全 文 ：植物生理学报 Plant Physiology Journal 2015, 51 (8): 1315~1321　　doi: 10.13592/j.cnki.ppj.2015.0139 1315
收稿 2015-04-08　　修定 2015-07-31
资助 国家级大学生创新创业训练计划项目(201410141351)。
* 通讯作者(E-mail: xx47@dlut.edu.cn; Tel: 0411-84706356)。
石竹玻璃化苗的水分及活性氧代谢变化
张静雪1, 高弘扬1, 辛学锐2, 夏秀英1,*
1大连理工大学生命科学与技术学院, 辽宁大连116024; 2大连好地农业有限公司, 辽宁大连116024
摘要: 以正常及玻璃化石竹试管苗为材料, 研究玻璃化后试管苗水分及活性氧(ROS)代谢的变化。结果表明, 与正常试管苗
相比, 玻璃化苗的自由水及质外体水含量显著增加, 束缚水及质外体气体含量显著降低, 叶片失水率显著下降; 玻璃化苗中
丙二醛(MDA)和过氧化氢(H2O2)含量及氧阴离子自由基(O2·
–)产生速率显著高于正常苗, 组织化学染色结果证实玻璃化苗体
内出现了ROS的明显积累; 玻璃化苗中超氧化物歧化酶(SOD)、过氧化氢酶(CAT)、抗坏血酸过氧化物酶(APX)活性及抗
坏血酸(AsA)、还原型谷胱甘肽(GSH)含量均显著低于正常苗。说明玻璃化苗中水分及ROS代谢出现异常, 过多水分的积
累及氧化平衡的破坏可能是石竹苗玻璃化发生及发展的主要原因。
关键词: 石竹; 玻璃化; 质外体水分; 活性氧; 抗氧化酶
Changes in Water and Reactive Oxygen Species Metabolism in Hyperhydric
Dianthus chinensis
ZHANG Jing-Xue1, GAO Hong-Yang1, XIN Xue-Rui2, XIA Xiu-Ying1,*
1School of Life Science and Biotechnology, Dalian University of Technology, Dalian, Liaoning 116024, China; 2Dalian Haodi Ag-
riculture Limited Company, Dalian, Liaoning 116024, China
Abstract: Using normal and hyperhydric shoots in vitro of Dianthus chinensis as materials, changes in water
and reactive oxygen species (ROS) metabolism in hyperhydric shoots were investigated. The results showed
that compared to the normal shoots, the hyperhydric shoots presented dramatic increase in the contents of free
water and apoplastic water, however the contents of bound water and apoplastic gas in hyperhydric shoots were
remarkably decreased. Moreover, in comparison with normal shoots, hyperhydric shoots showed higher con-
tents of malondialdehyde (MDA) and hydrogen peroxide (H2O2), and the production rate of O2·
–. Histochemical
stain with diaminobenzidine (DAB) and nitroblue tetrazolium (NBT) confirmed the obvious accumulation of
ROS in hyperhydric shoots. Furthermore, the activities of superoxide dismutase (SOD), catalase (CAT) and
ascorbate peroxidase (APX), and the contents of ascorbic acid (AsA) and glutathione (GSH) were lower signifi-
cantly than those in normal shoots. These results indicated that water and ROS metabolism were disordered in
hyperhydric shoots, suggesting that excessive water accumulation and the damage of oxidative balance are the
key factors in triggering and developing of hyperhydricity in D. chinensis.
