全 文 ：作物学报 ACTA AGRONOMICA SINICA 2013, 39(4): 599608 http://www.chinacrops.org/zwxb/
ISSN 0496-3490; CODEN TSHPA9 E-mail: xbzw@chinajournal.net.cn

本研究由国家自然科学基金项目 (31170650), 浙江省自然科学基金重点项目 (Z3100473)和国家现代农业产业技术体系建设专项
(CARS-23)资助。
* 通讯作者(Corresponding authors): 王新超, E-mail: xcw75@mail.tricaas.com, Tel: 0571-86653162; 杨亚军, E-mail: yjyang@mail.tricaas.com
第一作者联系方式: E-mail: yccyyx@163.com (岳川), E-mail: zengjm@mail.tricaas.com (曾建明) **同等贡献(Contributed equally to this work)
Received(收稿日期): 2012-09-16; Accepted(接受日期): 2012-12-11; Published online(网络出版日期): 2013-01-28.
URL: http://www.cnki.net/kcms/detail/11.1809.S.20130128.0920.014.html
DOI: 10.3724/SP.J.1006.2013.00599
茶树赤霉素受体基因 CsGID1a的克隆与表达分析
岳 川 1,2,** 曾建明 1,** 曹红利 1,2 郝心愿 1,3 章志芳 1 王新超 1,*
杨亚军 1,*
1中国农业科学院茶叶研究所 / 国家茶树改良中心, 浙江杭州 310008; 2中国农业科学院研究生院, 北京 100081; 3西北农林科技大学
园艺学院, 陕西杨凌 712100
摘 要: GID1 作为赤霉素信号转导的受体, 在赤霉素作用中具有重要作用。采用同源克隆方法, 利用 RT-PCR 和
RACE技术在茶树中克隆到赤霉素受体基因 GID1的 cDNA全长, 命名为 CsGID1a (GenBank登录号为 JX235369)。
该基因全长 1411 bp, 开放阅读框 1023 bp, 编码 341个氨基酸。生物信息学分析显示, CsGID1a编码的蛋白分子量为
38.53 kD, 理论等电点为 5.62; 无信号肽位点, 是非分泌性蛋白, 具有 1个跨膜区, 基因被定位于细胞核内; CsGID1a
氨基酸序列具有激素敏感性脂肪酶(HSL)家族蛋白的 HGG、GXSXG功能域以及羧酸酯酶典型的三级结构; 与其他物
种的 GID1 相似性均在 60％以上, 与葡萄的相似性最大达 87％、进化关系最近。荧光定量 PCR 结果显示, 高浓度
(1.0×10–5 mol L–1) GA3能够下调 CsGID1a的表达, 5 h内的表达呈下降趋势; 随着越冬茶芽萌动进程, CsGID1a表达量
逐渐降低, 特别在 3月初萌发以后变化较大, 推测赤霉素及其受体基因可能与茶树越冬芽解休眠相关。
关键词: 茶树; 赤霉素; GID1; 表达分析; 茶芽解休眠
Cloning and Expression Analysis of Gibberellin Receptor Gene CsGID1a in Tea
Plant (Camellia sinensis)
YUE Chuan1,2,**, ZENG Jian-Ming1,**, CAO Hong-Li1,2, HAO Xin-Yuan1,3, ZHANG Zhi-Fang1, WANG
Xin-Chao1,*, and YANG Ya-Jun1,*
1 National Center for Tea Improvement, Tea Research Institute of Chinese Academy of Agricultural Sciences, Hangzhou 310008, China; 2 Graduate
School of Chinese Academy of Agricultural Sciences, Beijing 100081, China; 3 College of Horticulture, Northwest A&F University, Yangling 712100,
China
Abstract: GID1 (Gibberellin insensitive dwarf1), as the soluble gibberellin (GA) receptor in GA signaling pathway, plays the vital
role in GA reactions. In this study, the homologous gene of GID1 was isolated with RT-PCR and RACE-PCR from tea plant (Ca-
mellia sinensis). The obtained cDNA sequence, named CsGID1a, had the full-length of 1411 bp containing a 1023 bp open read-
ing frame (ORF), encoding 341 amino acid residues, and was submitted to GenBank with accession number JX235369. The bio-
informatics characterization indicated that CsGID1a was a non-secretory protein without a signal peptide. The molecular weight
and theoretic isoelectric point of CsGID1a are 38.53 kD and 5.62, respectively. CsGID1a was located in the nucleus, encoding a
protein with one transmembrane domain. CsGID1a contained hormone sensitive lipsase family (HSL) conserved domains, HGG
and GXSXG motif, and shared the plant carboxylesterase tertiary structure. Homologous alignment and phylogenetic tree showed
that CsGID1a shared over 60% amino acid sequence similarity with that of other species, and had the highest similarity (87%) and
the closest genetic relationship to Vitis vinifera. The real-time PCR analysis showed that the expression of CsGID1a was
down-regulated by high concentration of GA3 (1.0×10–5 mol L–1) and reduced slowly during the treatment for five hours. The fur-
ther experiments suggested that the expression of CsGID1a was also decreased in the process of bud sprouting. These results
demonstrated that CsGID1a and GA could be associated with bud bursting in tea plant in spring.
Keywords: Tea plant (Camellia sinensis); Gibberellin (GA); GID1; Expression analysis; Bud bursting
600 作 物 学 报 第 39卷

