全 文 ：第20卷 第5期
Vol.20 No.5
草 地 学 报
ACTA AGRESTIA SINICA
2012年 9月
Sep. 2012
凤尾兰花丝诱导的组培再生体系的建立
及遗传稳定性分析
赵永钦1,张 娜1,吴新新1,郑 禾2,李洪波2,赵 冰1,郭仰东1*
(1.中国农业大学农学与生物技术学院,北京 100193;2.北京市海淀区农业科学研究所,北京 100080)
摘要:以凤尾兰(YuccagloriosaL.)花丝为外植体,研究不同激素种类和配比对愈伤组织诱导和分化的影响,以及
活性炭对外植体褐化率的影响,以期为进一步工厂化育苗提供技术支持。结果表明:以花丝为外植体不仅可以获
得较高的繁殖系数,而且可以避免灭菌剂对外植体的伤害,从而有效降低组织培养的难度和污染率;凤尾兰花丝最
佳愈伤诱导培养基为:MS+6-BA5.0mg·L-1+KT1.0mg·L-1+2,4-D0.5mg·L-1,最佳分化培养基为:MS
+6-BA6.0mg·L-1+KT0.5mg·L-1+NAA0.5mg·L-1,最佳不定芽增殖培养基为:MS+6-BA3.0
mg·L-1+KT0.5mg·L-1+NAA0.05mg·L-1+椰乳100mL·L-1,增殖系数达到3.5左右;利用RAPD分
子标记技术,在DNA水平上对再生株进行遗传变异鉴定,未检测出遗传变异,表明再生植株能够保持遗传上的稳
定性。本研究首次建立了凤尾兰花丝高效稳定的组培再生体系。
关键词:凤尾兰;花丝;组织培养;遗传变异分析;RAPD
中图分类号:Q943.1;Q944.58 文献标识码:A 文章编号:1007-0435(2012)05-0921-06
RegenerationSystemsforinVitroCultureofFilamentand
GeneticVariationAnalysesofYuccagloriosaL.
ZHAOYong-qin1,ZHANGNa1,WUXin-xin1,ZHENGHe2,LIHong-bo2,ZHAOBing1,GUOYang-dong1*
(1.ColegeofAgricultureandBiotechnology,ChinaAgriculturalUniversity,Beijing100193,China;
2.InstituteofHaidianAgriculturalScience,Beijing100080,China)
Abstract:Usingthefilamentasexplants,theeffectsofdifferentcombinationsofhormoneoncalusinduc-
tionanddifferentiation,andtheeffectsofactivatedcarbonconcentrationoncalusbrowningrateintissue
cultureprocessofYuccagloriosaL.werestudied.Resultsshowedthatexplantedfilamentcouldnotonly
gainahigherpropagationcoefficient,butalsoreducetissuedamagefromdisinfectantcontaminations.The
bestcalusinductionmediumwasMS+6-BA5.0mg·L-1+KT1.0mg·L-1+2,4-D0.5mg·L-1;and
thebestcalusdifferentiationmedium wasMS+6-BA6.0mg·L-1+KT0.5mg·L-1+NAA0.5
mg·L-1;andthebestinvitroshootproliferationculturemediumwasMS+6-BA3.0mg·L-1+KT0.5
mg·L-1+NAA0.05mg·L-1+coconutmilk100mL·L-1.Regeneratedplantletsweretestedbyran-
domlyamplifiedpolymorphicDNA(RAPD)withnogeneticvariationdetected.Regeneratedplantletscan
maintaingeneticstability.Thisisthefirstreportforinvitrocultureandregenerationusingfilamentsfrom
Y.gloriosaL.