Key words: Dianthus chinensis; hyperhydricity; apoplastic water; reactive oxygen species; antioxidase
石竹是石竹科石竹属多年生草本花卉植物,
是我国传统名花之一, 在世界各地广为栽培, 品种
繁多, 深受人们喜爱。组织培养技术不但可以有
效脱毒复壮、在短时间内生产大量优质种苗, 而
且能保持植物优良种性 , 是石竹繁育的主要方
法。但石竹组织培养过程中经常发生玻璃化现象,
严重影响了快速繁殖的生产效率, 也限制了组织
培养技术在石竹中的应用(程云清等2012)。
玻璃化是组织培养过程中特有的一种生理失
调或生理病变, 在多种植物中均有报道(Chakra-
barty等2006; Wu等2009; 陈兵先等2011)。玻璃化
常导致组培苗生根困难, 继代成活率低, 难以驯化
移栽, 严重的玻璃化会导致植株死亡。研究表明,
培养条件、琼脂浓度、细胞分裂素、无机盐离子
等均对玻璃化有影响(Ivanova和Van Staden 2009;
马晓菲等2013; 卢兴霞等2014)。通过改变光照、
温度等培养条件以及在培养基中添加活性炭、硝
酸银、聚乙烯吡咯烷酮(polyvinylpyrrolidone,
植物生理学报1316
PVP)、铁离子、镁离子等可以降低部分物种试管
苗玻璃化的发生机率, 或在一定程度上使已发生
玻璃化的试管苗恢复正常(Yadav等2003; Mayor等
2003; Wang等2007; 刘雪超等2011; 张天翔2013)。
为阐明玻璃化的发生规律及机制, 人们从生
理生化、解剖结构、亚显微结构等多个层面进行
了大量的研究(Apóstolo和Llorente 2000; Saher等
2004; Sreedhar等2009; Jausoro等2010), 近年来人们
逐渐认识到水分积累及氧化胁迫在玻璃化形成及
发展中的关键作用。在多种植物中均发现玻璃化
苗组织含水量、活性氧(reactive oxygen species,
ROS)及丙二醛(malondialdehyde, MDA)含量显著
高于正常苗, 抗氧化能力降低(Olmos等1997; Saher
等2004; 吕敏等2014)的现象。Olmos和Hellín
(1998)认为玻璃化苗细胞超微结构改变是由于水
的过度积累和随后诱导的氧化应激的结果, 玻璃
化苗解剖学和形态学上的症状都是由于质外体积
水引起的二次事件。van den Dries等(2013)也证实
质外体水分过度积累是组培苗玻璃化的主要因
素。Tian等(2015)通过对大蒜玻璃化苗不同细胞组
分中ROS及抗氧化系统的动态测定, 认为质外体
ROS爆发是大蒜苗玻璃化的重要因素。
研究玻璃化苗水分及ROS代谢的变化有助于
理解玻璃化形成的机制。而目前相关研究多数集
中于组织含水量、ROS产生速率及部分抗氧化酶
活性的测定, 缺乏对质外体水分和气体含量、叶
片失水率及抗坏血酸(ascorbic acid, AsA)-还原型
谷胱甘肽(reduced glutathione, GSH)循环等的相关
研究。本文以石竹为材料, 全面分析玻璃化试管
苗水分及ROS代谢相关指标的变化, 以期为揭示水
分及ROS在玻璃化苗形成及发展中的作用及机制
奠定基础, 并为玻璃化的防控及玻璃化苗的恢复
提供参考。
材料与方法
1 植物材料
实验材料为石竹(Dianthus chinensis L.)继代
培养过程中同期出现的玻璃化试管苗及正常苗。
培养基为MS+5.4 g·L-1琼脂+30 g·L-1蔗糖, pH为
5.6。培养室光照强度为30~40 µmol·m-2·s-1, 光照时
间为16 h·d-1, 温度为(25±2) ℃。
2 水分代谢相关指标测定
组织自由水及束缚水含量的测定参考苍晶等
(2013)书上的方法。叶片组织的质外体水含量通
过低速离心方法测定(Terry和Bonner 1980)。从植
株上取下叶片, 迅速称鲜重(FW), 置于离心机中
4 ℃下3 000×g离心20 min, 离心后马上再次称重, 2
次质量之差(ΔW)即为质外体水的质量。质外体水
含量=(ΔW/FW)×100%。质外体气体含量用比重瓶
法(Dalton等1997)测定, 取下叶片, 称FW, 然后放入
比重瓶, 在比重瓶中倒满蒸馏水, 塞上塞子, 用滤
纸擦干外表面的水, 测量包括叶子在内的整个瓶
