全 文 ：植物生理学通讯 第 44卷 第 6期，2008年 12月 1189
芥子油苷 -黑芥子酶系统及其在植物防御和生长发育中的作用
徐文佳, 陈亚州, 阎秀峰 *
东北林业大学生命科学学院, 林木遗传育种与生物技术教育部重点实验室, 哈尔滨 150040
The Role of Glucosinolate-Myrosinase System in Plant Defence, Growth and
Development
XU Wen-Jia, CHEN Ya-Zhou, YAN Xiu-Feng*
Key Laboratory of Forest Tree Genetic Improvement and Biotechnology, Ministry of Education, College of Life Sciences, Northeast
Forestry University, Harbin 150040, China
提要: 本文对十字花科(Cruciferae)植物体内的芥子油苷-黑芥子酶系统在生物、非生物胁迫和生长发育中的研究进展作了
介绍。
关键词: 黑芥子酶; 芥子油苷; 植物防御; 生长发育
收稿 2008-08-18 修定 2008-10-13
资助 国家自然科学基金海外青年学者合作研究基金(30528013)、
国家自然科学基金(30670325)和新世纪优秀人才支持计
划(N CET-05 -0 32 8)。
* 通讯作者 (E -m a i l : x fy a n @m a i l . h l . c n; T el : 0 4 5 1 -
8 2 1 9 0 0 5 2 )。
十字花科(Cruciferae)植物的体内含有一类次
生代谢产物——硫代葡萄糖苷(glucosinolates), 又名
芥子油苷。黑芥子酶(myrosinase, EC3.2.3.1)水解
芥子油苷产生异硫氰酸盐(isothiocyanates)、硫氰酸
盐(thiocyanates)、腈(nitriles)和环硫腈(epithionitriles)
等物质, 这些物质具有多种生物活性。越来越多的
证据表明, 十字花科植物体内的这种特殊的芥子油
苷 -黑芥子酶系统(glucosinolate-myrosinase system)
不仅对外界的各种生物和非生物胁迫起到防御作
用, 而且还参与调控植物的生长发育。
1 黑芥子酶
黑芥子酶是迄今自然界中发现的唯一的硫葡萄
糖苷水解酶(β-thioglucoside glucohydrolase, TGG), 主
要存在于白花菜目(Capparales)的十字花科(Cruciferae)
植物体内, 某些昆虫及微生物体内也存在黑芥子酶
同工酶(Rask等 2000; Ishimoto等 2000; Eriksson等
2002)。
植物黑芥子酶是一个同源二聚体, 结构与O-
糖苷酶结构类似, 不同之处主要在于活性中心基团
的差异, 在黑芥子酶活性位点上谷氨酸代替了O-糖
苷酶的谷氨酰胺, 而昆虫体内的黑芥子酶活性位点
为谷氨酰胺(Pontoppidan等 2001; Bones和Rossiter
2006)。
实际上黑芥子酶很少以游离形式存在, 它与一
些辅酶如黑芥子酶结合蛋白(myrosinase binding
protein, MBP)、黑芥子酶协助蛋白(myrosinase as-
sociated protein, MAP)等形成复合物(阮颖等
2007)。其中丰富的盐键、二硫键和氢键增强了
黑芥子酶在细胞外环境中的稳定性(Ha lk ier 和
Gershenzon 2006)。这些辅酶在不同的植物种属、
组织和发育时期的表达模式是不同的, 而且受到植
物体内不同信号途径调控(庞道标等 2007)。机械
损伤、昆虫取食、茉莉酸甲酯和脱落酸等因素能
诱导MBP、MAP基因的转录, 水杨酸则抑制其转
录(Grsic等 1999)。在黑芥子酶的翻译后修饰过程
中, 糖基化与去糖基化作用可调控酶的活性(Rask等
2000)。
黑芥子酶在植物组织和细胞的定位已有相关
报道(李定琴和张家明 2007)。主要存在两种观点,
一是认为含有黑芥子酶的黑芥子酶细胞(myrosin
cells)与含有芥子油苷的硫细胞(S cells)在空间上彼
此临近但又相互隔离(Chen和Andreasson 2001), 当
组织受到损伤时, 释放出来的黑芥子酶水解芥子油
苷, 产生的降解产物极易进入韧皮部, 运输到植物
体的各个部位, 两种细胞的空间定位对于植物防御
极为有利。不过, 在拟南芥的气孔保卫细胞以及芥菜
(Brassica juncea)种子和幼苗的糊粉类型(aleurone-
type)细胞中存在黑芥子酶, 但这些细胞也含有芥子
油苷, 因此另一种观点认为, 芥子油苷 -黑芥子酶
系统可能在亚细胞水平上是隔离的, 或者黑芥子酶
植物生理学通讯 第 44卷 第 6期，2008年 12月1190
可以与芥子油苷共存, 但细胞中高浓度的抗坏血酸
会抑制黑芥子酶的活性(Husebye等 2002), 这个观
点还需要更多的实验加以证明。
2 芥子油苷 -黑芥子酶系统在植物防御反应中的
作用
2.1 芥子油苷-黑芥子酶系统中的各种降解产物 芥
子油苷在黑芥子酶的作用下, 水解释放一分子的葡
萄糖并形成一个不稳定的中间产物——糖苷配基
(aglycone)。糖苷配基在一定的环境条件(如适宜
的 pH、Fe2+存在等)和其他酶如 epithiospecifier
protein (ESP)、nitrilespecifier protein (NSP) 等作
用下, 立刻进行分子重排并形成各种具有生物活性
的降解产物, 包括异硫氰酸盐、腈、硫氰酸盐
等。最常见的降解产物是异硫氰酸盐, 降解产物的
