全 文 ：植物生理学报 Plant Physiology Journal 2014, 50 (12): 1863~1870　　doi: 10.13592/j.cnki.ppj.2014.0452 1863
收稿 2014-10-15　　修定 2014-11-17
资助 国家高技术研究(863)发展计划项目(2011AA100504)和国
家自然科学基金面上项目(31270873)。
* 通讯作者(E-mail: sqzhang@ms.iswc.ac.cn; Tel: 029-
87010897)。
液泡膜内在蛋白基因OsTIP1;1异位表达对油菜根皮层细胞水分关系参数
的影响
张帆1,2, 李玉萍1,2, 孙卫宁3, 殷俐娜1,4, 张岁岐1,4,*
西北农林科技大学1黄土高原土壤侵蚀与旱地农业国家重点实验室, 2生命科学学院, 陕西杨凌712100; 3中国科学院上海生
命科学研究院植物生理生态研究所, 上海200032; 4中国科学院水利部水土保持研究所, 陕西杨凌712100
摘要: 在水培条件下, 以水稻OsTIP1;1转基因油菜、空载体pHB转基因油菜以及野生型‘沪油15号’油菜为实验材料, 用细胞
压力探针技术研究正常水分条件和PEG-6000模拟–0.2 MPa水分胁迫条件下, 液泡膜内在蛋白基因OsTIP1;1异位表达对油
菜根皮层细胞水分关系参数的影响。结果表明, 与正常水分条件相比, 水分胁迫显著降低了细胞膨压(P)以及细胞水导(Lp),
而使细胞壁体积弹性模量(ε)和水分跨膜转运半时间(TW1/2)增加。在两种水分条件下, 细胞膨压(P)和细胞水导(Lp)都表现为
OsTIP1;1转基因油菜>空载体pHB转基因油菜以及野生型油菜,而OsTIP1;1转基因油菜的TW1/2显著小于其他两种油菜, ε值
在正常水分条件下明显小于其他两种油菜, 水分胁迫后不同材料间差异不显著。说明水稻液泡膜内在蛋白基因OsTIP1;1
在转基因油菜中异位表达可提高油菜根系的水分运输效率。
关键词: 油菜; 液泡膜内在蛋白; 细胞压力探针; 水分胁迫; 水力学参数
Effects of OsTIP1;1 Ecotopic Expression on Root Cortex Cell Water Related
Parameters of Brassica napus
ZHANG Fan1,2, LI Yu-Ping1,2, SUN Wei-Ning3, YIN Li-Na1,4 , ZHANG Sui-Qi1,4,*
1State Key Laboratory of Soil Erosion and Dryland Farming on Loess Plateau, 2College of Life Sciences, Northwest Agricultural
and Forestry University, Yangling, Shaanxi 712100, China; 3Institute of Plant Physiology and Ecology, Shanghai Institutes for
Biological Sciences, Chinese Academy of Sciences, Shanghai 200032, China; 4Institute of Soil and Water Conservation, Chinese
Academy of Sciences and Ministry of Water Resources, Yangling, Shaanxi 712100, China
Abstract: Plant materials including wild-type (WT) Brassica napus cv. ‘Huyou 15’, transgenic B. napus ex-
pressing OsTIP1;1 or pHB empty vector were cultivated by using hydroponic culture system. The cell pressure
probe was employed to investigate the effects of tonoplast intrinsic protein gene (OsTIP1;1) on water related
parameters of primary root cortex cells among three B. napus materials under normal and water stress condi-
tions. The water stress was simulated with PEG-6000 with Ψs –0.2 MPa. The results indicated that water stress
decreased the root cortex cell turgor and the cell hydraulic conductivity, but increased the volumetric elastic
modulus of cell wall and the half time of water exchange of three B. napus materials by contrast to normal con-
ditions. Under different water conditions, the cell turgor and the cell hydraulic conductivity of OsTIP1;1 trans-
genic B. napus were greater than those of pHB transgenic B. napus and WT. And the half time of water ex-
change of OsTIP1;1 transgenic B. napus was lower than that of pHB transgenic B. napus and WT. The
volumetric elastic modulus of OsTIP1;1 transgenic B. napus are lower than other two materials under normal
condition, and the differences of elastic modulus among the three materials were not significant under water
stress condition. The results suggested that ectopic expression of OsTIP1;1 in B. napus can improve water
transport efficiency of the transgenic plants.
