全 文 ：植物学报 Chinese Bulletin of Botany 2012, 47 (2): 141–148, www.chinbullbotany.com
doi: 10.3724/SP.J.1259.2012.00141
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收稿日期: 2011-08-23; 接受日期: 2011-12-06
基金项目: 国家自然科学基金(No.30700039)和北京市教育委员会科技计划面上项目(No.KM201210028017)
* 通讯作者。E-mail: xianyong.sheng@163.com
白皮松花粉发育过程中蛋白酶体活性及其分布的动态变化
江丽萍1, 董晓玲1, 李雪1, 高圆1, 盛仙永1, 2*
1首都师范大学生命科学学院, 北京 100048; 2中国科学院植物研究所, 北京 100093
摘要 蛋白酶体途径对花粉发育调控具有重要作用, 但花粉发育过程中蛋白酶体的分布及其活性的动态变化一直未见报
道。蛋白酶体荧光底物结合荧光分光光度计分析表明, 蛋白酶体的活性从单核小孢子到具有2个原叶细胞的三细胞花粉逐渐
增强, 而在成熟花粉中略有下降。免疫荧光标记结合共聚焦显微镜分析表明, 蛋白酶体不均匀地分布于细胞质和细胞核中,
并在花粉细胞不均等分裂过程中聚集分布于先后产生的2个原叶细胞内。总之, 蛋白酶体的活性及其分布在花粉发育过程中
存在相关的时空动态变化, 表明裸子植物花粉中的蛋白酶体活性及其分布与花粉发育具有相关性, 并在原叶细胞的退化过
程中起重要作用。
关键词 白皮松, 花粉, 蛋白酶体, 原叶细胞
江丽萍, 董晓玲, 李雪, 高圆, 盛仙永 (2012). 白皮松花粉发育过程中蛋白酶体活性及其分布的动态变化. 植物学报 47,
141–148.
泛素/蛋白酶体途径(ubiquitin/proteasome path-
way, UPP)是真核细胞内蛋白质选择性降解的主要方
式之一, 能够选择性地降解细胞内变性、变构或错误
翻译的蛋白以及各种调节蛋白, 在细胞周期控制、
DNA修复、信号转导、组织细胞分化、免疫应答、胁
迫反应以及细胞程序性死亡等许多细胞内基本生理
过程中起重要作用(盛仙永等, 2004; Ciechanover,
2005; Hershko, 2005; 宋素胜和谢道昕, 2006; 于晓
敏等, 2006)。花粉发育是高等植物有性生殖过程中一
个非常重要而又十分复杂的生物学事件, 受很多因素
的严格调控(McCormick, 2004; Scott et al., 2004;
戴绍军等, 2008)。以往研究表明, 被子植物花粉发育
过程中泛素/泛素缀合蛋白的含量及其分布模式具有
明显的时空差异(Li et al., 1995; Scoccianti et al.,
1999; Alché et al., 2000); 并且蛋白酶体途径缺失将
导致花粉发育异常(Sheng et al., 2006, 2010; Doel-
ling et al., 2007; Gallois et al., 2009; Book et al.,
2009)。最近, 我们的研究结果表明, 白皮松(Pinus
bungeana)花粉发育过程中泛素/泛素缀合蛋白不均
等地分布到原叶细胞、管细胞和生殖细胞内, 暗示着
蛋白酶体途径的确参与了裸子植物独特的花粉发育
调控, 尤其是参与原叶细胞的形成与退化(Sheng et
al., 2011)。但是, 泛素化(ubiquitination)只是把底物
蛋白贴上“降解”的标签, 而最终的蛋白质降解是在
26S蛋白酶体内完成的(盛仙永等, 2004; Ciechano-
ver, 2005; Hershko, 2005)。然而, 无论是被子植物
还是裸子植物, 对于其花粉发育过程中蛋白酶体的活
性及其分布模式的研究迄今未见报道。
本实验以白皮松为材料, 综合运用荧光分光光度
计以及半薄切片、免疫荧光标记等技术结合激光扫描
共聚焦显微镜检测花粉发育过程中蛋白酶体活性及
其分布模式的变化趋势, 旨在为全面了解泛素/蛋白
酶体途径在裸子植物花粉发育过程中的作用提供新
的资料。
1 材料与方法
1.1 实验材料
不同发育时期的白皮松(Pinus bungeana Zucc.)小孢
子叶球采自中国科学院植物研究所植物园内生长良
好的成年大树。用于切片的样品于取样当天固定, 其
余样品于液氮中保存备用。
·研究报告·
142 植物学报 47(2) 2012
1.2 半薄切片观察
各个发育时期的白皮松小孢子叶球的半薄切片按照