类型还取决于芥子油苷的侧链结构。
2.1.1 异硫氰酸盐(isothiocyanates, ITCs) ITCs是
一种非常有效的防御物质, 不仅可以抑制细菌、真
菌、线虫, 还具抗虫的生理活性, 干扰它们神经信
号的传递(Fahey等 2001; Petersen等 2001)。尽管
ITCs的活性主要存在于——N=C=S, 但 ITCs的侧
链亦显著影响其生理活性, 其侧链可能在修饰ITCs
功能性碳原子的亲电子性(electrophilicity)及其亲脂
性( lipophi licity)方面发挥作用。比较几种不同
ITCs的抗菌活性发现, 芳香族 ITCs比脂肪族 ITCs
的抗菌活性要强, 但随着侧链长度的增加, 抗菌活
性降低(Kirkegaard和 Sarwar等 1998)。拟南芥叶
片中大量存在的 4- 甲基亚磺酰丁基芥子油苷(4-
methylsulphinylbutyl glucosinolate)的降解产物 4-甲
基亚磺酰丁基异硫氰酸盐(4-methylsulphinylbutyl
isothiocyanate)对很多真菌和细菌都有抑制作用。
然而对于某些专食性昆虫, 挥发性的异硫氰酸盐却
常成为引诱剂并且能刺激产卵和促进幼虫发育
(Giamoustaris和Mithen 1995; Kliebenstein等2005)。
芸苔属(Brassica)植物提取物可作为一种土壤
改良剂, 抑制土壤中真菌生长。如油菜(B. napus)
种子提取液降低了豌豆丝囊霉(A p h a n o m y c e s
euteiches)孢子的存活率, 抑制其菌丝生长, 研究表
明这主要是由于黑芥子酶降解芥子油苷产生的异硫
氰酸盐的抑菌作用(Smolinska等 1997)。芥子油苷
的降解产物异硫氰酸丙烯酯(allyl-isothiocyanate)对
扩展青霉(Penicillium expansuma)具有毒性, 因此人
们将其作为水果运输中的防腐剂(Mari等 2002)。
另外, 一些十字花科蔬菜的特殊风味也主要源
于异硫氰酸盐, 链烯基和吲哚异硫氰酸盐是引起苦
味的主要因素。异硫氰酸盐的亲电子特性使它们
很容易在加热处理过程中与小肽、氨基酸和黄酮
醇(flavonoids)等形成共轭物, 但这些共轭物的生物
学功能尚不清楚(Cejpek等 2000)。
2.1.2 腈(nitriles)和环硫腈(epithionitriles) 芥子
油苷被黑芥子酶水解后, 如果环境中含有 ESP和
Fe2+且在酸性条件下, 生成的降解产物主要为腈类,
若芥子油苷侧链为烯烃基, 产物中环硫腈占大部分;
若侧链为烷烃基, 产物主要为腈(Lambrix等2001)。
Foo等(2000)分离并纯化了ESP, ESP参与的水解反
应中需Fe2+的存在, 可能是Fe2+促进了ESP与硫代
肟基酸中间化合物的结合。ESP与黑芥子酶的酶
活比值可影响降解产物中腈的含量( B u r o w 等
2006)。
同时, epithiospecifier modifier 1 (ESM1)基因
的表达可调控腈的生成, 如吲哚 -3-甲基芥子油苷
(indol-3-ylmethyl glucosinolate, I3M)在 ESP作用下
主要生成吲哚-3-乙腈(indole-3-acetonitrile, IAN), 而
在 ESM1的作用下, 产物则主要是吲哚 -3-甲基异
硫氰酸盐(indol-3-ylmethyl isothiocyanate), 因此
ESM1的存在抑制了腈的生成(Burow等 2008)。
相对于异硫氰酸盐来说, 腈对某些昆虫的毒性
较小。杂食性昆虫粉纹夜蛾(Trichoplusia ni)更偏
向取食产腈的拟南芥(Lambrix等 2001)。海灰翅夜
蛾(Spodoptera littoralis)幼虫取食产腈的拟南芥后,
体重增加的速度要快于取食产异硫氰酸盐植株的幼
虫(Burow等 2007a)。
Burow等(2006)从专食性咀嚼式昆虫——菜粉
蝶(Pieris rapae)的幼虫中肠内分离鉴定得到NSP,
它可以将黑芥子酶水解芥子油苷形成的不稳定中间
化合物转变为腈。NSP与 ESP的功能类似, 但序
列之间同源性低, 而且二者催化形成腈的机制不
同。专食性昆虫菜粉蝶、大菜粉蝶(P. brassicae)
体内存在NSP, 可能是它们在与植物协同进化过程
中形成的一种适应机制, 专食性昆虫将摄入的芥子
油苷转变为对自身毒害作用较小的腈, 从而避免异
硫氰酸盐的形成。
2.1.3 硫氰酸盐(thiocyanates) 独荇菜(Lepidium
sativum)中存在一种 thiocyanate-forming protein
(TFP), 它能将黑芥子酶水解芥子油苷形成的不稳定
植物生理学通讯 第 44卷 第 6期，2008年 12月 1191
中间化合物转变为硫氰酸盐。硫氰酸盐仅由苯甲
基(benzyl)、烯丙基(allyl)和 4-甲基亚磺酰丁基芥
子油苷产生(Burow等 2007b)。
相对于腈类与异硫氰酸盐而言, 硫氰酸盐对谷
蠹(Rhizopertha dominica)的毒性稍大, 而腈类与异
硫氰酸盐对家蝇(Musca domestica)的毒性稍大
(Peterson等 1998)。已有报道指出硫氰酸盐对几
种鳞翅目幼虫有毒害作用(Wadleigh和Yu 1988)。
2.1.4 吲哚 -3-甲醇(indole-3-carbinol, I3C) 吲哚 -
1-甲氧基 -3-甲基芥子油苷(1-methoxy indol-3-
ylmethyl glucosinolate, 1MI3M)和吲哚 -4-甲氧基 -
3- 甲基芥子油苷(4-methoxy indol-3-ylmethyl