子的质量, 之后将瓶子放入真空中, 直到叶片中的
气体完全被水取代, 叶片沉至瓶底, 真空渗透结束
后, 再次用水将瓶子装满, 擦干外表面, 称重, 2次称
重差值记为ΔW。质外体气体含量=(ΔW/ρH2O)/
FW×100%, 其中, ρH2O为1.0 g·cm
-3。
参考Zhang等(2011)的方法测定叶片失水率。
3 ROS代谢相关指标测定
H2O2含量, O2·
–产生速率, 氧化型谷胱甘肽(oxi-
dized glutathione, GSSG)和GSH含量, 过氧化物酶
(peroxidase, POD)、超氧化物歧化酶(superoxide
dismutase, SOD)、抗坏血酸过氧化物酶(ascorbate
peroxidase, APX)活性等的测定参考蔡庆生等
(2013)书上的方法。过氧化氢酶(catalase, CAT)活
性测定参照Knörzer等(1996)的方法。AsA和总抗
坏血酸(T-AsA)含量测定采用高效液相色谱法(黄
明2013), 由于单脱氢抗血酸(monodehydroascorbic
axid, MDHA)极不稳定, 因此T-AsA含量减去AsA
含量即认定为脱氢抗坏血酸(dehydroascorbic acid,
DHA)含量。
O2·
–及H2O2的可视化检测分别用氮蓝四唑(ni-
troblue tetrazolium, NBT)着色法及二氨基联苯胺
(diaminobenzidine, DAB)染色法, 具体方法参照
Ramel等(2009)及Guan等(2000)。
4 其他生理生化指标测定
可溶性蛋白含量测定参考苍晶等(2013)书上
的方法; 叶绿素、可溶性糖、MDA含量及相对电
导率测定参考蔡庆生等(2013)书上的方法。
5 数据分析
各项指标测定均设置3次重复, 结果取平均
值。试验数据采用Excel 2003和SPSS 16.0软件
张静雪等: 石竹玻璃化苗的水分及活性氧代谢变化 1317
进行统计与分析, 用Duncan’s新复极差法进行多重
比较。
实验结果
1 石竹玻璃化苗组织中含水量和质外体气体含量
及叶片失水率的变化
由表1显示, 石竹玻璃化苗的总含水量(94.25%)
显著高于正常苗(89.70%), 其中自由水含量比正常
苗增高了21%, 束缚水含量降低了18%。玻璃化苗
的质外体水含量为1 8 . 0 4 % , 显著高于正常苗
(2.39%), 质外体气体含量为4.84%, 仅为正常苗的
10.6%。可见, 玻璃化苗体内水分过度积累, 积累
的水分多以自由水的形式存在, 质外体水分增多
导致质外体空间气体减少。
表1 正常苗与玻璃化苗含水量及质外体气体含量的比较
Table 1 Comparison of water content and apoplastic air content between normal and hyperhydric shoots
总含水量/% 自由水含量/% 束缚水含量/% 质外体水含量/% 质外体气体含量/%
正常苗 89.70±0.75b 52.91±0.97b 36.87±1.49a 2.39±0.44b 45.87±5.33a
玻璃化苗 94.25±0.30a 64.04±3.19a 30.18±1.51b 18.04±1.76a 4.84±0.32b
　　同一列内不同字母表示在0.05水平上差异显著。
图1 正常苗和玻璃化苗失水率的变化
Fig.1 Changes in water loss rates in normal and
hyperhydric shoots
同一组内不同字母表示在0.05水平上差异显著。
图1显示, 石竹玻璃化苗失水速率明显低于正
常苗, 说明玻璃化苗持水力强, 失水慢, 体内水分
无法正常排出, 造成水分平衡的破坏及水分的过
度积累。
2 玻璃化苗中可溶性糖、可溶性蛋白及叶绿素含
量的变化
由图2可见, 石竹玻璃化植株的可溶性糖和可
溶性蛋白及叶绿素含量均显著低于正常植株。相
比于正常植株, 玻璃化植株中可溶性糖含量降低
了24.3%, 可溶性蛋白含量降低了60.8%, 叶绿素a
含量降低了84.7%, 叶绿素b含量降低了80.4%。
3 玻璃化苗ROS积累及MDA含量的变化
石竹玻璃化苗的H2O2含量、O2·
–产生速率、
MDA含量及相对电导率均显著高于正常苗(表2),
图2 正常苗和玻璃化苗中可溶性糖、可溶性蛋白、
