免费文献传递   相关文献

植物热激蛋白与作物非生物抗逆性的改良



全 文 :植物生理学通讯 第 43卷 第 5期,2007年 10月 981
植物热激蛋白与作物非生物抗逆性的改良
邹杰 1,2,陈信波 1,*,刘爱玲 2,高国赋 1,2,朱木兰 3
湖南农业大学 1作物基因工程湖南省重点实验室,2生物科学技术学院,长沙 410128;3中国科学院上海生命科学研究
院植物生理生态研究所,上海 200032
Plant Heat Shock Proteins and Crop Abiotic Stress Tolerance Improvment
ZOU Jie1,2, CHEN Xin-Bo1,*, LIU Ai-Ling2, GAO Guo-Fu1,2, ZHU Mu-Lan3
1Crop Gene Engineering Key Laboratory of Hunan Province, 2College of Bioscience and Biotechnology, Hunan Agricultural
University, Changsha 410128, China; 3Institute of Plant Physiology and Ecology, Shanghai Institutes for Biological Sciences,
Chinese Academy of Sciences, Shanghai 200032, China
提要:文章就植物热激蛋白(Hsps)的种类、产生、生物学功能及其在作物抗逆性改良中的研究进展作介绍。
关键词:热激蛋白;非生物胁迫;生理功能和作用机制
收稿 2007-04-20 修定  2007-07-30
资助  湖南省自然科学基金(0 5JJ3 035 )。
* 通讯作者(E-mail:chenxinbo@hotmail.com;Tel:0731-
4 6 3 5 2 9 0 )。
非生物胁迫诸如干旱胁迫、盐分胁迫、温度
胁迫、重金属污染和氧化胁迫影响着植物的生长
发育,是导致作物减产的首要因素,全球作物每
年因此减产过半(Wang等 2003)。在长期的进化过
程中,植物形成一系列独特的生理机制,能够对
不同类型的环境胁迫做出应答,以避免或减少胁
迫对自身的伤害。热激蛋白(heat shock proteins,
Hsps)是植物对逆境胁迫的防卫机制成员中的一
员,其在逆境胁迫下的表达增强可提高植物抗御
各种逆境因子胁迫的能力(Vierling 1991;Sun等
2002;Wang等 2004)。人们很早就把Hsps的这
种性质运用于作物的抗逆性改良研究,并取得了
可喜的进展。本文就植物Hsps及作物抗逆改良中
Hsps的研究进展作介绍。
1 植物Hsps的种类
热激蛋白首先发现于果蝇,后来证明在整个
生物界普遍存在。根据分子质量大小可将植物
Hsps分为:Hsp100s、Hsp90s、Hsp70s、Hsp60s
和 sHsps (small Hsps)五大家族(Trent 1996)。植物
Hsp100/Clp (caseinolytic protease)蛋白是AAA+蛋
白家族(ATPase associated with a variety of cellular
activities)的一员。根据分子结构特征,Hsp100/
Clp可以分为两大类:Class I亚家族和 Class II亚
家族。Class I亚家族包括 ClpA、ClpB、ClpC和
ClpD 4类蛋白。Class II亚家族包括ClpM、ClpN、
ClpX和 ClpY 4类蛋白(杨金莹等 2006)。sHsps蛋
白家族是一类分子量为 12~40 kDa的Hsps,在高
等植物中极为丰富,均为核基因编码,分属于 7
个多基因家族(Sun等 2002;Ma等 2006)。其中
3类 sHsps存在于细胞溶质和细胞核中(CI、CII和
CIII),其余 4类分别存在于叶绿体(chloroplast,
Cp)、内质网(endoplasmic reticulum,ER)、线粒
体(mitochondria,Mt)和过氧化物酶体(peroxiso-
me s,P x )中。
2 植物Hsps的诱导表达
热胁迫是诱导Hsps表达的最常见因素。在正
常环境条件下,大多数Hsps特别是 sHsps是不表