glucosinolate, 4MI3M)的化学结构不稳定, 在不依赖
黑芥子酶的作用下水解产生不稳定的异硫氰酸盐,
进而生成 I3C。Kim等(2008)用HPLC技术纯化出
I3C, 人工添加到蚜虫饲料中, 它能明显抑制桃蚜
(Myzus persicae)取食并降低繁殖率。但是, 对于
专食性昆虫菜粉蝶(P. rapae), I3M、I3C能促进其
产卵, 而 IAN则能降低其产卵量(De Vos等 2008)。
2.1.5 恶唑烷(oxazolidines) 当芥子油苷侧链在二
位碳原子上有一个羟基基团时, 生成的异硫氰酸盐
不稳定, 如 2-羟基 -3-丁烯基芥子油苷(2-hydroxy-
3-butenyl glucosinolate)生成的异硫氰酸盐进一步环
化形成唑烷 -2-硫酮(oxazolidine-2-thione), 唑烷 -2-
硫酮能引起人甲状腺肿大, 但在植物防御中的作用
尚不清楚(Halkier和Gershenzon 2006)。
2.2 芥子油苷-黑芥子酶系统与食草昆虫的相互作
用 芥子油苷 -黑芥子酶系统以多种方式介导植物
与昆虫之间的相互作用。当植物组织被昆虫取食
或机械损伤破坏后, 黑芥子酶与芥子油苷接触, 反
应后可生成异硫氰酸盐、硫氰酸盐、腈、环硫
腈或唑烷 - 2 - 硫酮等具有毒性和挥发性的物质
(Bones和 Rossiter 1996; Chen和Halkier 1999)。不
同种类的芥子油苷的降解产物对各种昆虫的作用存
在差异, 挥发性物质或者直接毒害昆虫, 或者招引
它们的天敌达到间接的防御目的。另外, 黑芥子酶
的辅酶黑芥子酶结合蛋白(MBP)具有凝集素特性,
它可能与昆虫肠道内或真菌表面的碳水化合物结
合, 使黑芥子酶在防御中对昆虫和病原体的抵抗作
用明显增强(Pontoppidan等 2003)。
取食植物的昆虫通常分为杂食性昆虫
(generalist insects)和专食性昆虫(specialist insects),
根据昆虫取食方式的不同又分为刺吸式和咀嚼式昆
虫。多数刺吸式昆虫为同翅目(Homoptera)蚜属
(Aphis)且均吸食韧皮部汁液, 而咀嚼式昆虫多为鳞
翅目(Lepidoptera)幼虫, 喜啃食叶片表面和叶柄。
不同习性和取食方式的昆虫取食植物后引发的信号
途径各异, 不同信号途径对植物体内芥子油苷的影
响差异明显。Mewis等(2006)的研究发现拟南芥
(Col-0)被专食性刺吸式昆虫甘蓝蚜(Brevicoryne
brassicae)取食后, 芥子油苷总量升高, 其中主要是
短链脂肪族芥子油苷 3-甲基亚磺酰丙基芥子油苷
(3-methylsulfinylpropyl glucosinolate)和4-甲基亚磺
酰丁基芥子油苷含量升高; 而杂食性咀嚼式昆虫甜菜
夜蛾(Spodoptera exigua Hiibner)和桃蚜(M. persicae)
取食后, 激活拟南芥体内的茉莉酸信号途径, 诱导
吲哚族芥子油苷合成的相关基因表达(Reymond等
2004; Kim和 Jander 2007)。蚜虫的取食方式与其
他昆虫相比有很多不同之处, 它利用纤细口针通过
细胞间隙达到植物体韧皮部, 从单个筛分子中吸取
汁液。这种取食方式引起植物组织破损程度较小,
一定程度上避免了植物的防御作用的发挥(Kim和
Jander 2007)。桃蚜取食会引起植物体内吲哚族芥
子油苷(如 I3M、1MI3M、4MI3M)含量升高, 在
饲料中人工添加 I3M和黑芥子酶后会显著抑制桃
蚜的繁殖(Kim等 2008)。
拟南芥在响应昆虫取食的过程中, 产生的不同
芥子油苷之间会发生转换。例如, 拟南芥被杂食性
昆虫桃蚜取食后, 在取食的部位中检测到4MI3M含
量明显升高, 进一步的实验表明 4MI3M是由 I3M
转化而来, 而且4MI3M的降解产物具有更强的抗虫
性(Kim和 Jander 2007)。拟南芥中不同种类芥子
油苷间的相互转换使降解产物的组合模式发生改
变, 这可能是拟南芥与专食性和杂食性昆虫在长期
的协同进化过程中形成的防御机制。与杂食性昆
虫不同, 专食性昆虫(如Psylliodes chrysocophala)更
喜欢取食含有较短侧链及羟基化程度低的脂肪族芥
子油苷的植株, 芥子油苷或其降解产物可能会刺激
专食性昆虫取食和产卵(Giamoustaris和Mithen
1995)。
专食性昆虫与杂食性昆虫双重的选择压力使
植物防御物质趋于多样化, 植物体寻求避免被专食
性昆虫识别, 又尽量有效维持对杂食性昆虫的防
御。芥子油苷的组合模式及黑芥子酶的活性因拟
植物生理学通讯 第 44卷 第 6期，2008年 12月1192
南芥的生长时期和群体密度而异, 单株拟南芥产生
异硫氰酸盐等挥发性水解产物, 这些水解产物直接
参与植物的防御, 不过单株拟南芥的芥子油苷水解
产物的产量不足以招引专食性昆虫; 群体拟南芥芥
子油苷的主要水解产物为腈类, 这些产物对杂食性
昆虫的防御作用并不强, 却可以在一定程度上避免
专食性昆虫的侵害(Wentzell和Kliebenstein 2008)。
各种生态型拟南芥的芥子油苷的组成和含量有明显
的差异, 这种天然的变异是由于拟南芥基因组中 5
个等位基因间不同组合造成的( K r o y m a n n 等
2003)。从生态学角度看, 植物体内芥子油苷组合
模式的多样性可能是植物对外界胁迫的一种适应。
目前的研究认为, 昆虫在与植物芥子油苷 -黑
芥子酶系统的协同进化过程中, 主要形成了3种适
应机制。(1)某些昆虫体内存在着黑芥子酶同工酶。
专食性昆虫甘蓝蚜(B. brassicae)、萝卜蚜(Lipaphis
erysimi)将黑芥子酶储存于肌肉组织中的晶状微体
内, 与摄入的芥子油苷分离, 而当它们遭到病菌感