Key words: oilseed rape; tonoplast intrinsic protein; cell pressure probe; water stress; hydraulic properties
油菜(Brassica napus)属十字花科、芸苔属, 是
一种重要的农业栽培作物。油菜的生长通常会受
到一些非生物胁迫诸如干旱(杨春杰等2007)、低
温(王佳等2013)和盐害(Pitman和Lauchli 2002;
Parida和Das 2005)等的影响, 而根系吸水对维持植
植物生理学报1864
物正常生长具有重要作用。因此, 研究水分胁迫
条件下油菜根系水分运输状况, 提高油菜在干旱
胁迫条件下的耐受性具有重要意义。
植物根系的吸水能力由不同的物理和生理过
程进行调节, 而根系水分运输对植物整体的生理需
求具有调节作用(Javot和Maurel 2002)。水分在根内
径向运输主要包括三种途径: 质外体途径、共质体
途径和跨膜途径。后两者又统称为细胞-细胞途径,
其水流的变化涉及水通道蛋白(aquaporin, AQP)。
目前已有很多资料显示水通道蛋白能够调节
水分的跨膜运输并在植物水分关系中发挥着重要
作用。在各种生物中, AQP基因构成了AQPs家族
群, 它们属于膜内嵌蛋白(major intrinsic proteins,
MIPs)超家族。基于氨基酸序列同源性差异, 植物
的AQPs主要被分为4个亚族: 质膜内嵌蛋白(plas-
ma membrane intrinsic proteins, PIPs)、液泡膜内嵌
蛋白(tonoplast intrinsic proteins, TIPs)、类似
NOD26内嵌蛋白(nodulin-like intrinsic proteins,
NIPs)和小内嵌蛋白(small basic intrinsic proteins,
SIPs) (Kaldenhoff等2007; Johanson和Gustavsson
2002; Maurel等2008)。
植物液泡是一种多功能细胞器, 它在调节细
胞膨压、渗透作用、储存物质以及信号转导等方
面都有重要作用(Wink 1993)。在液泡中, TIPs属于
内嵌蛋白, 许多证据已经证明, TIPs与PIPs的功能
类似, 都可以调控水分运输(Chrispeels和Maurel
1994; Maurel等1997)。在植物中, AtTIP1;1属于
TIPs亚家族, 是第一个被定义的具有增强水分渗透
性的蛋白质(Maurel等1993)。除了参与水分运输
外, TIPs还有助于甘油(Gerbeau等1999)、尿素(Liu
等2003; Klebl等2003)、H2O2 (Bienert等2007),
NH4
+/NH3的运输以及NH4
+/NH3的甲基化、甲酰胺
化异构体的运输(Jahn等2004; Holm等2005; Loque
等2005)。此外, 也有研究表明, TIPs在植物代谢中
有非常重要的作用。在植物氮代谢中, AtTIP2;1对
尿素的运输以及N依赖的表达有非常重要的作用
(Liu等2003)。一些研究结果表明TIPs的活性主要
受转录水平以及转录后水平如环境信号等可变因
素的影响。另外, 也有一些研究结果显示, TIPs的
表达受盐胁迫、干旱、GA3和ABA的调控(Kalden-
hoff和Fischer 2006)。如在拟南芥和玉米中发现, 水
分胁迫和盐胁迫会抑制大部分TIPs的表达(Alexan-
dersson等2005; Zhu和Stedule 1991)。然而目前, 对
于液泡膜内在蛋白亚型的具体功能尚存在争议, 而
且液泡膜内在蛋白的表达调控机理仍有待探索。
本研究利用细胞压力探针技术, 以水稻Os-
TIP1;1转基因油菜、空载体pHB转基因油菜以及野
生型油菜为材料, 对不同水分条件下根皮层细胞水
力学参数进行研究, 期望从细胞水平探讨OsTIP1;1基
因在油菜中异位表达对油菜根系水分运输的影响,
为了解不同TIPs亚型的具体功能提供理论依据。
材料与方法
1 实验材料
供试材料为OsTIP1;1转基因油菜(Brassica
napus L.)、空载体pHB转基因油菜和‘沪油15号’野
生型油菜。
2 材料培养
将油菜种子用5%次氯酸钠消毒15~20 min, 用
灭菌水冲洗5~6遍后移至湿润滤纸, 并在25 ℃培养
箱中黑暗萌发3 d, 当种子根长5~6 cm时, 将幼苗移
入1/2Hoagland营养液中, 并放入智能植物培养箱
(东拓ZPW-280B型)中进行光照培养。光照强度为
280 μmol·m-2·s-1, 光暗周期为16 h/8 h, 昼夜温度为