达的,但受热刺激迅速诱导表达。大豆中的研究
表明,热激处理 7~10 min就可检测到Hsps积累,
2~3 h内 Hsps表达量持续增加,随后开始下降,
6 h后则检测不到(Kimpel等 1990)。
热胁迫并非诱导Hsps表达的唯一因素,诸如
干燥 /水分胁迫、寒冷、重金属离子、紫外线等
也是 H sps 表达的诱因( Sun 等 2 00 2)。向日葵
(Helianthus annuus) HaHsp17.6 (CI)和HaHsp17.9
(CII)受水分胁迫诱导表达(Almoguera等 1993)。水
稻(Oryza sativa) OsHsp26除受热诱导表达外还受
氧化胁迫诱导表达(Lee等 2000a)。小麦(Triticum
aestivum) Hsp101 mRNA的合成受到热激、脱水、
和 ABA处理的诱导,但不受寒冷和外伤的诱导
植物生理学通讯 第 43卷 第 5期,2007年 10月982
(Campbell等 2001)。最近,Chang等(2007)在水
稻中克隆出一个CII-sHsp全长 cDNA:Oshsp18.0-
CII。该基因表达受热激、机械损伤和水杨酸诱
导。水稻 rHsp90 mRNA受多种胁迫(如高盐、高
pH值、干燥和高温)诱导表达,但不受低温和低
pH值诱导表达(Liu等 2006)。Hsps在逆境下诱导
表达表明其可能在作物应对各种非生物胁迫反应中
起某种程度的作用。
3 逆境胁迫下Hsps的生物学功能
3.1 维持天然蛋白结构的稳定 逆境胁迫对细胞的
一个直接伤害就是使蛋白质变性而失去正常功能。
因此,逆境胁迫下维护蛋白的功能结构、阻止非
天然蛋白的集聚、重新折叠变性蛋白以恢复其功
能结构以及清除有潜在危害的变性蛋白是非常必要
的。Hsps分子伴侣系统在此过程中起着重要作用
(Wang等 2004)。植物细胞中各类Hsps相互协作,
形成一个交织的网络系统。植物中 sHsps以寡聚
物形式存在,并在胁迫时与部分变性的蛋白结
合,阻止蛋白不可逆集聚(Basha等2004;Friedrich
等 2004;Miroshnichenko等 2005;Wagner等
2005)。部分变性的蛋白与 sHsps结合从而处于可
折叠的中间态,随后在其他Hsps/分子伴侣的作用
下恢复折叠状态(Lee和 Vierling 2000;Low等
2000;Mogk等 2003)。Hsp100/Clp蛋白家族起着
蛋白聚集体瓦解机器的作用( A d a m 等 2 0 0 6;
Sakamoto 2006;Lee等 2007)。变性蛋白或错误
折叠蛋白质形成的聚集体会为Hsp100/Clp蛋白家
族瓦解,随后为其他 H s ps / 分子伴侣重新折叠
(Mogk等 2003)。那些存在潜在危害的变性蛋白则
为 H s p1 0 0 / Cl p 降解为游离氨基酸( Sa ka mot o
2006)。各种类Hsps各尽其能又相互协作,共同
维护着蛋白的功能结构。
3.2 维护生物膜结构稳定 温度胁迫(包括高温胁迫
和低温胁迫)的另一个危害是通过影响细胞生物膜
的流动性从而影响生物膜功能。植物的光合作用
和呼吸作用都是以膜为基础的过程,对植物细胞
而言,维护膜的稳定性显得尤其重要。除了保护
蛋白之外,Hsps还有稳定膜结构的功能。Török
等(2001)认为 sHsps作为“膜稳定因子”,稳定
膜结构。热胁迫下蓝藻(Synechocystis sp. PCC6803)
中的Hsp17与类囊体膜脂相互作用后,膜脂的有
序性增加、流动性降低;而 hsp17基因缺失突变
体的蓝藻在热胁迫下其类囊体膜呈现出高流动性,
对热更为敏感(Lee等 2000b)。Tsvetkova等(2002)
的研究进一步指出,sHsps可以调节膜脂的多态
性,稳定膜的液晶相,增加液体相分子排列的有
序性。在高温下,sHsps和膜脂的相互作用可降
低膜的流动性;在低温下,sHsps与膜脂的相互
作用可提高膜的流动性。sHsps与膜的缔合作用
可以维护膜的完整性,可能是植物在极端温度胁
迫下的保护机制之一。有研究表明,转胡萝卜
Hsp17.7基因的马铃薯(Solanum tuberosum)的耐热
性的提高和过表达 C p- s H s p 的番茄(S o l a n u m
tuberosum)植株抗寒性的提高,都与 sHsps维护膜
完整性有关(Ahn和 Zimmerman 2006;Wang等