染或天敌捕食后, 晶状微体的完整性被破坏, 释放
出的黑芥子酶降解芥子油苷。降解产物中的挥发
性物质——异硫氰酸盐可直接杀死病菌, 或作为警
报信息素(a larm pheromone)警示同类逃避天敌
(Bridges等 2002; Mewis等 2006)。(2)某些昆虫体
内存在着硫酸酯酶(sulfa tase)。小菜蛾(Plutella
xylostella)利用体内的硫酸酯酶使芥子油苷脱硫, 脱
硫的芥子油苷不能作为黑芥子酶的底物, 从而抑制
水解作用的发生(Ratzka等 2002)。(3)某些昆虫体
内存在着NSP(将黑芥子酶水解芥子油苷形成的不
稳定中间化合物转变为腈)。鳞翅目昆虫菜粉蝶
(P. rapae)幼虫中肠内含有NSP, 它可促使降解产
物的主要成分转变为对自身毒性较小的腈
(Wittstock等 2004)。
2.3 芥子油苷-黑芥子酶系统与微生物的相互作用
　存在于芸苔属植物根系及周围的寄生真菌, 如油
菜根霉菌(Rhizopus sp.)、独荇菜镰刀菌(Fusarium
sp.)、白菜黑斑病菌(Alternaria brassicae)和油菜黑
胫病菌(Lepthosphaeria maculans)内也存在着黑芥子
酶的同工酶(Ishimoto等 2000; Eriksson等 2002)。
在一些哺乳动物肠道中的细菌如Enterobacter cloa-
cae和多形拟杆菌(Bacteroides thetaiotaomicron)内
也检测到了黑芥子酶活性(Elfoul等2001)。三种双
歧杆菌(Bifidobacterium)内的黑芥子酶可能参与人
消化道的芥子油苷的降解(Cheng等 2004)。
真菌侵染能够诱导植物局部的黑芥子酶合成。
cDNA探针检测发现被芸苔根肿菌(Plasmodiophora
brassicae)侵染患病的白菜(B. rapa)根中, 黑芥子酶
的表达量升高(Grsic等 1999)。当植物受到病原体
侵染时, 细胞内溶物外泄, 芥子油苷被黑芥子酶水
解释放的葡萄糖积累, 这使得细胞壁增厚, 可阻止
病原体的侵染和扩散(Ishihara等 2008)。
油菜黑胫病菌(L. maculans)能够使芥子油苷降
解的主要产物为腈, 降低对自身的毒害作用(Rask等
2000)。活体营养型微生物如假单胞杆菌(Pseudomonas
syringae)和寄生疫霉(Phytophthora parasitica), 因为
不引起组织损伤或损伤较小, 所以避免了宿主细胞
内芥子油苷的释放(Tierens等 2001)。
一般情况下, 芸苔属植物不能与菌类共生形成
菌根, 但有趣的是, 白菜和甘蓝(B. oleracea)的根系
分泌物能够激发真菌卷边网褶菌(Paxillus involutus)
和彩色豆马勃(Pisolithus tinctorius)的菌丝生长, 液
相色谱鉴定出根系分泌物中的主要物质为异硫氰酸
盐和吲哚族芥子油苷的其他降解产物( Ze ng 等
2003)。
3 芥子油苷 -黑芥子酶系统的非生物因素影响
3.1 温度、pH、抗坏血酸浓度和各种离子 外界
环境中的非生物因素对芥子油苷-黑芥子酶系统的
影响也很明显, 气候与季节、温度、光照、水
分、CO2等因素均能改变十字花科植物体内芥子
油苷的组成(陈亚州等 2008)。芥子油苷 -黑芥子酶
系统很大程度上依赖于黑芥子酶的活性。关于温
度、pH和NaCl对黑芥子酶活性的影响, 人们已经
通过体外实验进行研究(Li和Kushad 2005; 徐伟丽
等 2006), 并有较为详细的综述(李定琴和张家明
2007)。在植物体内, 抗坏血酸含量的变化能显著
影响黑芥子酶的活性, 通常表现为低浓度抗坏血酸
激活黑芥子酶, 而高浓度抑制黑芥子酶(Chen和
Halkier 1999)。X光衍射晶体分析显示, 抗坏血酸
结合到黑芥子酶上的空间结构的位点与黑芥子酶的
底物葡糖苷的苷元结合位点重叠, 而又不同于葡萄
糖基的结合位点(Burmeister等 2000)。因此黑芥子
酶虽然对不同种类的芥子油苷特异性不强, 但可以
区分硫葡糖苷和其类似物氧葡糖苷。从植物体中
分离的黑芥子酶一般可被0.3 mmol·L-1浓度的抗坏
血酸激活, 过高浓度的抗坏血酸可与底物竞争结合
植物生理学通讯 第 44卷 第 6期，2008年 12月 1193
位点并抑制黑芥子酶活性。不过 0.3 mmol·L-1浓度
的抗坏血酸对甘蓝蚜(B. brassicae)中的黑芥子酶同
工酶却有抑制作用, 10 nmol·L-1的抗坏血酸即可强
烈激活黑芥子酶活性(Pontoppidan等 2001)。
Visvalingam等(1998)检测硫、铁、铜、锰
和锌离子对白芥(Sinapis alba)幼苗不同组织(根、
茎、子叶和芽)和不同发育阶段的黑芥子酶活性的
影响, 结果表明硫和金属元素可调控黑芥子酶的活
性和表达, 最敏感的部位是芽。芽中硫的缺失对黑
芥子酶活性的抑制作用最大, 铁缺失使黑芥子酶的
活性增加一倍, 其他金属离子的影响比较轻微。不
同组织中硫和金属元素对黑芥子酶活性的影响是有
差异的(Bones等1994)。硫元素为芥子油苷合成代
谢过程提供氨基酸(甲硫氨酸及其侧链延长衍生物)
来源、硫供体(半胱氨酸)、磺酸基(3 -磷酸腺苷 -
5 -磷酸硫酸盐, PAPS), 因此硫缺失会对植物体内
芥子油苷的代谢有一定的影响。Li 和 K u s h a d
(2005)的实验结果表明, 辣根(Armoracia rusticana)
的根中吲哚芥子油苷总的含量随着供硫水平的升高
而增加。Dubuis(2005)发现硫缺失会导致油菜中
总芥子油苷含量的降低, 从而植株抗菌能力明显下
降。同时还注意到缺硫处理对芥子油苷的降解过
