全 文 ：植物病理学报
ＡＣＴＡ ＰＨＹＴＯＰＡＴＨＯＬＯＧＩＣＡ ＳＩＮＩＣＡ　 ４５(４): ３８４￣３９４(２０１５)
收稿日期: ２０１４￣０４￣２８ꎻ 修回日期: ２０１５￣０３￣２２
基金项目: 国家自然科学基金(３１１０１３９５)ꎻ江苏省基础研究计划(自然科学基金)资助项目(ＢＫ２０１１４４３)ꎻ江苏省高校自然科学研究项目
(１３ＫＪＢ２１０００９)ꎻ江苏省普通高校研究生科研创新计划项目(ＫＹＬＸ＿１３５４)ꎻ国家公益性行业(农业)科研专项(２０１３０３０１８)
通讯作者: 童蕴慧ꎬ女ꎬ教授ꎬ主要从事植物真菌病害和病害生物防治研究ꎻＴｅｌ: ０５１４￣８７９７９２４９ꎬ Ｅ￣ｍａｉｌ: ｙｈｔｏｎｇ＠ｙｚｕ.ｅｄｕ.ｃｎ
第一作者: 陈孝仁ꎬ男ꎬ副教授ꎬ主要从事植物真菌病害研究ꎻＥ￣ｍａｉｌ: ｘｒｃｈｅｎ＠ｙｚｕ.ｅｄｕ.ｃｎꎮ
ｄｏｉ:１０.１３９２６ / ｊ.ｃｎｋｉ.ａｐｐｓ.２０１５.０４.００７
辣椒疫霉 ＣＲＮ编码基因的克隆、转录特征
及在与寄主互作中的作用
陈孝仁ꎬ 李艳朋ꎬ 邢玉平ꎬ 徐敬友ꎬ 童蕴慧∗
(扬州大学园艺与植物保护学院ꎬ扬州 ２２５００９)
摘要:ＣＲＮ (ｃｒｉｎｋｌｉｎｇ ａｎｄ ｎｅｃｒｏｓｉｓ￣ｉｎｄｕｃｉｎｇ ｐｒｏｔｅｉｎ)蛋白是一类卵菌特有的效应分子ꎬ然而目前对其功能和分子机制知之甚
少ꎮ 为分析 ＣＲＮ效应分子在辣椒疫霉(Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｃａｐｓｉｃｉ)与植物互作中的作用ꎬ本研究利用前期转录组测序结果ꎬ对辣
椒疫霉基因组数据库进行序列比对分析ꎬ获得了 ７个 ＣＲＮ编码基因的全长序列ꎻ采用 ＲＴ￣ＰＣＲ方法分析其在辣椒疫霉生长
发育阶段(菌丝、游动孢子囊、游动孢子、萌发的休止孢)和侵染寄主阶段(本氏烟(Ｎｉｃｏｔｉａｎａ ｂｅｎｔｈａｍｉａｎａ)灌根 １.５、３、６、１２、
２４、３６和 ７２ ｈ后)的转录水平ꎬ发现 ３个基因在辣椒疫霉生长发育阶段和侵染阶段上调表达ꎻ将这 ３个基因克隆测序ꎬ发现
其编码蛋白均含有保守的 ＬＦＬＡＫ和 ＨＶＬＶＶＶＰ基序ꎻ在本氏烟上的基因瞬时表达结果表明ꎬＰｃ５５９０８４和 Ｐｃ５７０４０３能够抑
制由致病疫霉 ｅｌｉｃｉｔｉｎ蛋白 ＩＮＦ１或老鼠促凋亡蛋白 ＢＡＸ诱发的植物程序性细胞死亡ꎬ并且 Ｐｃ５５９０８４能够促进辣椒疫霉侵
染植物ꎮ 这些研究结果为理解 ＣＲＮ效应分子在辣椒疫霉致病过程中的作用提供了重要的实验数据ꎮ
关键词:辣椒疫霉ꎻ ＣＲＮ编码基因ꎻ 瞬时表达ꎻ 程序性细胞死亡ꎻ 毒力
Ｃｌｏｎｉｎｇꎬ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌ ｐｒｏｆｉｌｅｓ ａｎｄ ｒｏｌｅｓ ｏｆ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｃａｐｓｉｃｉ ＣＲＮ￣ｅｎｃｏｄｉｎｇ
ｇｅｎｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎ ｗｉｔｈ ｈｏｓｔ ｐｌａｎｔｓ 　 ＣＨＥＮ Ｘｉａｏ￣ｒｅｎꎬ ＬＩ Ｙａｎ￣ｐｅｎｇꎬ ＸＩＮＧ Ｙｕ￣ｐｉｎｇꎬ ＸＵ
Ｊｉｎｇ￣ｙｏｕꎬ ＴＯＮＧ Ｙｕｎ￣ｈｕｉ　 (Ｃｏｌｌｅｇｅ ｏｆ Ｈｏｒｔｉｃｕｌｔｕｒｅ ａｎｄ Ｐｌａｎｔ Ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎꎬ Ｙａｎｇｚｈｏｕ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙꎬ Ｙａｎｇｚｈｏｕ ２２５００９ꎬ Ｃｈｉｎａ)
Ａｂｓｔｒａｃｔ: ＣＲＮ (ｃｒｉｎｋｌｉｎｇ ａｎｄ ｎｅｃｒｏｓｉｓ￣ｉｎｄｕｃｉｎｇ ｐｒｏｔｅｉｎ) ｅｆｆｅｃｔｏｒｓ ａｒｅ ｏｎｅ ｃｌａｓｓ ｏｆ ｅｆｆｅｃｔｏｒｓ ｕｎｉｑｕｅ ｔｏ ｏｏｍｙｃｅ￣
ｔｅｓ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅｉｒ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ａｎｄ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ｉｎ ｔｈｅ ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ ｏｆ ｏｏｍｙｃｅｔｅｓ ｗｉｔｈ ｈｏｓｔ ｐｌａｎｔｓ ｒｅｍａｉｎ
ｏｂｓｃｕｒｅ. Ｔｏ ｕｎｄｅｒｓｔａｎｄ ｔｈｅ ｒｏｌｅｓ ｏｆ ｔｈｅｓｅ ＣＲＮ ｅｆｆｅｃｔｏｒｓ ｉｎ ｔｈｅ ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ ｂｅｔｗｅｅｎ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｃａｐｓｉｃｉ ａｎｄ ｉｔｓ
ｈｏｓｔ ｐｌａｎｔｓꎬ ａ ｔｏｔａｌ ｏｆ ７ ＣＲＮ ｃａｎｄｉｄａｔｅ ｇｅｎｅｓ ｗｉｔｈ ｆｕｌｌ ｌｅｎｇｔｈｓ ｗｅｒｅ ｏｂｔａｉｎｅｄ ａｆｔｅｒ ｂｌａｓｔｉｎｇ ｏｕｒ ｐｒｅｖｉｏｕｓ ｔｒａｎ￣
ｓｃｒｉｐｔｏｍｅ ｄａｔａ ａｇａｉｎｓｔ Ｐ. ｃａｐｓｉｃｉ ｇｅｎｏｍｅ ｄａｔａｂａｓｅ ａｎｄ ａｎａｌｙｚｉｎｇ ｔｈｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ. Ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌ ｐｒｏｆｉｌｅｓ ｏｆ ｔｈｅｓｅ
ｇｅｎｅｓ ｗｅｒｅ ａｎａｌｙｚｅｄ ｕｓｉｎｇ ＲＴ￣ＰＣＲ ａｐｐｒｏａｃｈ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｓｔａｇｅｓ ｏｆ ｔｈｅ ｐａｔｈｏｇｅｎ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ (ｍｙｃｅｌｉｕｍꎬ ｓｐｏｒａｎ￣
ｇｉｕｍꎬ ｚｏｏｓｐｏｒｅ ａｎｄ ｇｅｒｍｉｎａｔｉｎｇ ｃｙｓｔ) ａｎｄ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ ｏｆ Ｎｉｃｏｔｉａｎａ ｂｅｎｔｈａｍｉａｎａ ｒｏｏｔｓ (１.５ꎬ ３ꎬ ６ꎬ １２ꎬ ２４ꎬ ３６ ａｎｄ
７２ ｈ ｐｏｓｔ￣ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎ) . Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｒｅｅ ＣＲＮ￣ｅｎｃｏｄｉｎｇ ｇｅｎｅｓ ｗｅｒｅ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｌｌｙ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｄｕｒｉｎｇ
ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｌ ａｎｄ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ ｓｔａｇｅｓ ｏｆ Ｐ. ｃａｐｓｉｃｉ. Ａｎａｌｙｓｅｓ ｏｆ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｄｅｒｉｖｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅｓｅ ｔｈｒｅｅ
ｃｌｏｎｅｄ ｇｅｎｅｓ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｔｈａｔ ａｌｌ ｔｈｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｃｏｎｔａｉｎ ｔｈｅ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ＬＦＬＡＫ ａｎｄ ＨＶＬＶＶＶＰ ｍｏｔｉｆｓ. Ｔｒａｎｓｉｅｎｔ
ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｔｈｒｅｅ ｇｅｎｅｓ ｉｎ Ｎ. ｂｅｎｔｈａｍｉａｎａ ｄｉｓｐｌａｙｅｄ ｔｈａｔ ｔｗｏ ｇｅｎｅｓ (Ｐｃ５５９０８４ ａｎｄ Ｐｃ５７０４０３) ｃａｎ ｓｕｐ￣
ｐｒｅｓｓ ｐｌａｎｔ ｐｒｏｇｒａｍｍｅｄ ｃｅｌｌ ｄｅａｔｈ ｔｒｉｇｇｅｒｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｅｌｉｃｉｔｉｎ ＩＮＦ１ ｏｆ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｉｎｆｅｓｔａｎｓ ｏｒ ｐｒｏ￣ａｐｏｐｔｏｔｉｃ
ｍｏｕｓｅ ｐｒｏｔｅｉｎ ＢＡＸ. Ｆｕｒｔｈｅｒｍｏｒｅꎬ ｅｃｔｏｐｉｃ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ Ｐｃ５５９０８４ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｓｕｓｃｅｐｔｉｂｉｌｉｔｙ ｏｆ Ｎ. ｂｅｎｔｈａｍｉａｎａ ｔｏ
Ｐ. ｃａｐｓｉｃｉ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ. Ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙ ｐｒｏｖｉｄｅｓ ｅｓｓｅｎｔｉａｌ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｄａｔａ ｆｏｒ ｕｎｄｅｒｓｔａｎｄｉｎｇ ｔｈｅ ｒｏｌｅｓ ｏｆ ＣＲＮ ｅｆｆｅｃｔｏｒｓ
ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｐａｔｈｏｇｅｎｉｃｉｔｙ ｏｆ Ｐ. ｃａｐｓｉｃｉ.
