免费文献传递   相关文献

Identification and Gene Fine Mapping of an Early Senescent Leaf Mutant esl5 in Oryza sativa

水稻早衰突变体esl5的鉴定及其基因精细定位



全 文 :作物学报 ACTA AGRONOMICA SINICA 2014, 40(7): 1182−1189 http://zwxb.chinacrops.org/
ISSN 0496-3490; CODEN TSHPA9 E-mail: xbzw@chinajournal.net.cn

本研究由中央高校基本科研业务费创新团队项目(XDJK2013A023)和国家自然科学基金项目(31071072; 31371597)资助。
* 通讯作者(Corresponding author): 何光华, E-mail: hegh@swu.edu.cn
第一作者联系方式: E-mail: sangxianchun@163.com
Received(收稿日期): 2013-12-10; Accepted(接受日期): 2014-04-16; Published online(网络出版日期): 2014-05-16.
URL: http://www.cnki.net/kcms/detail/11.1809.S.20140516.1004.031.html
DOI: 10.3724/SP.J.1006.2014.01182
水稻早衰突变体 esl5的鉴定及其基因精细定位
桑贤春 徐芳芳 朱小燕 邢亚迪 何沛龙 张长伟 杨正林 何光华*
西南大学水稻研究所 / 转基因植物与安全控制重庆市重点实验室 / 南方山地农业教育部工程研究中心, 重庆 400716
摘 要: 叶片早衰直接影响作物产量和品质, 鉴定早衰突变体、图位克隆调控基因对于研究植物衰老机制具有重要
的意义。以甲基磺酸乙酯诱变水稻籼型恢复系缙恢 10号, 获得一个早衰突变体 esl5 (early senescent leaf mutant 5), 本
文对其进行了形态鉴定、细胞学观察、理化分析和基因定位等研究。结果表明, 与野生型相比, esl5的苗期叶片正常,
分蘖期呈黄绿色, 孕穗期开始叶片中上部逐渐黄化衰老; 衰老部位的细胞结构异常, 细胞膜降解, 叶绿体基质片层
疏松、排列不规则, 光合色素含量和光合速率极显著下降。此外, esl5 的·OH 和 H2O2含量极显著升高, SOD 和 CAT
的活性则极显著降低。与野生型相比, esl5的生育期延长 20 d左右, 千粒重显著增加, 穗粒数、实粒数和结实率则显
著降低。esl5突变性状受 1对隐性核基因调控, 精细定位在第 3染色体 Indel标记 Indel03-1和 Indel03-2之间 83.4 kb
的物理范围内, 包含 11个注释基因, 这为 ESL5的克隆和功能研究奠定了基础, 也有利于水稻品种的遗传改良。
关键词: 水稻(Oryza sativa); 早衰; 基因定位; 活性氧(ROS); 光系统
Identification and Gene Fine Mapping of Early Senescent Leaf Mutant esl5 in
Oryza sativa
SANG Xian-Chun, XU Fang-Fang, ZHU Xiao-Yan, XING Ya-Di, HE Pei-Long, ZHANG Chang-Wei, YANG
Zheng-Lin, and HE Guang-Hua*
Rice Research Institute of Southwest University / Chongqing Key Laboratory of Application and Safety Control of Genetically Modified Crops
/Engineering Research Center of South Upland Agriculture, Ministry of Education, Chongqing 400716, China
Abstract: Premature senility directly influences crop yield and quality in the production. Therefore, it is crucial to identify early
senescent leaf mutants and then clone genes associated with senescence by map-based strategy, which is significant in the research
of senescence mechanism. An early senescent leaf mutant esl5 has been discovered from the progeny of indica restorer line Jin-
hui10 with seeds treated by ethylmethane sulfonate, this paper performed the studies on its morphological identification, cyto-
logical observation, physiological analysis and gene mapping. The results showed that the esl5 demonstrated normal phenotype at
the seedling stage, displayed yellow green color at the tillering stage, and appeared yellow and senescent leaf blades at booting
stage. Cell structure of the esl5 was badly influenced, showing destroyed cell membranes, loose and irregular stroma lamella in
the section of senescent leaves. Chlorophyll content and photosynthetic rate of the esl5 were significantly lower than those of the
wild type. Besides of the lower activities of SOD and CAT, the higher contents of ·OH and H2O2 were detected in the esl5 than in
the wild type. The growth period of esl5 delayed 20 days, grain number per panicle, filled-seed number and seed setting rate de-
creased significantly, but 1000-seed weight increased significantly at compared with the wild type. Genetic analysis suggested that
the mutant trait was controlled by a recessive nuclear gene, and the ESL5 was fine mapped on chromosome 3 between Indel
markers Indel03-1 and Indel03-2 with 83.4 kb physical distance, containing 11 annotated genes. These results provide a founda-
tion for the cloning of ESL5 by map-based strategy, which is essential in the research of senescence mechanism as well as mo-
lecular breeding in Oryza sativa.
Keywords: Rice (Oryza sativa); Early senescence; Gene mapping; Reactive oxygen species (ROS); Photosynthetic systems
植物衰老是一个细胞程序性死亡的过程, 涉及 叶绿体发育、叶绿素合成与降解、激素和自由基代
第 7期 桑贤春等: 水稻早衰突变体 esl5的鉴定及其基因精细定位 1183


