2010b)。
NADPH氧化酶生成的ROS在根毛生长过程中起
关键调节作用(Swanson and Gilroy, 2010)。拟南芥
突变体rhd (root hair defective)的根表皮细胞能够形
成膨胀, 但却失去了顶端生长的能力, 不能形成正常
的根毛。后来研究发现, 突变体rhd是由于拟南芥中编
码呼吸猝变的同源基因C(respiratory burst oxidase
homolog C) AtRBOHC突变所致。该基因是哺乳动物
中编码NADPH氧化酶细胞质催化亚基gp91phox的同
源基因。另外, ATG的缺失突变也会导致由于抑制自
噬引起的根毛变短和花粉管发育受阻(Inoue et al.,
2006; Kwon et al., 2010a, 2010b)。因此, ROS和自
噬都参与根毛和花粉管的发育过程。但是, 二者之间
是如何共同调控根毛和花粉管发育的还需要大量实
验数据的支撑。另外, 已证实ROS通过Roh家族的单
体G蛋白调节花粉管萌发后的顶端生长 (Swanson
and Gilroy, 2010)。
4 研究展望
自噬是一种大规模降解细胞组分的生物过程, 在营养
缺乏和衰老时有利于营养元素的再利用。随着研究的
不断深入, 已发现自噬也是有选择性的, 如过氧化物
酶体自噬(pexophagy)、线粒体自噬(mitophagy)、ER
自噬 (ER-phagy)、部分细胞核自噬 (micronucleo-
phagy)和核糖体自噬(ribophagy)等细胞器自噬, 它
们分别特异性降解各自的细胞器。上述细胞器自噬在
酵母和哺乳动物中都已进行了深入研究, 但在植物细
胞中的研究才刚刚起步。过氧化物酶体、线粒体和植
物细胞特有的叶绿体都是产生ROS的主要部位, 因
此证实ROS在细胞器自噬中起关键的调控作用。但
是, ROS如何调控细胞器自噬, 哪种ROS参与哪种细
胞器自噬等都有待进一步的验证。另外, ROS和自噬
在生长发育、病菌感染和非生物胁迫中的调控作用,
大部分还处于推测阶段, 仍需要大量实验数据来证
实。因此ROS与植物自噬之间的关系是复杂多元的调
控关系, 还需要进行全方位的研究和探讨。
参考文献
Bassham DC (2007). Plant autophagy—more than a star-
vation response. Curr Opin Plant Biol 10, 587–593.
Chang YY, Neufeld TP (2009). An Atg1/Atg13 complex with
multiple roles in TOR-mediated autophagy regulation. Mol
Biol Cell 20, 2004–2014.
Chen CNN, Chen HR, Yeh SY, Vittore G, Ho TH (2009a).
Autophagy is enhanced and floral development is im-
paired in AtHVA22d RNA interference Arabidopsis. Plant
Physiol 149, 1679–1689.
Chen Y, Azad MB, Gibson SB (2009b). Superoxide is the
major reactive oxygen species regulating autophagy. Cell
Death Differ 16, 1040–1052.
Chung T, Phillips AR, Vierstra RD (2010). ATG8 lipidation
and ATG8-mediated autophagy in Arabidopsis require
ATG12 expressed from the differentially controlled
ATG12A AND ATG12B loci. Plant J 62, 483–493.
De Meyer GR, Martinet W (2009). Autophagy in the car-
diovascular system. Biochim Biophys Acta 1793, 1485–
1495.
Díaz-Troya S, Pérez-Pérez ME, Florencio FJ, Crespo JL
(2008). The role of TOR in autophagy regulation from
yeast to plants and mammals. Autophagy 4, 851–865.
Essick EE, Sam F (2010). Oxidative stress and autophagy
in cardiac disease, neurological disorders, aging and
cancer. Oxid Med Cell Longev 3, 168–177.
Gechev TS, Van Breusegem F, Stone JM, Denev I, Laloi
C (2006). Reactive oxygen species as signals that
modulate plant stress responses and programmed cell
death. BioEssays 28, 1091–1101.