叶绿素含量的比较
Fig.2 Comparison of soluble sugar, soluble protein and chlo-
rophyll contents in normal and hyperhydric shoots
同一组内不同字母表示在0.05水平上差异显著。
分别为正常苗的1.5、2.6、2.9、16.4倍, 说明玻璃
化苗ROS产生明显多于正常苗, 细胞膜系统已受到
破坏。
NBT和DAB染色能反映体内自由基和H2O2的
积累情况。NBT在O2·
–的作用下还原生成不溶于水
的蓝色二甲臜 , 可以检测植物体内ROS的积累;
DAB能与H2O2反应生成棕红色的多聚产物, 可以
检测H2O2积累。图3显示, 经NBT及DAB染色后,
玻璃化苗颜色均明显深于正常苗, 表明玻璃化苗
体内O2·
–及H2O2积累量均高于正常苗。
4 玻璃化苗抗氧化酶活性及抗氧化物质含量的变化
表3表明, 玻璃化苗的SOD、CAT及APX活性
显著低于正常苗, 分别比正常苗降低了21.7%、
63.1%及32.2%; 玻璃化苗POD活性显著高于正常
植物生理学报1318
表2 正常苗和玻璃化苗中ROS和MDA含量及相对电导率的比较
Table 2 Comparison of ROS and MDA contents and relative electrical conductivity in normal and hyperhydric shoots
H2O2含量/ O2·
–产生速率/ MDA含量/
相对电导率/%
nmol·g-1 (FW) μmol·g-1 (FW)·min-1 mg·g-1 (FW)
正常苗 29.10±0.51b 6.21±0.03b 0.70±0.028b 11.0±0.52b
玻璃化苗 85.51±1.96a 101.60±0.10a 1.02±0.034a 28.7±1.00a
　　同一列内不同字母表示在0.05水平上差异显著。
表3 正常苗和玻璃化苗中抗氧化酶活性的比较
Table 3 Comparison of antioxidant enzyme activities in normal and hyperhydric shoots
POD/ SOD/ CAT/ APX/
U·min-1·mg-1 (蛋白) U·min-1·g-1 (蛋白) U·min-1·mg-1 (蛋白) U·min-1·mg-1 (蛋白)
正常苗 10.2±0.85b 135±3.05a 213.6±11.3a 1.46±0.17a
玻璃化苗 14.8±0.49a 105±4.13b 95.0±19.2b 0.99±0.16b
　　同一列内不同字母表示在0.05水平上差异显著。
图3 正常苗和玻璃化苗的NBT及DAB组织化学染色
Fig.3 Histochemical stain of normal and hyperhydric shoots with NBT and DAB
A: 正常苗NBT染色; B: 玻璃化苗NBT染色; C: 正常苗DAB染色; D: 玻璃化苗DAB染色。
苗, 上升了45.1%。表明玻璃化苗抗氧化酶活性发
生了改变, 使其ROS清除能力受到影响。
图4结果表明, 石竹玻璃化苗中抗氧化物质
AsA、DHA及GSH含量均显著低于正常苗 , 其
中, AsA含量为正常苗的96.6%, DHA含量是正常
苗的91.3%, GSH含量是正常苗的75.5%; 玻璃化
苗的G S H / G S S G值为0 . 3 2 , 显著低于正常苗
(0.42)。说明玻璃化苗中抗氧化物质合成及再生
能力下降。
讨　　论
研究表明, 细胞及组织过度吸水, 尤其是质外
体过度积累水分是玻璃化发生及发展的关键因
素。Gribble等(1998)及van den Dries等(2013)分别
在满天星和拟南芥的研究中发现, 水分在玻璃化
苗质外体空间过度积累, 他们认为质外体积水会
减少质外体空间的气体含量, 妨碍共质体与周围
环境气体交换, 导致重要生理功能失调, 引起玻璃
化症状。本研究中, 石竹玻璃化苗的一个主要特
张静雪等: 石竹玻璃化苗的水分及活性氧代谢变化 1319
征是组织含水量及质外体水相对含量显著高于正
常苗, 质外体气体含量及叶片失水率显著低于正
常苗。这一方面表明玻璃化苗吸水及保水能力高
于正常苗, 导致体内水分的过度积累; 另一方面也