赤霉素是一类广泛存在于植物、细菌等生物中
的双萜类化合物, 作为一种重要的植物激素, 它们
能够调控植物生长发育中的多种生理进程, 如植物
茎的伸长、叶的延展、花芽分化以及打破休眠等[1]。
赤霉素通过特殊的转导途径将赤霉素的信号作用于
植物体, 产生赤霉素效应。此过程是在一个复杂而
又巧妙的信号转导通路中实现的。首先, 赤霉素受
体 GID1 (gibberellin insensitive dwarf1)与赤霉素结
合形成二聚体。GID1是一种可溶性的蛋白, 能够将
赤霉素的信号传递给下游元件。它由激素敏感性脂
肪酶(HSL)衍化而来, 还保留了HSL家族 α/β折叠和
催化三联体结构[2]。其三级结构如同一个具有盖子
的口袋, N端的 3个 α螺旋和一个额外环形成“盖子”,
核心结构由 C端 8条 β折叠片和 7个 α螺旋组成[3]。
GID1不与赤霉素结合时, 其 N端延伸段(N-Ex)呈疏
松结构状态, 当 C 端与赤霉素结合后, 赤霉素诱导
GID1 结构变化, N-Ex 可以像盖子一样将赤霉素封
闭在 GID1 内 , 并形成疏水性表面 , 这样易于同
DELLA蛋白结合[4-5]; 然后, GA-GID1同 DELLA结
合形成三聚体。三聚体的形成减弱了 DELLA 蛋白
对植物生长的抑制效应, 促进 DELLA 同一种特殊
的泛素 E3 连接酶复合体(SCFSLY1/GID2)结合, 使得
DELLA蛋白发生聚泛素化随之被 26S蛋白酶降解[6],
解除了对植物生长的抑制, 在植株上产生赤霉素作
用[7-9]。在此过程中 GID1 起到了重要的作用, 作为
信号转导的关键元件, 不仅能与赤霉素结合, 还能
诱导植物生长发育中重要负调控元件 DELLA 蛋白
的降解。
茶树属于多年生常绿植物, 其生长周期受各种物
质作用调控。植物激素是植物生长发育中必需的微量
调节物质, 它们在植物细胞分裂与伸长、组织与器官
分化、开花与结实、成熟与衰老、休眠与萌发、植物
形态建成等方面具有重要作用[10]。研究显示, IAA、
ABA、GA 和 BR 等植物激素在茶树休眠及解休眠过
程中具有重要的作用, 它们的含量变化与休眠及解休
眠的进程呈规律性变化[11-13]。但前人的研究主要是通
过分析植物激素含量的变化等来说明植物激素的调控
作用, 有必要更深入研究其内在的分子机理。近年来
随着分子生物学在茶树研究中的广泛应用, 从分子生
物角度研究植物激素, 如 IAA, 在茶树越冬芽休眠及
解休眠过程中的作用取得了新的进展[14], 而对其他植
物激素, 特别是赤霉素在解除茶树越冬芽休眠作用的
机制还未深入探讨。本研究以赤霉素信号转导关键元
件—赤霉素受体 GID1 为突破口, 克隆了茶树赤霉素
受体(CsGID1a)全长 cDNA, 并对其进行生物信息学和