常规方法制作。为了保持样品中抗原的活性, 小孢子
叶球采用3%多聚甲醛+0.5%戊二醛 (PIPES配制 ,
pH6.9)4°C固定1小时。样品经梯度乙醇脱水后以LR
White树脂进行包埋, 并于4°C紫外聚合24小时。利用
Leica EM UC6超薄切片机制作半薄切片, 切片厚度1
μm。切片经甲苯胺蓝O(TBO)染色后 , 置于Zeiss
Axiovert 200M显微镜下观察, 并利用AxioCam HRC
CCD照相。
1.3 蛋白酶体活性测定
花粉粗蛋白的提取以及蛋白酶体活性检测参照我们
以往的方法(Sheng et al., 2006)。分别称取不同发育
时期的小孢子叶约0.5 g, 加适量石英砂, 置液氮中充
分研磨。研磨得到的粉末经过镜检后转入1.5 mL离心
管中 , 加入2 000 μL提取液 (50 mmol·L–1Tris-HCl
(pH7.5), 250 mmol·L–1蔗糖, 0.5 mmol·L–1EDTA, 5
mmol·L–1MgCl2), 于冰上静置20分钟 , 超声破碎20
次, 每次间隔2秒。于离心机20 000 ×g、4°C离心15
分钟, 取上清。然后取500 μL蛋白粗提液, 检测前3
分钟加入160 μmol·L–1(终浓度 )荧光底物sLLVY-
AMC, 置F-4500型荧光分光光度计下检测30分钟内
样品的荧光强度变化趋势。部分样品中加入40
μmol·L–1MG132, 以检测蛋白酶体荧光底物的特异
性。采用2-D Quant Kit(Amersham Bioscience, USA)
蛋白浓度测定试剂盒测定蛋白浓度。酶活以荧光单
位·克蛋白–1·秒–1表示。最终数据基于3次独立实验。
显著性差异经单因素方差分析, P<0.05被认为存在显
著性差异。
1.4 蛋白酶体免疫荧光定位
蛋白酶体免疫荧光定位检测参照我们以往的方法
(Sheng et al., 2011)并略作修改。各个发育时期的样
品用Leica EM UC6超薄切片机切片(厚度1 μm), 随
后经含3%BSA的0.01 mol·L–1PBS(pH6.9)室温封闭
15分钟, 然后用兔抗蛋白酶体抗体(1:500; abCam),
于4°C湿盒子中孵育过夜。样品经PBS彻底清洗后,
以FITC标记的羊抗兔抗体室温孵育40分钟, PBS彻
底清洗后置于Zeiss 5 Live激光扫描共聚焦显微镜下
观察并拍照。图像采集采用Diode 488 nm激光器激
发, 并利用BP 495–555 nm阻断滤片接收荧光。阴性
对照组除了以PBS代替一抗, 其余操作步骤与实验组
完全一致。为了使不同时期样品的荧光强度具有可比
性, 所有样品使用相同浓度的一抗和二抗, 并且采集
图像时采用相同的光路参数。
1.5 荧光强度测量与统计分析
荧光强度的测量按照如下方法进行。随机取每个发育
时期的实验组和阴性对照组共聚焦照片各25–30张,
利用ImageJ软件(National Institutes of Health, USA)
分别测量实验组和同期阴性对照组的荧光强度。然后
以实验组的荧光强度减去对照组的背景荧光强度即
为该发育时期花粉内蛋白酶体的荧光强度。显著性
差异经单因素方差分析, P<0.05被认为存在显著性
差异。
2 结果与讨论
2.1 白皮松的花粉发育过程
为了确认不同时期采集的白皮松小孢子叶球所处的
发育阶段, 我们对相应样品的半薄切片进行TBO染
色观察(图1)。结果表明, 当年4月26–27日前后采集
的白皮松小孢子叶球大部分处于单核小孢子时期。单
核小孢子刚从四分体游离出来时就已经具有2个小气
囊, 并且随着进一步发育, 细胞质中逐渐出现大液
泡, 将细胞核挤到细胞一端(图1A)。随后, 单核小孢
子经历1次不均等分裂。4月31日前后, 所采集的样品
大部分为具有1个中央细胞和1个原叶细胞的二细胞
花粉(图1B)。第一原叶细胞形成后不久就逐渐降解(图
1C), 而中央细胞随后还要再进行1次不均等分裂。5
月3日前后, 所采集的样品大部分为包含1个精子器
原始细胞和2个原叶细胞的三细胞花粉(图1D)。第二
原叶细胞形成后不久也逐渐降解(图1E), 而精子器原
始细胞还要再进行1次不均等分裂。5月7日前后, 所
采集的样品大部分为包含1个管细胞、1个生殖细胞以
及2个退化原叶细胞的四细胞花粉(图1F)。这与我们
以往利用DAPI进行白皮松花粉整体荧光染色的观察
结果基本一致(Sheng et al., 2011), 说明白皮松的成
熟花粉粒和松属其它种类一样都是四细胞型。
江丽萍等: 白皮松花粉发育过程中蛋白酶体活性及其分布的动态变化 143


