全 文 ：作物学报 ACTA AGRONOMICA SINICA 2012, 38(1): 23−35 http://www.chinacrops.org/zwxb/
ISSN 0496-3490; CODEN TSHPA9 E-mail: xbzw@chinajournal.net.cn

本研究由国家自然科学基金项目(30771313)和国家科技支撑计划项目(2008BAD97B02)资助。
* 通讯作者(Corresponding authors): 王慧, E-mail: wanghui@scau.edu.cn; 陈志强, E-mail: chenlin@scau.edu.cn
第一作者联系方式: E-mail: guo.tao@vip.163.com, Tel: 020-38604903 ** 同等贡献(Contributed equally to the work)
Received(收稿日期): 2011-05-04; Accepted(接受日期): 2011-09-12; Published online(网络出版日期): 2011-11-07.
URL: http://www.cnki.net/kcms/detail/11.1809.S.20111107.1048.013.html
DOI: 10.3724/SP.J.1006.2012.00023
一个控制水稻叶色白化转绿及多分蘖矮杆性状基因 hw-1(t)的鉴定
郭 涛** 黄 宣** 黄永相 刘永柱 张建国 陈志强* 王 慧*
华南农业大学 / 国家植物航天育种工程技术研究中心, 广东广州 510642
摘 要: 通过空间诱变从光身稻品种 Francis 的 M2群体中发现 1 株叶色白化转绿、多分蘖矮秆突变体 hfa-1。hfa-1
在三叶期之前完全白化, 随后转绿。白化转绿表型受生长发育和温度调控。亚细胞结构观察发现 hfa-1叶绿体发育异
常抑制叶绿素合成, 造成光合效率降低, 产生白化表型。hfa-1 的多分蘖表型是由于高节位分蘖芽激活所致, 初步鉴
定与苗期叶片 IAA (吲哚乙酸)含量无关。hfa-1的矮生性则由节间长度缩短所致, 与苗期 GA (赤霉素)的合成和信号
传导无关。遗传分析表明 hfa-1 的白化转绿、多分蘖矮秆表型受单隐性核基因 hw-1(t)控制。利用 hfa-1 与粳稻品种
02428杂交获得的 F2群体将 hw-1(t)定位在水稻第 4染色体长臂上两个 InDel标记 HW27和 HW7间 46.9 kb的物理距
离内, 该区域有 13个阅读框架, 其中 LOC_Os04g57320编码 IMMUTANTS蛋白, 推测为 hw-1(t)的候选基因。
关键词: 水稻; 白化转绿; 多分蘖矮秆; hw-1(t); 精细定位
Characterizations of a Mutant Gene hw-1(t) for Green-revertible Albino, High
Tillering and Dwarf in Rice (Oryza sativa L.)
GUO Tao**, HUANG Xuan**, HUANG Yong-Xiang, LIU Yong-Zhu, ZHANG Jian-Guo, CHEN Zhi-Qiang*,
and WANG Hui*
South China Agricultural University / National Engineering Research Center of Plant Space Breeding, Guangzhou 510642, China
Abstract: A rice (Oryza sativa L.) mutant hfa-1 exhibiting green-revertible albino, high-tillering dwarf was detected from a M2
population of an American variety Francis by space mutagenesis. hfa-1 displayed distinctive albino before 3rd leaf stage but fi-
nally turned to normal green after 3rd leaf stage, and the expression of this phenotype was conditionally controlled by develop-
ment and temperature. Examining ultrastructure and measuring chlorophyll content indicated that hfa-1 showed albino due to
abnormal development of chloroplast, which resulted in inhibiting chlorophyll synthesis and decreasing photosynthetic efficiency.