Keywords:YuccagloriosaL.;Filament;Tissueculture;Geneticvariationanalysis;RAPD
凤尾兰(YuccagloriosaL.)别名凤尾丝兰、千
手兰、菠萝花等,为龙舌兰科(Agavaceae)丝兰属
(Yucca)常绿灌木,原产北美东部和东南部,温带地
区露地广泛栽培,具有较高的观赏价值。凤尾兰常
年浓绿,花、叶均很美观,树姿奇特,常数株成丛生
长,高低错落,叶形如剑,开花时花茎高耸挺立,花色
洁白,下垂如铃,姿态优美,花期持久,幽香宜人。同
时,又具有很高的环保价值,不仅对二氧化硫、氟化
氢等有害气体具有很强的抗性而且能够吸收这些有
害气体,是工矿污染区优良的绿化树种。此外,凤尾
收稿日期:2012-03-15;修回日期:2012-05-15
基金项目:国家重大基础研究项目(2009CB119000);中央高校基本科研业务费(2009-2-06)资助
作者简介:赵永钦(1981-),男,河北沧州人,博士研究生,研究方向为植物生物技术,E-mail:zhaoyongqin2010cau@163.com;*通信作者
Authorforcorrespondence,E-mail:yaguo@cau.edu.cn
草 地 学 报 第20卷
兰的叶纤维韧性强,是加工缆绳的优良材料。它又
是一种中药材,有降低胆固醇、减轻关节炎等药理
作用[1]。凤尾兰主要以种子和营养繁殖为主,但繁
殖系数较低。近年来人们对凤尾兰组织培养进行了
一些研究和报道[2-5],取得了较大的进展,但仍需进
一步深入研究。本研究以花丝为外植体对凤尾兰的
组织培养及再生植株的遗传稳定性进行了研究,首
先诱导形成胚性愈伤组织,进而优化了胚性愈伤组
织生长和分化的条件,目的是提高其增殖系数和分
化能力,为建立高效稳定的凤尾兰再生体系奠定一
定的基础,同时利用RAPD分子标记技术,在DNA
水平上对再生株进行遗传变异分析,为工厂化育苗
提供必要的技术支持。
1 材料与方法
1.1 试验材料
试验材料为凤尾兰的花丝,采自中国农业大学
校园。
1.2 试验方法
选取健壮无病虫害的处于初花期的凤尾兰植
株,采集仍未开放(大小为2.0cm×0.5cm)包裹紧
实的花蕾。先用自来水冲洗4h以上,然后在无菌
条件下用75%酒精灭菌40s,用无菌水冲洗3~5
次,然后置于0.1%的氯化汞溶液中,密闭,摇床上
室温震荡(240r·min-1)15min,无菌水冲洗3~5
次,无菌滤纸吸干花蕾表面水分。将花蕾放置于无
菌培养皿中,用手术刀将花蕾先从两端分别横切,然
后中部纵切,用镊子拨开花被,去掉花药,将花丝取
出接种到愈伤诱导培养基上。不同激素种类及配比
对愈伤组织诱导的影响,每个处理接种10皿,每皿
12个外植体,重复3次,接种50d后开始观察形成
愈伤诱导率、质地、色泽等。不同激素种类及配比对
愈伤组织分化的影响,每个处理30瓶,每瓶3个外
植体,重复3次,30d后开始观察愈伤分化率。活性
炭浓度对愈伤褐化率的影响试验每个处理10皿,每
皿12个外植体,重复3次,30d后开始观察愈伤分
化率。将高约3cm且生长健壮的无根幼苗接种于
生根培养基上。生根培养30d左右,开口置于室温
下炼苗3d,将完整小苗从培养瓶中取出,洗净根部
的培养基,植于草炭和蛭石(1∶1)的无菌基质中。
保持相对湿度在80%~90%,温度20~25℃,避免
强光照射,用透过率为70%的遮荫网覆盖。
1.3 培养基及培养条件
以 MS为基本培养基,附加不同浓度的6-BA,
2,4-D,NAA,KT和椰乳,均以蔗糖为碳源,固化剂
为琼脂,pH 值为5.6。培养基代号依次为 MS1~
MS14(表1~表3)。材料接种后先暗培养1周,再转
到光下培养:培养温度为25℃左右,光照每天16h,
强度为2000lx。
1.4 叶片DNA提取及RAPD检测
取花丝再生植株幼嫩叶片,采用CTAB法提取
DNA,参照Guo等[6]的方法,略作修改。RAPD反
应使用含10个碱基的随机引物,由上海生工合成。
从再生株中随机选择10株提取叶片DNA,进行分
子检测,并重复3次。RAPD反应采用25μL体系:
PCRMix12.5μL,引物1.0μL (10mM),模板
DNA1μL(50ng·μL-1),ddH2O10.5μL。
RAPD反应程序:预变性94℃4min,93℃变性50
s,36℃退火50s,72℃延伸120s,循环数为36个循
环,最后72℃延伸15min。循环反应在TC-312热
循环仪上进行。PCR扩增产物在2.0%琼脂糖凝胶
电泳检测。
1.5 数据分析与处理
采用SAS8.0软件进行数据计算和统计分析。
愈伤组织诱导率(%)=诱导得到愈伤的外植体数/
接种外植体数×100;愈伤组织分化率(%)=分化愈
伤组织个数/接种愈伤总数×100;褐化率(%)=褐
化外植体(或愈伤)个数/接种外植体(或愈伤)数×
100。
2 结果与分析
2.1 激素种类及配比对愈伤诱导率的影响
凤尾兰花丝接种到愈伤组织诱导培养基上,先
暗培养1周,两端即开始膨大,光下培养2周左右
开始有白色的愈伤组织产生,但生长缓慢,30d左
右愈伤组织诱导速度开始加快并逐渐转绿,45d左
右愈伤组织诱导速度达到高峰,之后虽然仍有愈伤
组织陆续产生,但诱导速度变慢。结果显示,不同
的激素种类和配比对凤尾兰花丝愈伤组织诱导率和
愈伤组织的状态存在显著差异,培养基 MS2 最适宜
花丝愈伤组织的诱导,诱导率最高,可达到55.33%
(表1)。同时发现,花丝愈伤培养后期有褐化现象
发生。随着6-BA浓度逐渐升高时,愈伤诱导率先
229
第5期 赵永钦等:凤尾兰花丝诱导的组培再生体系的建立及遗传稳定性分析
升高后降低,当浓度达到10mg·L-1时,诱导率仅
为11.00%。当6-BA浓度为5.0~8.0mg·L-1
时,愈伤组织诱导率较高,后期培养过程中转绿快,
转绿后质地变得更加紧实。当浓度大于8mg·L-1
时则诱导率开始下降,愈伤组织柔软,后期培养过程
中转绿慢甚至死亡,不能继续分化。
表1 不同激素浓度及配比对凤尾兰花丝愈伤组织诱导的影响
Table1 EffectofdifferentcombinationsofhormoneoncalusinductionofY.gloriosaL.
培养基
Culturemedia
KT
/mg·L-1
2,4-D
/mg·L-1
6-BA
/mg·L-1
接种数
Explantsnumber
诱导率
Ratioofcalusinduced/%
愈伤组织的状态
Calusinductionsituation
MS1 1.0 0.5 2.0 120 27.00±3.40b 白色,松软
MS2 1.0 0.5 5.0 120 55.33±3.90a 绿色,紧实
MS3 1.0 0.5 8.0 120 53.50±2.65a 浅绿色,紧实
MS4 1.0 0.5 10.0 120 11.00±1.04c 白色,松软
注:不同小写字母表示不同处理间差异显著(P<0.05),下同
Note:Differentsmallettersindicatesignificantdifferencesbetweentreatmentsatthe0.05level,thesameasbelow
2.2 激素种类及配比对愈伤分化的影响
将诱导形成的愈伤组织分别接种到分化培养基
上进行分化培养,结果表明 (表2),绿色、质地紧实
的愈伤组织进行分化培养,经过40d培养后,可以
正常分化出清晰可见的不定芽。同时发现,随着继
代次数的增加愈伤组织分化能力下降甚至褐化死
亡。培养基 MS+6-BA6.0mg·L-1+KT0.5
mg·L-1+NAA0.5mg·L-1对愈伤分化的诱导
效果最好,分化形成的不定芽逐渐由浅绿色转变为
深绿色,生长健壮,平均诱导率可达到49.26%。此
外,当培养基中6-BA浓度为6.0mg·L-1时,NAA
的含量逐渐增高时,分化出的不定芽玻璃化的趋势
增强,从而大大降低不定芽的诱导率和再生植株的
质量。
表2 不同激素浓度及配比对凤尾兰愈伤组织分化的影响
Table2 EffectofdifferentcombinationsofhormoneoncalusdifferentiationofY.gloriosaL.