图1 不同发育时期的白皮松花粉
(A) 单核靠边期; (B), (C) 二细胞花粉粒, 箭头示退化的第一原
叶细胞; (D), (E) 三细胞花粉粒, 箭头示退化的第二原叶细胞;
(F) 成熟花粉粒。CC: 中央细胞; AI: 精子器原始细胞; GC: 生
殖细胞; TC: 管细胞。Bar=10 μm

Figure 1 Pollen grains of Pinus bungeana at different de-
velopment stages
(A) The uninucleate pollen; (B), (C) The two-cell pollen grain,
arrows show the degraded first prothallial cell; (D), (E) The
three-cell pollen grain, arrows show the degraded secondary
prothallial cell; (F) The mature pollen grain. CC: Central cell;
AI: Antheridial initial; GC: Generative cell; TC: Tube cell.
Bar=10 μm

2.2 白皮松花粉发育过程中蛋白酶体活性变化
sLLVY-AMC是一种人工合成的类胰凝乳蛋白酶活性
荧光底物, 其本身并不发荧光, 但一旦sLLVY被蛋白
酶体降解, 就释放出荧光基团AMC(Sheng et al.,
2006)。我们首先在三细胞花粉蛋白粗提液中加入荧
光底物, 随后立刻置于荧光分光光度计下检测提取液
中的荧光强度。结果发现, 提取液中的荧光强度在加
入荧光底物后的30分钟内近乎呈直线上升(图2A), 说



图2 白皮松花粉发育过程中蛋白酶体活性检测
(A) 荧光强度随时间呈线性变化; (B) MG132处理对荧光底物
降解速率的影响; (C) 不同发育时期花粉蛋白粗提物的蛋白酶
体活性