23 ℃/17 ℃, 空气相对湿度为60%左右。每天用加
氧泵向溶液中通气3~4次, 每次60 min, 保证根系良
好生长。每48 h换一次营养液。
3 外源水分胁迫处理
将苗龄为9 d的油菜幼苗移至用PEG-6000模
拟–0.2 MPa水分胁迫的1/2Hoagland营养液中, 处
理24 h; 对照组仍在1/2Hoagland营养液中继续培养
24 h。测定两种水分条件下苗龄为10 d的油菜幼苗
根皮层细胞的水分关系参数。
4 转基因油菜的鉴定
利用CTAB (cetyltrimethylammonium bromide)
法提取油菜幼苗叶片基因组(Doyle和Doyle 1987),
根据载体pHB上的潮霉素基因Hyg设计引物(引物
序列为Hyg-F 5-GCTTCTGCGGGCGATTTGT-
GT-3; Hyg-R 5-GGTCGCGGAGGCTATGGAT-
GC-3), 使用PCR (polymerase chain reaction)方法
对转基因油菜进行鉴定, 分别以质粒为阳性对照,
野生型油菜基因组为阴性对照。
张帆等: 液泡膜内在蛋白基因OsTIP1;1异位表达对油菜根皮层细胞水分关系参数的影响 1865
5 相对mRNA含量测定
剪取不同水分条件下距根尖1~5 cm的油菜幼
苗主根根段, 用液氮浸没并在−80 ℃冰箱保存。用
Trizol法提取样品的总RNA, 然后用PrimeScriptTM
RT-PCR Kit (TaKaRa)进行体外cDNA合成。通过
SYBR® Premix Ex TaqTM II Kit (TaKaRa)进行RT-PCR
(reverse transcription-polymerase chain reaction)对
OsTIP1;1的相对mRNA含量测定, 以BnActin2 (BnACT2)
基因作为RT-PCR 的内参基因。OsTIP1;1的引物
序列为F 5-TCCGCGGCCTCCTCTACT-3, R
5-CGGAGGAGGAAGCACGC-3 (Li等2008);
BnActin2的引物序列为F 5-GTGTTGTTGGTAGG-
CCAAGACATCA-3, R 5-CTTGATGTCTCTTA-
CAATTTCCCGC-3 (Ren等2012)。
6 根皮层形态学参数的测定
选生长良好的油菜主根, 取距离根尖2~4 cm
根段(细胞压力探针测定部位), 做环氧树脂切片,
并用甲苯胺蓝染液染色5 min, 然后通过光学显微
镜(Olympus B×5’, U-TV0.5×C-3摄像系统, Im-
age-Pro Express Chinese 6.0)观察, 用NIKON ACT-
2U软件测得细胞长半径R1 (μm)和短半径R2 (μm)以
及细胞长度L (μm)。
7 根皮层细胞水力学参数的测定
首先将玻璃毛细管磨成5~6 µm的斜口, 将充
满硅油的毛细管固定到细胞压力探针上。然后取
苗龄为10 d油菜主根根段, 每条根段长5~6 cm, 置
于固定台表面。细胞压力探针上毛细管尖端扎入
距离根尖2~4 cm根段的根皮层细胞中。由于细胞
膨压的存在, 细胞液进入到毛细管内, 并与硅油形
成弯月面, 通过移动由微型马达驱动的螺旋测微
器, 使探针中的活塞操纵杆在压力室中前进或后
退, 从而控制弯月面的位置, 当把弯月面位置推至
细胞膜表面时, 测得的压力即为细胞膨压(turgor,
P) (Stedule 1993)。待细胞膨压稳定后, 控制活塞
操纵杆使弯月面向前或向后移动一定距离, 引起
膨压急剧上升或下降, 打破细胞内外的水分平衡
状态; 接着使弯月面保持位置不变, 水分由细胞内
流向细胞外或由细胞外流向细胞内, 直到达到新
的水分平衡状态, 膨压也缓缓回到原来状态, 此时
电脑记录显示的P-t曲线为静水压驱动下的压力释
放曲线。根据曲线可利用P-flock软件计算出静水
压下水分跨膜转运半时间TW1/2 (Steudle 1993; 万贤
崇和叶清2008; 刘小芳等2009)。探针毛细管扎入
细胞, 当细胞膨压稳定后, 移动螺旋测微器, 使毛
细管中的弯月面向前或向后移动一定距离, 并迅
速回到原来的位置, 可得到相应的P-t曲线, 根据
P-flock软件计算出细胞壁体积弹性模量(volumet-
ric elastic modulus of the cell wall, ε) (Azaizeh等
1992; Steudle 1993)。用NIKON ACT-2U软件测量
细胞长半径R1 (µm)、短半径R2 (µm)以及细胞长度
L (µm), 从而计算细胞表面积(A)和细胞体积(V), 一
般测量多个细胞取平均值。然后根据下列公式