2005)。
3.3 作为抗氧化剂清除过剩的ROS 活性氧(reactive
oxygen species,ROS)包括超氧阴离子(O2-· )、过
氧化氢(H2O2)、羟基(HO·)和纯态氧(1O2)等,是需
氧代谢过程中不可避免的产物(Apel和Hirt 2004)。
适度水平的ROS对细胞是有益的。ROS作为信号
分子在细胞凋亡、抵抗病原菌的入侵和对逆境胁
迫的感知与适应过程中起作用(Neill等2002;Apel
和 Hirt 2004;Volkov等 2006)。但是,当植物
体遭遇逆境胁迫时,细胞中ROS水平会大大增加
而形成氧化胁迫,造成细胞组分如核酸、蛋白
质、碳水化合物和脂质的氧化损伤(Apel和 Hirt
2004;Mφller等 2007)。植物中叶绿体和线粒体
是产生ROS的主要部位,叶绿体和线粒体中ROS
水平的平衡尤为重要。Harndahl等(1999)证实,过
表达Cp-sHsp的拟南芥(Arabidopsis thaliana)其抗氧
化胁迫能力增强。叶绿体中 Cp-sHsp可能通过自
身的蛋氨酸残基的氧化和还原反应,中和过剩的
R O S,有效降低 R O S 对其他敏感蛋白的损伤
(Gustavsson等 2002)。Cp-sHsp肽链的N端存在
一个富含蛋氨酸残基的能形成两性 α螺旋形的保
守结构域(Harndahl等 2001)。蛋氨酸残基极易为
ROS氧化成蛋氨酸亚砜,嗣后为叶绿体内丰富的
蛋氨酸亚砜还原酶还原( H os h i 和 H ei nema nn
2001)。植物线粒体 sHsps在氧化胁迫下合成量增
加并对线粒体起保护作用,但其中机制尚不清楚
(Banzet等 1998;Downs和Heckathorn 1998)。谷
植物生理学通讯 第 43卷 第 5期,2007年 10月 983
胱甘肽(GSH)是生物体中的抗氧化物质。在哺乳
动物体内,sHsps通过增强葡萄糖 -6-磷酸脱氢酶
(G6PD)活性而提升还原态GSH的水平,清除过剩
的ROS,从而保护线粒体免于氧化损伤(Préville等
1999)。在植物细胞中 sHsps可能也是以相同机制
清除过剩的 ROS的。
4 Hsps与作物抗温度和水分胁迫能力的改良
人们很早就进行了Hsps与作物抗逆性关系的
研究,并取得了可喜的进展。
4.1 Hsps与作物耐热性的改良 高温胁迫是造成植
物伤害的重要原因之一。高温胁迫对植物的直接
伤害是致使蛋白质变性,生物膜结构破损,进而
导致体内生理生化代谢紊乱。人们很早就认识到
作物耐热性的获得与Hsps的表达积累的关系。Lin
等(1984)发现大豆幼苗经 40 ℃、2 h或 45 ℃、
10 min热激预处理诱导合成Hsps后,大豆幼苗对
高温的耐受力增强。Keeler等(2000)认为,利马
大豆(Phaseolus lunatus)耐热抗性的获得与HSP100/
ClpB基因的表达相关联。Katiyar-Agarwal等
(2003)采用农杆菌介导法将玉米泛素(ubiquitin-1)启
动子驱动的拟南芥AtHsp101基因导入水稻,获得
了首例转Hsps基因的耐热水稻。在 3个不同水平
的高温胁迫试验中,过表达Hsp101的转基因水稻
T2代植株的恢复生长状态明显好于非转基因水稻
植株。杨金莹等(2006)将CaMV35S启动子驱动的
反向 LeHsp110/ClpB cDNA片段导入番茄以后,
Northern技术分析表明,高温下转基因株系中
LeHsp110/ClpB mRNA水平明显低于野生型,热
适应后转基因番茄 PSII的获得耐热性也明显低于
野生型。过表达 sHsp17.7的转基因水稻和野生型
水稻的研究显示,转基因株系在经高温胁迫(50
℃、2 h)处理后的恢复培养(25 ℃、7 d)中有更
高的存活率(Murakami等 2004)。过表达番茄线粒
体Mt-sHsp的转基因烟草(Nicotiana tabacum)在高
温胁迫后的恢复培养中也明显表现出更好的生长状
态(Sanmiya等 2004)。
4.2 Hsps与作物耐冷性的改良 冷害严重地威胁着
许多国家和地区的农作物的生长发育,常常造成
严重减产。冷害最明显的症状是植株光合效率下
降、感病率增加、细胞活力下降、失水、离子
和可溶性物质渗漏率增加等。Hsps的诱导表达可
提高植物组织的低温耐受能力。Collins等(1995)