程也有影响, 缺硫处理的拟南芥根中编码黑芥子酶
的两个基因 TGG1和 TGG2的表达明显受到抑制。
硫缺失还会诱导拟南芥体内 I A A 的含量升高。
Hirai等(2005)发现, 除了硫还原同化作用过程中的
相关酶基因以外, 腈水解酶基因在缺硫时也被诱导
表达, 催化吲哚乙腈转化为吲哚乙酸, 而生长素的
积累又对根的生长和伸长具有促进作用, 生长素促
进植物扩大根际范围从而更好的吸收营养, 这可能
是植物对环境适应的一种表现。
3.2 氧化胁迫 活性氧参与细胞生长信号转导、基
因表达和细胞程序性死亡。H2O2是六种主要造成
氧化胁迫活性氧中的一种。Barillari等(2005)发现
萝卜(Raphanus sativus)芽中还原态的 4-甲硫基 -3-
丁烯基芥子油苷( 4 - m e t h y l t h i o - 3 - b u t e n y l
glucosinolate)能够经H2O2氧化后完全转化为氧化态
的 4 - 甲基亚磺酰 - 3 - 丁烯基芥子油苷 ( 4 -
methylsulfinyl-3-butenyl glucosinolate), 并认为可能
是植物在受到氧化胁迫时, 还原态的芥子油苷与活
性氧反应, 转化为氧化态的芥子油苷, 从而缓解氧
化胁迫造成的损害。
黑芥子酶水解4-甲基亚磺酰丁基芥子油苷产
生的 4 - 甲基亚磺酰丁基异硫氰酸盐 ( 4 -
methylsulfinylbutyl isothiocyanate)又名莱菔硫烷
(sulforaphane), 被认为是促进人类健康的最有效的
物质, 它的还原形式4-甲基硫代丁基异硫氰酸盐(4-
methylthiobutyl isothiocyanate)又名甘油三芥酸脂
(erucin), 被发现在抗癌方面具有潜力, 对非白血性
白血病细胞(leukemia cells)具选择性。此外Barillari
等(2005)的研究表明, 甘油三芥酸脂和其前体4-甲基
硫代丁基芥子油苷(4-methylthiobutyl glucosinolate)
通过诱导 II相酶(phase II enzymes)如谷胱甘肽转
移酶(glutathione S-transferase)直接发挥抗氧化活性,
而其他异硫氰酸盐的作用则是间接的。
4 芥子油苷 -黑芥子酶系统参与调节植物的生长
发育过程
一直以来, 人们对芥子油苷 -黑芥子酶系统的
研究主要集中在植物防御方面, 而对它在生长发育
方面的作用关注较少。Geshi和Brandt (1998)对油
菜子叶进行免疫定位研究发现黑芥子酶与黑芥子酶
结合蛋白(MBP)都存在于韧皮部和黑芥子酶细胞
(myrosin cells)中, 而且在亚细胞水平上也是共存
的。另外, 在萌发的幼苗中MBP先在非黑芥子酶
细胞中表达, 然后从非黑芥子酶细胞中消失, 并聚
集到生长了 7天的子叶的黑芥子酶细胞中。
吲哚族芥子油苷水解产物的代谢不同于其他
种类的芥子油苷, 因为其水解产物异硫氰酸盐在偏
酸性的环境中不稳定, 异硫氰酸盐进一步代谢的产
物包括吲哚 -3-甲醇、吲哚 -3-乙腈(IAN)和一些
抗坏血酸共轭物(Halkier和Gershenzon 2006), 其中
IAN可以被腈水解酶(nitrilases)水解生成IAA, 吲哚
族芥子油苷生成吲哚乙腈需要黑芥子酶和 ESP的
存在。因此推断芥子油苷可能作为一个库, 储存生
长素前体, 通过黑芥子酶水解吲哚族芥子油苷释放
吲哚基团 , 从而参与调节植物的生长发育
(Burmeister等 2000)。另外, 黑芥子酶介导的芥子
油苷的降解还导致葡萄糖及硫的释放, 葡萄糖和硫
对于植物的幼苗发育具有营养价值。
十字花科植物中芥子油苷的组合模式及黑芥
子酶基因不同亚家族成员的表达受发育过程的调控
(Petersen等 2002; Rask等 2000)。Chen和Halkier
(1999)对拟南芥种子中的 p-羟苯甲基芥子油苷(p-
hydroxybenzyl glucosinolate, p-OHBG)进行C14标记,
植物生理学通讯 第 44卷 第 6期，2008年 12月1194
发现子叶期幼苗中含有 70%的 p-OHBG, 而在 6~8
片叶的莲座叶期 p-OHBG几乎检测不到。Chen认
为p-OHBG的这种转变是受黑芥子酶的表达水平调
控的, 因为在子叶期幼苗中检测到的黑芥子酶含量
很低, 而在随后的发育阶段其表达水平增长很快, 这
意味着在发育过程中芥子油苷的含量变化和不同种
类之间的转变并不是只受昆虫取食或环境胁迫的诱
导。
研究不同发育阶段拟南芥莲座叶中黑芥子酶
活性和吲哚族芥子油苷含量的结果显示, 吲哚族芥
子油苷含量的变化趋势与黑芥子酶活性的变化趋势
相似, 前三周 tgg1、tgg2突变体叶片中芥子油苷含
量高于野生型也说明了黑芥子酶参与了种子萌发和
幼苗发育阶段芥子油苷的降解。拟南芥 tgg1 tgg2
双突变体的叶片中, 吲哚族芥子油苷含量在植株生
长三周后与野生型的含量相差很少, 说明在成熟植
株中, 随着叶片衰老, 芥子油苷由于运输、非酶降
解等原因含量下降(Barth和 Jander 2006), 因此认
为与植株衰老耦联的芥子油苷下降并不是黑芥子酶
引起的。
拟南芥 cyp79F1突变体产生的芥子油苷主要
为吲哚族芥子油苷, 其表型与野生型的表型区别主
要体现在丛状分枝引起的植株矮化, 而一定浓度的
IAA可通过对某些基因(如 AtCDC5)的调控影响细
胞分裂或侧根发生。故人们推测在 cyp79F1突变
体的发育初始阶段, 吲哚族芥子油苷被黑芥子酶水
解, 产生的 IAA过量积累, 导致表型的改变。
采用放射性同位素标记研究发现, 在油菜胚胎
发育过程中, 芥子油苷前体——脱硫芥子油苷在黑