(Azaizeh等1992)计算得到根系皮层细胞水导(hy-
draulic conductivity, Lp)。
Lp=[V·ln(2)]／[A·TW1/2(ε+π
i
0)], 式中Lp为细胞
水力学导度(m·s-1·MPa-1), V为细胞体积(m3), TW1/2
为水分跨膜转运半时间(s), ε为细胞壁体积弹性模
量(MPa), πi0为细胞液的渗透势(MPa)。
8 数据处理
采用SAS 10.0统计软件进行数据处理, 并检验
差异显著性。用Sigmaplot 12.0作图。
实验结果
1 转基因油菜的鉴定
以提取的幼苗叶片基因组DNA为模板, 利用
Hyg基因引物进行PCR扩增, 在转基因植株中得到
598 bp的目标片段, 与阳性对照大小一致, 而在阴
性对照野生型油菜中未得到目标片段。将鉴定为
阳性的转基因植株用于后续根系水分参数的测量
(图1)。
图1 转基因油菜的鉴定
Fig.1 Identification of transgenic B. napus
A和B分别为空载体pHB和OsTIP1;1转基因油菜基因组PCR
扩增图谱。M表示DNA Maker; 1为质粒, 做阳性对照; 2~11为转基
因油菜; 12为野生型油菜, 做阴性对照; 目的片段大小为598 bp。
植物生理学报1866
2 不同水分条件下油菜根系中相对mRNA含量变化
RT-PCR检测结果显示两种水分条件下OsTIP1;1
转基因油菜高表达, 其mRNA含量明显高于野生型
油菜和空载体pHB转基因油菜(图2) (P<0.05)。且
水分胁迫处理对OsTIP1;1转基因油菜mRNA含量
没有产生明显影响。该结果与Alexandersson等
(2005)的研究结果一致。
3 不同水分条件下油菜根皮层细胞形态学参数的变化
在正常供水和水分胁迫条件下, 油菜根皮层
细胞的长半径(R1)、短半径(R2)、细胞长度(L)以及
细胞体积(V)的不同材料间差异呈相同趋势, 均为
OsTIP1;1转基因油菜>空载体pHB转基因油菜和野
生型油菜, 其中空载体pHB转基因油菜与野生型油
菜之间差异不明显(图3) (P<0.05)。而水分胁迫显
著减小了根皮层细胞的R1、R2和L, 从而减小了根
皮层细胞体积(V), 表明水分胁迫影响植物根皮层
细胞的延伸生长。图4为两种水分条件下OsTIP1;1
转基因油菜主根的形态学解剖结构。
图3 不同水分条件下油菜根系皮层细胞长度、半径以及细胞体积的差异
Fig.3 Differences in length, radius and volume of root cortex cells of B. napus in different water levels
4 不同水分条件下油菜根皮层细胞膨压(P)的变化
正常供水条件下, 野生型油菜和空载体pHB
图2 不同水分条件下油菜根中相对mRNA含量变化
Fig.2 Changes of the relative mRNA content of B. napus
roots in different water levels
野生型表示‘沪油15号’野生型油菜, pHB表示空载体pHB转基
因油菜, TIP1;1表示OsTIP1;1转基因油菜; 不同字母表示在0.05水
平上差异显著。图3、5~8同。
张帆等: 液泡膜内在蛋白基因OsTIP1;1异位表达对油菜根皮层细胞水分关系参数的影响 1867
转基因油菜的细胞膨压在0.4 MPa左右 , 而Os-
TIP1;1转基因油菜的细胞膨压为0.44 MPa (图5)。
说明OsTIP1;1转基因油菜的细胞膨压明显高于其
他材料。在水分胁迫条件下, 3种油菜的细胞膨压
均明显低于正常水分条件下的细胞膨压, 野生型
油菜和空载体pHB转基因油菜的细胞膨压均为
0.30 MPa左右, 而OsTIP1;1转基因油菜的膨压为
0.34 MPa。即在水分胁迫条件下, OsTIP1;1转基因
油菜的细胞膨压同样高于其他两个材料(P<0.05)。
两种水分条件下OsTIP1;1转基因油菜较高的细胞
膨压更有利于维持植物细胞生长。
5 不同水分条件下油菜根皮层细胞的细胞壁体积
弹性模量(ε)的变化
正常水分条件下, 野生型油菜和空载体pHB
转基因油菜的ε为3.52 MPa左右, OsTIP1;1转基因
油菜的ε为3.23 MPa (图6), 显著小于其他两个材料
的ε。在水分胁迫条件下, 3种油菜的ε均明显增加
(P<0.05), 都增加了0.5~1.0 MPa, 且OsTIP1;1转基
因油菜的ε最小, 为4.05 MPa。根皮层细胞ε值越小,
细胞的弹性越好。该结果说明在两种水分处理条