谢等途径, 既受遗传基因的调控, 也受外界环境的
影响[1]。植物衰老的主要特征是叶片黄化、叶绿素
降解和光合作用下降。自然衰老过程中, 营养物质
从叶片转移至种子, 有利于植物的生长繁殖, 是其
长期进化过程中形成的一种适应性[2]。但在农业生
产中 , 叶片早衰则会导致作物产量和品质的下降 ,
如水稻穗中60%~70%的碳是由功能叶合成转运而来
的[3]。水稻不仅是单子叶模式植物, 也是重要的粮食
作物, 克隆水稻早衰基因对探索植物衰老机制和水
稻的遗传改良具有重要的意义。如OsDOS编码一个
水稻CCCH-Type锌指蛋白, 功能缺失促进叶片衰老,
过表达则延缓叶片衰老[4]。
基因克隆的策略很多, 其中, 转录组和蛋白质组
是植物衰老机制研究的常用手段[5]。在双子叶模式植
物拟南芥中, 利用表达谱芯片技术从衰老的叶片中鉴
定到800个上调SAG (senescence-associated genes)[6],
在水稻剑叶自然衰老过程中 , 则检测到533个上调
SAG [7]。全基因组分析获得了大量的SAG, 为从基因
组角度阐释叶片衰老机制奠定了基础, 但是这些SAG
是否直接调控植物衰老尚需进一步的功能验证。图位
克隆是基因分离和功能研究中最直接有效的技术手段,
植物基因组测序的大量完成进一步促进了这一技术的
发展, 其关键是优良突变体的获得[8]。
目前, 在水稻中仅鉴定到十几个叶片自然早衰
突变体, 其中9个基因已定位, 突变体psl1、pgl2、
psl3、pse(t)、es-t、esl2、esl3、sms1和lad的调控基
因分别定位在第2、第8、第7、第7、第5、第4、第5、
第8和第11染色体上 [9-17]; 4个基因已克隆, NOE1与
OsDMI3均与过氧化反应有关, NOE1编码过氧化氢
酶OsCATC, 基因功能缺失通过激活硝酸还原酶产
生大量NO, 从而诱导叶片早衰, noe1突变体内H2O2
的含量显著高于野生型[18]。OsDMI3位于水稻第5染
色体上, 编码Ca2+/CaM依赖型蛋白激酶, 在ABA诱
导的抗氧化防护过程中具有重要的功能, OsDMI3功
能缺陷可造成植株体内H2O2的过量积累, 导致叶片
衰老[19]。RLS1编码一个C端具有ARM结构域的核苷
酸结合蛋白, 参与程序性细胞死亡过程, 叶绿素的
快速降解是导致rls1衰老的主要原因[20]; SPL28编码
网格相关受体蛋白复合体亚基(AP1M1), 参与高尔基
的物质运输途径, 其功能缺失引起植物过敏性反应,
形成叶片类病斑, 导致水稻叶片早衰[21]。
EMS诱变籼型水稻恢复系缙恢10号的种子, 在
其后代中发现了一个稳定遗传的淡叶早衰突变体 ,
暂命名为esl5, 本文对其进行了形态鉴定、理化分析
和基因精细定位等研究, 为下一步基因的克隆和功
能分析奠定了基础, 也有利于水稻的遗传改良。
1 材料与方法
1.1 突变体材料
缙恢10号是西南大学水稻研究所采用花粉管介
导法将高粱DNA导入水稻品系明恢63, 利用分子标
记辅助选择获得的一个晚籼恢复系。以甲基磺酸乙
酯(EMS)诱变缙恢10号的种子 , 从其后代中鉴定到
一个淡叶早衰突变体 esl5, 连续6代种植, 突变性状
均稳定遗传。以粳稻品种日本晴为母本, esl5为父本,
配制杂交组合, 利用 F1和 F2群体进行遗传分析, 并
利用 F2隐性群体进行基因定位。
1.2 测定项目与方法
1.2.1 形态鉴定 田间种植 esl5 及野生型, 株行
距 25 cm×30 cm, 3次重复, 全生育期调查植株表型,
成熟后取小区中间 5 株, 测定有效穗、穗粒数、穗
实粒数、结实率、千粒重、籽粒长和籽粒宽等主要
农艺性状。
1.2.2 光合色素含量和光合作用测定 田间种植
情况下 , 参照文献[22]描述的方法在分蘖期和抽穗
期分别测定 esl5和缙恢 10号的光合色素含量, 并于
抽穗期利用 LI-6400 型便携式光合作用仪测定净光
合速率、气孔导度、蒸腾速率和胞间 CO2浓度。
1.2.3 生理指标检测 参照文献[14]描述的方法
测定超氧阴离子(O2 –)含量; 利用南京建成生物工程
研究所生产的试剂盒, 参照其说明书测定过氧化氢
(H2O2)、·OH、丙二醛(MDA)、可溶性蛋白质(SP)和
脯氨酸(PRO)含量以及超氧化物歧化酶(SOD)、过氧
化物酶(POD)和过氧化氢酶(CAT)活性。
1.2.4 细胞超微结构观察 抽穗期, 取 esl5 和野
生型叶片, 以戊二醛和锇酸双重固定, 不同梯度的
乙醇逐级脱水 , 置换和包埋 , 制超薄切片 , 经醋酸
双氧铀和柠檬酸铅液双重染色后, 利用 H600 型透
射电镜观察并照相。
1.3 DNA的提取
从日本晴/esl5 的 F2群体中分别取 10 株典型的
正常单株和突变单株, 剪取等量叶片混合后构建正
常池和突变池。采用改良的 CTAB 法提取亲本、正
常池和突变池的基因组DNA, 利用碱煮法提取 F2定
位单株的基因组 DNA[23]。
1.4 SSR分子标记分析
参照 http://www.gramene.org/microsat, 由上海
英骏生物公司合成SSR引物序列。PCR总体系12.5 μL,
1184 作 物 学 报 第 40卷