证实石竹玻璃化苗也存在质外体积水、气体含量
减少现象。我们分析这可能也是石竹玻璃化发生
的主要原因。
植物在逆境胁迫下常常积累ROS (Jaspers和
Kangasjarvi 2010), 这些ROS具有“双重效应”: 一方
面以第二信使的形式参与植物对胁迫信号的响应
及转导; 另一方面, ROS的积累可对细胞造成氧化
胁迫 , 引发植物形态结构异常及生理机能紊乱
(OBrien等2012; Suzuki等2012)。近年来, 逆境胁
迫, 尤其是质外体水分积累引发的ROS爆发与玻璃
化形成及发展的关系受到人们的关注。Sreedhar
等(2009)、张琳等(2011)、Sen和Alikamanoglu
(2013)及Tian等(2015)均报道了玻璃化苗体内ROS
增加。Olmos和Hellín (1998)认为玻璃化苗解剖学
和形态学上的症状都是由于质外体积水诱导的氧
化应激引起。Asada (1999)和Rojas-Martinez等
(2010)认为质外体超度含水可引起组织缺氧, 干扰
呼吸作用的电子传递, 进而引起氧化胁迫, 导致试
管苗玻璃化。本研究发现, 伴随组织含水量及质
外体水分含量的增加, 石竹玻璃化苗中O2·
–产生速
率及H2O2含量也显著上升, 组织化学染色结果证
实玻璃化苗体内出现了ROS的积累。这些结果表
明, ROS在石竹试管苗玻璃化发生及发展中扮演了
重要角色。
细胞中ROS水平的高低是由其产生和清除系
统共同决定的。植物在长期进化过程中形成了抗
氧化防御系统用于清除ROS。在逆境条件下, 植物
往往主动调动自身的抗氧化系统, 以维持植物体
内ROS产生和清除的动态平衡, 保证逆境胁迫下正
常的生理机能(Foyer和Noctor 2005)。目前已在多
种植物中发现玻璃化苗抗氧化系统失调现象(Sa-
her等2004; Sreedhar等2009; 刘雪超等2011)。
Chakrabarty等(2006)认为ROS生成和抗氧化防御
之间的不协调导致苹果试管苗的玻璃化。AsA及
GSH是两种高丰度小分子抗氧化物质, 不仅可以
通过AsA-GSH循环协同作用清除H2O2, 也可单独
作为抗氧化剂直接参与ROS的清除, 其还原型与氧
化型含量的比值(AsA/DHA、GSH/GSSG)是反映
植物体抗氧化活性的重要指标之一。本研究中,
玻璃化苗的AsA和GSH含量、GSH/GSSG比值显
著低于正常苗, 抗氧化酶SOD、CAT、APX活性
也显著低于正常苗, 说明玻璃化苗的ROS清除系
统受损。
综合分析本研究结果, 我们认为石竹玻璃化
的发生可能是因继代剪切或培养环境变化等引发
的逆境而起, 某些植物体逆境信号感受系统或信
号传递系统发生障碍, 不能及时启动应激反应, 使
得水分代谢及ROS代谢失调, 引起水分及ROS积
累, 进而引起一些对ROS敏感的色素、蛋白及脂类
物质的破坏, 导致玻璃化症状出现。玻璃化发生
阶段可以通过改善培养条件及植株自身调节能力
得到逆转, 若此时环境继续恶化, 或植株自身氧化
平衡不能及时得到恢复, 则会造成膜系统、细胞
器结构的破坏, 从而影响呼吸代谢、光合作用等
机能, 进而加剧ROS自由基的产生及积累, 导致玻
璃化的进一步发展, 症状加剧, 且难以逆转。因此,
在培养早期减少组培苗水分的吸收及积累, 提高
图4 玻璃化苗及正常苗中AsA (A)及GSH (B)含量的比较
Fig.4 Comparison of AsA (A) and GSH (B) contents in
normal and hyperhydric shoots
同一组内不同字母表示在0.05水平上差异显著。
植物生理学报1320
植株本身抗氧化能力及避免培养环境的剧烈变化
可能是预防玻璃化发生及玻璃化苗恢复的关键。
参考文献
蔡庆生主编(2013). 植物生理学实验. 北京: 中国农业大学出版社
苍晶主编(2013). 植物生理学实验教程. 北京: 高等教育出版社
陈兵先, 黄宝灵, 吕成群, 杨来安, 陈文军, 任苓, 王劲松(2011). 植物
组织培养试管苗玻璃化现象研究进展. 林业科技开发, 25 (1):
1~5
程云清, 刘剑锋, 刘春明, 邹振峰, 王淑范(2012). 中国石竹离体快繁
与试管苗玻璃化研究. 广西植物, 32 (4): 531~535
黄明(2013). 刺梨高含量抗坏血酸积累的分子机理研究[博士论文].