件下, OsTIP1;1转基因油菜能较好地维持细胞的弹
性, 有利于根皮层细胞吸收水分。
6 不同水分条件下油菜根皮层细胞水分跨膜转运
半时间(TW1/2)的变化
不同材料油菜根皮层细胞水分跨膜转运半时
间(TW1/2)对不同水分条件的响应不同(图7), 水分胁
迫使3种油菜的TW1/2都显著增加(P<0.05)。在相同
的水分条件下, 野生型油菜和空载体pHB转基因油
菜的变化一致, OsTIP1;1转基因油菜的TW1/2显著低
于其他两个材料(P<0.05)。TW1/2值越小, 水分跨膜
图4 不同水分条件下OsTIP1;1转基因油菜主根形态学解剖结构
Fig.4 The primary root anatomical structure of OsTIP1;1 transgenic B. napus in different water levels
A和B分别为正常水分条件下OsTIP1;1转基因油菜主根横切和纵切结构图, C和D分别为水分胁迫条件下OsTIP1;1转基因油菜根主
根横切和纵切结构图。D1表示横切图中皮层细胞长直径, D2表示横切图中皮层细胞短直径; L表示纵切图中细胞长度。其中A、B图中
D1=32.6006 µm, D2=20.8021 µm, L=157.4968 µm; C、D图中D1=30.357759 µm, D2=18.34655 µm, L=153.5364 µm。
植物生理学报1868
转运的速率越高 , 细胞膜透水性越强 , 说明Os-
TIP1;1转基因油菜的水分运输效率较高。
7 不同水分条件下油菜根皮层细胞水导(Lp)的变化
在正常水分条件下, OsTIP1;1转基因油菜的Lp
最高, 而野生型和空载体pHB转基因油菜的Lp较
低, OsTIP1;1转基因油菜与其他材料间差异显著
(P<0.05)。在水分胁迫条件下, OsTIP1;1转基因油
菜的Lp显著高于其他两种油菜, 且野生型油菜和
空载体pHB转基因油菜的Lp间无显著差异。水分
胁迫显著降低了油菜根皮层细胞水导, 但OsTIP1;1
转基因油菜的Lp仍显著高于其他两个材料(图8)。
该结果说明, 在两种水分条件下OsTIP1;1转基因油
菜根皮层细胞水分运输能力都高于其他两种油菜,
证明了OsTIP1;1基因的异位表达提高了转基因油
菜的水分运输效率。
讨　　论
1 细胞水分关系参数的不同材料间差异
膨压是一个重要的水分状况指标, 是衡量植
物根皮层细胞水势的一个组分, 它也是植物细胞
体积增长的驱动力。精确地测定细胞膨压对于深
入了解植物细胞渗透调节、细胞生长机制、气孔
活动规律等都非常重要(万贤崇等2007)。一些研
究表明, 细胞膨压能够比水势更好地衡量植物受
干旱胁迫的程度或植物的抗旱性(Jones 2007)。水
分胁迫条件下, 根皮层细胞膨压(P)降低, 使细胞延
伸生长受阻, 最终引起植物根系生长受到抑制, 生
长缓慢甚至停止生长(张静媛2013)。本研究发现,
图5 不同水分条件下油菜根皮层细胞膨压(P)的变化
Fig.5 Differences of turgor pressure of root cortex cells of
B. napus in different water levels
图6 不同水分条件下油菜根皮层细胞的细胞壁体积弹性模
量(ε)的变化
Fig.6 Differences of volumetric modulus of cortex cells of
B. napus in different water levels
图7 不同水分条件下油菜根皮层细胞水分跨膜转运半时间
(TW1/2)的变化
Fig.7 Differences of half time of water exchange of root
cortex cells of B. napus in different water levels
图8 不同水分条件下油菜根皮层细胞水导(Lp)的变化
Fig.8 Differences of hydraulic conductivity of root cortex
cells of B. napus in different water levels
张帆等: 液泡膜内在蛋白基因OsTIP1;1异位表达对油菜根皮层细胞水分关系参数的影响 1869
用PEG-6000模拟–0.2 MPa对油菜幼苗水分胁迫处
理24 h后, 3种油菜的细胞膨压(P)均下降, 且在正
常供水或水分胁迫条件下, OsTIP1;1转基因油菜的
细胞膨压都显著高于其他两种油菜(图5)。说明
OsTIP1;1转基因油菜可以较好地维持细胞膨压, 从
而维持根系细胞的正常生长。
细胞壁体积弹性模量(ε)表示细胞体积的相对