包括 1.25 μL的 10×PCR buffer、0.75 μL的 25 mmol
L–1 MgC12、0.5 μL的 2.5 mmol L–1 dNTPs、7.9 μL
的 ddH2O、1.0 μL的 10 μmol L–1引物、1.0 μL的模
板 DNA和 0.1 μL的 5 U μL–1 Taq DNA聚合酶。PCR
程序为 94℃预变性 3 min; 94 30 s℃ , 56 30 s℃ 、72 ℃
1 min, 35个循环; 再 72℃延伸 10 min。PCR产物经
10%非变性聚丙烯酰胺凝胶电泳, 0.1%硝酸银染色
10 min, 去离子水漂洗 2次, 1.5%氢氧化钠和 0.2%甲
醛显色后, 观察并照相。
1.5 精细定位
利用 NTI vector 11.0 软件对初步定位区间内
93-11和日本晴的DNA序列进行比对, 在差异位点两
侧利用 Primer Premier5.0 软件设计引物, 开发新的
Indel标记。引物的合成、PCR反应和电泳分析同上。
1.6 遗传图谱的构建
定位群体中, 具有 esl5带型的单株记为B, 具有
日本晴带型的单株记为 A, 具有日本晴/esl5 F1杂合
带型的单株记为 H。根据公式[(H+2A)/2n]×100计算
遗传距离并构建连锁图谱, 其中 H 表示定位群体中
出现杂合体带型单株的数量, A 表示出现正常株带
型的单株数, n表示用于定位的隐性群体总株数。
2 结果与分析
2.1 形态鉴定
野生型缙恢 10 号自然生理衰老前叶片一直保持
绿色, esl5 的叶片在苗期呈绿色, 分蘖期逐渐发育成
黄绿色, 孕穗期开始叶尖黄化衰老, 逐渐扩展至整个
叶上部, 一直持续到成熟。esl5 的抽穗期与野生型相
比延迟了 14 d左右, 野生型处于开花状态时, esl5才
刚进入抽穗期, 整个生育期延长了 20 d左右(图 1)。
与野生型相比, 分蘖期 esl5的叶绿素 a和 b的含量显
著下降、类胡萝卜素含量极显著下降; 抽穗期叶绿素
a、叶绿素 b 和类胡萝卜素的含量均极显著下降, 净
光合速率、气孔导度和蒸腾速率也极显著下降, 胞间
CO2浓度则无差异(图 2)。农艺性状分析表明, esl5的
株高略低于野生型, 但差异不显著, 有效穗显著降低,
穗粒数、实粒数和结实率极显著降低, 尤其是结实率,
仅为野生型的 44.57%; esl5的千粒重为 30 g, 极显著
高于野生型的 26.5 g, esl5的千粒重增加是由籽粒宽
和籽粒厚极显著增加造成的(表 1, 图 1-E, F)。