表达模式分析, 为进一步研究赤霉素在茶树越冬芽解
休眠过程中的作用奠定基础。
1 材料与方法
1.1 材料及总 RNA提取
供试材料为特早生国家级茶树品种龙井 43, 种
植于中国农业科学院茶叶研究所内国家种质杭州茶
树圃。采摘后以液氮速冻并迅速置–80℃冰箱保存待
用。
SMART RACE cDNA Synthesis Kit和 Advantage
Polymerase Mix为 Clontech公司产品(Mountain View,
CA, USA), Prime Script RT reagent Kit、大肠杆菌
TG1感受态细胞、Taq酶购自 Takara公司(大连), 克
隆载体 PCR2.1 vector、逆转录酶 SuperScriptⅢ购自
Ivitrogen 公司(Carlsbad, USA), 琼脂糖凝胶回收试
剂盒购自Axygen公司, RNA提取试剂盒购自天根公
司(Tiangen, 北京)。其余试剂均为国产分析纯。参
照王新超等[15]的方法提取茶树总 RNA。
1.2 基因中间片段 RT-PCR扩增
参考 NCBI GenBank中登录的其他物种赤霉素
受体基因的氨基酸序列, 用 CODEHOP (Consensus
Degenerate Hybrid Oligonucleotide Primers)在线设计
简并引物(http://blocks.fhcrc.org/blocks)。试验中所用
引物见表 1。
依据 CODEHOP 简并引物的退火温度, 设定合
适的 PCR退火温度进行中间片段 RT-PCR扩增。反
应体系为 PCR Mix 45 μL, 模板 cDNA 2 μL, 上下游
引物各 1 μL, ddH2O 1 μL; 反应条件为 94℃ 2 min;
94℃ 30 s, 55℃ 30 s, 72℃ 2 min, 35个循环; 72℃ 10
min。以 1%凝胶电泳检测目的条带, 将 PCR产物回
收纯化后, 连接 PCR2.1 载体, 转化大肠杆菌 TG1,
鉴定并挑选 3 个阳性菌落送上海 Invitrogen 生物技
术有限公司测序。
1.3 5和 3-RACE扩增全长 cDNA
按照 SMART RACE cDNA Synthesis Kit的引物
设计说明及中间片段序列, 设计 5′和 3′-RACE 特异
引物(表 1)进行 cDNA 全长扩增。将 PCR 产物回收
纯化后, 连接 PCR2.1 载体, 转化大肠杆菌 TG1, 鉴
定并挑选 3个阳性菌落测序, 获得 5′和 3′序列, 再用
DNAStar 软件与中间片段拼接, 得到全长 cDNA 序
列。
第 4期 岳 川等: 茶树赤霉素受体基因 CsGID1a的克隆与表达分析 601