培养基
Culturemedia
KT
/mg·L-1
NAA
/mg·L-1
6-BA
/mg·L-1
愈伤数
Explantsnumber
玻璃率
Ratioofvitrification/%
分化率
Ratioofdifferentiation/%
MS5 0.5 0.1 6.0 90 4.44±1.28c 35.56±5.13b
MS6 0.5 0.5 6.0 90 4.81±0.99c 49.26±4.90a
MS7 0.5 1.0 6.0 90 11.48±1.61b 30.74±1.61b
MS8 0.5 1.5 6.0 90 15.19±1.61b 13.70±1.96c
MS9 0.5 2.0 6.0 90 27.40±4.51a 12.22±1.92c
2.3 活性炭浓度对愈伤增殖培养褐化率的影响
愈伤组织在培养过程中分泌的酚类物质和细胞
本身的老化容易导致其褐化死亡,活性炭可以有效
的吸附酚类物质,减少褐变。由于活性炭具有吸附
的功能,适宜浓度的活性炭可以降低外植体的褐化
率,结果表明 (表3):不同浓度的活性炭对凤尾兰愈
伤褐化的影响差异显著,在花丝愈伤培养过程中,当
愈伤诱导培养基为:MS+6-BA5.0mg·L-1+KT
1.0mg·L-1+2,4-D0.5mg·L-1时,适宜的活性
炭浓度为1.0g·L-1。
表3 活性炭浓度对愈伤褐化率的影响Table3 Effectofactivatedcharoalconcentrationoncalusbrowningrate
培养基
Culturemedia
活性炭浓度
Concentrationofactivatedcarbon/g·L-1
接种愈伤/个
Explantsnumber
褐化率
Browningrate/%
MS10 0.0 120 41.11±3.38ab
MS11 0.5 120 30.56±1.47c
MS12 1.0 120 19.17±1.27d
MS13 2.0 120 34.72±1.90bc
MS14 4.0 120 44.44±2.94a
2.4 不定芽的增殖、生根培养及炼苗移栽
将诱导形成的丛生芽去掉基部的愈伤组织,切
成2~3芽/块,接种到不定芽增殖培养基上:MS+
6-BA3.0mg·L-1+KT0.5mg·L-1+NAA
0.05mg·L-1+椰乳100mL·L-1,诱导形成的不
定芽粗壮,叶色深绿且长势旺盛,增殖率高达3.0。
将3cm高的不定芽直接切下接种到培养基1/2MS
+NAA0.1mg·L-1+椰乳50mL·L-1上,培养
329
草 地 学 报 第20卷
30d后生根率和移栽成活率均可达95%以上。
2.5 利用RAPD对凤尾兰花丝再生植株进行遗传
稳定性分析
利用54个RAPD随机引物,对凤尾兰花丝培养
再生株进行PCR扩增,大部分引物均能扩增出DNA
条带,扩增条带数目和长度各不相同。经反复试验,
其中扩增稳定且条带清晰的引物有12个(表4),每
引物平均扩增出5.2条谱带,最少能扩增出3条,最
多能扩增8条,大小在0.3~3.0kb。研究结果表明,
引物对亲本和再生株扩增图谱一致,没有产生多态性
片段,表明这些片段在供试材料基因组中没有检测出
遗传变异,说明再生植株能够保持遗传上的稳定性。
表4 RAPD引物对凤尾兰花丝再生植株的扩增情况
Table4 RAPDanalysisofY.gloriosaL.with12primers
引物
Primer
序列
Sequences(5′→3′)
扩增带数
No.amplificationbands
引物
Primer
序列
Sequences(5′→3′)
扩增带数
No.amplificationbands
S22 TGCCGAGCTG 6 S366 CACCTTTCCC 4
S24 AATCGGGCTG 4 S375 CTCCTGCCAA 7
S37 GACCGCTTGT 3 S1067 CTTGGGGGAC 5
S79 CAAACGTCGG 8 S1068 CCGAAGGGTG 6