图 1 突变体 esl5及野生型缙恢 10号的形态特征
Fig. 1 Plant morphology of the esl5 and the wild type Jinhui 10
A和 B: 分蘖期野生型(WT)和 esl5植株; C和 D: 分蘖期野生型(左)和 esl5(右)叶尖及叶中下部; E: 野生型和突变体的籽粒;
F: 野生型和突变体的糙米; G: 抽穗期野生型和 esl5的植株; H: 灌浆期野生型(WT)和 esl5的田间表型。
A and B: plants of the wild type (WT) and the esl5; C and D: the apex and the base of leaf blades in the wild type (left) and the esl5 (right);
E: seeds shape of the wild type and the esl5; F: brown rice of the wild type and esl5; G: phenotype of the wild type
and esl5 at the heading stage; H: the wild type and esl5 at the filling stage cultivated in paddy field.
第 7期 桑贤春等: 水稻早衰突变体 esl5的鉴定及其基因精细定位 1185



图 2 esl5及野生型(WT)的光合参数
Fig. 2 Photosynthetic parameters of the wild type (WT) and esl5
A: 分蘖期光合色素含量; B: 抽穗期光合色素含量; C: 抽穗期光合速率(Pn); D: 抽穗期气孔导度(Gs);
E: 抽穗期蒸腾速率(Tr); F: 抽穗期胞间 CO2浓度(Ci)。
A: Photosynthetic pigment contents at tillering stage; B: Photosynthetic pigment contents at heading stage;
C: Photosynthetic rate (Pn) at heading stage; D: Stomatal conductance (Gs) at heading stage; E: Transpiration rate (Tr) at heading stage;
F: Intercellular CO2 concentration (Ci) at heading stage. * P<0.05; ** P<0.01.

表 1 野生型(WT)和 esl5农艺性状分析
Table 1 Agronomic trait of the wild type (WT) and the esl5
材料
Material
株高
Plant height
(cm)
有效穗
Effective
panicle
穗粒数
Grain number
per panicle
穗实粒数
Filled grain
number per
panicle
结实率
Seed setting
rate
(%)
千粒重
1000-grain
weight
(g)
籽粒长
Seed length
(mm)
籽粒宽
Seed width
(mm)
籽粒厚
Seed thickness
(mm)
WT 111.3 13 165 135 81.9 26.5 9.55 2.70 1.99
esl5 107.4 10* 83** 30** 36.5** 30.0** 9.50 2.86** 2.09**
*在 0.05水平上差异显著; **在 0.01水平上显著差异。
* Significantly different at P<0.05; ** significantly different at P<0.01.

2.2 细胞学观察
野生型缙恢 10号剑叶的细胞呈卵圆形, 细胞膜
紧贴细胞壁, 内含叶绿体、线粒体、高尔基体、核
糖体、内质网等细胞器(图 3-A); 叶绿体由叶绿体膜、
类囊体和基质构成, 基质排列规则、致密(图 3-B)。
与野生型相比, esl5的细胞形态没有太大变化, 细胞
膜严重破坏, 液泡变大, 线粒体、高尔基体、核糖体
等细胞器部分或完全降解(图 3-C); 叶绿体膜变薄、
破裂, 基质片层松散、呈线性、排列不规则(图 3-D)。
2.3 理化分析
丙二醛和可溶性蛋白是植物衰老的重要生理指标,
与野生型相比, esl5 的丙二醛和可溶性蛋白含量分别
下降了 32.00%和 39.83%, 均达极显著差异水平(图
4-A, B), 进一步表明 esl5是一个叶片早衰突变体。超
氧阴离子(O2 –)、羟基自由基(·OH)和 H2O2 等活性氧
(reactive oxygen species, ROS)在生物体内过量累积,
可诱发氧化应激反应, 引起细胞内膜脂过氧化以及蛋
白/DNA的损伤等, 导致器官甚至机体的死亡[24]。
esl5 中的 O2 –含量极显著下降, 仅为野生型的
35.0%, H2O2和·OH 的含量则极显著升高, 其中, 突
变体·OH 的含量为 95.95 U mg–1 prot, 与野生型的
58.698 U mg–1 prot相比, 升高了 1.63倍。esl5中 POD
的活性为 48.864 OD470 min–1 g–1 FW, 与野生型的
33.325 OD470 min–1 g–1 FW相比, 升高了 46.63%, 达
1186 作 物 学 报 第 40卷