　
　 ４期 陈孝仁ꎬ等:辣椒疫霉 ＣＲＮ编码基因的克隆、转录特征及在与寄主互作中的作用
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ: Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｃａｐｓｉｃｉꎻ ＣＲＮ￣ｅｎｃｏｄｉｎｇ ｇｅｎｅｓꎻ ｔｒａｎｓｉｅｎｔ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎꎻ ｐｒｏｇｒａｍｍｅｄ ｃｅｌｌ ｄｅａｔｈꎻ ｖｉｒｕｌｅｎｃｅ
中图分类号: Ｓ４３６.４１８.１　 　 　 　 　 文献标识码: Ａ　 　 　 　 　 文章编号: ０４１２￣０９１４(２０１５)０４￣０３８４￣１１
　 　 辣椒疫霉(Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｃａｐｓｉｃｉ Ｌｅｏｎｉａｎ)是一
种重要的植物病原卵菌ꎬ常危害茄科、葫芦科和豆
类等多种农作物ꎬ每年给全世界蔬菜生产造成高达
１０亿美元的损失[１~３]ꎮ 由于疫霉菌在进化上与
“真”真菌( ｔｒｕｅ ｆｕｎｇｉ)相差甚远ꎬ多数杀菌剂对其
防治无效ꎬ加之生产上缺乏抗性品种ꎬ目前尚无有
效的辣椒疫霉防治手段ꎮ 因此ꎬ深入研究辣椒疫霉
与植物互作的分子遗传学基础、解析病原菌致病机
制和寄主防卫机制ꎬ可为控制该病原菌引起的病害
提供理论依据ꎮ
　 　 近期研究发现ꎬ在与植物的互作过程中ꎬ卵菌
通过分泌一系列的效应分子操控植物的生长、发育
和防卫机制ꎬ最终成功侵染和定殖[４ꎬ５]ꎮ ＣＲＮ
(ｃｒｉｎｋｌｉｎｇ ａｎｄ ｎｅｃｒｏｓｉｓ￣ｉｎｄｕｃｉｎｇ ｐｒｏｔｅｉｎ)效应分子
也被称作 Ｃｒｉｎｋｌｅｒꎬ最初是通过植物表达筛选致病
疫霉(Ｐ. ｉｎｆｅｓｔａｎｓ)外泌蛋白编码基因而获得的ꎬ这
些 ＣＲＮ效应分子具有诱导植物叶片皱缩和坏死、
触发植物防卫反应的功能[６]ꎮ 通过基因组测序发
现植物病原卵菌均含有几十到上百个数目不等的
ＣＲＮ编码基因ꎬ其中约一半为假基因ꎬ表明它们可
能面临着巨大的进化选择压力[７~１４]ꎮ 这类效应分
子的 Ｎ 端含有保守的 ＬＦＬＡＫ 元件ꎬ能够引导
ＣＲＮ效应分子进入植物细胞内ꎬ其 Ｃ端序列多变、
结构 多 样 化ꎬ 控 制 着 ＣＲＮ 效 应 分 子 的 功
能[４ꎬ１０ꎬ１４ꎬ１５]ꎮ 研究表明ꎬ诱导植物产生程序性细胞
死亡(ｐｒｏｇｒａｍｍｅｄ ｃｅｌｌ ｄｅａｔｈꎬ ＰＣＤ)等防卫机制并
不是 ＣＲＮ普遍具有的功能ꎬ它们大多可能具有毒
性因子的角色ꎬ定向进入植物细胞核干扰植物的生
理功能ꎬ帮助卵菌成功侵染[７ꎬ１４ꎬ１６ꎬ１７]ꎮ 近期对大豆
疫霉(Ｐ. ｓｏｊａｅ)ＣＲＮ 编码基因的研究ꎬ发现只有
ＰｓＣＲＮ６３ 和 ＰｓＣＲＮ１７２￣２ 等少数基因具有诱导植
物 ＰＣＤ的活性ꎬ而多数具有抑制 ＰＣＤ 的活性ꎻ利
用稳定转化技术沉默 ＣＲＮ 编码基因ꎬ发现 ２ 个
ＣＲＮ编码基因对于大豆疫霉的致病过程是必需
的[１５ꎬ１６ꎬ１８]ꎮ ｖａｎ Ｄａｍｍｅ等[１７]在植物体内表达致病
疫霉的一个 ＣＲＮ 效应分子 ＣＲＮ８ꎬ发现 ＣＲＮ８ 的
表达有助于病原菌侵染寄主ꎮ ＣＲＮ８ 的 Ｃ 端具有
激酶的活性ꎬ作者推测该效应分子在侵染过程中可
能调控寄主的抗病信号转导途径[１７]ꎮ Ｐ. ｃａｐｓｉｃｉ
基因组草图近期已释放ꎬ经生物信息学分析该基因
组至少含有 ８４ 个 ＣＲＮ 编码基因的全长序
列[１３ꎬ１４]ꎮ 目前ꎬ仅发现少数 ＣＲＮ 效应分子能够触
发植物的 ＰＣＤ反应ꎬ推测大多数 ＣＲＮ效应分子可
能进入植物细胞核行使毒性功能ꎬ帮助病原菌进行
侵染[１４ꎬ１９]ꎮ 但是ꎬ对于这些预测的辣椒疫霉 ＣＲＮ
编码基因是否都是“真基因”ꎬ它们在病原菌生长
发育和侵染寄主阶段的表达特征以及是否具有毒
性功能尚不清楚ꎮ
　 　 近期ꎬ我们利用 Ｉｌｌｕｍｉｎａ 高通量测序技术分析
了 Ｐ. ｃａｐｓｉｃｉ侵染寄主前期的转录组和基因表达情
况ꎬ获得了 １３个差异表达的 ＣＲＮ编码基因的表达
序列标签(ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｔａｇꎬ ＥＳＴ) [２０]ꎮ 本研
究通过数据库比对获得这些 ＣＲＮ 编码基因的序
列ꎬ分析并筛选候选 ＣＲＮ编码基因ꎻ比较其在辣椒
疫霉生长发育阶段和侵染植物阶段的转录特征ꎻ依
据转录分析结果ꎬ克隆差异表达的 ＣＲＮ 编码基因
的全长ꎻ将 ＣＲＮ 编码基因在本氏烟 (Ｎｉｃｏｔｉａｎａ
ｂｅｎｔｈａｍｉａｎａ)叶片内进行瞬时表达( ｔｒａｎｓｉｅｎｔ ｅｘｐｒｅｓ￣
ｓｉｏｎ) [２１]ꎬ分析其对植物 ＰＣＤ 以及病原菌侵染的影
响ꎬ从而明确这些 ＣＲＮ效应分子的功能ꎮ 研究结果
为进一步了解 Ｐ. ｃａｐｓｉｃｉ的致病机制提供了依据ꎮ
１　 材料与方法
１.１　 疫霉菌株和植物材料
　 　 Ｐ. ｃａｐｓｉｃｉ 菌株 Ｐｃ５３７ 分离自发病的辣椒植
株ꎬ现保存于扬州大学园艺与植物保护学院真菌实
验室ꎮ 在 ２５℃条件下用 １０％的 Ｖ８ 培养基平板进
行培养[１]ꎮ 菌丝、游动孢子囊、游动孢子、萌发休
止孢的产生和收集参考 Ｃｈｅｎ等[２０]的方法ꎮ
　 　 利用无菌土在 ２２℃ ~ ２５℃、１６ ｈ 光 / ８ ｈ 暗交
替温室培养本氏烟ꎬ６~８周后使用[２０]ꎮ
１.２　 核酸提取
　 　 利用 ＣＴＡＢ 法从 Ｐｃ５３７ 菌丝中提取基因组
ＤＮＡ[２０]ꎮ 总 ＲＮＡ 的提取采用 ＴａＫａＲａ 公司的
ＲＮＡｉｓｏ Ｐｌｕｓ进行ꎮ 用 １％ 琼脂糖凝胶电泳检测基
因组 ＤＮＡ 和总 ＲＮＡ 完整性ꎬ并用紫外分光光度
法进行浓度和纯度分析ꎮ 用 ＤＮａｓｅ Ｉ (ＴａＫａＲａ)去
５８３
　
植物病理学报 ４５卷
除 ＲＮＡ 中残余基因组 ＤＮＡ 的污染ꎬ然后使用
ＲＮＡ 纯化试剂盒[ＲＮＡｃｌｅａｎ Ｋｉｔꎬ天根生化科技
(北京)有限公司]进行纯化ꎮ
１.３　 生物信息学分析和引物设计
　 　 将转录组测序获得的 １３ 个 ＣＲＮ 编码基因的
ＥＳＴ序列[２０]在 Ｐ. ｃａｐｓｉｃｉ基因组草图数据库[ＤＯＥ
Ｊｏｉｎｔ Ｇｅｎｏｍｅ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ ( ＪＧＩ) ＬＴ１５３４ ｖ１１.０] ( ｈｔ￣
ｔｐ: / / ｇｅｎｏｍｅ. ｊｇｉ￣ｐｓｆ. ｏｒｇ / Ｐｈｙｃａ１１ / Ｐｈｙｃａ１１. ｈｏｍｅ.
ｈｔｍｌ)进行序列比对 (程序 ｔＢｌａｓｔｘꎬ期望值 Ｅ≤
１０－７０)ꎬ下载匹配的基因序列ꎮ 利用 Ｐ. ｉｎｆｅｓｔａｎｓ 基
因组数据库( ｈｔｔｐ: / / ｗｗｗ. ｂｒｏａｄｉｎｓｔｉｔｕｔｅ. ｏｒｇ / ａｎｎｏ￣
ｔａｔｉｏｎ / ｇｅｎｏｍｅ / ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ＿ ｉｎｆｅｓｔａｎｓ ) ( 程 序
Ｂｌａｓｔｘꎬ期望值 Ｅ≤１０－２０) 比较 Ｐ. ｃａｐｓｉｃｉ ＣＲＮ编码
基因与 Ｐ. ｉｎｆｅｓｔａｎｓ直系同源序列(ｏｒｔｈｏｌｏｇｓ)的相
似性ꎮ 利用 ＢｉｏＥｄｉｔ软件[２２]进行核苷酸序列拼接、
蛋白翻译处理和多重序列比对ꎮ 信号肽预测通过
ＳｉｇｎａｌＰ (ｖ３.０) [２３]进行ꎮ
　 　 利用 Ｐｒｉｍｅｒ ３ 程序[２４]进行基因扩增引物和
ＲＴ￣ＰＣＲ引物设计ꎬ交上海生工生物工程股份有限
公司合成ꎮ
１.４　 ＲＴ￣ＰＣＲ分析
　 　 利用反转录酶 Ｍ￣ＭＬＶ 和随机引物 Ｏｌｉｇｏ ｄ
(Ｔ) １５(ＴａＫａＲａ)将总 ＲＮＡ反转录成第 １链ｃＤＮＡꎮ
在 ＰＣＲ管中依次先加入下列试剂:Ｏｌｉｇｏ ｄ(Ｔ) １５
ｐｒｉｍｅｒｓ (５０ μｍｏｌ􀅰Ｌ－１) １ μＬꎬ总 ＲＮＡ (７００ ｎｇ􀅰
μＬ－１) １ μＬꎬ无核酸酶水 ４ μＬꎮ 混匀离心后ꎬ于
７０℃孵育 １０ ｍｉｎꎬ然后迅速置于冰上冷却 ２ ｍｉｎꎮ
ＰＣＲ 管离心 ５ ｓ 后再加入下列试剂:５ ×Ｍ￣ＭＬＶ
ｂｕｆｆｅｒ ２ μＬꎬｄＮＴＰｓ (各 １０ ｍｍｏｌ􀅰Ｌ－１) ０.５ μＬꎬ
Ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ＲＮａｓｅ ｉｎｈｉｂｉｔｏｒ (４０ Ｕ􀅰μＬ－１) ０. ２５
μＬꎬ反转录酶 Ｍ￣ＭＬＶ(２００ Ｕ􀅰μＬ－１) ０.５ μＬꎬ无
核酸酶水 ０.７５ μＬꎮ 混匀后离心 ５ ｓꎬ于 ４２℃孵育
１ ｈꎬ然后 ７０℃孵育 １５ ｍｉｎꎬ再置于冰上 ２ ｍｉｎꎮ 得
到的 ｃＤＮＡ溶液保存于－２０℃待用ꎮ
　 　 先利用 Ｐｃ５３７的基因组 ＤＮＡ作为模板优化所
有反应体系后再进行 ＲＴ￣ＰＣＲ 反应ꎮ 反转录获得
的 ｃＤＮＡ溶液稀释 １０倍后用做 ＰＣＲ反应的模板ꎮ
２０ μＬ的 ＰＣＲ 扩增体系:１０×ＰＣＲ ｂｕｆｆｅｒ ２ μＬꎬ第 １
链 ｃＤＮＡ １００ ~ ３００ ｎｇꎬ上下游引物 ( １０ μｍｏｌ􀅰
Ｌ－１) 各 １ μＬꎬＭｇ２＋ ( ２５ ｍｍｏｌ􀅰 Ｌ－１ ) １. ２ μＬꎬ
ｄＮＴＰｓ (２.５ ｍｍｏｌ􀅰Ｌ－１) ２ μＬꎬＴａｑ ＤＮＡ 聚合酶
(５ Ｕ􀅰μＬ－１) ０.２ μＬꎬｄｄＨ２Ｏ 补齐到 ２０ μＬꎮ ＰＣＲ
反应程序为:９４℃ 预变性 ５ ｍｉｎꎻ９４℃变性 ３０ ｓꎬ
５３℃ ~５９℃(依据不同的基因ꎬ表 １)复性 ３０ ｓꎬ７２℃
延伸 １ ｍｉｎꎬ３１个循环ꎻ７２℃延伸 ５ ｍｉｎꎮ
　 　 选用泛素连接酶基因 ( ｕｂｉｑｕｉｔｉｎ￣ｃｏｎｊｕｇａｔｉｎｇ
ｅｎｚｙｍｅꎬ Ｕｂｃ)作为 ＲＴ￣ＰＣＲ 分析的内参基因[２０]ꎮ
实验重复 ３次ꎮ
１.５　 基因克隆
　 　 以 ＣＲＮ编码基因显示上调表达的 ｃＤＮＡ样品
为模板ꎬ利用高保真 ＤＮＡ 聚合酶(ＰｒｉｍｅＳＴＡＲ ＨＳ
ＤＮＡ ｐｏｌｙｍｅｒａｓｅꎬ ＴａＫａＲａ)和扩增引物(表 １)进行
成熟肽编码区序列扩增ꎬＰＣＲ 反应体系参照 １.４ꎮ
马铃薯 Ｘ病毒(Ｐｏｔａｔｏ ｖｉｒｕｓ Ｘꎬ ＰＶＸ)双元表达载
体 ｐＧＲ１０７[２５]经限制性内切酶 Ｓｍａ Ｉ(美国 ＮＥＢ公
司)酶切产生平滑末端ꎮ 分别将 ＰＣＲ 片段和载体
酶切产物通过胶回收试剂盒(ＡＸＹＧＥＮ ＡｘｙＰｒｅｐ
ＤＮＡ Ｇｅｌ Ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ Ｋｉｔꎬ 杭州爱思进公司)纯化回
收后ꎬ再利用 Ｔ４ ＤＮＡ连接酶(ＴａＫａＲａ)在 １６℃下
进行平末端连接ꎮ 将连接的质粒转化进大肠杆菌
(Ｅｓｃｈｅｒｉｃｈｉａ ｃｏｌｉ) ＪＭ１０９ 中ꎬ对 ＰＣＲ 筛选获得的
阳性克隆进行序列测定ꎬ测序引物定位于多克隆位
点两侧ꎬ上下游引物分别为 ＰＶＸ￣Ｆ:５′￣ＡＡＴＣＡＡＴ￣
ＣＡＣＡＧＴＧＴＴＧＧＣＴＴＧＣ￣３′ꎻ ＰＶＸ￣Ｒ: ５′￣ＡＧＴＴ￣
ＧＡＣＣＣＴＡＴＧＧＧＣＴＧＴＧＴＴＧ￣３′ꎮ 电泳检测后将
目标重组质粒于－２０℃保存备用ꎮ
　 　 以 Ｐｃ５３７的基因组 ＤＮＡ为模板ꎬ利用 ＴａＫａＲａ
Ｅｘ Ｔａｑ酶和扩增引物(表 １)进行基因全长扩增ꎬ
具体参照上述方法进行ꎮ 按照 ＴＡ 载体试剂盒说
明ꎬＤＮＡ 片段利用 ＴＡ 连接技术克隆进入 ｐＭＤ￣
１８Ｔ载体(ＴａＫａＲａ)ꎮ 委托上海生工生物工程股份
有限公司利用通用引物 Ｍ１３进行插入片段测序ꎮ
１.６　 农杆菌(Ａｇｒｏｂａｃｔｅｒｉｕｍ ｔｕｍｅｆａｃｉｅｎｓ)介导
的瞬时表达
　 　 将重组质粒、阴性对照质粒 ｐＧＲ１０７∷Ｇｆｐ 和
阳性对照质粒 ｐＧＲ１０７∷Ｉｎｆ１、ｐＧＲ１０７∷Ｂａｘ [２０ꎬ２６]
分别通过电转化技术导入农杆菌 ＧＶ３１０１ 菌株中ꎮ
转化子接种于 ３ ｍＬ、含有 ５０ μｇ􀅰ｍＬ－１卡那霉素
的液体 ＬＢ培养基中ꎬ于 ２８℃恒温摇床振荡(２２０ ｒ
􀅰ｍｉｎ－１)培养 ４８ ｈꎮ 然后 ４ ０００ ｒｐｍ离心 ４ ｍｉｎ收
６８３
　
　 ４期 陈孝仁ꎬ等:辣椒疫霉 ＣＲＮ编码基因的克隆、转录特征及在与寄主互作中的作用
集菌体ꎬ用 １０ ｍｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ＭｇＣｌ２溶液重新悬浮菌
体ꎬ再次离心ꎮ 重复 ３ 次后ꎬ用 １０ ｍｍｏｌ􀅰 Ｌ－１
ＭｇＣｌ２定容至菌体悬浮液吸光值 ＯＤ６００ ＝ ０.４ ~ ０.６ꎮ
取由上至下第 ３~６片完全展开的本氏烟真叶渗透
接种农杆菌ꎬ用无菌针头在叶片下表皮造成一个微
小伤口ꎬ用无针头的注射器将 ２０~ ３０ μＬ 农杆菌悬
浮液注射到本氏烟叶片中ꎮ
　 　 为了测试 ＣＲＮ编码基因是否引起植物细胞坏
死ꎬ分别单独注射含有 ＣＲＮ编码基因的重组质粒ꎬ
以及对照 ｐＧＲ１０７∷Ｇｆｐ、ｐＧＲ１０７∷Ｉｎｆ１、ｐＧＲ１０７∷
Ｂａｘ和 １０ ｍｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ＭｇＣｌ２溶液ꎮ 每个 ＣＲＮ编码
基因和对照均注射 ２０ 个点ꎮ 为了测试 ＣＲＮ 编码
基因是否抑制植物细胞坏死ꎬ分别单独注射含有
ＣＲＮ编码基因的重组质粒ꎬ以及对照 ｐＧＲ１０７∷
Ｇｆｐ和 １０ ｍｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ＭｇＣｌ２溶液ꎮ ２４ ｈ后ꎬ每个注
射点再次注射相同量的含 ｐＧＲ１０７∷ Ｂａｘ 或者
ｐＧＲ１０７∷Ｉｎｆ１的农杆菌ꎮ 每个处理组合均注射 ２０
个点ꎮ 处理过的所有本氏烟均置于 ２２℃、１６ ｈ 光 /
８ ｈ暗交替温室进行培养ꎬ２ ｄ 后每天观察并记录
叶片症状ꎮ
１.７　 本氏烟接种、叶片染色和生物量(ｂｉｏｍａｓｓ)分析
１.７.１　 根部接种　 接种前 １~２ ｈꎬ浇灌健康的本氏
烟ꎬ以保证接种时土壤湿润ꎮ 接种时ꎬ每株本氏烟
的根部滴加 １０ ｍＬ新鲜制备的辣椒疫霉游动孢子
悬浮液(１×１０６个􀅰ｍＬ－１)ꎬ以接种无菌水的本氏烟
作为对照ꎮ 所有烟草均置于上述温室进行培养ꎮ
分别在接种后 １.５、３、６、１２、２４、３６和 ７２ ｈ割取本氏
烟根部(每个时间点均接种 １０ 株本氏烟)ꎮ 样品
割取后用液氮速冻ꎬ然后于－７５℃冰箱保存备用ꎮ
１.７.２　 叶片接种　 农杆菌注射 ４８ ｈ 后ꎬ取下注射
的本氏烟叶片ꎬ置于无菌培养皿里进行滤纸保湿ꎬ
然后将 １０ μＬ新鲜培养的 Ｐｃ５３７ 的游动孢子悬浮
液(５×１０５个􀅰ｍＬ－１)接种于叶片下表面注射点ꎬ每
隔 １２ ｈ观察和记录本氏烟叶片的病斑扩展变化ꎬ
４８ ｈ后将叶片进行 ｔｒｙｐａｎ ｂｌｕｅ染色ꎮ
１.７.３　 叶片 ｔｒｙｐａｎ ｂｌｕｅ 染色　 ２５℃条件下将接种
的本氏烟叶片置于 Ｆａｒｍｅｒ’ｓ溶液(乙酸、乙醇和氯
仿按照 １:６:３的体积比配制)中浸泡 ３０ ｓ后ꎬ 再置
于 ０.０５％的 ｔｒｙｐａｎ ｂｌｕｅ 溶液(美国 Ｓｉｇｍａ－Ａｌｄｒｉｃｈ
公司)中、２５℃下浸泡 １２ ｈꎮ 在用超纯水漂洗干净
叶片表面的染料后ꎬ利用 ７５％乙醇对叶片进行水
浴脱色ꎮ 被染成蓝色的即为死亡的植物细胞ꎮ 对
叶片进行拍照并测量叶片病斑直径ꎮ
１.７.４　 叶片中辣椒疫霉生物量分析　 持家基因通
常用于计算被侵染植物组织中病原物与该植物生
物量的相对比例[２７ꎬ２８]ꎮ 剪取辣椒疫霉游动孢子接
种 ４８ ｈ后的本氏烟叶片病变部分组织(２×２ ｃｍ)ꎬ
利用 ＣＴＡＢ 法提取总 ＤＮＡ[２０]ꎮ 利用本氏烟和辣
椒疫霉各自特异的持家基因 ａｃｔｉｎ 的引物ꎬ通过实
时定量 ＰＣＲ来标定剪取的叶片组织中辣椒疫霉与
植物生物量的比例ꎮ 辣椒疫霉 ａｃｔｉｎ基因的引物对
序列为:５′￣ＡＧＧＡＧＡＴＧＧＣＣＡＡＧＴＴＡＧＣ￣３′和 ５′￣
ＣＣＧＡＣＴＣＡＴＣＡＴＡＣＴＣＧＧ￣３′ ꎮ 本氏烟 ａｃｔｉｎ 基
因的引物对序列为: ５′￣ＡＣＣＡＴＣＡＡＴＧＡＴＣＧ￣
ＧＡＡＴＧＧ￣３′和 ５′￣ＧＣＴＣＡＴＣＣＴＡＴＣＡＧＣＡＡＴＧＣ￣
３′ꎮ ２０ μＬ的实时定量 ＰＣＲ 反应体系包括:ＤＮＡ
模板 ２０ ｎｇꎬ上下游引物(２ μｍｏｌ􀅰Ｌ￣１) 各 ２ μＬꎬ
ＳＹＢＲ Ｇｒｅｅｎ Ｐｒｅｍｉｘ ＥｘＴａｑ (ＴａＫａＲａ) １０ μＬꎬ无核
酸酶的水补齐到 ２０ μＬꎮ ＰＣＲ反应在 ＣＦＸ９６ 荧光
定量 ＰＣＲ仪(美国 Ｂｉｏ￣Ｒａｄ公司)上进行ꎬ程序为:
９５℃预变性 １０ ｍｉｎꎻ９５℃变性 １５ ｓꎬ６０℃退火和延