表 1 基因克隆及定量 PCR引物
Table 1 Primers for cloning and real-time PCR
引物编号
Primer code
引物序列
Primer sequence (5′–3′)
引物用途
Primer function
G1S GAGATTGTGCCAGTGATTATnttyttycayg
G1A GACTTCACCCACTTCAGAGCAkyccanccrtc
简并引物扩增中间片段 Internal fragment cloning
G3′-RACE GTACCCGCCAATGCCAATCCCGT
G5′-RACE CCATCCATCATCATAGGGACAAGGG
3′和 5′-RACE特异引物扩增全长 3′,5′-RACE cloning
G2S TATACTTGGCTGGAGATAGCTCTGGTG
G2A TGGATTGCACGCTGGATGGTC
CsGID1a荧光定量 PCR CsGID1a real-time PCR amplification
Actin-S CATAACAACAGACTCCTGGCCCTC
Actin-A GATCTTGGCATCCCTCAGCACCTT
Actin 内参扩增 Actin real-time PCR amplification

1.4 CsGID1a序列的生物信息学分析
试验中的核酸和氨基酸序列均从 NCBI 网站上
下载, 利用 NCBI数据库的 BLAST进行同源性比对
分析; 利用 DNAStar 软件进行序列拼接和开放阅读
查询; 利用 ClustalW 软件进行多序列对齐和排序,
使用 GenDOC 和 MEGA5.0 软件输出同源比对和进
化树构建结果[16]; 用 ProtParam 计算蛋白质的相对
分子质量和理论等电点[17]; 用 SingalP 进行信号肽
预测[18]; 利用 SOPMA进行蛋白质二级结构分析[19];
利用 Tmap V6.0.1 预测蛋白质的跨膜结构域; Net-
NES1.1 预测蛋白质的亚细胞定位 [20]; 用 SWISS
MODEL 进行三维结构同源模拟, 然后在 PyMol 软
件中进行序列编辑, 得到三维结构模型[21]。
1.5 CsGID1a基因表达分析
1.5.1 赤霉素处理后基因的表达分析 配制浓度
为 1.0×10–5、3.0×10–6、3.0×10–7 mol L–1 的赤霉素
(GA3), 于晴朗天气用喷雾器均匀喷洒于茶树叶片
上, 对照组用水处理。在喷后 0.25、0.5、1、3和 5 h
取样, 以液氮研磨提取样品总 RNA。以茶树 Actin
基因作为内参基因, 根据 CsGID1a 的序列设计荧光
定量 PCR的上、下游引物(表 1)。按照 Prime Script RT
reagent 试剂盒操作手册合成 cDNA, 稀释 5 倍作模
板。荧光定量反应体系为 SYBR Premix Ex Taq 25 μL,
10 μmol L–1上、下游引物各 1 μL, ROX Dye II 1 μL,
cDNA 2 μL, 加水至终体积 50 μL。反应在 ABI
PRISM 7500实时定量 PCR仪上进行, 95℃变性 15 s,
94℃变性 5 s, 60℃退火延伸 34 s, 40个循环。反应结
束后分析荧光值变化曲线和融解曲线。每个反应重
复 3次, 采用 2–ΔΔCT算法分析结果[22]。
1.5.2 茶树茶芽萌动过程中基因的表达分析 在
越冬茶芽萌动过程中, 即从 2 月初到 4 月初, 每隔
10 d左右取一次顶芽。后续实验参照 1.5.1进行。
2 结果与分析
2.1 CsGID1a全长 cDNA序列的克隆
将CODEHOP设计的简并引物进行RT-PCR扩增,
得到 200 bp 左右的单一条带(图 1-A), 该电泳条带大
小与预测的引物扩增片段的大小一致。测序结果表明
该片段长为 203 bp, 在 NCBI进行 BlastX比对, 结果
显示其与其他物种中的赤霉素受体基因(GID1)具有高
度的相似性。以此中间片段设计 RACE特异引物进行
RACE扩增, 获得长为 800 bp的 5′序列和 1500 bp的 3′
序列, 用 DNAStar 软件将 3 段序列拼接, 获得全长
cDNA 基因序列。该序列包含 1023 bp 的开放阅读框
(ORF), 编码 341个氨基酸(图 2), 将该基因命名为
CsGID1a (GenBank登录号为 JX235369)。