图 3 野生型(WT)和 esl5剑叶的细胞结构
Fig. 3 Cell structure of flag leaf in the wild type and the esl5
A: 野生型剑叶细胞, 内含正常的细胞器; B: esl5剑叶细胞, 细
胞器部分降解(箭头 1)或完全降解(箭头 2); C: 野生型剑叶的叶
绿体, 内含正常的叶绿体膜和基质片层; D: esl5剑叶的叶绿体,
叶绿体膜破裂(箭头 3), 基质片层疏松、排列不规则(箭头 4)。
A: cell structure of the flag leaf containing normal organelles in the
wild type; B: cell structure of the senescent flag leaf in the esl5,
partially and entirely damaged organelles were marked by arrow 1
and arrow 2, respectively; C: chloroplast with normal membrane,
granum and stroma lamella in the flag leaf of wild type; D: chloro-
plast with destroyed membrane (arrow 3), loose granum and ir-
regular stroma lamella (arrow 4) in the flag leaf of esl5.
到极显著差异水平; esl5的 SOD和 CAT酶活性分别
下降了 41.42%和 25.73%, 与野生型相比也达到极显
著差异水平(图 4)。推测 ROS 积累导致过氧化损伤
可能是造成 esl5早衰的主要原因。
2.4 遗传分析
突变体 esl5和日本晴杂交组合的 F1植株叶色浓
绿, 无早衰表型; F2 群体中, 苗期植株呈正常的绿色,
分蘖后期叶色逐渐分化为绿色和黄绿两类, 绿色植
株的叶色一直保持到成熟, 黄绿色植株则在抽穗期
叶片黄化早衰, 与突变体 esl5 的表型类似。3356 株
F2群体中, 正常型 2546株, 突变型 810株, χ2测验符
合 3∶1的分离比(χ2 = 1.34, χ20.05 = 3.84), 表明 esl5
受 1对隐性核基因调控。
2.5 基因定位
均匀分布于水稻12条染色体上的480对SSR引
物, 112对在日本晴和esl5间呈现多态性, 利用这112
对引物进一步分析正常基因池和突变基因池, 发现,
位于第3染色体上的SSR标记RM6959和RM3400在
基因池之间也表现多态性, 暗示可能的连锁关系。
利用70株典型F2隐性单株进行验证, 初步将ESL5定
位在SSR标记RM6959和RM3400之间, 遗传距离分
别为4.29 cM和3.57 cM (图5)。在初步定位的基础上,
进一步合成新的SSR引物并开发设计Indel标记, 利
用亲本间呈现多态性的标记进行精细定位。结果发

图 4 抽穗期野生型(WT)和突变体 esl5的生理特性
Fig. 4 Physiological characteristics of the wild type (WT) and esl5 at heading stage
A: 突变体 esl5和野生型(WT)的可溶性蛋白(SP)分析; B: 丙二醛(MDA)含量变化; C: 超氧阴离子(O2 –)变化; D: 过氧化氢(H2O2)含量分
析; E: 羟基自由基(·OH)分析; F: 超氧化物歧化酶(SOD)活性分析; G: 过氧化氢酶(CAT)活性分析; H: 过氧化物酶(POD)活性分析。
A: content of soluble protein (SP); B: content of malondialdehyde (MDA); C: content of superoxide anion (O2–); D: content of H2O2; E: content of hy-
droxyl radical (·OH); F: activity of superoxide dismutase (SOD); G: activity of catalase (CAT); H: activity of peroxidase (POD). * P<0.05; ** P<0.01.
第 7期 桑贤春等: 水稻早衰突变体 esl5的鉴定及其基因精细定位 1187


表 2 新开发的 Indel标记
Table 2 Newly designed Indel markers
标记
Marker
正向引物
Forward primer (5–3)
反向引物
Reverse primer (5–3)
Indel03-1 ACCCTAACCACAAATATCGCCTA AGGATGTGGCGGTAGAATGCA
Indel03-2 AGTAGGCGTCGTACTCTTCGTCGT CCAGATCGAGGAGGAGGAGCAG