伸共 １ ｍｉｎꎬ在延伸阶段检测荧光强度ꎬ收集信号ꎬ
４０个循环ꎮ 扩增结束后ꎬ在 ６０℃ ~ ９５℃做熔解曲
线分析以检测扩增产物的特异性ꎮ 熔解曲线为单
峰时用于后续分析ꎮ 每个样品重复 ３ 次ꎮ 每对引
物分别设立 ３ 个不含模板的阴性对照ꎮ 依据标准
曲线法[２９]将荧光定量 ＰＣＲ 所得到的 Ｃｔ 值转换为
相对定量数据进行分析ꎮ 实验至少重复 ３次ꎮ
２　 结果与分析
２.１　 辣椒疫霉 ＣＲＮ编码基因的预测
　 　 利用 ｔＢｌａｓｔｘ 程序(期望值 Ｅ≤１０－７０)ꎬ将原
Ｉｌｌｕｍｉｎａ测序获得的 １３个 ＣＲＮ编码基因的 ＥＳＴ序
列[２０]在辣椒疫霉数据库进行序列比对ꎬ获得了这
１３个基因的全长序列ꎮ 已知具有功能的疫霉菌
ＣＲＮ效应分子的长度均在 ２５０ 个氨基酸残基以上
以及 Ｎ端含有保守的 ＬＦＬＡＫ 基序[７ꎬ１０ꎬ１４]ꎬ据此分
析获得符合上述条件的辣椒疫霉 ＣＲＮ编码基因为
７个ꎮ 基于这些 ＣＲＮ 编码基因序列ꎬ设计 ７ 对
ＲＴ￣ＰＣＲ引物(表 １)ꎬ用于后续分析ꎮ
２.２　 辣椒疫霉 ＣＲＮ编码基因的转录特征
　 　 辣椒疫霉能够侵染本氏烟[２０]ꎮ 为探明 ＣＲＮ编
７８３
　
植物病理学报 ４５卷
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８８３
　
　 ４期 陈孝仁ꎬ等:辣椒疫霉 ＣＲＮ编码基因的克隆、转录特征及在与寄主互作中的作用
码基因在辣椒疫霉侵染时的表达情况ꎬ利用游动孢
子灌根接种 ５ ~ ７ 叶期本氏烟ꎬ然后分别提取接种
后 １. ５、３、６、１２、２４、３６ 和 ７２ ｈ 的本氏烟根部总
ＲＮＡꎬ以无菌水接种的本氏烟根部的总 ＲＮＡ 作为
对照ꎮ 提取辣椒疫霉 ４ 个重要发育阶段(菌丝、游
动孢子囊、游动孢子和萌发的休止孢)的总 ＲＮＡꎬ
同时分析这 ７个 ＣＲＮ编码基因(表 １)在辣椒疫霉
侵染前期阶段的表达情况ꎮ
　 　 结果显示ꎬ上述 ７ 个 ＣＲＮ 编码基因中ꎬ３ 个
(Ｐｃ２０８７９、Ｐｃ５５９０８４和 Ｐｃ５７０４０３)在辣椒疫霉发育
时期或侵染寄主阶段上调表达 (图 １)ꎮ 其中ꎬ
Ｐｃ５５９０８４仅在辣椒疫霉重要的侵染前期阶段—休
止孢萌发阶段上调表达ꎬ在侵染阶段未检测到该基
因的转录本ꎻＰｃ２０８７９ 在辣椒疫霉菌丝、游动孢子
囊和休止孢萌发阶段差异上调表达ꎬ在侵染寄主早
期(１.５ ｈ 和 ３ ｈ)也剧烈上调表达ꎬ随后表达量下
降ꎬ至 ３６ ｈ 表达量最低ꎬ在 ７２ ｈ 表达量开始升高ꎻ
与前两者相比ꎬＰｃ５７０４０３ 在辣椒疫霉生长发育阶
段的表达水平较低ꎬ在侵染阶段晚期(３６ ｈ 和７２ ｈ)
的表达量显著高于其他接种时间点的表达量ꎮ 结
果表明上述 ３个基因可能都参与了辣椒疫霉的侵
染过程ꎮ 其余 ４ 个基因 ( Ｐｃ１０６７３６、 Ｐｃ１１０２７４、
Ｐｃ５３７３０８和 Ｐｃ５６７３７８)的 ＲＴ￣ＰＣＲ 引物对不能从
辣椒疫霉发育阶段或侵染寄主阶段的样品中扩增
出目标条带ꎮ
２.３　 辣椒疫霉ＣＲＮ编码基因全长的克隆和序列分析
　 　 经 ＲＴ￣ＰＣＲ 分析ꎬ获得 ３ 个差异表达的 ＣＲＮ
编码基因(Ｐｃ２０８７９、Ｐｃ５５９０８４和 Ｐｃ５７０４０３)ꎮ 对这
３个基因进行高保真和普通 ＰＣＲ 扩增、测序ꎬ分别
获得了同一个基因不含信号肽的编码序列以及全
长序列ꎮ 经比较分析ꎬ这些基因序列与辣椒疫霉基
因组数据库注释序列一致ꎮ 将这些开放阅读框序
列提交 ＧｅｎＢａｎｋ(表 ２)ꎮ
　 　 经 ＳｉｇｎａｌＰ (ｖ３.０)分析氨基酸序列后ꎬ我们发
现ꎬ除蛋白 Ｐｃ２０８７９ 的隐藏马科夫模型 (Ｈｉｄｄｅｎ
Ｍａｒｋｏｖ ｍｏｄｅｌｓꎬ ＨＭＭ)预测值在 ０.９以上之外ꎬ其
余所有分值均在 ０.５ 以下ꎬ说明这 ３ 个 ＣＲＮ 效应
分子可能均不含有典型的信号肽(表 ２)ꎮ 比较这
３ 个 ＣＲＮ 效应分子的蛋白序列ꎬ可知其均含有
ＣＲＮ 效应分子保守的 ＬＦＬＡＫ 和 ＨＶＬＶＶＶＰ 基
序ꎬ以及 ＤＷＬ 功能域(图 ２)ꎮ 不过ꎬＰｃ５７０４０３ 的
ＬＦＬＡＫ基序为 ＬＦＬＡＮꎬＰｃ２０８７９ 的 ＨＶＬＶＶＶＰ 基
序中第 ５位则由 Ｖ变异为 Ｒ(图 ２)ꎮ 由于 Ｐ. ｉｎｆｅｓ￣
ｔａｎｓ基因组组装更完整、注释更充分[１０]ꎬ本研究比
较了克隆的 Ｐ. ｃａｐｓｉｃｉ ＣＲＮ 编码基因与 Ｐ. ｉｎｆｅｓ￣
ｔａｎｓ 直系同源基因的相似性ꎮ 如表 ２ 所示ꎬ
Ｐｃ５５９０８４与致病疫霉的直系同源基因有 ７２％的序
列完全相同ꎬ而其余 ２个基因与致病疫霉直系同源
基因之间分别只有 ２７％和 ２９％的序列完全相同ꎮ
将本研究克隆获得的全长序列与 Ｓｔａｍ 等[１４]预测
的 ＣＲＮ 基因序列进行比对ꎬ发现 Ｐｃ５５９０８４ 与
Ｓｔａｍ 等[１４]预测的 ＣＲＮ２＿１１３７ 相同ꎬ而 Ｐｃ２０８７９
和 Ｐｃ５７０４０３未在 Ｓｔａｍ等[１４]预测的序列中找到对
应的基因ꎮ
Ｆｉｇ. １　 Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｐａｔｔｅｒｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｃａｐｓｉｃｉ ＣＲＮ￣ｅｎｃｏｄｉｎｇ
ｇｅｎｅｓ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｌ ａｎｄ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ ｓｔａｇｅｓ
ＭＹ: Ｐｌａｔｅ￣ｇｒｏｗｎ ｍｙｃｅｌｉａꎻ ＳＰ: Ｓｐｏｒａｎｇｉａꎻ ＺＯ: Ｚｏｏｓｐｏｒｅｓꎻ ＧＣ: Ｇｅｒｍｉｎａｔｉｎｇ ｃｙｓｔｓꎻ Ｍｏｃｋ: Ｍｏｃｋ￣ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｐｌａｎｔｓꎻ
１.５~ ７２ ｈ: Ｎｉｃｏｔｉａｎａ ｂｅｎｔｈａｍｉａｎａ ｒｏｏｔｓ ａｔ １.５ꎬ ３ꎬ ６ꎬ １２ꎬ ２４ꎬ ３６ ａｎｄ ７２ ｈ ｐｏｓｔ￣ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎꎻ Ｗ: Ｓｔｅｒｉｌｅ ｄｉｓｔｉｌｌｅｄ ｗａｔｅｒ.
Ｇｅｎｅ ｎａｍｅｓ ａｒｅ ｌｉｓｔｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｌｅｆｔ ａｎｄ ｔｈｅ ｓｉｚｅｓ ｏｆ ｔｈｅ ＲＴ￣ＰＣＲ ｐｒｏｄｕｃｔｓ ａｒｅ ｌｉｓｔｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｒｉｇｈｔ.
Ａｌｌ ｔｈｅ ｓｉｚｅｓ ｗｅｒｅ ａｓ ｅｘｐｅｃｔｅｄꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ ｗａｓ ｒｅｐｅａｔｅｄ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ.
９８３
　
植物病理学报 ４５卷
Ｆｉｇ. ２　 Ｓｅｑｕｅｎｃｅ ａｌｉｇｎｍｅｎｔ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ＣＲＮ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｏｆ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｃａｐｓｉｃｉ
Ｆｕｌｌ￣ｌｅｎｇｔｈ Ｐ. ｃａｐｓｉｃｉ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｗｅｒｅ ｔｒａｎｓｌａｔｅｄ ｕｓｉｎｇ ＢｉｏＥｄｉｔ. Ｂｏｘｅｓ ｄｅｎｏｔｅ ｐｕｔａｔｉｖｅ ＬＦＬＡＫ
ａｎｄ ＨＶＬＶＶＶＰ ｍｏｔｉｆｓ. Ｂｏｔｈ ｍｏｔｉｆｓ ａｒｅ ａｌｓｏ ｍａｒｋｅｄ ｂｙ ａｓｔｅｒｉｓｋｓ ｆｏｒ ｖｉｓｕａｌｉｚａｔｉｏｎ.
Ｔｈｅ ｌｉｎｅ ｕｎｄｅｒｌｉｎｅｓ ｔｈｅ ＤＷＬ ｄｏｍａｉｎ ｄｅｆｉｎｅｄ ｂｙ ＬＦＬＡＫ ａｎｄ ＨＶＬＶＶＶＰ ｍｏｔｉｆｓ.