的研究指出,热激(40 ℃、3 h)可诱导绿豆下胚
轴合成Hsp79和 Hsp70,减轻嗣后的冷胁迫(2.5
℃)对膜的损伤,以及有效降低电解质的渗漏。但
热激处理时加入 50 µmol·L-1的环己亚胺(蛋白质合
成抑制剂)可抵消热处理的效应。最近,Wang等
(2005)将Cp-sHsp cDNA置于CaMV 35S启动子的
调控之下,并采用农杆菌介导法转化番茄子叶,
得到组成型表达 Cp-sHsp的转基因番茄植株。低
温胁迫下转基因番茄比未转基因番茄表现出较少的
电解质泄漏、叶绿素损伤、花青素和丙二醛积累
以及较高的光合作用速率。秦佳等(2007)也得到
类似的结果。他们将组成型表达C1pB的转基因番
茄与未转基因番茄在 4 ℃低温下处理 21 d后移入
25 ℃下恢复培养,未转基因的番茄快速呈现严重
的冷害症状,叶片逐渐萎蔫,7 d后全部死亡;
而转基因的番茄在恢复期间仅出现轻微的冷害症
状,呈现较强的耐冷表型。最大光化学效率(Fv/
Fm)也显示,非转基因植株的 PSII比转基因植株
的 PSII更易受低温胁迫的伤害,且难以修复。
4.3 Hsps与作物耐旱性的改良 干旱是使植物产生
水分亏缺的环境因子,是各种植物最具威胁性的
逆境之一。Hsp70似乎在提高植物耐旱性中起关
键作用。Alvim等(2001)认为,组成型过表达 BiP
(一种位于内质网的Hsp70蛋白)的烟草更能抵抗水
分胁迫。Cho和Hong (2006)也证实Hsp70与植物
的耐旱性密切相关。他们将 3周龄的转基因烟草
进行 2周渐进的缺水处理后,唯有NtHsp70-1过
表达株系的烟草生长良好,而NtHsp70-1反义表
达株系和只含空载体 pBKS1-1的株系的烟草叶片
萎蔫,有些甚至出现黑褐斑。他们比较缺水 18 d
干旱处理的烟草和正常条件下生长的烟草鲜叶重量
的结果表明,NtHsp70-1过表达株系烟草的鲜叶
重量前后差异最小,NtHsp70-1反义表达株系烟
草的鲜叶重量前后差异最大。检测叶水势的结果
也显示过表达NtHsp70-1的烟草株系具有更好的耐
旱能力。
5 结语
Hsps是一类重要的胁迫诱导蛋白。逆境胁迫
下植物Hsps行使多种生物学功能,但其机制尚未
研究透彻。植物的应激反应涉及复杂的网络系
植物生理学通讯 第 43卷 第 5期,2007年 10月984
统,深入研究Hsps之间及Hsps与其他蛋白分子
之间的作用关系,将有助于弄清Hsps提高植物抗
逆能力的作用机制。
近年来,采用基因工程技术使宿主组成型过
表达Hsps,已使多种转基因作物增强了抗逆能力
(Katiyar-Agarwal等 2003;Murakami等 2004;
Sanmiya等 2004;Wang等 2005;Alvim等 2001;
Cho和Hong 2006)。这让人们看到了采用基因工
程技术进行作物抗逆性改良的前景。然而目前的
研究大都是在室内条件下单胁迫因子作用下进行
的,而大田环境十分复杂,往往是多种胁迫因子
同时出现,所以室内的试验结论能否得到大田试
验的验证,应该得到重视和深入研究。相信今后
随着人们对Hsps的功能及其作用机制认识的不断
加深,培育转Hsps基因的作物抗逆新品种并能在
恶劣环境地域种植的潜在应用前景是可以期待的。
参考文献
秦佳, 杨金莹, 伊淑莹, 赵春梅, 李明辉, 刘箭 (2007). 组成型表达
的 ClpB 基因提高番茄植株的耐冷性. 植物生理学通讯, 43
(1): 16~20
杨金莹, 孙爱清, 刘箭 (2006). 热激蛋白 ClpB的结构和功能. 植物
生理学通讯, 42 (2): 326~330
Adam Z, Rudella A, van Wijk KJ (2006). Recent advances in the
study of Clp, FtsH and other proteases located in chloroplasts.
Curr Opin Plant Biol, 9: 234~240
Ahn YJ, Zimmerman JL (2006). Introduction of the carrot HSP17.7
into potato (Solanum tuberosum L.) enhances cellular mem-
brane stability and tuberization in vitro. Plant Cell Environ,