Halliwell B, Gutteridge JMC (2006). Free Radicals in Biol-
ogy and Medicine, 4th edn. Oxford: Clarendon Press.
540 植物学报 47(5) 2012
Han SJ, Yu BJ, Wang Y, Liu YL (2011). Role of plant
autophagy in stress response. Protein Cell 2, 784–791.
Hanada T, Noda NN, Satomi Y, Ichimura Y, Fujioka Y,
Takao T, Inagaki F, Ohsumi Y (2007). The Atg12–Atg5
conjugate has a novel E3-like activity for protein lipidation
in autophagy. J Biol Chem 282, 37298–37302.
Hanaoka H, Noda T, Shirano Y, Kato T, Hayashi H, Shi-
bata D, Tabata S, Ohsumi Y (2002). Leaf senescence
and starvation-induced chlorosis are accelerated by the
disruption of an Arabidopsis autophagy gene. Plant Phy-
siol 129, 1181–1193.
Harrison-Lowe NJ, Olsen LJ (2008). Autophagy Protein 6
(ATG6) is required for pollen germination in Arabidopsis
thaliana. Autophagy 4, 339–348.
Hayward AP, Dinesh-Kumar SP (2011). What can plant
autophagy do for an innate immune response? Annu Rev
Phytopathol 49, 557–576.
Hayward AP, Tsao J, Dinesh-Kumar SP (2009). Auto-
phagy and plant innate immunity: defense through deg-
radation. Semin Cell Dev Biol 20, 1041–1047.
He C, Klionsky DJ (2009). Regulation mechanisms and
signaling pathways of autophagy. Annu Rev Genet 43,
67–93.
Henzler T, Steudel E (2000). Transport and metabolic
degradation of hydrogen peroxide in Chara corallina:
model calculations and measurements with the pressure
probe suggest transport of H2O2 across water channels. J
Exp Bot 51, 2053–2066.
Hosokawa N, Hara T, Kaizuka T, Kishi C, Takamura A,
Miura Y, Iemura S, Natsume T, Takehana K, Yamada
N, Guan JL, Oshiro N, Mizushima N (2009). Nutrient
dependent mTORC1 association with the ULK1-Atg13-
FIP200 complex required for autophagy. Mol Biol Cell 20,
1981–1991.
Inoue Y, Suzuki T, Hattori M, Yoshimoto K, Ohsumi Y,
Moriyasu Y (2006). AtATG genes, homologs of yeast
autophagy genes, are involved in constitutive autophagy
in Arabidopsis root tip cells. Plant Cell Physiol 47, 1641–
1652.
Kanki T, Wang K, Cao Y, Baba M, Klionsky DJ (2009).
Atg32 is a mitochondrial protein that confers selectivity
during mitophagy. Dev Cell 17, 98–109.
Klionsky DJ, Ohsumi Y (1999). Vacuolar import of proteins
and organelles from the cytoplasm. Annu Rev Cell Dev
Biol 15, 1–32.
Kon M, Cuervo AM (2010). Chaperone-mediated autophagy
in health and disease. FEBS Lett 584, 1399–1404.
Kwon SI, Cho HJ, Jung JH, Yoshimoto K, Shirasu K,
Park OK (2010a). The Rab GTPase RabG3b functions in
autophagy and contributes to tracheary element differen-
tiation in Arabidopsis. Plant J 64, 151–164.
Kwon SI, Cho HJ, Park OK (2010b). Role of Arabidopsis
RabG3b and autophagy in tracheary element differentia-
tion. Autophagy 6, 1187–1189.
Lenz HD, Haller E, Melzer E, Gust AA, Nuernberger T
(2011a). Autophagy controls plant basal immunity in a
pathogenic lifestyle-dependent manner. Autophagy 7,
773–774.
Lenz HD, Haller E, Melzer E, Kober K, Wurster K, Stahl M,
Bassham DC, Vierstra RD, Parker JE, Bautor J, Molina
A, Escudero V, Shindo T, van der Hoorn RA, Gust AA,
Nürnberger T (2011b). Autophagy differentially controls
plant basal immunity to biotrophic and necrotrophic
pathogens. Plant J 66, 818–830.