S126 GGGAATTCGG 5 S1405 CCCGAAGCGA 6
S300 AGCCGTGGAA 4 S1414 AAGTGCGACC 4
图1 引物S1405的RAPD扩增图谱
Fig.1 RAPDprofileofY.gloriosaL.plantletsobtainedwithS1406primer
注:M:为分子量标记;CK:为对照植株;1~10:花丝再生植株
Note:M:DNAmarker;CK:Wildplant;1~10:Regenerationplants
3 讨论
3.1 花丝组织培养的优势
组织培养技术不仅为凤尾兰的工厂化育苗提供
了可能,而且可以大大缩短繁殖周期。植物的组织
培养多以茎尖、嫩叶为主,但近年来随着研究的深
入,不同物种的外植体的选择范围逐渐扩展到子房
和花丝等器官[7-8]。由于大部分植物的花丝细小,不
适宜进行组织培养,而凤尾兰的每朵花有雄蕊6
枚,呈内外两轮[9],花丝相对发达,粗大、质地肥厚、
幼嫩且染色体数目与体细胞一致,是组织培养的优
良材料。本研究以凤尾兰的花丝为外植体对其组织
培养过程及再生植株的遗传稳定性进行研究,通过
调节不同激素的种类和配比诱导形成胚性愈伤组
织,进而优化了胚性愈伤组织生长和分化的条件,建
立高效稳定的凤尾兰再生体系。
3.2 玻璃化现象的控制
植物试管苗玻璃化是组培过程中的一大难题,
在多种植物组织培养过程中均有发生[10-11]。研究发
现凤尾兰玻璃苗与正常苗相比,在形态上表现为植
株矮小,生长缓慢,呈半透明状,茎、叶脆且易碎,叶
片皱缩纵向卷曲,叶表缺少角质层蜡质。有学者研
究证实,适当降低培养基中6-BA的浓度均可减轻
429
第5期 赵永钦等:凤尾兰花丝诱导的组培再生体系的建立及遗传稳定性分析
图2 凤尾兰组织培养和植株再生
Fig.2 TissuecultureandplantregenerationofY.gloriosaL.
注:A:凤尾兰花丝;B:花丝愈伤组织;C:愈伤组织分化;D:再生植株增殖;E:再生植株
Note:A:Y.gloriosaL.filament;B:Filamentinducedcalus;C:Calusdiferentiation;D:Regenerationplantproliferation;E:Regenerationplant
玻璃苗的出现[12-13]。因此推测可能是培养基中
6-BA浓度过高是导致试管苗玻璃化的一个重要原
因,因此选择搭配合适种类和浓度的激素十分重要。
另外,本研究还发现在6-BA 浓度不变的条件下,高
浓度的 NAA很容易导致再生芽的玻璃化,这一结
果与 Leshem 等[14]观察到在甜瓜(Cucumismelo
L.)组织培养过程中NAA的用量增加也会导致玻
璃化一致,其原因可能是过量的 NAA诱导了培养
物内源细胞分裂素浓度过高造成的。
3.3 激素的种类和配比与细胞分化的关系
植物激素对细胞的生长、分化、发育等一系列的
生理变化和形态建成起着控制作用,选用恰当的植
物激素种类、用量及配比是组织培养技术中的关键
环节[15]。在植物生长发育过程中,通过转录和翻译
携带遗传信息的基因,有选择地合成某些特殊蛋白
质和酶类来控制植物的新陈代谢活动。而激素的种
类、浓度及配比在组织培养再生过程中起极其重要
的作用。较低浓度的生长素和高浓度的细胞分裂素
有利于胚性愈伤组织分化,但细胞分裂素浓度过高
也会导致其老化死亡[16]。本研究的初始阶段在培
养基中添加了较高浓度的细胞分裂素(6-BA5.0
mg·L-1和KT1.0mg·L-1)和浓度较高的生长
素(2,4-D0.5mg·L-1)成功地诱导了离体花丝启
动,由两端膨大而形成愈伤组织,说明这3类激素
物质较高浓度的配合使用在完成离体花丝的脱分化
过程是必不可少的。这一研究结果与朱家骏等[4]在
研究凤尾丝兰子房组织培养时的结果相似。也就是
说,凤尾兰花丝离体培养过程中必须补充大量的细
胞分裂素,才能顺利通过脱分化与再分化过程。以