２.４　 辣椒疫霉 ＣＲＮ效应分子抑制植物的 ＰＣＤ反应
　 　 致病疫霉 ｅｌｉｃｉｔｉｎ 蛋白 ＩＮＦ１ 和老鼠促凋亡蛋
白 ＢＡＸ都能够触发植物的程序性细胞死亡ꎬ通常
认为这种反应类似于植物抗病防卫相关的过敏反
应 ( ｈｙｐｅｒｓｅｎｓｉｔｉｖｅ ｒｅａｃｔｉｏｎꎬ ＨＲ ) [２６ꎬ３０ꎬ３１]ꎮ 因此ꎬ
ＩＮＦ１和 ＢＡＸ 常用作触发植物 ＰＣＤ 的阳性对
照[２０ꎬ２６]ꎮ 农杆菌介导的基因瞬时异源表达已经应
用于卵菌等植物病原菌效应分子的功能分析之
中[２１ꎬ３２]ꎮ 本研究将获得的 ３ 个差异表达的 ＣＲＮ
编码基因(Ｐｃ２０８７９、Ｐｃ５５９０８４ 和 Ｐｃ５７０４０３)分别
克隆进入 ＰＶＸ双元表达载体 ｐＧＲ１０７ꎬ利用农杆菌
介导的方法在本氏烟叶片内进行了基因瞬时表达ꎮ
结果显示ꎬ阳性对照 Ｂａｘ和 Ｉｎｆ１在注射 ４ ｄ后均激
发本氏烟叶片产生了 ＰＣＤꎬ叶肉组织出现坏死ꎻ而
ＣＲＮ编码基因和阴性对照 Ｇｆｐ 一样ꎬ均不能诱导
本氏烟产生 ＰＣＤ(图 ３￣Ａ)ꎬ到注射后第 ２０ ｄ 亦未
见坏死反应ꎬ表明这 ３ 个 ＣＲＮ 编码基因不具有激
发植物产生 ＰＣＤ的功能ꎮ
　 　 本研究进一步分析了这些 ＣＲＮ编码基因是否
具有抑制植物 ＰＣＤ 的功能ꎮ 结果如图 ３ 所示ꎬ
ＣＲＮ编码基因 Ｐｃ５５９０８４ 不能抑制由 Ｉｎｆ１ 引起的
植物 ＰＣＤ(图 ３￣Ｂ)ꎬ但能够抑制由 Ｂａｘ引起的植物
ＰＣＤ (图 ３￣Ｃ )ꎻ Ｐｃ５７０４０３ 则均能抑制由 Ｉｎｆ１
(图 ３￣Ｄ)和 Ｂａｘ (图 ３￣Ｅ) 引起的植物 ＰＣＤꎻ而
Ｐｃ２０８７９则均不能抑制由 Ｉｎｆ１(图 ３￣Ｆ)和 Ｂａｘ(图
３￣Ｇ)所引起的植物 ＰＣＤꎮ 结果表明 Ｐｃ５５９０８４ 和
Ｐｃ５７０４０３可能具有毒性因子的功能ꎮ
２.５　 辣椒疫霉 ＣＲＮ效应分子促进病原菌侵染植物
　 　 为进一步明晰辣椒疫霉 ＣＲＮ效应分子是否具
有毒性功能ꎬ本研究利用 Ｐｃ５３７ 接种已经表达
ＣＲＮ编码基因 Ｐｃ５５９０８４ 或 Ｐｃ５７０４０３ 的本氏烟叶
片ꎬ测试在 Ｐｃ５５９０８４ 或 Ｐｃ５７０４０３ 表达的情况下ꎬ
病原菌的侵染是否更加剧烈ꎮ 结果如图 ４所示ꎬ辣
椒疫霉菌株 Ｐｃ５３７在表达 Ｐｃ５５９０８４的叶片上产生
的病斑(平均直径 ｄ ＝ １.６ ｃｍ)显著大于(Ｐ<０.０１)
在阴性对照 Ｇｆｐ 叶片上产生的病斑(ｄ ＝ ０.７ ｃｍ)ꎬ
病斑直径比值约为 ２.３(图 ４￣Ａ)ꎻ而表达 Ｐｃ５７０４０３
的叶片上形成的病斑(ｄ ＝ ０.７ ｃｍ)与对照(ｄ ＝ ０.６
ｃｍ)相比没有显著差异(Ｐ<０.０１)ꎬ病斑直径比值
接近 １(图 ４￣Ｂ)ꎮ
　 　 为精确衡量在表达 Ｃｒｎ 基因和 Ｇｆｐ 基因的情
况下辣椒疫霉的侵染扩展差异ꎬ利用实时定量
ＰＣＲ比较被侵染组织中辣椒疫霉与植物 ａｃｔｉｎ 基
因的 ＤＮＡ量之比ꎬ来评价不同情况下被侵染组织
中辣椒疫霉的生物量( ｂｉｏｍａｓｓ) 积累ꎮ 结果如图
４Ｃ所示ꎬ在浸润 Ｐｃ５５９０８４的叶片内ꎬ辣椒疫霉与本
氏烟生物量之比(５５％)显著大于在浸润 Ｇｆｐ叶片中
的两者之比(２０％)(Ｐ<０.０１)ꎻ而在浸润Ｐｃ５７０４０３
０９３
　
　 ４期 陈孝仁ꎬ等:辣椒疫霉 ＣＲＮ编码基因的克隆、转录特征及在与寄主互作中的作用
Ｆｉｇ. ３　 Ｔｒａｎｓｉｅｎｔ ａｓｓａｙｓ ｏｆ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｃａｐｓｉｃｉ ＣＲＮ ｅｆｆｅｃｔｏｒｓ ｉｎ Ｎｉｃｏｔｉａｎａ ｂｅｎｔｈａｍｉａｎａ ｌｅａｖｅｓ
Ａ: Ｐｃ２０８７９ꎬ Ｐｃ５５９０８４ ａｎｄ Ｐｃ５７０４０３ ｃａｎ ｎｏｔ ｔｒｉｇｇｅｒ ｃｅｌｌ ｄｅａｔｈ ｉｎ Ｎ. ｂｅｎｔｈａｍｉａｎａ. Ｔｈｅ ｐｌａｎｔ ｌｅａｖｅｓ ｗｅｒｅ ｉｎｆｉｌｔｒａｔｅｄ ｗｉｔｈ
Ａ. ｔｕｍｅｆａｃｉｅｎｓ ( ｓｔｒａｉｎ ＧＶ３１０１) ｃｅｌｌｓ ｔｏ ｅｘｐｒｅｓｓ Ｐ. ｉｎｆｅｓｔａｎｓ Ｉｎｆ１ꎬ ｐｒｏ￣ａｐｏｐｔｏｔｉｃ ｍｏｕｓｅ Ｂａｘ ( ｐｏｓｉｔｉｖｅ ｃｏｎｔｒｏｌｓꎬ ｉ. ｅ. ＰＣＤ
ｔｒｉｇｇｅｒｓ) ｏｒ Ｇｆｐ (ｎｅｇａｔｉｖｅ ｃｏｎｔｒｏｌ) . Ｐｈｏｔｏｇｒａｐｈｓ ｗｅｒｅ ｔａｋｅｎ ａｔ ４ ｄ ａｆｔｅｒ ｉｎｆｉｌｔｒａｔｉｏｎ. Ｂ￣Ｇ: Ｐｃ２０８７９ꎬ Ｐｃ５５９０８４ ａｎｄ Ｐｃ５７０４０３
ｓｕｐｐｒｅｓｓ ｃｅｌｌ ｄｅａｔｈ ｃａｕｓｅｄ ｂｙ Ｉｎｆ１ ｏｒ Ｂａｘ ｉｎ Ｎ. ｂｅｎｔｈａｍｉａｎａ. Ｂｏｔｈ ｔｏｐ ｌｅｆｔ ａｎｄ ｔｏｐ ｒｉｇｈｔ ｓｉｔｅｓ ｗｅｒｅ ｉｎｆｉｌｔｒａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｓａｍｅ Ｃｒｎ
ｇｅｎｅ. Ｔｈｅ ｓａｍｅ ＰＣＤ ｔｒｉｇｇｅｒ ｗａｓ ｅｍｐｌｏｙｅｄ ｉｎ ｅａｃｈ ｌｅａｆ. Ｔｈｒｅｅ ａｇｒｏ￣ｉｎｆｉｌｔｒａｔｉｏｎ ｓｉｔｅｓ ｏｎ ｔｈｅ ｌｅｆｔ ｓｉｄｅ ｏｆ ｔｈｅ ｍａｉｎ ｖｅｉｎ ｉｎ ｅａｃｈ Ｎ.
ｂｅｎｔｈａｍｉａｎａ ｌｅａｆ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ Ｐｃ５５９０８４ ｏｎｌｙ (Ｂꎬ Ｃ)ꎬ ｏｒ Ｐｃ５７０４０３ ｏｎｌｙ (Ｄꎬ Ｅ) ｏｒ Ｐｃ２０８７９ ｏｎｌｙ (Ｆꎬ Ｇ) ( ｔｏｐ ｌｅｆｔ)ꎻ Ｇｆｐ ｏｎｌｙ
(ｍｉｄｄｌｅ ｌｅｆｔ) ａｎｄ １０ ｍｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ＭｇＣｌ２ ｂｕｆｆｅｒ ｏｎｌｙ (ｂｏｔｔｏｍ ｌｅｆｔ) . Ｔｈｅ ｏｔｈｅｒ ｔｈｒｅｅ ｓｉｔｅｓ ｏｎ ｔｈｅ ｒｉｇｈｔ ｓｉｄｅ ｉｎ ｅａｃｈ ｌｅａｆ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ
Ｃｒｎ ｇｅｎｅ ( ｔｏｐ ｒｉｇｈｔ)ꎬ Ｇｆｐ (ｍｉｄｄｌｅ ｒｉｇｈｔ)ꎬ ｂｏｔｈ ｏｆ ｗｈｉｃｈ ｗｅｒｅ ｃｈａｌｌｅｎｇｅｄ ｗｉｔｈ Ａ. ｔｕｍｅｆａｃｉｅｎｓ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ Ｉｎｆ１ (Ｂꎬ Ｄꎬ Ｆ) ｏｒ
Ｂａｘ (Ｃꎬ Ｅꎬ Ｇ)ꎬ ａｎｄ ＰＣＤ ｔｒｉｇｇｅｒ ｉｔｓｅｌｆ (ｂｏｔｔｏｍ ｒｉｇｈｔ) . Ｐｈｏｔｏｇｒａｐｈｓ ｗｅｒｅ ｔａｋｅｎ ａｔ ５ ｄ ａｆｔｅｒ ｃｅｌｌ ｄｅａｔｈ ｉｎｄｕｃｅｒ ｉｎｆｉｌｔｒａｔｉｏｎ. Ｔｈｅ
ｃｉｒｃｌｅｓ ｉｎｄｉｃａｔｅ ｔｈｅ ａｇｒｏｉｎｆｉｌｔｒａｔｉｏｎ ａｒｅａｓ.
Ｆｉｇ. ４　 Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ａ ＣＲＮ ｅｆｆｅｃｔｏｒ ｉｎ Ｎｉｃｏｔｉａｎａ ｂｅｎｔｈａｍｉａｎａ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ
ｓｕｓｃｅｐｔｉｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｔｈｅ ｐｌａｎｔ ｔｏ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｃａｐｓｉｃｉ
Ａꎬ Ｂ: Ｐｈｏｔｏｇｒａｐｈｓ ｗｅｒｅ ｆｒｏｍ Ｐ. ｃａｐｓｉｃｉ ｉｎｆｅｃｔｅｄ ｌｅａｖｅｓ. Ｌｅａｆ ｒｅｇｉｏｎｓ ｔｒａｎｓｉｅｎｔｌｙ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ＣＲＮ ｇｅｎｅｓ Ｐｃ５５９０８４ (Ａ)ꎬ Ｐｃ５７０４０３
(Ｂ) ｏｒ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ Ｇｆｐꎬ ａｎｄ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｗｉｔｈ Ｐ. ｃａｐｓｉｃｉ ｆｏｒ ４８ ｈｏｕｒｓꎬ ｗｅｒｅ ｓｔａｉｎｅｄ ｗｉｔｈ ｔｒｙｐａｎ ｂｌｕｅ. Ｃ: Ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ ｗａｓ ｑｕａｎｔｉfiｅｄ
ｕｓｉｎｇ ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｖｅ ｒｅａｌ￣ｔｉｍｅ ＰＣＲ ｔｏ ｍｅａｓｕｒｅ ｔｈｅ ｒａｔｉｏｓ ｏｆ Ｐ. ｃａｐｓｉｃｉ ａｎｄ Ｎ. ｂｅｎｔｈａｍｉａｎａ ＤＮＡ ａｔ ４８ ｈ ｐｏｓｔ￣ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎ. Ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ
ａｎａｌｙｓｉｓ ｗａｓ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｂｙ Ｓｔｕｄｅｎｔ′ｓ ｔ￣ｔｅｓｔ (ａｓｔｅｒｉｓｋ ｉｎｄｉｃａｔｅｓ Ｐ<０.０１) . Ｂａｒｓ ｒｅｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔａｎｄａｒｄ ｅｒｒｏｒｓ ｆｒｏｍ ｔｈｒｅｅ ｔｅｃｈｎｉｃａｌ ｒｅｐｌｉｃａｔｅｓ.