变化引起膨压的变化量, 即ε可用来表征细胞壁的
刚性, ε越大, 则细胞壁的刚性越强、细胞壁的弹性
越差。本研究中, 正常水分条件下, OsTIP1;1转基
因油菜的ε值小于其他两种油菜。水分胁迫使不同
油菜的ε明显增大, 各材料间无显著差异, 且Os-
TIP1;1转基因油菜的ε值最小。在水分胁迫条件下,
ε的值越小说明干旱引起的细胞膨压的相对变化量
越小, 植物细胞维持膨压的能力越强, 植物的耐旱
性越强(刘小芳等2009)。该结果说明, 在两种水分
处理条件下, OsTIP1;1转基因油菜皮层细胞弹性较
好, 可较好地维持细胞膨压, 维持植物生长。
水分跨膜转运的半时间(TW1/2)反映水分转运
的速率高低和细胞膜的透水性强弱, TW1/2值越小,
则水分跨膜转运的速率越高 , 细胞膜透水性越
强。在正常水分条件下, OsTIP1;1转基因油菜的
TW1/2显著小于其他两种油菜。相比正常供水而言,
水分胁迫增加了水分跨膜运输的阻力, 使3种油菜
根皮层细胞水分跨膜转运半时间(TW1/2)显著延长,
但OsTIP1;1转基因油菜的TW1/2仍显著小于其他两
种油菜。说明在两种水分条件下OsTIP1;1转基因
油菜的TW1/2较小, 水分跨膜转运的速率较高, 细胞
膜透水性较强。
细胞水导(Lp)表示单位时间、单位压力梯度
下流经单位细胞表面积的水流通量。在本研究中,
Lp的变化趋势与水分跨膜转运半时间(TW1/2)相反,
水分胁迫使3种油菜根皮层细胞水导(Lp)都显著降
低。在两种水分条件下都呈现OsTIP1;1转基因油
菜的Lp>空载体pHB转基因油菜和野生型油菜的
Lp, 说明OsTIP1;1转基因油菜在两种水分条件下
的根系水分运输效率明显高于其他两个材料, 该
结果与OsTIP1;1基因的异位表达有关。
2 油菜根系吸水与液泡膜内在蛋白的关系
根系是调控植物水分关系的重要器官, 水分
胁迫时植物根系可以通过调节其生长及改变其水
力导度来控制水分吸收(Maurel等2008)。水分跨
膜运输速率主要通过水通道蛋白(AQP)进行调控,
许多内外因素(Steudle 1993)都可调控AQP的活性
以及AQP的开闭过程。
在植物液泡膜上存在相应的水通道蛋白参与水
分以及一些小分子物质的运输(Li等2008)。Zelazny
等(2007)发现一些TIPs可能通过与某些PIPs相互作
用实现水分的跨膜运输。Maurel等(1993)发现表
达拟南芥γ-TIP (后被定义为TIP1;1)的爪蟾卵母细
胞的水分通透能力明显增加, 而并没有观察到明
显的甘油通透活性。此外 , 电压钳实验也说明
TIP1;1不参与电解质的运输(Maurel等1993), 从而
解释了作为MIPs的成员, TIP所具有的特定作用
和功能, 同时也证明了TIP1;1是一种位于液泡膜上
的专门的水通道蛋白。本实验发现, 在两种水分
处理条件下, OsTIP1;1转基因油菜的细胞水导明显
高于野生型和空载体pHB转基因油菜, 证明了植物
根系的水分运输能力与OsTIP1;1基因异位表达有
关。与正常水分条件相比, 水分胁迫明显降低了
3种油菜的细胞水导, 主要是由于水分胁迫可能
引起水通道蛋白的关闭 , 降低了水通道蛋白的
活性。
综上所述 , 水稻液泡膜内在蛋白基因Os-
TIP1;1在油菜中异位表达影响了植物根系水分跨
膜运输。在正常或水分胁迫条件下, OsTIP1;1转基
因油菜根皮层细胞水导明显高于野生型油菜和空
载体pHB转基因油菜。该结果说明OsTIP1;1基因
可提高转基因油菜根系水分运输效率, 从而提高
油菜在水分胁迫条件下的耐受性。
目前已经有大量研究说明液泡膜内在蛋白参
与植物体内的水分运输以及一些中性小分子的运
输, 但不同TIPs亚型的具体功能尚不明确。未来工
作的研究重点在于利用分子生物学和基因组学方
法探索不同种类TIPs的具体功能, 并研究TIPs与其
他水通道蛋白的相互影响。
参考文献
刘小芳, 张岁岐, 杨晓青, 山仑(2009). 玉米根系吸水能力细胞水平
的杂种优势. 作物学报, 35 (8): 1546~1555
万贤崇, 叶清(2008). 植物生理学研究中的压力探针技术. 植物学通
报, 25 (4): 497~506
万贤崇, 张岁岐, 张文浩(2007). 压力探针技术在植物水分关系研究
中的运用. 植物生理与分子生物学学报, 33 (6): 471~479
植物生理学报1870
王佳, 常云霞, 徐克东, 王红星, 陈龙(2013). 几种植物生长调节剂对
低温胁迫下油菜幼苗生长抑制的缓解效应. 热带作物学报, 34
(12): 2348~2352