武汉: 华中农业大学
刘雪超, 齐红岩, 陈岩, 华利静(2011). AgNO3对网纹甜瓜试管苗糖
代谢及抗氧化酶活性的响. 植物生理学报, 47 (3): 286~292
卢兴霞, 柴慈江, 张婷, 史燕山, 骆建霞(2014). 栒子试管苗玻璃化影
响因素的研究. 北方园艺, (18): 103~106
吕敏, 夏秀英, 徐品三, 李波, 郭照东(2014). 蓝莓玻璃化试管苗
的显微结构及生理生化特性变化. 植物生理学报, 50 (4):
453~460
马晓菲, 张家菁, 于元杰(2013). 防风(Saposhnikovia divaricata)组织
培养中的玻璃化现象研究. 分子植物育种, 11 (3): 421~430
张琳, 蒋芳玲, 熊超超, 孙萍萍, 靳慧卿, 田洁, 吴震(2011). 外源H2O2
作用下大蒜试管苗活性氧代谢的变化及对AsA的响应. 园艺
学报, 38 (9): 1707~1716
张天翔, 林宗铿, 蔡坤秀, 杨俊杰, 曹明华(2013). 芦笋组织培养中玻
璃化苗逆转的初步研究. 中国农学通报, 29 (25): 93~96
Apóstolo NM, Llorente BE (2000). Anatomy of normal and hyper-
hydric leaves and shoots of in vitro grown Simmondsia chinesis
(Link) Schn. In Vitro Cell Dev-Pl, 36 (4): 243~249
Asada K (1999). The water-water cycle in chloroplasts: scavenging
of active oxygens and dissipation of excess photons. Annu Rev
Plant Biol, 50 (1): 601~639
Chakrabarty D, Park SY, Ali MB, Shin S, Peak K (2006). Hyperhy-
dricity in apple: ultrastuctural and physiological aspects. Tree
Physiol, 26 (3): 377~388
Dalton FN, Maggio A, Piccinni G (1997). Effect of root temperature
on plant response functions for tomato: comparison of static and
dynamic salinity stress indices. Plant Soil, 192 (2): 307~319
Foyer CH, Noctor G (2005). Oxidant and antioxidant signalling in
plants: a re-evaluation of the concept of oxidative stress in a
physiological context. Plant Cell Environ, 28 (8): 1056~1071
Gribble K, Tingle J, Sarafis V, Heaton A, Holford P (1998). Position
of water in vitrified plants visualized by NMR imaging. Proto-
plasma, 201 (1~2): 110~114
Guan L-M, Zhao J, Scandalios JG (2000). Cis-elements and trans-fac-
tors that regulate expression of the maize Cat1 antioxidant gene
in response to ABA and osmotic stress: H2O2 is the likely in-
termediary signaling molecule for the response. Plant J, 22 (2):
87~95
Ivanova M, Van Staden J (2009). Nitrogen source, concentration, and
NH4
+:NO3
2- ratio influence shoot regeneration and hyperhydricity
in tissue cultured Aloe polyphylla. Plant Cell Tiss Org, 99 (2):
167~174
Jaspers P, Kangasjarvi J (2010). Reactive oxygen species in abiotic
stress signaling. Physiol Plant, 138 (4): 405~413
Jausoro V, Llorente BE, Apóstolo NM (2010). Structural differences
between hyperhydric and normal in vitro shoots of Handroan-
thus impetiginosus (Mart. Ex DC) Mattos (Bignoniaceae). Plant
Cell Tiss Org, 101 (2): 183~191
Knörzer OC, Burner J, Boger P (1996). Alterations in the antioxida-
tive system of suspension-cultured soybean cells (Glycine max)
induced by oxidative stress. Physiol Plant, 97 (2): 388~396
Mayor ML, Nestares G, Zorzoli R, Picardi LA (2003). Reduction of
hyperhydricity in sunflower tissue culture. Plant Cell Tiss Org,
72 (1): 99~103
OBrien JA, Daudi A, Butt VS, Bolwell GP (2012). Reactive oxygen
species and their role in plant defence and cell wall metabolism.