29: 95~104
Almoguera C, Coca MA, Jordano J (1993). Tissue-specific expres-
sion of sunflower heat shock proteins in response to water
stress. Plant J, 4: 947~958
Alvim FC, Carolino SMB, Cascardo JCM, Nunes CC, Martinez CA,
Otoni WC, Fontes EPB (2001). Enhanced accumulation of
BiP in transgenic plants confers tolerance to water stress.
Plant Physiol, 126: 1042~1054
Apel K, Hirt H (2004). Reactive oxygen species: metabolism,
oxidative stress, and signal transduction. Annu Rev Plant
Biol, 55: 373~99
Banzet N, Richaud C, Deveaux Y, Kazmaier M, Gagnon J ,
Triantaphylides C (1998). Accumulation of small heat shock
proteins, including mitochondrial Hsp22, induced by oxida-
tive stress and adaptive response in tomato cells. Plant J,
13: 519~527
Basha E, Lee GJ, Demeler B, Vierling E (2004). Chaperone activity
of cytosolic small heat shock proteins from wheat. Eur J
Biochem, 271: 1426~1436
Campbell JL, Klueva NY, Zheng HG, Nieto-Sotelo J, Ho TD,
Nguyen HT (2001). Cloning of new members of heat shock
protein HSP101 gene family in wheat (Triticum aestivum
(L.) Moench) inducible by heat, dehydration, and ABA.
Biochim Biophys Acta, 1517 (2): 270~277
Chang PFL, Jinn TL, Huang WK, Chen Y, Chang HM, Wang CW
(2007). Induction of a cDNA clone from rice encoding a
class II small heat shock protein by heat stress, mechanical
injury, and salicylic acid. Plant Sci, 172 (1): 64~75
Cho EK, Hong CB (2006). Over-expression of tobacco NtHSP70-
1 contributes to drought-stress tolerance in plants. Plant
Cell Rep, 25: 349~358
Collins GG, Nie XL, Saltveit ME (1995). Heat shock proteins and
chilling sensitivity of mung bean hypocotyls. J Exp Bot, 46
(288): 795~802
Downs CA, Heckathorn SA (1998). The mitochondrial small heat-
shock protein protects NADH: ubiquinone oxidoreductase
of the electron transport chain during heat stress in plants.