杨春杰, 张学昆, 邹崇顺, 程勇, 郑普英, 李桂英(2007). PEG-6000模
拟干旱胁迫对不同甘蓝型油菜品种萌发和幼苗生长的影响.
中国油料作物学报, 29 (4): 425~430
张静媛(2013). ABA对拟南芥根系皮层细胞水力学特性的影响. 陕
西杨凌: 西北农林科技大学
Alexandersson E, Fraysse L, Sjovall-Larsen S, Gustavsson S, Fellert
M, Karlsson M, Johanson U, Kjellbom P (2005). Whole gene
family expression and drought stress regulation of aquaporins.
Plant Mol Biol, 59: 469~484
Azaizeh H, Gunse B, Steudle E (1992). Effects of NaCl and CaCl2 on
water transport across root cells of maize (Zea mays L.) seed-
lings. Plant Physiol, 99 (3): 886~894
Bienert GP, Moller AL, Kristiansen KA, Schulz A, Moller IM, Schjo-
erring JK, Jahn TP (2007). Specific aquaporins facilitate the
diffusion of hydrogen peroxide across membranes. J Biol Chem,
282: 1183~1192
Chrispeels MJ, Maurel C (1994). Aquaporins: the molecular basis
of facilitated water movement through living plant cells. Plant
Physiol, 105: 9~13
Doyle JJ, Doyle JL (1987). A rapid DNA isolation procedure for small
quantities of fresh leaf tissue. Phytochem Bull, 19: 11~15
Gerbeau P, Guclu J, Ripoche P, Maurel C (1999). Aquaporin Nt-TIPa
can account for the high permeability of tobacco cell vacuolar
membrane to small neutral solutes. Plant J, 18: 577~587
Holm LM, Jahn TP, Moller AL, Schjoerring JK, Ferri D, Klaerke DA,
Zeuthen T (2005). NH3 and NH4
+ permeability in aquaporin-ex-
pressing Xenopus oocytes. Pflugers Arch, 450: 415~428
Jahn TP, Moller AL, Zeuthen T, Holm LM, Klaerke DA, Mohsin B,
Kühlbrandt W, Schjoerring JK (2004). Aquaporin homologues in
plants and mammals transport ammonia. FEBS Lett, 574: 31~36
Javot H, Maurel C (2002). The role of aquaporins in root water up-
take. Ann Bot, 90: 301~313
Johanson U, Gustavsson S (2002). A new subfamily of major intrinsic
proteins in plants. Mol Biol Evol, 10 (1): 142~158
Jones HG (2007). Monitoring plant and soil water status: established
and novel method revisited and their relevance to studies of
drought tolerance. J Exp Bot, 58: 119~130
Kaldenhoff R, Bertl A, Otto B, Moshelion M, Uehlein N (2007).