图 5 ESL5基因在水稻第 3染色体上的分子定位
Fig. 5 Molecular mapping of ESL5 on rice chromosome 3

现, 在 810株 F2隐性单株中, Indel标记 Indel03-1和
Indel03-2 分别有 2 个和 3 个交换株, 且交换单株不
同, 标记的引物序列见表 2。因此, 最终将 ESL5 定
位在标记 Indel03-1和 Indel03-2之间物理距离约 83.4
kb的范围内, 位于 BAC克隆 AC087220.9上(图 5)。
在定位区间内, 检测到 11个注释基因, 其中, 3个编
码转座子蛋白, 3个编码表达蛋白, 2个编码 F-box蛋
白, 其他分别编码蛋白磷酸酶 2C、重金属相关蛋白
以及 LTV1蛋白。
3 讨论
植物衰老通常表现叶片黄化、叶绿体降解、光
合色素和可溶性蛋白含量下降等特性。苗期突变体
与野生型无明显差异, 分蘖期, esl5 的叶色呈淡绿色,
抽穗期叶尖开始黄化衰老, 然后扩展至整个叶片中
上部。esl5 黄化部位的光合色素和可溶性蛋白含量
均极显著下降, 细胞结构异常, 主要表现为细胞膜
破裂、细胞器溶解或部分溶解、叶绿体基质片层疏
松、排列不规则等。
esl5 是一个新型淡叶早衰突变体, 与已报道的
水稻自然早衰突变体明显不同。在水稻中, 已鉴定
的自然早衰突变体除叶片衰老外, 多伴随斑点、不
育等性状, 衰老时期各有异同。psl1苗期叶片即黄化
衰老[9]; pgl2抽穗前倒四叶开始衰老, 抽穗时倒三叶
开始衰老 , 穗完全抽出后 , 倒二叶开始变黄衰老 ,
到灌浆期结束时剑叶完全衰老死亡[10]; psl3 是一个
显性苗期早衰突变体[11]; pse(t)抽穗期首先在老叶上
出现褐色斑点, 接着整个叶片黄化衰老[12]; es-t苗期
叶片即出现黄化衰老, 并伴有铁锈色斑点[13]; esl2在
孕穗期叶片中上部开始出现黄化早衰[14]; esl3 全生
育期内叶片均出现褐化枯死现象[15]。Lad 分蘖后期
表现叶尖卷曲枯死[16], sms1 除叶片早衰外, 还表现
雄性不育[17]。
与野生型相比, esl5的 O2 –含量极显著降低, ·OH
和 H2O2含量则极显著升高。O2 –、·OH和 H2O2是植
物体内 ROS 的主要形式, 是线粒体、叶绿体和过氧
化物酶体等新陈代谢的次生产物, ROS 通常被认为是
一种有毒的化学物质, 也是重要的信号传导分子[25-26]。
其中, ·OH是一种非选择性氧化剂, 也是氧化性最强
的 ROS自由基, 可引发不饱和脂肪酸发生脂质过氧
化, 核酸断裂、蛋白质和多糖分解, 膜结构损伤及功
能丧失。近来发现, ROS不足能导致小鼠精子的不育,
推测生物体内 ROS可能存在一种动态的平衡, 过高
过低都会对细胞造成损伤[27-28]。SOD 是 O2–的主要
清除因子, 可通过歧化反应将 O2 –转化为 H2O2, 再
进一步被 CAT等分解成没有毒害的 H2O和 O2[29-30]。
推测 SOD、CAT 等酶活性的降低, 致使 esl5 产生
的·OH 和 H2O2不能及时清除, 造成 ROS 含量失衡,
导致 esl5叶片的衰老。
本研究中, ESL5被定位在第 3染色体 83.4 kb的
物理范围内, 包含 11 个注释基因, 均没有进行功能
研究。生物信息学分析发现 11个注释基因中, 2个编
码 F-box蛋白, 1个编码蛋白磷酸酶 2C (PP2C)。PP2C
是蛋白磷酸酶的一个分支, 蛋白磷酸酶是蛋白质可
逆磷酸化调节机制中的关键酶 [31]。AtNAP 是一个
NAC 转录因子, 其表达上调促进叶片衰老, 下调则
延迟衰老[32]。SAG113编码一个 PP2C, 是 AtNAP的
直接靶蛋白, 通过调控 ABA介导的气孔运动和水分
流失调控叶片衰老[33-34]。F-box蛋白是植物体内一个
大的蛋白家族, 参与乙烯、生长素、赤霉素、茉莉
酸等激素的信号传导途径, 涉及花器官发育、光形
态建成、胁迫反应等生物学过程[35]。例如, ORE9即
编码一个 F-Box 蛋白, 通过泛素依赖的蛋白质水解调
控衰老相关蛋白, 从而延长拟南芥的叶片衰老[36]。但
F-box 或 PP2C 是否是 ESL5 的候选基因, 尚需进一
步研究。
1188 作 物 学 报 第 40卷