芥子酶细胞中积累(Thangstad等 2001)。黑芥子酶
并不水解脱硫芥子油苷, 因此二者可以共存, 并且
不会对植物体自身产生毒害作用。在特定的条件
下脱硫芥子油苷可形成芥子油苷, 该系统被激活而
发挥作用。芥子油苷的水解产物不仅对食草昆虫
和病原体有毒害作用, 对植物自身也有毒性, 它们
能抑制种子萌发、有氧呼吸及氧化还原代谢。植
物体通过自己独特的脱毒方式来避免此种损伤, 甘
蓝及其他几种植物体内存在巯基甲基化酶, 它能够
使硫氰酸盐等氰化物甲基化(Attieh等 2000; Attieh
等 2002)。
5 结束语
从 1 8 4 0 年 B us s y 首次报道黑芥子酶以后
(Bussy 1840), 人们对黑芥子酶的分布、结构与功
能有了初步的了解, 但黑芥子酶与其辅酶和辅因子
之间的协作机制尚不清晰。另外, 在不同的植物种
属、组织以及发育时期之间, 芥子油苷的组合模式
存在差异, 这其中的调控机制仍需深入研究。同
时, 外界的各种胁迫对黑芥子酶表达的影响和各种
水解产物在植物防御中的生物学功能也是需要探索
的问题。
参考文献
陈亚州, 陈思学, 阎秀峰(2008). 环境对植物芥子油苷代谢的影
响. 生态学报, 28 (6): 28~34
李定琴, 张家明(2007). 芥子酶的研究概况. 海南大学学报自然
科学版, 25 (2): 210~216
庞道标, 吴宇佳, 谭德冠, 李定琴, 孙雪飘, 张家明(2007). 植物芥
子酶研究进展. 生命科学研究, 11 (3): 189~194
徐伟丽, 赵国华, 李洪军, 陈宗道, 余帮兵, 向瑞玺(2006). 茎用芥
菜芥子苷酶的特性研究. 中国食品学报, 6 (2): 41~45
阮颖, 周朴华, 刘春林(2007). 植物硫代葡萄糖苷 -黑芥子酶底物
酶系统. 湖南农业大学学报(自然科学版), 33 (1): 18~23
Attieh J, Djiana R, Koonjul P, Sparace SA, Saini HS (2002).
Cloning and functional expression of two plant thiol
methyltransferases a new class of enzymes involved in the
biosynthesis of sulfur volatiles. Plant Mol Biol, 50: 511~521
Attieh J, Sparace SA, Saini HS (2000). Purification and proper-
ties of multiple isoforms of a novel thiol methyltransferase
involved in the production of volatile sulfur compounds from
Brassica oleracea. Arch Biochem Biophys, 380: 257~266
Barillari J, Cervellati R, Paolini M, Tatibouėt A, Rollin P, Iori R
(2005). Isolation of 4-methylthio-3-butenyl glucosinolate
from Raphanus sativus sprouts (kaiware daikon) and its redox
properties. J Agr Food Chem, 53 (26): 9890~9896
Barth C, Jander G (2006). Arabidopsis myrosinases TGG1 and
TGG2 have redundant function in glucosinolate breakdown
and insect defense. Plant J, 46: 549~562
Bones AM, Rossiter JT (2006). The enzymic and chemically
induced decomposition of glucosinolates. Phytochemistry,
67: 1053~1067
Bones AM, Rossiter JT (1996). The myrosinase-glucosinolate
system, its organisation and biochemistry. Physiol Plant, 97:
194~208
Bones AM, Visvalingam S, Thangstad OP (1994). Sulphate can
i n d u c e d i f f e r e n t i a l e x p r e s s i o n o f t h i o g l u c o s i d e
glucohydrolases (myrosinase). Planta, 193: 558~566
Bridges M, Jones AM, Bones AM, Hodgson C, Cole R, Bartlet E,
Wallsgrove R, Karapapa VK, Watts N, Rossiter JT (2002).
Spatial organization of the glucosinolate-myrosinase sys-
tem in brassica specialist aphids is similar to that of the host
plant. Proc Biol Sci, 269: 187~191
Burmeister WP, Cottaz S, Rollin P, Vasella A, Henrissat B (2000).