Moreover, the increased tiller number of hfa-1 was ascribed to initiate more higher-order tiller buds. Further endogenous hor-
mones analysis demonstrated that the enhanced tillering capacity of hfa-1 might not result from inhibiting the synthesis of IAA. In
addition, the dwarfism of hfa-1 was caused by shortening internodes and was independent of biosynthesis and signal transduction
of GA. Genetic analysis indicated that the phenotype of green-revertible albino, high-tillering dwarf in hfa-1 was controlled by a
recessive nucleic gene, namely hw-1(t). Using a large F2 mapping population derived from a cross between hfa-1 and an japonica
rice variety, 02428, hw-1(t) was fine mapped into a 46.9 kb of physical distance between two InDel markers, HW27 and HW7 on
chromosome 4, where 13 open reading frames were predicted. In the mapping interval LOC_Os04g57320 encoded a
IMMUTANTS protein, which was the most properly candidate gene of hw-1(t).
Keywords: Rice (Oryza sativa L.); Green-revertible albino; High-tillering dwarf; hw-1(t); Fine mapping
叶色突变是高等植物中常见的现象, 多在苗期
表达, 易于识别, 因此苗期叶色常作为叶色突变体
的分类标准。水稻苗期叶色突变体的表型多种多样,
主要分为白化(albino)、黄化(xanthan)、浅绿(virids)、
条纹(striata)、斑点(trgrina) 5大类型[1]。由于叶色突
变多数与叶绿素的代谢相关, 根据突变体的生理机
24 作 物 学 报 第 38卷

理, 也可分为总叶绿素增加型、缺总叶绿素型、缺
叶绿素 a型和缺叶绿素 b型[2]。此外, 还可根据温度
对叶色的影响分类, 例如吴殿星等 [3]将白化叶色突
变体分为高温表达型、低温表达型和温钝型。
叶色突变通常影响植株的光合效率, 造成作物
减产, 过去常被认为是无意义的突变。近年来, 叶色
突变的应用价值被重新认识, 并受到越来越多的关
注。在育种工作中, 叶色变异可作为标记性状, 简化
杂交种子生产程序 [4]; 某些叶色突变体具有特殊的
优良性状, 为作物遗传育种提供优异的种质资源[5]。
在基础理论研究中, 叶色突变体是植物光合作用[6]、
光形态建成 [7]以及抗病机制 [8]等一系列代谢过程的
理想实验材料。
叶色突变可直接或间接影响植物激素的合成 ,
改变内源激素的含量, 并导致突变体表型异常。如
缺乏 GA(赤霉素)的拟南芥白化突变体 dxr表现为植
株矮化[9]。测定叶色突变体内源激素含量, 不但可增
加对激素合成途径的了解[10], 还有利于激素生物合
成相关基因的克隆。水稻 Osaba1 突变体叶色灰绿,
受干旱胁迫时体内 ABA(脱落酸)含量增加, Agrawal
等[11]通过正向遗传学方法从中分离到参与 ABA 生
物合成的基因 OsTATC。因此, 叶色突变体也是激素
生理研究的有用材料。