图 1 实验电泳图
Fig. 1 Electrophoresis results of CsGID1a cloning
A: 中间片段; B: 5′片段; C: 3′片段。
A: internal fragments; B: 5′ fragments; C: 3′ fragments.
602 作 物 学 报 第 39卷


图 2 茶树赤霉素受体 CsGID1a的全长序列及推测的氨基酸序列
Fig. 2 Nucleotide and putative amino acid sequence of CsGID1a of tea plant
开放阅读框用下画线标出, 中间序列用阴影标出, 功能域氨基酸用斜体标出, 起始密码子和终止密码子以加粗标出。
The open reading frame(ORF), which initiator codon and terminator codon are shown by bold fonts, is underlined. The sequence fragments of
intermediate are marked in shadow, and GID1 functional domains are denoted in italic type.

2.2 系统发育分析
CsGID1a序列在 NCBI中 BlastX比对结果显示,
其与葡萄(AFG17072.1)的相似性为 87%, 与蓖麻
(XP_002512310.1)、毛果杨(XP_00238407.1)、拟南
芥 (NP_198084.1)、蔷薇 (CAP64325.1)、苹果 (AFD
32892.1)等的相似性分别为 86%、86%、83%、83%
和 75%。
CsGID1a 与其他在 NCBI 上筛选出的相似性较
高的 9 种植物的氨基酸序列的多序列比对(图 3)表明,
它与其他的 GID1 序列具有较高的保守性, 特别是
在 N 端及激素敏感性脂肪酶(hormone sensitive li-
pase, HSL)活性区域 HGG和 GXSXG区域。S (Ser)、
D (Asp)、H (His)是构成 HSL家族催化三联体主要
的氨基酸[23-24], S、D在 HSL家族蛋白和 GID1中都
是保守的, 但GID1中H被 I (Ile)或者V (Val)等取代,
CsGID1a中 H被 I取代。用相邻链接法绘制 CsGID1a
与其他物种的 29个GID1氨基酸序列之间的进化树,
结果显示 CsGID1a与葡萄的VvGID1a聚为一类, 二
者之间的关系最近(图 4)。
2.3 蛋白质理化性质及结构分析
以 ProtParam预测蛋白质的分子量为 38.53 kD,
理论等电点为 5.62。SingalP 进行信号肽预测显示,
该氨基酸序列无信号肽位点, 属于非分泌性蛋白质;
Tmap V6.0.1预测该氨基酸序列显示其有 1个跨膜区,
表明该蛋白质为跨膜蛋白。NetNES1.1 预测蛋白质
的亚细胞定位显示 CsGID1a定位于细胞核内。
SOPMA 预测的 CsGID1a 的蛋白质二级结构显
示, 其与已报道的水稻、拟南芥、葡萄等的 GID1的
二级结构有很好的相似性(表 2)。三级结构分析结果
显示, 同其他 GID1一样, CsGID1a与植物 α/β折叠
第 4期 岳 川等: 茶树赤霉素受体基因 CsGID1a的克隆与表达分析 603



图 3 茶树与其他植物 GID1氨基酸序列比对
Fig. 3 Mutiple alignment of deduced amino acid sequences of CsGID1a with other plant GID1 proteins
方框表示 GID1和 HSL家族的保守域 HGG和 GXSXG; 箭头表示 HSL家族中催化三联体氨基酸的位置。
Sequences boxed represent highly conserved domains HGG and GXSXG of GID1 and HSL; arrows show the three catalytic centers, Ser (S),
Asp (D) and His (H) of HSL family.
604 作 物 学 报 第 39卷


图 4 GID1的进化树分析
Fig. 4 Phylogenetic analysis of the deduced amino acid sequence of GID1