Levine B, Kroemer G (2008). Autophagy in the pathogene-
sis of disease. Cell 132, 27–42.
Liu Y, Bassham DC (2010). Tor is a negative regulator of
autophagy in Arabidopsis thaliana. PLoS One 5, e11883.
Liu YL, Schiff M, Czymmek K, Tallóczy Z, Levine B,
Dinesh-Kumar SP (2005). Autophagy regulates pro-
grammed cell death during the plant innate immune re-
sponse. Cell 121, 567–577.
Liu YM, Xiong Y, Bassham DC (2009). Autophagy is re-
quired for tolerance of drought and salt stress in plants.
Autophagy 5, 954–963.
Mahfouz MM, Kim S, Delauney AJ, Verma DPS (2006).
Arabidopsis TARGET OF RAPAMYCIN interacts with
RAPTOR, which regulates the activity of S6 kinase in re-
sponse to osmotic stress signals. Plant Cell 18, 477–490.
Menand B, Desnos T, Nussaume L, Berger F, Bouchez D,
Meyer C, Robaglia C (2002). Expression and disruption
of the Arabidopsis TOR (target of rapamycin) gene. Proc
Natl Acad Sci USA 99, 6422–6427.
Moriyasu Y, Hattori M, Jauh GY, Rogers JC (2003). Alpha
tonoplast intrinsic protein is specifically associated with
vacuole membrane involved in an autophagic process.
Plant Cell Physiol 44, 795–802.
Nakatogawa H, Suzuki K, Kamada Y, Ohsumi Y (2009).
Dynamics and diversity in autophagy mechanisms: les-
sons from yeast. Nat Rev Mol Cell Biol 10, 458–467.
Reumann S, Voitsekhovskaja O, Lillo C (2010). From
signal transduction to autophagy of plant cell organelles:
lessons from yeast and mammals and plant-specific fea-
tures. Protoplasma 247, 233–256.
景红娟等: 活性氧对植物自噬调控的研究进展 541
Rinalducci S, Murgiano L, Zolla L (2008). Redox pro-
teomics: basic principles and future perspectives for the
detection of protein oxidation in plants. J Exp Bot 59,
3781–3801.
Sagi M, Fluhr R (2006). Production of reactive oxygen spe-
cies by plant NADPH Oxidases1. Plant Physiol 141,
336–340.
Scherz-Shouval R, Shvets E, Fass E, Shorer H, Gil L,
Elazar Z (2007). Reactive oxygen species are essential
for autophagy and specifically regulate the activity of
Atg4. EMBO J 26, 1749–1760.
Seay M, Hayward AP, Tsao J, Dinesh-Kumar SP (2009).
Something old, something new: plant innate immunity and
autophagy. Curr Top Microbiol Immunol 335, 287–306.
Shin JH, Yoshimoto K, Ohsumi Y, Jeon JS, An G (2009).
OsATG10b, an autophagosome component, is needed for
cell survival against oxidative stresses in rice. Mol Cells
27, 67–74.
Ślesak I, Libik M, Karpinska B, Karpinski  S, Miszalski Z
(2007). The role of hydrogen peroxide in regulation of
plant metabolism and cellular signaling in response to
environmental stresses. Acta Biochim Pol 54, 39–50.
Sormani R, Yao L, Menand B, Ennar N, Lecampion C,
Meyer C, Robaglia C (2007). Saccharomyces cerevisiae
FKBP12 binds Arabidopsis thaliana TOR and its expres-
sion in plants leads to rapamycin susceptibility. BMC
Plant Biol 7, 26.
Swanson S, Gilroy S (2010). ROS in plant development.
Physiol Plant 138, 384–392.
Talbot NJ, Kershaw MJ (2009). The emerging role of
autophagy in plant pathogen attack and host defence.
Curr Opin Plant Biol 12, 444–450.
Thumm M, Egner R, Koch B, Schlumpberger M, Straub
M, Veenhuis M, Wolf DH (1994). Isolation of auto-
phagocytosis mutants of Saccharomyces cerevisiae.
FEBS Lett 349, 275–280.