4 结论
esl5 是一个新型淡叶早衰突变体, 苗期叶片正
常, 分蘖后期变成黄绿色, 孕穗期叶尖开始黄化衰
老, 衰老部位细胞膜降解、细胞器部分或完全解体,
叶绿体基质疏松、排列不规则, 光合色素和光合速
率极显著下降。与野生型相比, esl5的 O2 –含量、SOD
和 CAT的活性极显著降低, ·OH和 H2O2含量则极显
著升高, 保护酶活性降低导致 ROS 平衡失调可能是
导致 esl5早衰的主要原因。esl5受隐性核基因调控,
基因定位在第 3染色体上 83.4 kb的物理范围内, 包
含 11个注释基因。
References
[1] Ansari M I, Chen S C G. Leaf senescence: an overview. Intl J
Comput Sci Telecommun, 2011, 1: 110–114
[2] Lim P O, Kim H J, Nam H G. Leaf senescence. Annu Rev Plant
Biol, 2007, 58: 115–136
[3] Wu X Y, Kuai B K, Jia J Z, Jing H C. Regulation of leaf senes-
cence and crop genetic improvement. J Integr Plant Biol, 2012,
54: 936–952
[4] Kong Z, Li M, Yang W, Xu W, Xue Y. A novel nuclear-localized
CCCH-type zinc finger protein, OsDOS, is involved in delaying
leaf senescence in rice. Plant Physiol, 2006, 141: 1376–1388
[5] Guo Y F. Towards systems biological understanding of leaf se-
nescence. Plant Mol Biol, 2013, 82: 519–528
[6] Buchanan-Wollaston V, Page T, Harrison E, Breeze E, Lim P O,
Nam H G, Lin J F, Wu S H, Swidzinski J, Ishizaki K, Leaver C J.
Comparative transcriptome analysis reveals significant differ-
ences in gene expression and signaling pathways between devel-
opmental and dark/starvation-induced senescence in Arabidopsis.
Plant J, 2005, 42: 567–585
[7] Liu L, Zhou Y, Zhou G, Ye R, Zhao L, Li X, Lin Y. Identification
of early senescence-associated genes in rice flag leaves. Plant
Mol Biol, 2008, 67: 37–55
[8] Wang N L, Long T A, Yao W, Xiong L Z, Zhang Q F, Wu C Y.
Mutant resources for the functional analysis of the rice genome.
Mol Plant, 2013, 6: 596–604
[9] Wang J, Wu S J, Zhou Y, Zhou L H, Xu J F, Hu J, Fang Y X, Gu
M H, Liang G H. Genetic analysis and molecular mapping of a
presenescing leaf gene psl1 in rice (Oryza sativa L.). Chin Sci
Bull, 2006, 51: 2986–2992
[10] Zhu L, Liu W Z, Wu C, Luan W J, Fu Y P, Hu G C, Si H M, Sun
Z X. Identification and fine mapping of a gene related to pale
green leaf phenotype near centromere region in rice (Oryza sativa
L.). Rice Sci, 2007, 14: 172–180
[11] Fang L K, Li Y F, Gong X P, Sang X C, Ling Y H, Wang X W,
Cong Y F, He G H. Genetic analysis and gene mapping of domi-
nant presenescing leaf gene PSL3 in rice (Oryza sativa L.). Chin
Sci Bull, 2010, 55: 2517–2521
[12] Li F Z, Hu G C, Fu Y P, Si H M, Bai X M, Sun Z X. Genetic
analysis and high-resolution mapping of a premature senescence
gene Pse(t) in rice (Oryza sativa L.). Genome, 2005, 48: 738–746
[13] Yang Y L, Rao Y C, Liu H J, Fang Y X, Dong G J, Huang L C,
Leng Y J, Guo L B, Zhang G H, Hu J, Gao Z Y, Qian Q, Zeng D L.
Characterization and fine mapping of an early senescence mutant
(es-t) in Oryza sativa L. Chin Sci Bull, 2011, 56: 2437–2443
[14] 徐芳芳, 桑贤春, 任德勇, 唐彦强, 胡宏伟, 杨正林, 赵芳明,
何光华. 水稻早衰突变体 esl2的遗传分析和基因定位. 作物学
报, 2012, 38: 1347−1353
Xu F F, Sang X C, Ren D Y, Tang Y Q, Hu H W, Yang Z L, Zhao
F M, He G H. Genetic analysis and gene mapping of early senes-
cence leaf mutant esl2 in rice. Acta Agron Sin, 2012, 38:
1347–1353 (in Chinese with English abstract)
[15] 苗润隆, 蒋钰东, 廖红香, 徐芳芳, 何光华, 杨正林, 赵芳明,
桑贤春. 水稻早衰突变体 esl3 的鉴定与基因定位. 作物学报,
2013, 39: 862−867
Miao R L, Jiang Y D, Liao H X, Xu F F, He G H, Yang Z L, Zhao
F M, Sang X C. Identification and gene mapping of rice early se-
nescent leaf (esl3) mutant. Acta Agron Sin, 2013, 39: 862−867 (in
Chinese with English abstract)
[16] 杜青, 方立魁, 桑贤春, 凌英华, 李云峰, 杨正林, 何光华, 赵
芳明. 水稻叶尖早衰突变体 lad的形态、生理分析与基因定位.
作物学报, 2012, 38: 168–173
Du Q, Fang L K, Sang X C, Ling Y H, Li Y F, Yang Z L, He G H,
Zhao F M. Analysis of phenotype and physiology of leaf apex
dead mutant (lad) in rice and mapping of mutant gene. Acta
Agron Sin, 2012, 38: 168–173 (in Chinese with English abstract)
[17] Yan W Y, Ye S H, Jin Q S, Zeng L J, Peng Y, Yan D W, Yang W B,
Yang D L, He Z H, Dong Y J, Zhang X M. Characterization and
mapping of a novel mutant sms1 (senescence and male sterility 1)
in rice. J Genet Genomics, 2010, 37: 47–55
[18] Lin A H, Wang Y Q, Tang J Y, Xue P, Li C L, Liu L C, Hu B,
Yang F Q, Loake G, Chu C C. Nitric oxide and protein
S-nitrosylation are integral to hydrogen peroxide induced leaf cell
death in rice. Plant Physiol, 2012, 158: 1451−1464
[19] Shi B, Ni L, Zhang A Y, Cao J M, Zhang H, Qin T T, Tan M P,
Zhang J H, Jiang M Y. OsDMI3 is a novel component of abscisic
acid signaling in the induction of antioxidant defense in leaves of
rice. Mol Plant, 2012, 5: 1359−1374
[20] Jiao B B, Wang J J, Zhu X D, Zeng L J, Li Q, He Z H. A novel
protein RLS1 with NB-ARM domains is involved in chloroplast
degradation during leaf senescence in rice. Mol Plant, 2012, 5:
205−217
[21] Qiao Y, Jiang W, Lee J, Park B, Choi M S, Piao R, Woo M O,
Roh J H, Han L Z, Paek N C, Seo H S, Koh H J. SPL28 encodes a
clathrin-associated adaptor protein complex 1, medium subunit
mu1 (AP1M1) and is responsible for spotted leaf and early se-
nescence in rice (Oryza sativa). New Phytol, 2010, 185: 258−274
[22] Wellburn A R. The spectral determination of chlorophyll a and b,
as well as total carotenoids, using various solvents with spectro-
photometers of different resolution. J Plant Physiol, 1994, 144:
307–313
[23] 桑贤春, 何光华, 张毅, 杨正林, 裴炎. 水稻 PCR 扩增模板的
快速制备. 遗传, 2003, 25: 705−707
Sang X C, He G H, Zhang Y, Yang Z L, Pei Y. The simple gain of
templates of rice genomes DNA for PCR. Hereditas (Beijing),
2003, 25: 705–707 (in Chinese with English abstract)
[24] Sedigheh H G, Mortazavian M, Norouzian D, Atyabi M,
第 7期 桑贤春等: 水稻早衰突变体 esl5的鉴定及其基因精细定位 1189