FEBS Lett, 430 (3): 246~250
Friedrich KL, Giese KC, Buan NR, Vierling E (2004). Interactions
between small heat shock protein subunits and substrate in
small heat shock protein-substrate complexes. J Biol Chem,
279: 1080~1089
Gustavsson N, Kokke BP, Harndahl U, Silow M, Bechtold U,
Poghosyan Z, Murphy D, Boelens WC, Sundby C (2002). A
peptide methionine sulfoxide reductase highly expressed in
photosynthetic tissue in Arabidopsis thaliana can protect
the chaperone-like activity of a chloroplast-localized small
heat shock protein. Plant J, 29 (5): 543~553
Harndahl U, Buffoni-Hall R, Osteryoung KW, Vierling E, Bornman
JF, Sundby C (1999). The chloroplasst heat shock protein
undergoes oxidation-dependent conformational changes and
may protect plants against oxidative stress. Cell Stress
Chaperon, 4: 129~138
Harndahl U, Kokke BP, Gustavsson N, Linse S, Berggren K,
Tjerneld F, Boelens WC, Sundby C (2001). The chaperonelike
activity of a small heat shock protein is lost after sulfoxidation
of conserved methionines in a surfaceexposed amphipathic
alpha-helix. Biochim Biophys Acta, 1545: 227~237
Hoshi T, Heinemann SH (2001). Regulation of cell function by
methionine oxidation and reduction. J Physiol, 531 (1): 1~11
Katiyar-Agarwal S, Agarwal M, Grover A (2003). Heat-tolerant
basmati rice engineered by over-expression of hsp101. Plant
Mol Biol, 51: 677~686
Keeler SJ, Boettger CM, Haynes JG, Kuches KA, Johnson MM,
Thureen DL, Keeler CL, Ki tto SL (2 000 ). Acquir ed
thermotolerance and expression of the HSP100/ClpB genes
of lima bean. Plant Physiol, 123: 1121~1132
Kimpel JA, Nagao RT, Goekjian V, Key JL (1990). Regulation of
the heat shock response in soybean seedlings. Plant Physiol,
94: 988~995
Lee BH, Won SH, Lee HS, Miyao M, Chung WI, Kim IJ, Jo J
(2000a). Expression of the chloroplast-localized small heat
shock protein by oxidative stress in rice. Gene, 245: 283~290
Lee GJ, Vierling E (2000). A small heat shock protein cooperates
植物生理学通讯 第 43卷 第 5期,2007年 10月 985
with heat shock protein 70 to reactivate a heat-denatured
protein. Plant Physiol, 122: 189~197
Lee S, Owen HA, Prochaska DJ, Barnum SR (2000b). HSP16.6 is
involved in the development of thermotolerance and thyla-
koid stability in the unicellular cyanobacterium, Synechocystis
sp. PCC6803. Curr Microbiol, 40: 283~287
Lee U, Rioflorido I, Hong SW, Larkindale J, Waters ER, Vierling
E (2007). The Arabidopsis ClpB/Hsp100 family of proteins:
chaperones for stress and chloroplast development. Plant J,
49: 115~127
Lin CY, Roberts JK, Key JL (1984). Acquisition of thermotolerance
in soybean seedlings: synthesis and accumulation of heat
shock proteins and their cellular localization. Plant Physiol,
74: 152~160
Liu D, Zhang X, Cheng Y, Takano T, Liu S (2006). rHsp90 gene
expression in response to several environmental stresses in
rice (Oryza sativa L.). Plant Physiol Biochem, 44 (5): 380~386
Low D, Brandle K, Nover L, Forreiter C (2000). Cytosolic heat-
stress proteins Hsp17.7 class I and Hsp17.3 class II of to-
mato act as molecular chaperones in v ivo . Planta , 211:
575~582
Ma C, Haslbeck M, Babujee L, Jahn O, Reumann S (2006).
Identification and characterization of a stress-inducible and
a constitutive small heat-shock protein targeted to the ma-
trix of plant peroxisomes. Plant Physiol, 141: 47~60
Miroshnichenko S, Tripp J, Nieden UZ, Neumann D, Conrad U,
Manteuffel R (2005). Immunomodulation of function of
small heat shock proteins prevents their assembly into heat
stress granules and results in cell death at sublethal temperatures.