Planta, 236 (3): 765~779
Olmos E, Hellín E (1998). Ultrastructural differences of hyperhydric
and normal leaves from regenerated carnation plants. Sci Hortic,
75 (1): 91~101
Olmos E, Piqueras A, Martínez-Solano JR, Hellín E (1997). The sub-
cellular localization of peroxidase and the implication of oxida-
tive stress in hyperhydric leaves of regenerated carnation plants.
Plant Sci, 130 (1): 97~105
Ramel F, Sulmon C, Bogard M, Couée I, Gouesbet G (2009). Dif-
ferential patterns of reactive oxygen species and antioxidative
mechanisms during atrazine injury and sucrose-induced toler-
ance in Arabidopsis thaliana plantlets. BMC Plant Biol, 9 (1):
28~45
Rojas-Martinez L, Visser RG, de Klerk GJM (2010). The hyperhy-
dricity syndrome: waterlogging of plant tissues as a major cause.
Propag Ornam Plants, 10 (4): 169~175
Saher S, Piqueras A, Hellin E, Olmos E (2004). Hyperhydricity in
micropropagated carnation shoots: the role of oxidative stress.
Physiol Plant, 120 (1): 152~161
Sen A, Alikamanoglu S (2013). Antioxidant enzyme activities,
malondialdehyde, and total phenolic content of PEG-induced hy-
perhydric leaves in sugar beet tissue cultured. In Vitro Cell Dev-
Pl, 49 (4): 396~404
Sreedhar RV, Venkatachalam L, Neelwarne B (2009). Hyperhydrici-
张静雪等: 石竹玻璃化苗的水分及活性氧代谢变化 1321
ty-related morphologic and biochemical changes in vanilla (Va-
nilla planifolia). J Plant Growth Regul, 28 (1): 46~57
Suzuki N, Koussevitzky S, Mittler R, Miller G (2012). ROS and redox
signalling in the response of plants to abiotic stress. Plant Cell
Environ, 35 (2): 259~270
Terry ME, Bonner BA (1980). An examination of centrifugation as
a method of extracting an extracellular solution from peas, and
its use for the study of indoleacetic acid-induced growth. Plant
Physiol, 66 (2): 321~325
Tian J, Jiang F, Wu Z (2015). The apoplastic oxidative burst as a key
factor of hyperhydricity in garlic plantlet in vitro. Plant Cell Tiss
Org, 120 (2): 571~584
van den Dries N, Giannì S, Czerednik A, Krens FA, de Klerk GJM
(2013). Flooding of the apoplast is a key factor in the develop-
ment of hyperhydricity. J Exp Bot, 64 (16): 5221~5230
Wang Y-L, Wang X-D, Zhao B, Wang Y-C (2007). Reduction of hype-
rhydricity in the culture of Lepidium meyenii shoots by the addi-
tion of rare earth elements. Plant Growth Regul, 52 (2): 151~159
Wu Z, Chen L-J, Long Y-J (2009). Analysis of ultrastructure and re-
active oxygen species of hyperhydric garlic (Allium sativum L.)
shoots. In Vitro Cell Dev-Pl, 45 (4): 483~490
Yadav MK, Gaur AK, Garg GK (2003). Development of suitable pro-
tocol to overcome hyperhydricity in carnation during microprop-
agation. Plant Cell Tiss Org, 72 (2): 153~156
Zhang L, Xiao S-S, Li W-Q, Feng W, Juan Li J, Wu Z-D, Gao X-W,
Liu F-Q, Shao M (2011). Overexpression of a Harpin-encoding
gene hrf1 in rice enhances drought tolerance. J Exp Bot, 62 (12):
4229~4238