Figure 2 Measurement of proteasome activity during the
development process of Pinus bungeana pollen
(A) The linearity changes of fluorescent intensity; (B) Effects
of MG132 on the degradation of fluorescent substrates; (C)
The dynamic changes of proteasome activity during pollen
development
144 植物学报 47(2) 2012
明这段时间内检测到的单位时间内荧光强度变化可
以反映荧光底物被降解的速率。
为了进一步证实荧光底物是被蛋白粗提液中的
蛋白酶体所降解, 我们设置了抑制剂处理实验, 即在
一部分样品中加入荧光底物的同时, 加入蛋白酶体特
异性抑制剂MG132。结果表明, 对照组中荧光强度的
变化速率为1 935.97±86.26荧光单位·克蛋白–1·秒–1,
而加入40 μmol·L–1MG132后荧光强度的变化率下降
到450.84±46.88荧光单位·克蛋白–1·秒–1(图2B)。对照
和处理之间存在极显著差异(P<0.01), 说明未加抑制
剂MG132的样品中, 呈线性递增的荧光强度的确是
源于荧光底物被蛋白粗提液中的蛋白酶体所降解。
为了检测不同发育时期花粉粒中蛋白酶体的活
性, 我们在不同发育时期的花粉蛋白提取液中加入等
量蛋白酶体荧光底物sLLVY-AMC, 然后用荧光分光
光度计进行检测。结果表明, 从单核期到三细胞期荧
光强度变化率分别为1 384.82±89.62、1 718.89±
111.1和1 935.98±56.26荧光单位·克蛋白–1·秒–1, 而
四细胞期荧光强度的变化率为1 800.55±11.52荧光
单位·克蛋白–1·秒–1(图2C)。进一步的统计分析表明,
不同发育时期的花粉内的蛋白酶体活性存在显著差
异(P<0.05)。即花粉内的蛋白酶体活性从单核小孢子
到形成具有2个原叶细胞的三细胞期逐渐增强。而后
随着花粉粒完全成熟, 蛋白酶体的活性则略有下降。
2.3 白皮松花粉发育过程中蛋白酶体的分布
为了进一步阐明白皮松花粉发育过程中蛋白酶体的
分布模式及其变化趋势, 我们利用免疫荧光标记技术
对白皮松雄配子发育中蛋白酶体进行定位研究。结果
发现, 单核小孢子的细胞核和细胞质中都有荧光信号
分布, 其中细胞核中的信号相对较强, 而细胞质被大
液泡挤到靠近细胞膜的周围, 并可以观察到零星分布
的蛋白酶体荧光信号, 但液泡内部未见明显可检测的
荧光信号(图3A)。随后, 在单核小孢子不均等分裂形
成的第一原叶细胞和胚性细胞内也检测到较强的荧
光信号。有意思的是, 原叶细胞中的荧光强度明显高
于胚性细胞内的荧光强度(图3B)。并且随着第一原叶
细胞的降解, 细胞浓缩, 其内部的荧光信号进一步增
强(图3C)。类似地, 胚性细胞不均等分裂形成的第二
原叶细胞中的荧光信号也强于精子器原始细胞内的
荧光信号(图3D)。而成熟花粉粒中荧光强度整体有所



图3 白皮松花粉中蛋白酶体的免疫荧光标记
(A) 单核小孢子; (B), (C) 二细胞花粉粒, 箭头示第一原叶细胞
中的荧光信号随着细胞退化而进一步增强; (D) 三细胞花粉粒,
箭头示退化的第一原叶细胞; (E) 成熟花粉粒, 箭头示退化原
叶细胞的荧光信号; (F) 阴性对照。sPC: 第二原叶细胞; AI: 精
子器原始细胞; GC: 生殖细胞; TC: 管细胞。Bar=10 μm

Figure 3 Immunofluorescence labelling of proteasome in
Pinus bungeana pollen
(A) The uninucleate microspore; (B), (C) The two-cell pollen
grain, arrows show that the fluorescence intensity increased
in the degraded first prothallial cell; (D) The three-cell pollen
grain, arrow shows the degraded first prothallial cell; (E) The
mature pollen grain, arrows show the fluorescence signal in
degraded prothallial cells; (F) Negative control. sPC: Secon-
dary prothallial cell; AI: Antheridial initial; GC: Generative cell;
TC: Tube cell. Bar=10 μm


减弱(图3E)。阴性对照组中(不加一抗, 只加二抗)只
有花粉壁显示微弱的自发荧光(图3F)。
为了对免疫荧光标记结果作进一步的量化比较,
我们又利用ImageJ软件对不同发育时期的花粉粒内
蛋白酶体的荧光强度进行了比较分析(图4)。结果表明
单核小孢子期的荧光强度平均为6.29±2.36; 二细胞
江丽萍等: 白皮松花粉发育过程中蛋白酶体活性及其分布的动态变化 145


图4 白皮松花粉发育各时期的蛋白酶体免疫荧光信号强度

Figure 4 Intensity analysis of immunofluorescence labelling
of proteasome in Pinus bungeana pollen grains at different
development stages