High resolution X-ray crystallography shows that ascorbate
is a cofactor for myrosinase and substitutes for the function
植物生理学通讯 第 44卷 第 6期，2008年 12月 1195
of the catalytic base. J Biol Chem, 275: 39385~39393
Burow M, Zhang ZY, Ober JA, Lambrix VM, Wittstock U,
Gershenzon J, Kliebenstein DJ (2008). ESP and ESM1 medi-
ate indol-3-acetonitrile production from indol-3-ylmethyl
glucosinolate in Arabidopsis . Phytochemistry, 69 (3):
663~671
Burow M, Bergner A, Gershenzon J , Wittstock U (2007a).
Glucosinolate hydrolysis in Lepidium sativum-identification
of the thiocyanate-forming protein. Plant Mol Biol, 63:
49~61
Burow M, Rice M, Hause B, Gershenzon J, Wittstock U (2007b).
Cell- and tissue-specific localization and regulation of the
epithiospecifier protein in Arabidopsis thaliana. Plant Mol
Biol, 64: 173~185
Burow M, Markert J, Gershenzon J, Wittstock U (2006). Compara-
tive biochemical characterization of nitrile-forming pro-
teins from plants and insects that alter myrosinase-catalysed
hydrolysis of glucosinolates. FEBS J, 273 (11): 2432~2446
Bussy A (1840). Sur la formation de l’huile essentielle de moutarde.
J Pharm, 27: 464~471
Chen SX, Andreasson E (2001). Update on glucosinolate metabo-
lism and transport. Plant Physiol Biochem, 39: 743~758
Chen SX, Halkier BA (1999). Functional expression and charac-
terization of the myrosinase MYR1 from Brassica napus in
Saccharomyces cerevisiae. Protein Expres Purif, 17: 414~420
Cejpek K, Valušek J , Velíšek J (2000). Reactions of allyl
isothiocyanate with alanine, glycine, and several peptides in
model systems. J Agr Food Chem, 48 (8): 3560~3565
Cheng DL, Hashimoto K, Uda Y (2004). In vitro digestion of
si n i gr i n a nd g lu c ot rop a eo l i n b y sin gl e s t r a in s of
Bifidobacterium and identification of the digestive products.
Food Chem Toxicol, 42 (3): 351~357
de Vos M, Kriksunov KL, Jander G (2008). Indole-3-acetonitrile
production from indole glucosinolates deters oviposition by
Pieris rapae. Plant Physiol, 146 (3): 916~926
Dubuis PH, Marazzi C, Stadler E, Mauch F (2005). Sulphur
deficiency causes a reduction in antimicrobial potential and
leads to increased disease susceptibility of oilseed rape. J
Phytopathol, 153: 27~36
Elfoul L, Rabot S, Khelifa N, Quinsac A, Duguay A, Rimbault A
(2001). Formation of allyl isothiocyanate from sinigrin in
the digestive tract of rats monoassociated with a human
colonic stra in of Bacteroides thetaiotaomicron . FEMS
Microbiol Lett, 197 (1): 99~103
Eriksson S, Andréasson E, Ekbom B, Granér G, Pontoppidan B,
Taipalensuu J, Zhang J, Rask L, Meijer J (2002). Complex
formation of myrosinase isoenzymes in oilseed rape seeds
are dependent on the presence of myrosinase-binding
proteins. Plant Physiol, 129: 1592~1599
Fahey JW, Zalcmann AT, Talalay P (2001). The chemical
diversity and distribution of glucosinolates and isothiocyanates
among plants. Phytochemistry, 56: 5~51
Foo HL, Gronning LM, Goodenough L, Bones AM, Danielsen B,
Whi t ing D A, Rossi t er J T (20 0 0 ) . Pu r i fi ca t ion a nd
characterisation of epithiospecifier protein from Brassica
napus: enzymic intramolecular sulphur addition within alkenyl
th iohydroximates derived from alk enyl glu cosinola te
hydrolysis. FEBS Lett, 468: 243~246
Geshi N, Brandt A (1998). Two jasmonate-inducible myrosinase-
binding proteins from Brassica napus L. seedlings with ho-
mology to jacalin. Planta, 204 (3): 295~304
Giamoustaris A, Mithen R (1995). The effect of modifying the
glucosinolate content of leaves of oilseed rape (Brassica
napus ssp. oleifera) on its interaction with specialist and
generalist pests. Ann Appl Biol, 126: 347~363
Grsic S, Kirchheim B, Pieper K, Fritsch M, Hilgenberg W, Ludwig-
Müller J (1999). Induction of auxin biosynthetic enzymes by
jasmonic acid and in clubroot diseased Chinese cabbage plants.
Physiol Plant, 105: 521~531
Halkier BA, Gershenzon J (2006). Biology and biochemistry of
glucosinolates. Annu Rev Plant Biol, 57: 303~333
Hirai MY, Klein M, Fujikawa Y, Yano M, Goodenowe DB,
Yamazaki Y, Kanaya S, Nakamura Y, Kitayama M, Suzuki H
et al (2005). Elucidation of gene-to-gene and metabolite-to-
gene networks in Arabidopsis by intergration of metabolomics
and transcriptomics. J Biol Chem, 280: 25590~25595
Husebye H, Chadchawan S, Winge P, Thangstad OP, Bones AM
(2002). Guard cell- and phloem idioblast-specific expression
of th ioglu coside g lu cohydrola se 1 (myrosina se) in
Arabidopsis. Plant Physiol, 128: 1180~1188
Ishihara A, Hashimoto Y, Tanaka C, Dubouzet JG, Nakao T,
Matsuda F, Nishioka T, Miyagawa H, Wakasa K (2008). The
tryptophan pathway is involved in the defense responses of
rice against pathogenic infection via serotonin production.