Plant J, 41: 269~281
Mogk A, Deurling E, Vorderfulbecke S, Vierling E, Bukau B (2003).
Small heat shock proteins, ClpB and the DnaK system form
a functional triade in reversing protein aggregation. Mol
Microbiol, 50 (2): 585~595
Mφller IM, Jensen PE, Hansson A (2007). Oxidative modifications
to cellular components in plants. Annu Rev Plant Biol, 58:
459~481
Murakami T, Matsuba S, Funatsuki H, Kawaguchi K, Saruyama H,
Tanida M, Sato Y (2004). Over-expression of a small heat
shock protein, sHSP17.7, confers both heat tolerance and
UV-B resistance to rice plants. Mol Breed, 13: 165~175
Neill SJ, Desikan R, Clarke A, Hurst RD, Hancock JT (2002).
Hydrogen peroxide and nitric oxide as signaling molecules in
plants. J Exp Bot, 53: 1237~1247
Préville X, Salvemini F, Giraud S, Chaufour S, Paul C, Stepien G,
Ursini MV, Arrigo AP (1999). Mammalian small stress
proteins protect against oxidative stress through their ability
to increase glucose-6-phosphate dehydrogenase activity and
by maintaining optimal cellular detoxifying machinery. Exp
Cell Res, 247: 61~78
Sakamoto W (2006). Protein degradation machineries in plastids.
Annu Rev Plant Biol, 57: 599~621
Sanmiya K, Suzuki K, Egawa Y, Shono M (2004). Mitochondrial
small heat-shock protein enhances thermotolerance in to-
bacco plants. FEBS Lett, 557: 265~268
Sun W, van Montagu M, Verbruggen N (2002). Small heat shock
proteins and stress tolerance in plants. Biochim Biophys
Acta, 1577 (1): 1~9
Török Z, Goloubinoff P, Horvath I, Tsvetkova NM, Glatz A,
Balogh G, Varvasovzki V, Los D, Vierling E, Crowe JH, Vigh
L (2001). Synechocystis HSP17 is an amphitropic protein
that stabilizes heat-stressed membranes and binds denatured
proteins for subsequent chaperone-mediated refolding. Proc
Natl Acad Sci USA, 98: 3098~3103
Trent JD (1996). A review of acquired thermotolerance, heat-
shock proteins, and molecular chaperones in archaea. FEMS
Microbiol Rev, 18: 249~258
Tsvetkova NM, Horvath I, Török Z, Wolkers WF, Balogi Z,
Shigapova N, Crowe LM, Tabin F, Vierling E, Crowe JH, Vigh
L (2002). Small heat-shock proteins regulate membrane lipid
polymorphism. Proc Natl Acad Sci USA, 99: 13504~13509
Vierling E (1991). The roles of heat shock proteins in plants.
Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol, 42: 579~620
Volkov RA, Panchuk II, Mullineaux PM, Schöffl F (2006). Heat
stress-induced H2O2 is required for effective expression of
heat shock genes in Arabidopsis. Plant Mol Biol, 61: 733~746
Wagner D, Schneider-Mergener J, Forreiter C (2005). Analysis of
chaperone function and formation of hetero-oligomeric
complexes of Hsp18.1 and Hsp17.7, representing two dif-
ferent cytoplasmic sHSP classes in Pisum sativum. J Plant
Growth Regul, 24: 226~237
Wang L, Zhao CM, Wang YJ, Liu J (2005). Overexpression of
chloroplast-localized small molecular heat-shock protein
enhances chilling tolerance in tomato plant. J Plant Physiol
Mol Biol, 31 (2): 167~174
Wang WX, Vinocur B, Altman A (2003). Plant responses to
drought, salinity and extreme temperatures: towards genetic
engineering for stress tolerance. Planta, 218: 1~14
Wang WX, Vinocur B, Shoseyov O, Altman A (2004). Role of
plant heat-shock proteins and molecular chaperones in the
abiotic stress response. Trends Plant Sci, 9: 244~252