植物叶色突变的分子机理较为复杂, 对其发生
机制的推测主要有以下几种观点: (1)叶绿素合成和
降解途径中相关基因的突变[12-13]; (2)血红素→光敏
色素生色团生物途径中基因突变[14]; (3)编码叶绿体
蛋白的基因突变[15]; (4)与光合系统无直接关系基因
突变[16]。目前高等植物的叶色突变机理研究多见于
拟南芥, 而水稻则明显滞后。已报道的水稻苗期叶
色突变基因超过 80个, 其中大多数受隐性核基因控
制, 30多个已进行了染色体定位 , 仅有少数几个被
克 隆 (http://www.shigen.nig.ac.jp/rice/oryzabase/top/
top.jsp)。显然, 水稻叶色突变机理的研究仍有待深
入开展。
白化转绿是叶色白化突变的一个特例, 主要表
现为苗期白化, 随后叶色逐渐转绿, 最终叶色恢复
正常。已报道的白化转绿突变体超过 10个[17-28]。尽
管白化转绿突变体的叶色表型不尽相同, 但转绿后
多数农艺性状与野生型相似。本课题组通过空间诱
变获得一株白化转绿突变体 hfa-1, 它与以往报道的
不同, 除了白化转绿表型外, 还伴随多分蘖矮秆等
农艺性状的变化。本研究拟通过农艺和生理性状调
查、亚细胞结构观察以及基因定位研究白化转绿突
变体 hfa-1, 为水稻白化转绿机制提供部分理论依
据。
1 材料与方法
1.1 水稻材料
2003 年利用返回式卫星搭载美国光身稻品种
Francis干种子于太空飞行 18 d (卫星倾斜角度 63°,
近地距离和高地距离分别为 175 km 和 320 km, 辐
射剂量为 2.656 mGy)。将空间诱变种子与对照一起
萌发, 移植 M1代单株, 成熟时收获单株主穗, 混合
主穗种子得到 M2代种子。移植 M2代单株, 常规田
间管理, 在 M2群体中发现一株白化转绿、多分蘖矮
秆突变体。经过连续 4 代的自交繁殖获得稳定突变
株系, 命名为 hfa-1。将 hfa-1分别与 Francis和 02428
杂交获得 2 个 F2 群体用于遗传分析。其中 hfa-1×
02428 F2群体同时用于突变基因的精细定位, 包含 3
317个单株。
1.2 外源赤霉素处理
采用微滴法分析外源赤霉素处理对苗高的影
响[29]。取突变体 hfa-1 和亲本 Francis 种子各 30 粒,
用 3% NaClO 溶液浸泡消毒 30 min, 蒸馏水冲洗 3
次, 30℃培养 2 d。将萌发种子置 1%琼脂培养基上,
30℃光照培养。在水稻幼苗第 2片叶鞘长出 2 d后,
用含 10 g L−1 GA3的乙醇溶液处理胚芽鞘, 3 d后测
量第 2 片叶鞘长度 , 求平均值和标准差。对照以
ddH2O代替 GA3处理胚芽鞘, 其余操作同上。
1.3 α-淀粉酶活性测定
采用碘熏蒸法测定 α-淀粉酶活性[30]。
制配 0.2%马铃薯淀粉和 2%琼脂溶液, 含 10
mmol L−1的 NaAc和 2 mmol L−1的 CaCl2, pH 5.3。
高压灭菌, 冷却到 50℃以下, 加入适量氨苄青霉素,
加入GA3使浓度为 1 μmol L−1 (对照不加GA3), 制备
琼脂平板。种子去壳, 用 30%的 NaClO表面灭菌 30
min, 再用蒸馏水清洗 6 次。将种子切成两半, 无胚
的一半垂直放在凝固的琼脂平板上, 用封口膜密封
培养皿, 30℃黑暗条件下培养 4 d。用 I2蒸汽熏蒸使
培养皿中的琼脂平板染色, 有淀粉酶分泌的半粒种
子周围由于淀粉的降解而呈现无色透明, 没有淀粉
酶分泌的则转变为蓝紫色。
1.4 IAA和 GA的提取及含量测定
根据Dobrev的HPLC法[31]稍加修改提取和测定
植物激素 IAA (吲哚乙酸)和 GA。分别从 3株六叶期
第 1期 郭 涛等: 一个控制水稻叶色白化转绿及多分蘖矮杆性状基因 hw-1(t)的鉴定 25


幼苗取等量新鲜叶片, 加液氮研磨, 按 10 mL g−1加
入预冷(−20 )℃ 酒精/水混合液(5/1, V/V), −4℃过夜萃
取。8 000×g离心 15 min使固液相分离, 重新萃取不
溶性残渣 12 h。将 2 次萃取的上清液混合, 真空旋
转干燥至第二相。加入等体积石油醚, 过滤 15 min