Plant J, 54 (3): 481~495
Ishimoto H, Fukushi Y, Yoshida T, Tahara S (2000). Rhizopus and
Fusarium are selected as dominant fungal genera in rhizo-
spheres of Brassicaceae. J Chem Ecol, 26: 2387~2399
Kim JH, Jander G (2007). Myzus persicae (green peach aphid)
feeding on Arabidopsis induces the formation of a deterrent
indole glucosinolate. Plant J, 49: 1008~1019
Kim JH, Lee BW, Schroeder FC, Jander G (2008). Identification
of indole glucosinolate breakdown products with antifeedant
effects on Myzus persicae (green peach aphid). Plant J, 54 (6):
1015~1026
Kirkegaard JA, Sarwar M (1998). Biofumigation potentia l of
brassicas. Plant Soil, 201 (1): 71~89
Kliebenstein DJ, Kroymann J , Mitchell-Olds T (2005). The
glucosinolate-myrosinase system in an ecological and evo-
lutionary context. Curr Opin Plant Biol, 8: 264~271
Kroymann J, Donnerhacke S, Schnabelrauch D, Mitchell-Olds T
(2003). Evolutionary dynamics of an Arabidopsis insect
resistance quantitative trait locus. Proc Natl Acad Sci USA,
100 (2): 14587~14592
Lambrix V, Reichelt M, Mitchell-Olds T, Kliebenstein DJ,
Gershenzon J (2001). The Arabidopsis epithiospecifier pro-
tein promotes the hydrolysis of glucosinolates to nitriles
and influences Trichoplusia ni herbivory. Plant Cell, 13:
2793~2807
Li X, Kushad MM (2005). Purification and characterization of
植物生理学通讯 第 44卷 第 6期，2008年 12月1196
myrosinase from horseradish (Armoracia rusticana) roots.
Plant Physiol Biochem, 43: 503~511
Mari M, Leoni O, Iori R, Cembali T (2002). Antifungal vapour-
phase activity of allyl-isothiocyanate against Penicillium
expansum on pears. Plant Pathol, 51: 231~236
Mewis I, Tokuhisa JG, Schultz JC, Appel HM, Ulrichs C, Gershenzon
J (2006). Gene expression and glucosinolate accumulation in
Arabidopsis thaliana in response to generalist and specialist
herbivores of different feeding guilds and the role of defense
signaling pathways. Phytochemistry, 67 (22): 2450~2462
Petersen BL, Chen SX, Hansen CH, Olsen CE, Halkier BA (2002).
Composition and content of glucosinolates in developing
Arabidopsis thaliana. Planta, 214: 562~571
Petersen BL, Andréasson E, Bak S, Agerbirk N, Halkier BA (2001).
Characterization of transgenic Arabidopsis thaliana with metaboli-
cally engineered high levels of p-hydroxybenzylglucosinolate.
Planta, 212: 612~618
Peterson CJ, Tsao R, Coats JR (1998). Glucosinolate aglucones and
analogues: insecticidal properties and a QSAR. Pestic Sci,
54: 35~42
Pontoppidan B, Hopkins R, Rask L, Meijer J (2003). Infestation
by cabbage aphid (Brevicoryne brassicae) on oilseed rape
(Brassica napus) causes a long lasting induction of the
myrosinase system. Entomol Exp Appl, 109: 55~62
Pontoppidan B, Ekbom B, Eriksson S, Meijer J (2001). Purifica-
tion and characterization of myrosinase from the cabbage
aphid (Brevicoryne brassicae), a brassica herbivore. Eur J
Biochem, 268: 1041~1048
Rask L, Andréasson E, Ekbom B, Eriksson S, Pontoppidan B,
Meijer J (2000). Myrosinase: gene family evolution and
herbivore defense in Brassicaceae. Plant Mol Biol, 42: 93~113
Ratzka A, Vogel H, Kliebenstein DJ, Mitchell-Olds T, Kroymann
J (2002). Disarming the mustard oil bomb. Proc Natl Acad
Sci USA, 99: 11223~11228
Reymond P, Bodenhausen N, Van Poecke RM, Krishnamurthy V,
Dicke M, Farmer EE (2004). A conserved transcript pattern
in response to a specialist and a generalist herbivore. Plant
Cell, 16 (11): 3132~3147
Smolinska U, Morra MJ, Knudsen GR, Brown PD (1997). Toxicity
of glucosinolate degradation products from Brassica napus
seed meal toward Aphanomyces euteiches f. sp. pisi .
Phytopathology, 87: 77~82
Tierens KF, Thomma BP, Brouwer M, Schmidt J, Kistner K,
Porzel A, Mauch-Mani B, Cammue BP, Broekaert WF
(2001). Study of the role of antimicrobial glucosinolate-
derived isothiocyanates in resistance of Arabidopsis to mi-
crobial pathogens. Plant Physiol, 125: 1688~1699
Thangstad OP, Bones AM, Holtan S, Moen L, Rossiter JT (2001).
Microautoradiographic localisation of a glucosinolate pre-
cursor to specific cells in Brassica napus L. embryos indi-
cates a separate transport pathway into myrosin cells. Planta,
213: 207~213
Visvalingam S, Honsi TG, Bones AM (1998). Sulphate and micro-
nutrients can modulate the expression levels of myrosinases
in Sinapis alba plants. Physiol Plant, 104: 30~37
Wadleigh RW, Yu SJ (1988). Metabolism of an organothiocyanate
allelochemical by glutathione transferase in three lepidopter-
ous insects. J Econ Entomol, 81: 776~780
Wentzell AM, Kliebenstein DJ (2008). Genotype, age, tissue, and
environment regulate the structural outcome of glucosinolate
activation. Plant Physiol, 147 (1): 415~428
Wittstock U, Agerbirk N, Stauber EJ, Olsen CE, Hippler M,
Mitchell-Olds T, Gershenzon J, Vogel H (2004). Successful
herbivore attack due to metabolic diversion of a plant chemi-
cal defense. Proc Natl Acad Sci USA, 101: 4859~4864
Zeng RS, Mallik AU, Setliff E (2003). Growth stimulation of
ectomycorrhizal fungi by root exudates of Brassicaceae
plants: role of degraded compounds of indole glucosinolates.
J Chem Ecol, 29: 1337~1355