Characterization of plant aquaporins. Methods Enzymol, 428:
505~531
Kaldenhoff R, Fischer M (2006). Functional aquaporin diversity in
plants. Biochim Biophys Acta, 1758: 1134~1141
Klebl F, Wolf M, Sauer N (2003). A defect in the yeast plasma mem-
brane urea transporter Dur3p is complemented by CpNIP1, a
Nod26-like protein from zucchini (Cucurbita pepo L.), and by
Arabidopsis thaliana -TIP or γ-TIP. FEBS Lett, 547: 69~74
Li GW, Peng YH, Yu X, Zhang MH, Cai WM, Sun WN, Su WA (2008).
Transport functions and expression analysis of vacuolar mem-
brane aquaporins in response to various stresses in rice. J Plant
Physiol, 165: 1879~1888
Liu LH, Ludewig U, Gasser B, Frommer WB, von Wiren N (2003).
Urea transport by nitrogen-regulated tonoplast intrinsic proteins
in Arabidopsis. Plant Physiol, 133: 1220~1228
Loque D, Ludewig U, Yuan L, von Wiren N (2005). Tonoplast intrin-
sic protein AtTIP2;1 and AtTIP2;3 facilitate NH3 transport into
the vacuole. Plant Physiol, 137: 671~680
Maurel C, Reizer J, Schroeder JI, Chrispeels MJ (1993). The vacuolar
membrane protein γ-TIP creates water specific channel sin Xeno-
pus oocytes. EMBO J, 12: 2241~2247
Maurel C, Tacnet F, Guclu J, Guern J, Ripoche P (1997). Purified
vesicles of tobacco cell vacuolar and plasma membranes exhibit
dramatically different water permeability and water channel ac-
tivity. Proc Natl Acad Sci USA, 94: 7103~7108
Maurel C, Verdoucq L, Luu DT, Santoni V (2008). Plant aquaporins:
Membrane channels with multiple integrated functions. Annu
Rev Plant Biol, 59: 595~624
Parida AK, Das AB (2005). Salt tolerance and salinity effects on
plants. Ecotox Environ Saf, 60: 324~349
Pitman MG, Lauchli A (2002). Global impact of salinity and agri-
cultural ecosystems. In: Lauchli A, Luttge U (eds). Salinity:
Environment–Plants–Molecules. Netherlands: Kluwer Academic
Publishers, 3~20
Ren F, Guo QQ, Chang LL, Chen L, Zhao CZ, Zhong H, Li XB (2012).
Brassica napus PHR1 gene encoding a MYB-like protein func-
tions in response to phosphate starvation. PLoS One, 7 (8): e44005
Stedule E (1993). Pressure probe techniques: basic principles and
application to studies of water and solute relations at the cell,
tissue and organ level. In: Smith JAC, Grifffiths H (eds). Water
Deficits: Plant Responses from Cell to Community. Oxford: Bios
Scientific Publisher Ltd, 5~36
Wink M (1993). The plant vacuole: a multifunctional compartment. J
Exp Bot, 44: 231~246
Zelazny E, BorstJ W, Muylaert M, Batoko H, Hemminga MA, Chau-
mont F (2007). FRET imaging in living maize cells reveals that
plasma membrane aquaporins interact to regulate their subcellu-
lar localization. Proc Natl Acad Sci USA, 104: 12359~12364
Zhu GL, Stedule E (1991). Water transport across maize root: stimul-
taneous measurement of flows at the cell and root level by dou-
ble pressure probe technique. Plant Physiol, 95: 305~315