表 2 SOPMA预测的茶树和其他植物中 GID1蛋白质的二级结构比较
Table 2 Comparative GID1 secondary structure of tea plant with other plants by SOPMA (%)
二级结构类型 Secondary structure types 物种
Species α螺旋 Alpha helix 扩展链 Extended strand β转角 Beta turn 无规则卷曲 Random coil
葡萄 Vitis vinifera 31.40 16.86 4.65 47.09
拟南芥 Arabidopsis 31.40 16.57 4.07 47.97
水稻 Oryza sativa 33.90 15.54 5.08 45.48
茶树 Camellia sinensis 31.96 17.89 4.99 45.16

的水解酶超家族中的羧酸酯酶类的结构相似(图 5)。
以上生物信息学分析可以初步确定本试验获得的全
长基因序列为茶树赤霉素受体基因。
2.4 赤霉素处理后 CsGID1a的荧光定量分析
2.4.1 赤霉素处理后 CsGID1a 的表达 以荧光
定量 PCR分析CsGID1a在 0.5 h的表达变化(图 6-A),
表明 3.0×10–6 和 3.0×10–7 mol L–1 的 GA3 处理后,
CsGID1a 的相对表达量与对照的表达量差异不显著,
都在 1.0 左右 ; 而 1.0×10–5 mol L–1GA3 处理后
CsGID1a的表达量明显降低, 只有 0.593。基因的表
达随处理时间的延长而变化(图 6-B), 1.0×10–5 mol
L–1赤霉素处理后 CsGID1a 15 min时的作用最明显,
其表达被迅速抑制, 相对表达量接近于 0, 为 0.029,
处理 3 h其相对表达量最大, 后又降低。在处理 5 h
的过程中 CsGID1a 的相对表达量呈逐渐降低的趋
势。
2.4.2 茶树茶芽萌动过程中 CsGID1a 的表达
在越冬茶芽萌动过程中, 不同阶段茶芽内 CsGID1a
基因的表达随茶芽萌动过程逐渐降低(图 7), 其中在
茶芽膨大萌动过程中即 2 月中下旬(2 月 18 日和 2
月 28日), CsGID1a基因的表达维持在较高水平, 即
4.0以上, 随着芽萌发的加快, 特别是在 3月初(3月
6 日)由萌动期转入鱼叶期的过程中, CsGID1a 表达
量迅速降低到 0.5 以下, 从鱼叶展开到形成一芽一
第 4期 岳 川等: 茶树赤霉素受体基因 CsGID1a的克隆与表达分析 605


叶的过程中 CsGID1a 表达量仍在逐渐降低(3 月 15
日和 3月 27日)。

图 5 茶树赤霉素受体 CsGID1a的三级结构
Fig. 5 Tertiary structure homology-modeling of CsGID1a
CsGID1a形如一个具有盖子的“口袋”, N端 3个 α螺旋和 1个额
外环形成“盖子”, 核心结构由 C端 8条 β折叠片和 7个 α螺旋组
成。赤霉素与受体在核心结构内结合后, GID1能够与 DELLA蛋
白结合, 形成 GID1-GA-DELLA三聚体, SCFSLY1/GID2复合体诱导
DELLA蛋白发生聚泛素化降解, 在植物体内产生赤霉素效应。
The GA-binding pocket, CsGID1a, is formed by the N-terminal lid,
which consists of three helices and an extended loop, and the core
domain comprising an eight-stranded mixed β-sheet and seven
α-helices. Binding of GA to GID1a induces the formation of a
GID1a-GA-DELLA protein complex and, following the ubiq-
uition-ligase complex SCFSLY1/GID2-dependent degradation of
DELLA protein, results in various GA-triggered actions.