除去油脂和部分植物色素; 重复抽提两次, 弃石油
醚相。用等体积的乙酸乙酯萃取水相 2 次, 弃水相,
真空干燥有机相。残留物溶于 5 mL 100%蚁酸, 以
多微孔膜(0.45 µm)过滤。每个样本取 20 µL 注入
HPLC 仪(LC-20AT, Shimadzu, 日本), 流速 1 mL
min−1, 以 UV 检测探头在波长 254 nm 下连续监控
20 min。流动相由甲醇/水/乙酸(45/54.4/0.6, V/V/V)
组成。分别将 IAA 和 GA3溶于甲醇/水(4/1, V/V)配
成标准液(2 mg mL−1), 并稀释成 5个不同数量级浓
度。
1.5 突变体对温度的敏感性
采用相同光强度、光周期和不同温度(15℃、
20℃、25℃、30℃、35 )℃ 在人工气候箱(RXZ-280B,
江南, 中国)中培养突变体和亲本, 观察第 1~4 叶片
颜色变化。
1.6 净光合率和叶绿素含量测定
在 LED光源下采用便携式光合测定仪(Li-6400,
Lincoln, 美国)于苗期和拔节期测定突变体和亲本
上二叶的净光合率, 检测时间为上午 8:30~10:00。其
后分别从每个处理取 3 株材料的新鲜叶片, 等量混
合(0.1~0.5 g), 用 95%丙酮抽提 48 h。采用分光光度
计分别测定抽提液在波长 645 nm和 663 nm下的OD
值。利用 Arnon等[61]的方法计算总叶绿素、叶绿素
a和叶绿素 b的含量, 每个处理重复 3次。
1.7 叶绿体超微结构观察
将水稻幼苗不同时期的叶片切成小块(3 mm ×
1 mm), 用 4%戊二醛溶液固定(含 0.1 mol L−1 pH 7.3
磷酸缓冲液和 1%锇酸)。再以不同浓度乙醇溶液脱
水, 环氧树脂 812包埋, 超微切片机(UCT, Leica, 德
国)切片 , 电子显微镜(Tecnai12, FEI, 荷兰)下观察
叶绿体超微结构并照相。
1.8 DNA提取及 PCR检测
采用 CTAB 法[32]提取水稻基因组 DNA。PCR
扩增体系含 2×PCR Reaction Mix 10 µL (含 100
mmol L−1 KCl、20 mmol L−1 Tris-HCl、3 mmol L−1
MgCl2、400 mmol L−1 dNTP), Taq DNA聚合酶(5 U
µL−1) 0.2 µL, 引物(10 µmol L−1)各 1 µL, 模板 DNA
1 µL, 超纯水补至 20 µL。反应条件为 94℃预变性
5 min; 94℃变性 30 s, 55℃退火 30 s, 72℃延伸 30 s,
35个循环; 72℃延伸 7 min。扩增产物经 8.0%非变性
聚丙烯酰胺凝胶电泳(电泳缓冲液 1×TBE, 电压 75 V,
时间 2.5 h), 0.1% AgNO3染色, BIORAD凝胶成像系
统观察、照相、读带。
1.9 SSR标记来源及 InDel标记的开发
选择已公布的 SSR 标记用于突变基因定位, 引
物序列来自 http://www.gramene.org/。
按照 Shen 等[33]的方法, 在 NCBI (http://www.
ncbi.nlm.nih.gov/)上对粳稻日本晴和籼稻 93-11已公
布的核苷酸序列进行BLAST对比, 在已定位区间内
寻找插入缺失 5~20 bp 的序列, 根据其上下游序列
设计 InDel标记引物。
1.10 连锁分析
采用 Michelmore 等[34]提出的近等基因池分析
法筛选突变基因连锁标记。在 F2群体中随机挑选 10
个突变表型植株和 10个正常表型植株, 分别取等量
DNA混合, 构建两个基因池。通过引物筛选寻找基
因池间扩增有差异的标记, 再用分离后代单株验证
该多态性标记是否真正与目标基因连锁。利用
MAPMAKER 作图软件构建目标基因区域的连锁图
谱。通过 Gramene 网站(http://www.gramene.org/)查
找与突变基因紧密连锁标记在水稻基因组(日本晴)
上的位置, 构建覆盖目的基因的物理图谱。用禾本
科基因组自动注释系统(http://www.gramene.org/)预
测候选区域的基因组序列可能的编码区(ORF)。
2 结果与分析
2.1 hfa-1叶色受生长发育和温度调控