的叶片内ꎬ辣椒疫霉与本氏烟生物量之比(３２％)
与对照中的两者生物量之比(３６％)没有显著差异
(图 ４￣Ｃ)ꎮ 该结果表明ꎬＰｃ５５９０８４ 的表达促进了
辣椒疫霉在叶片内的扩展ꎮ 上述病斑大小测量数
据和生物量积累比较结果说明ꎬＰｃ５５９０８４ 的表达
能够显著促进辣椒疫霉侵染寄主植物ꎮ
３　 讨论
　 　 尽管辣椒疫霉危害多种作物ꎬ常给农业生产造
成重大损失ꎬ但目前我们对其致病分子机制了解甚
少ꎮ 普遍认为ꎬ在侵染过程中ꎬ疫霉菌通过表达一
系列的效应分子(如 ＣＲＮ、ＲＸＬＲ 等)对寄主的防
１９３
　
植物病理学报 ４５卷
卫机制进行调控ꎬ以成功侵染和定殖[４]ꎬ但目前关
于这些效应分子的表达模式、功能和作用机制的研
究尚待深入ꎮ 最近ꎬＳｔａｍ 等[１４]通过生物信息学分
析ꎬ预测出辣椒疫霉基因组中 ８４个全长的 ＣＲＮ编
码基因ꎬ并且利用 ｍｉｃｒｏａｒｒａｙ对其进行了侵染阶段
的表达分析ꎬ发现其中 ４９ 个基因(５８％)的表达模
式分为两类:第一类是在侵染早期阶段上调表达ꎬ
但在随后的活体营养阶段表达量下降ꎬ到侵染后期
又上调表达ꎻ第二类是在侵染早期几乎不表达或者
表达量低ꎬ但在随后的阶段表达量升高ꎮ 本研究对
我们前期辣椒疫霉转录组测序产生的 １３ 个 ＣＲＮ
编码基因进行数据库序列比对和分析后ꎬ对其中具
有全长序列的 ７ 个基因(表 １)进行了侵染阶段的
表达分析ꎬ在能够扩增出特异条带的 ３ 个基因中ꎬ
Ｐｃ２０８７９的表达符合第一类表达模式ꎬＰｃ５７０４０３的
表达则符合第二类表达模式ꎻ 但未检测到
Ｐｃ５５９０８４ 在侵染阶段的转录本ꎬ表明其表达在侵
染阶段可能受到抑制(图 １)ꎮ Ｈａａｓ等[１０]和 Ｋｕｎｊｅ￣
ｔｉ等[３３]也报道了在侵染阶段疫霉菌的 ＣＲＮ 编码
基因表达受抑制的类似结果ꎮ 而 Ｙｅ 等人[３４]报道
大豆疫霉的 ＣＲＮ 编码基因在侵染阶段上调表达ꎮ
这些结果说明辣椒疫霉和其他疫霉种一样在侵染
阶段启动 ＣＲＮ编码基因的表达ꎬ但是具体的表达
时机可能不同ꎮ 本研究进一步分析上述 ３ 个基因
在辣椒疫霉生长发育阶段的转录水平ꎬ发现它们在
这些阶段差异表达ꎻ并且 Ｐｃ５５９０８４ 在休止孢萌发
阶段上调表达ꎬ显著高于其他发育阶段的表达水平
(图 １)ꎬ表明该基因在辣椒疫霉的萌发侵入期可能
起着重要作用ꎮ 不同研究组也报道疫霉菌 ＣＲＮ编
码基因在休止孢萌发等侵染前期阶段上调表
达[３４]ꎮ 这些结果表明 ＣＲＮ 编码基因在疫霉菌生
长发育和侵染过程起着重要作用ꎮ
　 　 根据转录分析结果ꎬ本研究利用基因瞬时表达
系统对 ＣＲＮ 编码基因 ( Ｐｃ２０８７９、 Ｐｃ５５９０８４ 和
Ｐｃ５７０４０３)的功能进行了分析ꎬ结果发现这 ３ 个
ＣＲＮ效应分子单独表达都不能触发寄主的 ＰＣＤ
(图 ３)ꎮ 虽然 ＣＲＮ基因最初是从引起植物产生坏
死反应的疫霉菌 ＥＳＴ 中筛选得到ꎬ但目前发现仅
有少数疫霉菌 ＣＲＮ 效应分子能够引起植物的
ＰＣＤꎬ因此引起植物 ＰＣＤ可能不是 ＣＲＮ 效应分子
的主要性状[１０ꎬ１４~１６]ꎮ 上述 ＣＲＮ 编码基因在辣椒
疫霉侵染前期和侵染时期差异上调表达ꎬ那么它们
是否有助于病原菌侵染寄主植物? 目前已报道疫
霉菌多个效应分子能够抑制植物的 ＰＣＤ 反
应[１６ꎬ２０ꎬ２６ꎬ２７ꎬ３５ꎬ３６]ꎮ Ｌｉｕ等[１６]报道ꎬ大豆疫霉的 ＣＲＮ
蛋白 ＰｓＣＲＮ１１５ 能够抑制 ＰｓｏｊＮＩＰ 和 ＰｓＣＲＮ６３ 触
发的植物 ＰＣＤꎮ 本研究组已发现辣椒疫霉 ＣＲＮ
效应分子 Ｐｃ５０６６１１ 能够抑制由 ＩＮＦ１、ＢＡＸ、Ｐｓｏｊ￣
ＮＩＰ和 ＰｓＣＲＮ６３等 ７种坏死激发子触发的本氏烟
的 ＰＣＤ[２０]ꎮ 在本研究中ꎬ我们利用基因瞬时表达
系统又获得了 ２ 个能抑制本氏烟 ＰＣＤ 的 ＣＲＮ 效
应分子(Ｐｃ５５９０８４ 和 Ｐｃ５７０４０３) (图 ３￣Ｂ ~ Ｇ)ꎮ 植
物 ＰＣＤ或者 ＨＲ是植物有效抵抗活体营养和半活
体营养病原物入侵的防卫机制[３７]ꎮ 一般认为ꎬ抑
制了植物 ＰＣＤ即抑制了植物的防卫反应ꎬ病原物
抑制或者延缓植物 ＰＣＤ的发生有助于自身的入侵
和定殖ꎮ 因此ꎬ如同大豆疫霉一样[２６ꎬ３８]ꎬ利用 ＣＲＮ
等效应分子抑制或者延缓植物 ＰＣＤ 的发生ꎬ很可
能是 Ｐ. ｃａｐｓｉｃｉ主要的致病策略ꎮ
　 　 基因转录分析表明ꎬＣＲＮ 编码基因 Ｐｃ５５９０８４
在重要的侵染前期阶段—休止孢萌发阶段上调表
达ꎬ但在侵染阶段其表达受到抑制(图 １)ꎬ暗示着
该基因在辣椒疫霉侵染过程中可能起着重要作用ꎮ
基于 ＰＶＸ的基因瞬时表达系统利用了病毒的系统
侵染特性而能在茄科植物体内过量表达目的基
因[２１]ꎮ 本研究利用辣椒疫霉接种表达 ＣＲＮ 编码
基因 Ｐｃ５５９０８４的植物ꎬ发现该效应分子的表达显
著促进病原菌侵染寄主植物(图 ４)ꎮ 已有实验数
据表明ꎬ疫霉菌利用 ＲＸＬＲ 效应分子操控植物的
生长、发育和防卫机制ꎬ以利于自身的侵染和定
殖[４ꎬ５ꎬ２７ꎬ２８ꎬ３９]ꎮ 因此ꎬ疫霉菌 ＣＲＮ 效应分子可能和
ＲＸＬＲ效应分子一样ꎬ在侵染过程中起着毒性因子
的作用ꎬ促进病原菌的侵染ꎮ 但是也有研究报道ꎬ
大豆疫霉致病必需的效应分子 ＰｓＣＲＮ１１５ 能够抑
制烟草疫霉(Ｐ. ｐａｒａｓｉｔｉｃａ)对本氏烟的侵染ꎬ该文
作者分析认为是本氏烟识别了不亲和的大豆疫霉
的 ＰｓＣＲＮ１１５ 后引发了植物对烟草疫霉的抗
性[４０]ꎮ 因此ꎬ不同 ＣＲＮ效应分子的具体功能和作
用机制有待深入研究ꎮ
　 　 已有研究证明致病疫霉的一些 ＣＲＮ效应分子
进入到寄主植物的细胞核内起作用[７]ꎮ Ｓｔａｍ
等[１９]分析了 １１个辣椒疫霉 ＣＲＮ效应分子的 Ｃ端
序列ꎬ发现它们也能够进入植物细胞核ꎮ 本研究获
得的辣椒疫霉 ＣＲＮ效应分子是否也进入植物细胞
２９３
　
　 ４期 陈孝仁ꎬ等:辣椒疫霉 ＣＲＮ编码基因的克隆、转录特征及在与寄主互作中的作用
核来促进侵染? 现有研究结果是否意味着:在侵染
过程中疫霉菌通过分泌 ＣＲＮ效应分子进入植物细
胞核来促进侵染? 证实和鉴定疫霉菌效应分子的植
物靶标和参与的相关信号途径ꎬ能够进一步明确效应
分子的功能ꎬ有助于理解疫霉菌与植物互作的分子机
制[５ꎬ４１]ꎮ 未来的工作也应该研究辣椒疫霉 ＣＲＮ效应
分子的植物靶标及其两者之间的互作机制ꎮ
　 　 本研究通过序列分析、转录分析、基因克隆和
基因瞬时表达分析ꎬ获得了 ２ 个可以抑制本氏烟
ＰＣＤ 的辣椒疫霉 ＣＲＮ 编码基因 ( Ｐｃ５５９０８４ 和
Ｐｃ５７０４０３)ꎬ而且发现 Ｐｃ５５９０８４ 能够促进病原菌
侵染寄主植物ꎮ 这些研究结果加深了我们对辣椒
疫霉 ＣＲＮ效应分子的认识ꎬ为了解疫霉菌与植物
互作机制、设计植物抗疫病策略奠定了坚实基础ꎮ
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ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｓｓａｙｓ ｉｄｅｎｔｉｆｙ ｅｘｔｒａｃｅｌｌｕｌａｒ ｅｆｆｅｃ￣
ｔｏｒ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｐｌａｎｔ ｐａｔｈｏｇｅｎ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ [Ｊ] .
Ｇｅｎｏｍｅ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ２００３ꎬ １３:１６７５－１６８５.
[７] 　 Ｓｃｈｏｒｎａｃｋ Ｓꎬ ｖａｎ Ｄａｍｍｅ Ｍꎬ Ｂｏｚｋｕｒｔ Ｔ Ｏꎬ ｅｔ ａｌ.
Ａｎｃｉｅｎｔ ｃｌａｓｓ ｏｆ ｔｒａｎｓｌｏｃａｔｅｄ ｏｏｍｙｃｅｔｅ ｅｆｆｅｃｔｏｒｓ ｔａｒｇｅｔｓ
ｔｈｅ ｈｏｓｔ ｎｕｃｌｅｕｓ [ Ｊ ] . Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ
Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ ｏｆ ＵＳＡꎬ ２０１０ꎬ １０７: １７４２１ －
１７４２６.
[８] 　 Ｔｙｌｅｒ Ｂ Ｍꎬ Ｔｒｉｐａｔｈｙ Ｓꎬ Ｚｈａｎｇ Ｘꎬ ｅｔ ａｌ. Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ
ｇｅｎｏｍｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｕｎｃｏｖｅｒ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎａｒｙ ｏｒｉｇｉｎｓ ａｎｄ
ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ｏｆ ｐａｔｈｏｇｅｎｅｓｉｓ [Ｊ] . Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ２００６ꎬ ３１３:
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[９] 　 Ｇａｕｌｉｎ Ｅꎬ Ｍａｄｏｕｉ Ｍ Ａꎬ Ｂｏｔｔｉｎ Ａꎬ ｅｔ ａｌ. Ｔｒａｎｓｃｒｉｐ￣
ｔｏｍｅ ｏｆ Ａｐｈａｎｏｍｙｃｅｓ ｅｕｔｅｉｃｈｅｓ: ｎｅｗ ｏｏｍｙｃｅｔｅ ｐｕｔａ￣
ｔｉｖｅ ｐａｔｈｏｇｅｎｉｃｉｔｙ ｆａｃｔｏｒｓ ａｎｄ ｍｅｔａｂｏｌｉｃ ｐａｔｈｗａｙｓ [ Ｊ] .