期的荧光强度平均为12.63±2.72; 三细胞期的荧光强
度平均为20.29±3.04; 四细胞期荧光强度平均为
9.86±2.97。统计分析结果表明, 所检测的4个发育时
期之间荧光强度存在显著差异(P<0.05), 即蛋白酶体
免疫荧光信号从单核小孢子期到三细胞期逐渐增强,
之后随着花粉的成熟荧光强度略有下降。这与上述蛋
白酶体活性检测实验所得出的变化趋势基本一致。
2.4 讨论
一般情况下, 底物蛋白通过蛋白酶体途径被降解需要
经过连续而又相互独立的2个步骤, 即底物蛋白泛素
化和泛素化的蛋白质被蛋白酶体识别并降解(盛仙永
等, 2004; Ciechanover, 2005; Hershko, 2005; 宋素
胜和谢道昕, 2006)。以往的研究表明, 泛素化蛋白质
的含量和分布在花粉成熟前后受严格的时空调控。如
Li等(1995)发现, 泛素缀合蛋白在Nicotiana alata小
孢子发育早期主要分布于小孢子母细胞和药室内壁
细胞的细胞壁上, 而在游离小孢子时期则主要存在于
花药开裂处环形细胞团以及药室内壁上。Scoccianti
等(1999)报道, Actinidia deliciosa花粉中泛素缀合蛋
白的含量随着发育而急剧上升, 并且不同时期的泛素
缀合蛋白的分子量也不尽相同, 如四分体时期和单核
早期具有大量分子量为67 kDa左右的泛素缀合蛋白,
而在二核花粉早期和花粉成熟时, 可检测到较高含量
的30 kDa左右的泛素缀合蛋白, 而花粉成熟时, 则大
量出现分子量高于67 kDa和低于21 kDa的泛素缀合
蛋白。Alché等(2000)发现橄榄(Olea europaea)花粉
成熟时含有大量的泛素基因转录物和泛素缀合蛋白,
免疫电镜观察表明, 这些泛素缀合蛋白主要位于内质
网、高尔基体小泡以及生殖细胞和营养细胞的细胞核
等区域。此外, 越来越多的证据表明蛋白酶体活性缺
陷会严重影响植物雌雄配子体的发育(Doelling et al.,
2007; Book et al., 2009; Gallois et al., 2009)、花粉
管生长(Speranza et al., 2001; Sheng et al., 2006,
2010)以及胚后发育等(Doelling et al., 2001; Brukhin
et al., 2005)。但有关植物花粉发育过程中蛋白酶体活
性的变化趋势迄今未见报道。
本实验中, 我们利用荧光底物结合荧光分光光度
计检测了白皮松不同发育时期的花粉的蛋白酶体活
性, 结果发现蛋白酶体活性随着白皮松花粉从单细胞
期发育到三细胞期而持续增强, 到成熟的四细胞花
粉, 酶活则略有下降(图2C)。对不同发育时期花粉免
疫荧光标记后的荧光灰度值测量结果再次证实上述
结果(图4)。因此, 我们认为白皮松花粉内的蛋白酶体
活性变化的确具有发育相关性。考虑到白皮松花粉从
单核细胞到成熟花粉要经历多次有丝分裂, 每一次细
胞分裂后产生的细胞都将在极短的时间内完成进一
步发育、分化, 甚至退化过程(林金星和胡玉熹, 2000;
吕世友等, 2001; Lu et al., 2003), 期间花粉内的蛋白
质代谢很活跃。这不仅包括许多对维持花粉正常发育
所必需的新蛋白的合成, 还涉及绝大部分的调节蛋白
和一些在合成、修饰、装配过程中产生的异常蛋白, 它
们很可能先发生泛素化(Sheng et al., 2011), 然后被
活跃的蛋白酶体识别并降解。而成熟花粉中生殖细胞
和管细胞已经基本完成细胞分化, 2个原叶细胞也已
经基本完全退化, 整个花粉粒进入休眠状态, 蛋白质
代谢活动大幅减少, 蛋白酶体的活性自然也随之下
降。因此, 我们认为不同发育阶段花粉内的蛋白质代
谢水平的差异可能是白皮松花粉中蛋白酶体活性出
现发育相关性变化的主要原因之一。
蛋白酶体在细胞内的分布是其实现自身生物学
功能的重要前提。以往基于多种动物细胞的蛋白酶体
细胞内分布研究结果表明, 蛋白酶体广泛分布于细胞
质和细胞核中(Rivett et al., 1992; Palmer et al.,
1994; Peters et al., 1994; Wójcik and DeMartino,
2003)。其中, 细胞质中的蛋白酶体主要分布于内质
146 植物学报 47(2) 2012
网、高尔基体和分泌小泡等细胞器以及细胞质凝胶,
但液泡中一般很少观察到蛋白酶体; 细胞核中的蛋白
酶体则主要分布于染色体之上或者周围, 而核仁区域
一般缺乏蛋白酶体。本实验中, 免疫荧光标记结果显
示, 不同发育时期白皮松花粉内的所有细胞的细胞质
和细胞核中都检测到蛋白酶体的荧光信号。此外, 我
们还发现花粉细胞中细胞核内的蛋白酶体信号明显
高于细胞质中的(图3A–E)。这一结果让我们联想到
Reits等(1997)提出动物细胞的细胞质中有些蛋白酶
体具有核定位信号, 但细胞核内的蛋白酶体似乎并不
具备核输出信号。或许植物细胞中也存在类似的机制,
使得细胞核中的蛋白酶体含量明显高于细胞质。
众所周知, 裸子植物花粉发育过程中往往产生数
目不定的原叶细胞, 而且这些原叶细胞通常形成后不
久就迅速退化降解(林金星和胡玉熹, 2000; 吕世友
等, 2001)。本实验中, 半薄切片结果显示, 白皮松花
粉发育过程中发生3次不等有丝分裂, 产生的成熟花
粉粒中含有1个生殖细胞和1个管细胞以及2个退化的
原叶细胞, 这与以往报道的松属其它植物的花粉发育