往大量有关植物激素控制细胞分化和形态发生的研
究结果,表现出一定的规律性和普遍性,为进一步深
入研究提供了可靠的基础。同时在植物细胞、组织
和器官等培养的研究中也发现,细胞分裂素与生长
素具有一定的拮抗作用,使组织培养过程变得情况
复杂。如何进一步改善和控制植物组织培养过程中
其脱分化与再分化过程,尚待进一步研究。
3.4 无性系变异与分子检测
体细胞无性系的变异是植物微繁过程中需要克
服的一个问题。前人的诸多研究认为,植物组培苗
的遗传稳定可能受基因型、继代培养次数、培养条
件等因素的影响,组织培养后再生株易发生体细胞
无性系的变异[17-18]。培养中产生的变异在外观上很
难分辨,通过表型鉴定也很难检测到,由于传统的检
测手段存在较多的局限性,所以需要从分子水平、细
胞水平来进行快速检测。凤尾兰组培苗一般通过外
植体诱导胚性愈伤组织,然后再从愈伤组织分化出
再生植株,整个过程易发生变异。培养过程中激素
的积累尤其是继代增殖分化阶段愈伤组织的诱导过
529
草 地 学 报 第20卷
程也易引起变异,因此变异检测成了生产中亟待解
决的问题。针对RAPD标记反应条件敏感等特点,
采用标准的试剂和标准的反应程序可以很好的解决
其重复性差这一问题[19]。本研究结果提供的
RAPD检测技术是基于DNA 指纹图谱技术,具有
快速、准确、体系简单的特点,对于样品基因组DNA
的要求较低,可以很方便地用于再生株的无性系变
异检测,从而检测再生体系的稳定性,因而得到广泛
应用[20-22]。研究发现,随机选择的再生植株与对照
植株扩增图谱一致,没有产生差异片段,且试验的重
复性较好,说明再生植株能够保持遗传上的稳定性,
该组培再生体系具有较好的应用价值。
4 结论
本研究首次以凤尾兰花丝为外植体材料,建立
了高效稳定的组培再生体系。以花丝作为外植体进
行组织培养,在灭菌过程中,无需直接接触花丝本
身,可以有效降低组织培养的难度和污染,后期培养
过程中细胞活力较强,从而得到较高的繁殖系数,对
于凤尾兰的组培快繁和工厂化育苗具有重要意义。
1.0g·L-1浓度的活性炭有利于降低外植体的褐化
率。凤尾兰花丝最佳愈伤诱导培养基为:MS+
6-BA5.0mg·L-1+KT1.0mg·L-1+2,4-D0.5
mg·L-1;最佳愈伤组织分化培养基为:MS+6-BA
6.0mg·L-1+KT0.5mg·L-1+NAA0.5mg·L-1;
最佳不定芽增殖培养基为:MS+6-BA3.0mg·L-1+
KT0.5mg·L-1+NAA0.05mg·L-1+椰乳100
mL·L-1,经过30d的诱导,产生大量的丛芽,增殖
率高达3.5左右;在培养基1/2MS+NAA0.1
mg·L-1 上,生根达到95%以上。利用 RAPD分
子标记技术在DNA水平上对再生株进行遗传分析
表明,再生植株能够保持遗传稳定,为工厂化育苗提
供一定技术支持。
参考文献
[1] 陈庆敏,傅茂润,王庆国.凤尾兰中抗果蔬病原菌成分的提取工
艺优化[J].农业工程学报,2007,23(1):268-271
[2] 朱家骏,蒲尚饶.凤尾丝兰子房及其离体培养过程中过氧化物
酶活性研究[J].四川林业科技,1990,11(2):20-23
[3] 朱家骏,王运煌,宋玉池.凤尾丝兰子房离体培养的器官发生及
植株再生[J].武汉植物学研究,1991(3):268-274
[4] 朱家骏,王运煌.凤尾丝兰子房离体培养中的激素效应研究
[J].四川林业科技,1994,15(1):8-13
[5] 庞仪,张月雄,罗远华,等.凤尾兰的组织培养[J].热带农业科
学,2006,26(5):24-27
[6] GuoYD,Yli-MattilaT,PuliS.Assessmentofgeneticvaria-
tionintimothy(PhleumpretenseL.)usingRAPDandUP-
PCR[J].Hereditas,2003,138(2):101-113
[7] 沙红,凯撒·苏来蔓,高燕,等.金康卡百合离体培养和愈伤诱