ＰＬｏＳ ＯＮＥꎬ ２００８ꎬ ３: ｅ１７２３.
[１０] Ｈａａｓ Ｂ Ｊꎬ Ｋａｍｏｕｎ Ｓꎬ Ｚｏｄｙ Ｍ Ｃꎬ ｅｔ ａｌ. Ｇｅｎｏｍｅ
ｓｅｑｕｅｎｃｅ ａｎｄ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｉｒｉｓｈ ｐｏｔａｔｏ ｆａｍｉｎｅ
ｐａｔｈｏｇｅｎ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｉｎｆｅｓｔａｎｓ [ Ｊ] . Ｎａｔｕｒｅꎬ ２００９ꎬ
４６１: ３９３－３９８.
[１１] Ｌｅｖｅｓｑｕｅ Ｃ Ａꎬ Ｂｒｏｕｗｅｒ Ｈꎬ Ｃａｎｏ Ｌꎬ ｅｔ ａｌ. Ｇｅｎｏｍｅ
ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ｎｅｃｒｏｔｒｏｐｈｉｃ ｐｌａｎｔ ｐａｔｈｏｇｅｎ Ｐｙｔｈｉｕｍ
ｕｌｔｉｍｕｍ ｒｅｖｅａｌｓ ｏｒｉｇｉｎａｌ ｐａｔｈｏｇｅｎｉｃｉｔｙ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ａｎｄ
ｅｆｆｅｃｔｏｒ ｒｅｐｅｒｔｏｉｒｅ [ Ｊ] . Ｇｅｎｏｍｅ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ２０１０ꎬ １１:
２２.
[１２] Ｌｉｎｋｓ Ｍꎬ Ｈｏｌｕｂ Ｅꎬ Ｊｉａｎｇ Ｒꎬ ｅｔ ａｌ. Ｄｅ ｎｏｖｏ ｓｅｑｕｅｎｃｅ
ａｓｓｅｍｂｌｙ ｏｆ Ａｌｂｕｇｏ ｃａｎｄｉｄａ ｒｅｖｅａｌｓ ａ ｓｍａｌｌ ｇｅｎｏｍｅ
ｒｅｌａｔｉｖｅ ｔｏ ｏｔｈｅｒ ｂｉｏｔｒｏｐｈｉｃ ｏｏｍｙｃｅｔｅｓ [ Ｊ ] . ＢＭＣ
Ｇｅｎｏｍｉｃｓꎬ ２０１１ꎬ １２: ５０３.
[１３] Ｌａｍｏｕｒ Ｋ Ｈꎬ Ｍｕｄｇｅ Ｊꎬ Ｇｏｂｅｎａ Ｄꎬ ｅｔ ａｌ. Ｇｅｎｏｍｅ
ｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇ ａｎｄ ｍａｐｐｉｎｇ ｒｅｖｅａｌ ｌｏｓｓ ｏｆ ｈｅｔｅｒｏｚｙｇｏｓｉｔｙ
ａｓ ａ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｆｏｒ ｒａｐｉｄ ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｖｅｇｅｔａｂｌｅ
ｐａｔｈｏｇｅｎ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｃａｐｓｉｃｉ [ Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｐｌａｎｔ－
Ｍｉｃｒｏｂｅ Ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓꎬ ２０１２ꎬ ２５(１０): １３５０－１３６０.
[１４] Ｓｔａｍ Ｒꎬ Ｊｕｐｅ Ｊꎬ Ｈｏｗｄｅｎ Ａ Ｊ Ｍꎬ ｅｔ ａｌ. Ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ
ａｎｄ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓａｔｉｏｎ ＣＲＮ ｅｆｆｅｃｔｏｒｓ ｉｎ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ
ｃａｐｓｉｃｉ ｓｈｏｗｓ ｍｏｄｕｌａｒｉｔｙ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ [ Ｊ] .
ＰＬｏＳ Ｏｎｅꎬ ２０１３ꎬ ８(３): ｅ５９５１７.
[１５] Ｓｈｅｎ Ｄꎬ Ｌｉｕ Ｔꎬ Ｙｅ Ｗꎬ ｅｔ ａｌ. Ｇｅｎｅ ｄｕｐｌｉｃａｔｉｏｎ ａｎｄ
ｆｒａｇｍｅｎｔ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｔｉｏｎ ｄｒｉｖｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｄｉｖｅｒｓｉｆｉｃａｔｉｏｎ
ｏｆ ａ ｓｕｐｅｒｆａｍｉｌｙ ｏｆ ｃｙｔｏｐｌａｓｍｉｃ ｅｆｆｅｃｔｏｒｓ ｉｎ Ｐｈｙｔｏｐｈ￣
ｔｈｏｒａ ｓｏｊａｅ [Ｊ] . ＰＬｏＳ Ｏｎｅꎬ ２０１３ꎬ ８(７): ｅ７００３６.
[１６] Ｌｉｕ Ｔꎬ Ｙｅ Ｗꎬ Ｒｕ Ｙꎬ ｅｔ ａｌ. Ｔｗｏ ｈｏｓｔ ｃｙｔｏｐｌａｓｍｉｃ
ｅｆｆｅｃｔｏｒｓ ａｒｅ ｒｅｑｕｉｒｅｄ ｆｏｒ ｐａｔｈｏｇｅｎｅｓｉｓ ｏｆ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ
ｓｏｊａｅ ｂｙ ｓｕｐｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｈｏｓｔ ｄｅｆｅｎｓｅｓ [ Ｊ ] . Ｐｌａｎｔ
Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ ２０１１ꎬ １５５: ４９０－５０１.
[１７] ｖａｎ Ｄａｍｍｅ Ｍꎬ Ｂｏｚｋｕｒｔ Ｔ Ｏꎬ Ｃａｋｉｒ Ｃꎬ ｅｔ ａｌ. Ｔｈｅ
Ｉｒｉｓｈ ｐｏｔａｔｏ ｆａｍｉｎｅ ｐａｔｈｏｇｅｎ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｉｎｆｅｓｔａｎｓ
ｔｒａｎｓｌｏｃａｔｅｓ ｔｈｅ ＣＲＮ８ ｋｉｎａｓｅ ｉｎｔｏ ｈｏｓｔ ｐｌａｎｔ ｃｅｌｌｓ [ Ｊ] .
ＰＬｏＳ Ｐａｔｈｏｇｅｎｓꎬ ２０１２ꎬ ８: ｅ１００２８７５.
[１８] Ｌｉｕ Ｔ Ｌ. Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｔｈｅ ＣＲＮ
ｅｆｆｅｃｔｏｒｓ ｉｎ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｓｏｊａｅ ( ｉｎ Ｃｈｉｎｅｓｅ) [Ｄ] .
Ｎａｎｊｉｎｇ: Ｎａｎｊｉｎｇ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ (南京:南京
农业大学)ꎬ ２０１０.
[１９] Ｓｔａｍ Ｒꎬ Ｈｏｗｄｅｎ Ａ Ｊꎬ Ｄｅｌｇａｄｏ￣Ｃｅｒｅｚｏ Ｍꎬ ｅｔ ａｌ. Ｃｈａｒａｃ￣
ｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｅｌｌ ｄｅａｔｈ ｉｎｄｕｃｉｎｇ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｃａｐｓｉｃｉ
ＣＲＮ ｅｆｆｅｃｔｏｒｓ ｓｕｇｇｅｓｔｓ ｄｉｖｅｒｓｅ ａｃｔｉｖｉｔｉｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｈｏｓｔ
ｎｕｃｌｅｕｓ [Ｊ]. Ｆｒｏｎｔｉｅｒｓ ｉｎ Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ２０１３ꎬ ４ꎬ ３８７.
[２０] Ｃｈｅｎ Ｘ Ｒꎬ Ｘｉｎｇ Ｙ Ｐꎬ Ｌｉ Ｙ Ｐꎬ ｅｔ ａｌ. ＲＮＡ￣Ｓｅｑ ｒｅｖｅａｌｓ
３９３
　
植物病理学报 ４５卷
ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ￣ｒｅｌａｔｅｄ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ Ｐｈｙｔｏｐｈ￣
ｔｈｏｒａ ｃａｐｓｉｃｉ [Ｊ] . ＰＬｏＳ Ｏｎｅꎬ ２０１３ꎬ ８(９): ｅ７４５８８.
[２１] Ｃｈｅｎ Ｘ Ｒꎬ Ｗａｎｇ Ｙ Ｃ. Ａｄｖａｎｃｅｓ ｏｎ ｔｈｅ ｍｅｔｈｏｄｓ ｕｓｅｄ
ｆｏｒ ｔｈｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｏｏｍｙｃｅｔｅ ｇｅｎｅｓ ( ｉｎ Ｃｈｉ￣
ｎｅｓｅ) [ Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ (农
业生物技术学报)ꎬ ２０１２ꎬ ２０(５): ５６８－５７５.
[２２] Ｈａｌｌ Ｔ Ａ. ＢｉｏＥｄｉｔ: ａ ｕｓｅｒ￣ｆｒｉｅｎｄｌｙ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｓｅｑｕｅｎｃｅ
ａｌｉｇｎｍｅｎｔ ｅｄｉｔｏｒ ａｎｄ ａｎａｌｙｓｉｓ ｐｒｏｇｒａｍ ｆｏｒ Ｗｉｎｄｏｗｓ
９５ / ９８ / ＮＴ [ Ｊ ] . Ｎｕｃｌｅｉｃ Ａｃｉｄｓ Ｓｙｍｐｏｓｉｕｍ Ｓｅｒｉｅｓꎬ
１９９９ꎬ ４１: ９５－９８.
[２３] Ｂｅｎｄｔｓｅｎ Ｊ Ｄꎬ Ｎｉｅｌｓｅｎ Ｈꎬ ｖｏｎ Ｈｅｉｊｎｅ Ｇꎬ ｅｔ ａｌ. Ｉｍ￣
ｐｒｏｖｅｄ ｐｒｅｄｉｃｔｉｏｎ ｏｆ ｓｉｇｎａｌ ｐｅｐｔｉｄｅｓ: ＳｉｇｎａｌＰ ３.０ [ Ｊ] .
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ２００４ꎬ ３４０: ７８３－７９５.
[２４] Ｒｏｚｅｎ Ｓꎬ Ｓｋａｌｅｔｓｋｙ Ｈ. Ｐｒｉｍｅｒ３ ｏｎ ｔｈｅ ＷＷＷ ｆｏｒ
ｇｅｎｅｒａｌ ｕｓｅｒｓ ａｎｄ ｆｏｒ ｂｉｏｌｏｇｉｓｔ ｐｒｏｇｒａｍｍｅｒｓ [ Ｊ ] .
Ｍｅｔｈｏｄｓ ｉｎ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ２０００ꎬ １３２:３６５－３８６.
[２５] Ｌｕ Ｒꎬ Ｍａｌｃｕｉｔ Ｉꎬ Ｍｏｆｆｅｔｔ Ｐꎬ ｅｔ ａｌ. Ｈｉｇｈ ｔｈｒｏｕｇｈｐｕｔ
ｖｉｒｕｓ－ｉｎｄｕｃｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｉｍｐｌｉｃａｔｅｓ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ ｐｒｏ￣
ｔｅｉｎ ９０ ｉｎ ｐｌａｎｔ ｄｉｓｅａｓｅ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ [ Ｊ] . Ｔｈｅ ＥＭＢＯ
Ｊｏｕｒｎａｌꎬ ２００３ꎬ ２２(２１):５６９０－５６９９.