Triantaphylidès C, Havaux M (2009). Singlet oxygen in
plants: production, detoxification and signaling. Trends
Plant Sci 14, 219–228.
Triantaphylidés C, Krischke M, Hoeberichts FA, Ksas B,
Gresser G, Havaux M, Van Breusegem F, Mueller MJ
(2008). Singlet oxygen is the major reactive oxygen spe-
cies involved in photooxidative damage to plants. Plant
Physiol 148, 960–968.
Tsukada M, Ohsumi Y (1993). Isolation and characteriza-
tion of autophagy-defective mutants of Saccharomyces
cerevisiae. FEBS Lett 333, 169–174.
Van Breusegem F, Vranová E, Dat JF, Inzé D (2001).
The role of active oxygen species in plant signal trans-
duction. Plant Sci 161, 405–414.
Vranová E, Inzé D, Breusegem FV (2002). Signal trans-
duction during oxidative stress. J Exp Bot 53, 1227–1236.
Wang YP, Nishimura MT, Zhao T, Tang DZ (2011a).
ATG2, an autophagy-related protein, negatively affects
powdery mildew resistance and mildew-induced cell death
in Arabidopsis. Plant J 68, 74–87.
Wang YP, Wu YY, Tang DZ (2011b). The autophagy gene,
ATG18a, plays a negative role in powdery mildew resis-
tance and mildew-induced cell death in Arabidopsis. Plant
Signal Behav 6, 1408–1410.
Xiong Y, Contento AL, Bassham DC (2007a). Disruption of
autophagy results in constitutive oxidative stress in
Arabidopsis. Autophagy 3, 257–258.
Xiong Y, Contento AL, Nguyen PQ, Bassham DC (2007b).
Degradation of oxidized proteins by autophagy during oxi-
dative stress in Arabidopsis. Plant Physiol 143, 291–299.
Yano K, Suzuki T, Moriyasu Y (2007). Constitutive auto-
phagy in plant root cells. Autophagy 3, 360–362.
Yoshimoto K, Hanaoka H, Sato S, Kato T, Tabata S, Noda
T, Ohsumi Y (2004). Processing of ATG8s, ubiquitin-like
proteins, and their deconjugation by ATG4s are essential
for plant autophagy. Plant Cell 16, 2967–2983.
Yoshimoto K, Jikumaru Y, Kamiya Y, Kusano M, Con-
sonni C, Panstruga R, Ohsumi Y, Shirasu K (2009).
Autophagy negatively regulates cell death by controlling
NPR1-dependent salicylic acid signaling during senes-
cence and the innate immune response in Arabidopsis.
Plant Cell 21, 2914–2927.
Yoshimoto K, Takano Y, Sakai Y (2010). Autophagy in
plants and phytopathogens. FEBS Lett 584, 1350–1358.


542 植物学报 47(5) 2012
Research Progress in Regulation of Reactive Oxygen
Species in Plant Autophagy
Hongjuan Jing*, Guangzhou Zhou, Xiaorong Tan, Kangkang Ping, Xuejian Ren
College of Biological Engineering, Henan University of Technology, Zhengzhou 450001, China
Abstract Autophagy is a highly conserved biological progress in degradation of the cell components and has key roles
in starvation, senescence and infection by pathogens. Moreover, reactive oxygen species (ROS) is a byproduct of higher
plants during normal and stress conditions and plays an important role in regulation of growth and development and pro-
grammed cell death during stress response. Recent research has shown that ROS and autophagy both regulate pro-
grammed cell death in the hypersensitive reaction during infection by pathogens, growth and development and stress
adaptation. We discuss the signal interaction between ROS and autophagy in plants, including species and characteris-
tics of ROS, the molecular basis of plant autophagy, and functions of ROS in plant autophagy.
Key words plant autophagy, programmed cell death, reactive oxygen species
Jing HJ, Zhou GZ, Tan XR, Ping KK, Ren XJ (2012). Research progress in regulation of reactive oxygen species in
plant autophagy. Chin Bull Bot 47, 534–542.
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* Author for correspondence. E-mail: hjjing@haut.edu.cn
(责任编辑: 白羽红)