过程是一致的。但是目前对原叶细胞降解的机制知之
甚少。Lu等(2003)发现云杉(Picea asperata)花粉中
原叶细胞内的线粒体、质体等细胞器处于解体状态,
而染色质浓缩、趋边化, 与发生程序性死亡细胞中的
超微结构变化相一致, 所以他们认为云杉花粉中原叶
细胞的退化是一种典型的程序性死亡。有意思的是,
我们的实验结果表明, 蛋白酶体在花粉细胞不均等分
裂过程中不均匀地分布到随后产生的2个子细胞中,
即荧光信号相对集中地分布于先后产生的2个原叶细
胞内(图3B–D)。遗憾的是, 我们现有的数据仍不能解
释蛋白酶体在白皮松花粉发育过程中不均匀分布到
原叶细胞的机制。推测可能是处于快速退化状态的原
叶细胞中有更多的发育相关调节蛋白需要通过泛素
依赖的蛋白酶体途径降解。而事实上, 我们的确在白
皮松花粉发育过程中检测到泛素化蛋白质不均匀地
聚集于原叶细胞中(Sheng et al., 2011)。此外, 另一
个可能的原因是对于像原叶细胞这样脱离细胞周期
的细胞来说, 高水平的蛋白酶体可能通过激活cas-
pase cascade活性, 促进原叶细胞中程序性死亡的
发生(Kim et al., 2003)。但不管是哪种原因, 我们的
结果揭示, 蛋白酶体的含量及其分布动态在白皮松花
粉发育过程中受严格的时空调控, 表明蛋白酶体途径
参与裸子植物的花粉发育调控, 并在原叶细胞退化过
程中起重要作用。
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148 植物学报 47(2) 2012
Dynamic Changes in Activity and Distribution of Proteasome
During Pollen Development of Pinus bungeana
Liping Jiang1, Xiaoling Dong1, Xue Li1, Yuan Gao1, Xianyong Sheng1, 2*
1College of Life Science, Capital Normal University, Beijing 100048, China
2Institute of Botany, Chinese Academy of Sciences, Beijing 100093, China
Abstract Although the proteasome pathway has long been considered one of the most important proteolytic systems in
pollen development, the dynamic changes of proteasome activity and distribution during pollen development are largely
unknown. We performed fluorogenic kinetic assays using fluorogenic substrate sLLVY-AMC to measure proteasome
activity in Pinus bungeana pollen grains. Our experiment results revealed that proteasome activity increased from the
uninucleate to 3-cell stage, but slightly decreased in mature pollen grains. Immunofluorescence labelling detected pro-
teasome signals in the nuclei of pollen grains at all stages as well as in cytosol. Unequal distribution of proteasomes was
observed in the two degradating prothallial cells. Our data indicate a link between pollen development and dynamic
changes in activity and distribution of proteasome, and proteasome might take a part in the degradation of prothallial cells.
Key words Pinus bungeana, pollen, proteasome, prothallial cells
Jiang LP, Dong XL, Li X, Gao Y, Sheng XY (2012). Dynamic changes in activity and distribution of proteasome during
pollen development of Pinus bungeana. Chin Bull Bot 47, 141–148.
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* Author for correspondence. E-mail: xianyong.sheng@163.com
(责任编辑: 刘慧君)