[２６] Ｗａｎｇ Ｑꎬ Ｈａｎ Ｃꎬ Ｆｅｒｒｅｉｒａ Ａ Ｏꎬ ｅｔ ａｌ. Ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌ
ｐｒｏｇｒａｍｍｉｎｇ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ ｗｉｔｈｉｎ ｔｈｅ
Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｓｏｊａｅ ＲＸＬＲ ｅｆｆｅｃｔｏｒ ｒｅｐｅｒｔｏｉｒｅ [ Ｊ ] .
Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ ２０１１ꎬ ２３(６):２０６４－２０８６.
[２７] Ｄｏｎｇ Ｓꎬ Ｙｉｎ Ｗꎬ Ｋｏｎｇ Ｇꎬ ｅｔ ａｌ. Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｓｏｊａｅ
ａｖｉｒｕｌｅｎｃｅ ｅｆｆｅｃｔｏｒ Ａｖｒ３ｂ ｉｓ ａ ｓｅｃｒｅｔｅｄ ＮＡＤＨ ａｎｄ
ＡＤＰ － ｒｉｂｏｓｅ ｐｙｒｏｐｈｏｓｐｈｏｒｙｌａｓｅ ｔｈａｔ ｍｏｄｕｌａｔｅｓ ｐｌａｎｔ
ｉｍｍｕｎｉｔｙ [ Ｊ ] . ＰＬｏＳ Ｐａｔｈｏｇｅｎｓꎬ ２０１１ꎬ ７ ( １１ ):
ｅ１００２３５３.
[２８] Ｙｕ Ｘꎬ Ｔａｎｇ Ｊꎬ Ｗａｎｇ Ｑꎬ ｅｔ ａｌ. Ｔｈｅ ＲｘＬＲ ｅｆｆｅｃｔｏｒ
Ａｖｈ２４１ ｆｒｏｍ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｓｏｊａｅ ｒｅｑｕｉｒｅｓ ｐｌａｓｍａ
ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｏｃａｌｉｚａｔｉｏｎ ｔｏ ｉｎｄｕｃｅ ｐｌａｎｔ ｃｅｌｌ ｄｅａｔｈ [ Ｊ] .
Ｎｅｗ Ｐｈｙｔｏｌｏｇｉｓｔꎬ ２０１２ꎬ １９６: ２４７－２６０.
[２９] Ｃｈｅｎ Ｘ Ｒꎬ Ｚｈａｎｇ Ｂ Ｙꎬ Ｘｉｎｇ Ｙ Ｐꎬ ｅｔ ａｌ. Ｓｅｌｅｃｔｉｏｎ ｏｆ
ｉｎｔｅｒｎａｌ ｃｏｎｔｒｏｌ ｇｅｎｅｓ ｆｏｒ ｒｅａｌ￣ｔｉｍｅ ＲＴ￣ＰＣＲ ｄａｔａ ｎｏｒ￣
ｍａｌｉｚａｔｉｏｎ ｉｎ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｃａｃｔｏｒｕｍ ( ｉｎ Ｃｈｉｎｅｓｅ )
[Ｊ] . Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅ Ｂｕｌｌｅｔｉｎ (中国农学
通报)ꎬ ２０１２ꎬ ２８(３０):２０１－２０７.
[３０] Ｌａｃｏｍｍｅ Ｃꎬ Ｓａｎｔａ Ｃｒｕｚ Ｓ. Ｂａｘ￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｃｅｌｌ ｄｅａｔｈ ｉｎ
ｔｏｂａｃｃｏ ｉｓ ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ ｔｈｅ ｈｙｐｅｒｓｅｎｓｉｔｉｖｅ ｒｅｓｐｏｎｓｅ [ Ｊ] .
Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ ｏｆ
ＵＳＡꎬ １９９９ꎬ ９６: ７９５６－７９６１.
[３１] Ｂａｅｋ Ｄꎬ Ｎａｍ Ｊꎬ Ｋｏｏ Ｙ Ｄꎬ ｅｔ ａｌ. Ｂａｘ￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｃｅｌｌ
ｄｅａｔｈ ｏｆ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｉｓ ｍｅｄｉｔａｔｅｄ ｔｈｒｏｕｇｈ ｒｅａｃｔｉｖｅ
ｏｘｙｇｅｎ－ｄｅｐｅｎｄｅｎｔ ａｎｄ￣ｉｎｄｅｐｅｎｄｅｎｔ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓ [ Ｊ ] .
Ｐｌａｎｔ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ２００４ꎬ ５６: １５－２７.
[３２] Ｋａｎｎｅｇａｎｔｉ Ｔ Ｄꎬ Ｈｕｉｔｅｍａ Ｅꎬ Ｋａｍｏｕｎ Ｓ. Ｉｎ ｐｌａｎｔａ
ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｆｕｎｇａｌ ａｎｄ ｏｏｍｙｃｅｔｅ ｅｆｆｅｃｔｏｒｓ [ Ａ ] .
Ｒｏｎａｌｄ Ｐ. Ｐｌａｎｔ￣Ｐａｔｈｏｇｅｎ Ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ [Ｍ] . Ｔｏｔｏｗａ:
Ｈｕｍａｎａ Ｐｒｅｓｓꎬ ２００７. ３５－４３.
[３３] Ｋｕｎｊｅｔｉ Ｓ Ｇꎬ Ｅｖａｎｓ Ｔ Ａꎬ Ｍａｒｓｈ Ａ Ｇꎬ ｅｔ ａｌ. ＲＮＡ￣Ｓｅｑ
ｒｅｖｅａｌｓ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ￣ｒｅｌａｔｅｄ ｇｌｏｂａｌ ｇｅｎｅ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ Ｐｈｙｔｏ￣
ｐｈｔｈｏｒａ ｐｈａｓｅｏｌｉꎬ ｔｈｅ ｃａｕｓａｌ ａｇｅｎｔ ｏｆ ｌｉｍａ ｂｅａｎ ｄｏｗｎｙ
ｍｉｌｄｅｗ [ Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｐｌａｎｔ Ｐａｔｈｏｌｏｇｙꎬ ２０１２ꎬ １３:
４５４－４６６.
[３４] Ｙｅ Ｗꎬ Ｗａｎｇ Ｘꎬ Ｔａｏ Ｋꎬ ｅｔ ａｌ. Ｄｉｇｉｔａｌ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ
ｐｒｏｆｉｌｉｎｇ ｏｆ ｔｈｅ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｓｏｊａｅ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｏｍｅ [ Ｊ] .
Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｐｌａｎｔ￣Ｍｉｃｒｏｂｅ Ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓꎬ ２０１１ꎬ ２４:１５３０－
１５３９.
[３５] Ｂｏｓ Ｊ Ｉ Ｂꎬ Ｋａｎｎｅｇａｎｔｉ Ｔ Ｄꎬ Ｙｏｕｎｇ Ｃꎬ ｅｔ ａｌ. Ｔｈｅ
Ｃ￣ｔｅｒｍｉｎａｌ ｈａｌｆ ｏｆ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｉｎｆｅｓｔａｎｓ ＲＸＬＲ
ｅｆｆｅｃｔｏｒ ＡＶＲ３ａ ｉｓ ｓｕｆｆｉｃｉｅｎｔ ｔｏ ｔｒｉｇｇｅｒ Ｒ３ａ￣ｍｅｄｉａｔｅｄ
ｈｙｐｅｒｓｅｎｓｉｔｉｖｉｔｙ ａｎｄ ｓｕｐｐｒｅｓｓ ＩＮＦ１￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｃｅｌｌ ｄｅａｔｈ
ｉｎ Ｎｉｃｏｔｉａｎａ ｂｅｎｔｈａｍｉａｎａ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｊｏｕｒｎａｌꎬ ２００６ꎬ
４８: １６５－１７６.
[３６] Ｄｏｕ Ｄꎬ Ｋａｌｅ Ｓ Ｄꎬ Ｗａｎｇ Ｘꎬ ｅｔ ａｌ. Ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ Ｃ￣ｔｅｒｍｉ￣
ｎａｌ ｍｏｔｉｆｓ ｒｅｑｕｉｒｅｄ ｆｏｒ ａｖｉｒｕｌｅｎｃｅ ａｎｄ ｓｕｐｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ
ｃｅｌｌ ｄｅａｔｈ ｂｙ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｓｏｊａｅ ｅｆｆｅｃｔｏｒ Ａｖｒ１ｂ [ Ｊ] .
Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ ２００８ꎬ ２０: １１１８－１１３３.
[３７] Ｃｌｅｍ Ｒ Ｊ. Ｂａｃｕｌｏｖｉｒｕｓｅｓ ａｎｄ ａｐｏｐｔｏｓｉｓ: ａ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ
ｇｅｎｅｓ ａｎｄ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ [Ｊ] . Ｃｕｒｒｅｎｔ Ｄｒｕｇ Ｔａｒｇｅｔｓꎬ ２００７ꎬ
８: １０６９－１０７４.
[３８] Ｔｙｌｅｒ Ｂ Ｍ. Ｅｎｔｅｒｉｎｇ ａｎｄ ｂｒｅａｋｉｎｇ: ｖｉｒｕｌｅｎｃｅ ｅｆｆｅｃｔｏｒ
ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｏｆ ｏｏｍｙｃｅｔｅ ｐｌａｎｔ ｐａｔｈｏｇｅｎｓ [Ｊ] . Ｃｅｌｌ Ｍｉｃｒｏ￣
ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ２００９ꎬ １１: １３－２０.
[３９] Ｐａｉｓ Ｍꎬ Ｗｉｎ Ｊꎬ Ｙｏｓｈｉｄａ Ｋꎬ ｅｔ ａｌ. Ｆｒｏｍ ｐａｔｈｏｇｅｎ
ｇｅｎｏｍｅｓ ｔｏ ｈｏｓｔ ｐｌａｎｔ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓ: ｔｈｅ ｐｏｗｅｒ ｏｆ ｐｌａｎｔ
ｐａｒａｓｉｔｉｃ ｏｏｍｙｃｅｔｅｓ [ Ｊ] . Ｇｅｎｏｍｅ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ２０１３ꎬ １４
(６): ２１１.
[４０] Ｌｉｕ Ｔ Ｌꎬ Ｒｕ Ｙ Ｙꎬ Ｌｉｕ Ｌꎬ ｅｔ ａｌ. Ｔｈｅ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ａｎａｌｙ￣
ｓｉｓ ｏｆ ｉｎｄｕｃｅｄ ｄｉｓｅａｓｅ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｉｎ Ｎｉｃｏｔｉａｎａ ｂｅｎｔｈａｍｉ￣
ａｎａ ｔｒｉｇｇｅｒｅｄ ｂｙ ｅｆｆｅｃｔｏｒ ＰｓＣＲＮ１１５ ｏｆ Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ
ｓｏｊａｅ ( ｉｎ Ｃｈｉｎｅｓｅ ) [ Ｊ ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｎａｎｊｉｎｇ
Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ (南京农业大学学报)ꎬ ２０１２ꎬ
３５(４): ６５－６８.
[４１] Ｄｏｎｇ Ｓꎬ Ｓｔａｍ Ｒꎬ Ｃａｎｏ Ｌ Ｍꎬ ｅｔ ａｌ. Ｅｆｆｅｃｔｏｒ ｓｐｅｃｉａｌｉ￣
ｚａｔｉｏｎ ｉｎ ａ ｌｉｎｅａｇｅ ｏｆ ｔｈｅ Ｉｒｉｓｈ ｐｏｔａｔｏ ｆａｍｉｎｅ ｐａｔｈｏｇｅｎ
[Ｊ] . Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ２０１４ꎬ ３４３(６１７０): ５５２－５５５.
责任编辑:李晖
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