3 讨论
3.1 CsGID1a基因的特征
本研究从龙井 43茶树中获得了一个GID1基因,
具有已报道的该基因的特征。CsGID1a的序列长度、
分子质量及等电点等均与其他物种的 GID1 相近;
CsGID1a被定位于细胞核内, 与 Ueguchi-Tanaka等[24]
的报道一致; 其氨基酸序列与报道的 GID1 具有高
度的相似性, 与葡萄、蓖麻、毛果杨、拟南芥等的
相似性都在 80%以上, 进化关系与葡萄的最近; 预
测的二级结构与其他的 GID1 高度相似, 具有 HSL
家族 HGG、GXSXG 保守域和羧酸酯酶 S、D 和 H
催化三联体基本结构。GID1 中 H 发生突变, 被 V
取代, 导致 HSL蛋白失去生物催化活性[24-25]。与其
他 GID1一样, CsGID1a中 H被 I取代。三级结构显
示, 其核心结构由 8条 β折叠片和 7个 α螺旋组成,
形似“袋子”, N端的 3个螺旋和一个环, 构成盖子。
这与报道的 GID1的结构相似, 都属于 α/β折叠水解
酶超家族中的羧酸酯酶家族的三级结构[5,26-27]。与羧
酸酯酶结构不同的是, 在GID1家族中, 其N端 1-62
氨基酸残基形成具有特殊且保守的 N端延伸(N-Ex),
这样的结构对赤霉素受体的功能具有重要作用[26]。
以上分析表明, 茶树 CsGID1a 与其他植物的 GID1
一样都是由 HSL家族蛋白进化而来[2]。GenBank中
陆地棉、拟南芥、蓖麻和葡萄等植物都具有多个
GID1 基因, 茶树具有复杂的遗传关系, 因此茶树中
GID1 基因很可能是多基因家族。新的 CsGID1s 基
因有待继续发掘。
3.2 CsGID1a基因的生物学功能及其表达
已有不少研究表明 GID1 在赤霉素信号转导中
具有重要作用。GID1是一种可溶性的赤霉素受体蛋
白[23], 2005年 GID1基因从水稻中被分离鉴定以后[24],
在其他植物中也相继被克隆[28-31]。拟南芥中的 GID1
基因有 3个, 即 AtGID1a、AtGID1b和 AtGID1c, 它
们在功能上具有冗余且具有组织表达差异性[28]。单
个 GID1 突变后植物正常生长, 但双突变, 特别像
atgid1a-atgid1c 和 atgid1a-atgid1b 突变能够消除茎
的伸长和降低雄花的生殖力 [7,32-33], 三突变植株比
ga1-3更矮小, 表现出严重的赤霉素缺失症[7] 。这些
都是 3种 GID1s的某些特定功能。转基因试验结果

图 6 GA3处理后 CsGID1a的表达
Fig. 6 Expression of CsGID1a under GA3 treatment
误差线表示 3次重复的标准差。Error bars represent standard errors of three replicates.
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图 7 茶芽萌动过程中 CsGID1a的表达
Fig. 7 Expression analyses of CsGID1a during tea bud
bursting
2/18 (2月 18日)和 2/28 (2月 28日)为茶芽萌动期; 3/6 (3月 6日)
和 3/15 (3月 15日)为茶芽鱼叶期; 3/27 (3月 27日)为一芽一叶期。
误差线表示 3次重复的标准差。
2/18(Feb 18) and 2/28(Feb 28): sprouting stage; 3/6(Mar 6) and
3/15(Mar 15): fish leaf stage; 3/27(Mar 27): one leaf and a bud
stage. Error bars represent standard errors of three replicates.