导的初步研究[J].新疆农业科学,2009,46(6):1318-1321
[8] 葛蓓孛,杨青杰,吴萍,等.细叶百合组织培养植株再生[J].东
北林业大学学报,2010,38(5):54-56
[9] 尚富德,李锁平,崔一蕾,等.凤尾兰胚胎学研究(Ⅰ):花粉粒的
发育和胚囊的形成[J].河南大学学报:自然科学版,2000,30
(3):43-46
[10]Al-AbabnehSS,ShibliRA,KaramMN,etal.Cryopreser-
vationofbitteralmond(AmygdaluscommunisL.)shoottips
byencapsulation-dehydrationandvitrification[J].Advances
inHorticulturalScience,2003,17(1):15-20
[11]CurtisOF,ShettyK.Growthmediumeffectsonvitrification,
totalphenolics,chlorophyl,andwatercontentofinvitro
propagatedoreganoclones[J].ActaHorticulturae,1996,426:
489-497
[12]王爱勤,何龙飞,裴润梅,等.组培条件对不同品种芦荟试管苗
玻璃化的影响[J].中国农学通报,2002,18(5):46-52
[13]周菊华,林证明,梁海曼.控制瑞香试管苗玻璃化的研究[J].
园艺学报,1990,17(3):229-232
[14]LeshemB,ShaleyDP,IzharS.Cytokininasaninducerof
vitrificationinmelon[J].AnnalsofBotany,1988,61(2):255-
260
[15]张莉,张明,高宏秀.兰花组织培养研究进展[J].安徽农业科
学,2005,33(11):2134-2135
[16]NitschJP,NitschC.Haploidplantsfrompolengrains[J].
Science,1969,163(3862):85-87
[17]Raimondi,JP,Masueli,RW,Camadro,EL.Assessmentof
somaclonalvariationinasparagusbyRAPDfingerprintingand
cytogeneticanalyses[J].ScientiaHorticulturae,2001,90(1/2):
19-29
[18]李莉,官春云,刘忠松.植物体细胞无性系变异及其突变体的
RAPD鉴定分析[J].作物研究,2004(S1):376-379
[19]RothuizenJ,WolferenM V.RandomlyamplifiedDNApoly-
morphismsindogsarereproducibleanddisplay Mendelian
transmission[J].AnimalGenetics,1994,25(S2):13-18
[20]于卓,云锦凤,马有志,等.几种小麦族禾草及其杂交后代基因
组DNA的RAPD研究[J].草地学报,1999,7(4):287-292
[21]QinY,GaoLH,PuliS,etal.Shootdifferentiation,regener-
ationofcauliflowerandanalysisofsomaclonalvariationby
RAPD[J].Hereditas,2006,143:91-98
[22]QinY,LiHL,GuoYD.High-frequencyembryogenesis,re-
generationofbroccoli(Brassicaoleraceavar.italica)anda-
nalysisofgeneticstabilitybyRAPD[J].ScientiaHorticultu-
rae,2007,111(3):203-208
(责任编辑 李美娟)
629