Akbarzadeh A, Hasanpoor K, Ghorbani M. Oxidative stress and
leaf senescence. BMC Res Notes, 2011, 4: 477
[25] Ray P D, Huang B W, Tsuji Y. Reactive oxygen species (ROS)
homeostasis and redox regulation in cellular signaling. Cell Sig-
nal, 2012, 24: 981−990
[26] D’Autréaux B, Toledano M B. ROS as signalling molecules:
mechanisms that generate specificity in ROS homeostasis. Mol
Cell Biol, 2007, 8: 813−824
[27] Morimoto H, Iwata K, Ogonuki N, Inoue K, Atsuo O, Kanatsu-
Shinohara M, Morimoto T, Yabe-Nishimura C, Shinohara T. ROS
are required for mouse spermatogonial stem cell self-renewal.
Cell Stem Cell, 2013, 12: 774–786
[28] Liu J, Finke T. Stem cells and oxidants: too little of a bad thing.
Cell Metab, 2013, 18: 1–2
[29] Khanna-Chopra R. Leaf senescence and abiotic stresses share re-
active oxygen species-mediated chloroplast degradation. Proto-
plasma, 2012, 249: 469–481
[30] Hung K T, Kao C H. Hydrogen peroxide is necessary for abscisic
acid-induced senescence of rice leaves. J Plant Physiol, 2004,
161: 1347–1357
[31] Fuchs S, Grill E, Meskiene I, Schweighofer A. Type 2C protein
phosphatases in plants. FEBS J, 2013, 280: 681–693
[32] Guo Y, Gan S. AtNAP, a NAC family transcription factor, has an
important role in leaf senescence. Plant J, 2006, 46: 601–612
[33] Zhang K, Gan S S. An abscisic acid-AtNAP transcription fac-
tor-SAG113 protein phosphatase 2C regulatory chain for control-
ling dehydration in senescing Arabidopsis leaves. Plant Physiol,
2012, 158: 961–969
[34] Zhang K, Xia X, Zhang Y, Gan S S. An ABA-regulated and
golgi-localized protein phosphatase controls water loss during
leaf senescence in Arabidopsis. Plant J, 2012, 69: 667–678
[35] 秘彩莉, 刘旭, 张学勇. F-box 蛋白质在植物生长发育中的功
能. 遗传, 2006, 28: 1337–1342
Bei C L, Liu X, Zhang X Y. The function of f-box protein in plant
growth and development. Hereditas (Beijing), 2006, 28:
1337–1342 (in Chinese with English abstract)
[36] Woo H R, Chung K M, Park J H, Oh S A, Ahn T, Hong S H,
Jang S K, Nam H G. ORE9, an F-Box protein that regulates
leaf senescence in Arabidopsis. Plant Cell, 2001, 13:
1779–1790