表明, GID1基因表达量上调可以提高转基因植物对赤
霉素的敏感性, 使之表现出赤霉素过量的表型[34-35],
基因突变则可以产生赤霉素缺失表型[33]。有研究显
示, 即使在 GID1 不与赤霉素结合的情况下, GID1
也能够诱导 DELLA蛋白降解, 产生赤霉素效应[36]。
在白杨中已有相关的转基因实验[31], 但在茶树等其
他木本植物中未见研究报道, 有待于应用遗传工程
等手段进一步研究。
本研究表明高浓度 GA3 (1.0×10–5 mol L–1)处理
后 CsGID1a的表达量显著降低, 低浓度对 CsGID1a
基因的影响与对照处理无显著差异, 且在短时内随
处理时间延长表达量降低。高浓度 GA3能够抑制赤
霉素受体基因的表达, 这与 Gao等[37]和 Hirano等[38]
的研究结果相一致。Gao等[37]的研究显示 GA3浓度
从 10–8 mol L–1升高到 10–4 mol L–1过程中 BnGID1a
的表达量逐渐降低, 但上升到 10–5和 10–4 mol L–1水
平时其表达量变化无显著差异。本试验中 GA3浓度
在 10–6和 10–7 mol L–1水平下的表达量与对照表达量
无显著差异, 但此浓度下在拟南芥中均能产生明显
效果 , 这可能是植物材料不同 , 且种类差异较大 ,
造成对 GA3的敏感性存在较大差异。为了进一步研
究 GA3对 CsGID1a基因的作用, 我们测定了 5 h内
CsGID1a的表达变化, 显示 GA3处理 15 min后即可
引起 CsGID1a 的表达变化, 随着处理时间的延长,
CsGID1a 的表达量总体呈下降趋势。这与 Griffiths
等[7]在拟南芥突变体 ga1-3中的研究结果相近, 他们
研究显示在 GA4处理后的 3 h内, AtGID1s都是下降
的。但与 Iuchi等[33]的结果有所差异, 他们的研究显
示在拟南芥种子中随着 GA3处理时间的延长, 从 24
h到 48 h的过程中 AtGID1s的表达量逐渐增大, 这
可能是赤霉素作用存在短时与长期的作用差异, 短
时内抑制 GID1的表达, 但长期来看对 GID1的表达
起刺激作用。以上结果表明, 植物间对 GA3的量的
敏感性存在差异, 但它的作用是一种快速的调控反
应 , 能在短时间内调控内部基因的表达发生改变 ;
GID1-GA-DELLA 复合体具有自我调节功能[37], 高
浓度赤霉素条件下, 植物体能通过降低 GID1 的表
达水平来维持正常生长需要的赤霉素刺激量, 反之
则上调 GID1的表达。
此外, 本研究探究了赤霉素受体基因 GID1 在
越冬茶芽萌动过程中的表达变化, 进一步研究了赤
霉素在促进茶芽解休眠中的作用。赤霉素能够解除
休眠 , 其作用机制与信号转导密切相关 [39]。CsGI-
D1a 基因随着萌动进程表达量降低, 在芽膨大到鳞
片展开的过程中 CsGID1a的表达量急剧降低。从本
研究结果可以看出, CsGID1a 的表达量与 GA3浓度
成负相关关系。在茶芽萌发过程中, CsGID1a表达量
降低, 推测该过程中 GA3 含量有可能是上升的, 并
在茶芽膨大到鳞片展开的过程中迅速上升, 促进休
眠的解除及后续生长。关于 GID1 在木本植物休眠
等生理活动中作用的研究鲜见报道, 仅有部分报道
指出该基因在拟南芥种子萌发中起作用。拟南芥中
3 个 atgid1s 发生单一突变都不影响种子萌发, atgi-
d1a-atgid1c 突变能使萌发率明显降低, 并延迟萌发,
atgid1a-atgid1b-atgid1c 三突变的拟南芥种子不能自
发地萌发[29,33]。茶树等木本植物中, 对赤霉素信号
转导的研究还处于初始阶段, 其信号转导作用与相
关的生理作用之间的联系还有待进一步发现。本试
验研究了赤霉素受体在越冬茶芽解休眠中的表达模
式, 为后续的研究奠定了基础。
4 结论
从龙井 43 中克隆了赤霉素受体基因 CsGID1a,
它具有已报道的其他物种的 GID1基因的基本特征。
低浓度GA3对 CsGID1a基因的影响与对照处理无显
著差异, 高浓度能够抑制该基因的表达, 其在短期
内随处理时间延长表达量降低, 且该基因的表达随
茶芽萌动降低。可能赤霉素及其受体基因与茶树越
冬芽解休眠具有密切的关系。
第 4期 岳 川等: 茶树赤霉素受体基因 CsGID1a的克隆与表达分析 607


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