三叶期之前, 突变体 hfa-1的第 1和第 2片叶为
白色, 随后逐渐转绿(图 1-A~D), 三叶期之后, 叶片
由叶基到顶端, 叶脉至叶缘完全转绿, 有时新分蘖
叶片也为白色 , 但很快转绿。相反 , 突变体亲本
Francis叶片在不同生长发育时期均为绿色。人工控
温条件下, 突变体亲本 Francis 叶色未受温度影响,
而 hfa-1 的白化转绿表型则受温度调控(图 1-E~H),
当温度为 25~30℃时 , 叶片完全白化 , 温度介于
15~20℃时, 叶片为黄白色。显然, hfa-1的叶片颜色
同时受植株的生长发育和外界的温度调控。
2.2 叶绿素缺失导致 hfa-1叶片白化
为进一步研究突变体的白化转绿表型, 分别于
水稻二叶期(白化期)和拔节期(转绿期)测定突变体
和亲本叶片的叶绿素含量和净光合速率(表 1)。结果
26 作 物 学 报 第 38卷


图 1 苗期突变体 hfa-1 与亲本 Francis 的表型
Fig. 1 Phenotypes of the mutant hfa-1 and the wild type
Francis at seedling stage
A~D: 第 1~4叶期突变体和亲本表型; E~H: 不同温度(15℃、
20℃、25℃、30℃)下突变体和亲本的表型。左边为 hfa-1, 右边
为 Francis。
A–D: Phenotypes of the mutant and the wild type at the 1st−4th leaf
stages; E–H: Phenotypes of the mutant and the wild type under
different temperatures (15℃, 20℃, 25℃, 30℃). Left: hfa-1; Right:
Francis.

表明, 二叶期突变体的叶绿素含量和净光合速率明
显不同于突变体亲本。突变体叶绿素 a、叶绿素 b
和总叶绿素含量分别只有亲本的 3.57%、1.41%和
3.05%, 而叶绿素 a/叶绿素 b 比值(6.56)显著高于突
变体亲本。与叶绿素含量减少相对应, 苗期突变体
净光合速率比亲本减少 35.3%。突变体叶片转绿后,
两者的叶绿素含量和净光合速率并没有显著差异 ,
表明突变体的叶绿素含量和净光合速率已经到达正
常水平。上述结果揭示突变体白化是叶绿素缺失的
一种表型。
2.3 hfa-1叶绿体结构异常
利用电子显微镜观察不同时期 hfa-1 和突变体
亲本叶片细胞的超微结构。结果表明, 白化期突变
体叶片细胞超微结构与亲本明显不同。不同发育时
期亲本的叶绿体均正常发育, 含有大量的叶绿体基
粒、淀粉粒和整齐排列的类囊体薄片(图 2-A)。突变
体白化期叶绿体的多数细胞质和细胞器分散到细胞
壁周围 , 整个细胞严重降解 , 形成大空隙(图 2-B);
质体数量少且体积小, 除内外膜, 其他部位缺失叶
绿体基粒和类囊体薄片(图 2-C, D)。转绿期突变体部
分质体迅速生长, 叶绿体基粒和类囊体薄片数量快
速增加; 完全转绿后, 突变体叶绿体发育恢复正常,
叶绿体变为椭圆形且类囊体膜逐渐增加并按顺序排
列(图 2-E, F)。上述结果揭示突变体质体发育不良导
致叶绿体结构异常, 最终影响叶绿素合成。

表 1 突变体 hfa-1 与亲本的叶绿素含量和净光合速率
Table 1 Content of chlorophyll and the photosynthetic rate of the mutant hfa-1 and the wild type ( x ±SE)
生长期
Developmental stage
材料
Material
叶绿素 a
Chl-a
(mg g−1)
叶绿素 b
Chl-b
(mg g−1)
叶绿素 a + b
Chl-a + Chl-b
(mg g−1)
叶绿素 a/b
Chl-a/b
净光合率
Net photosynthetic rate
(µmol CO2 m−2 s−1)
hfa-1 0.08±0.00* 0.01±0.01** 0.09±0.01** 6.56±1.99* 6.92±0.82** 二叶期
2nd leaf stage Francis 2.24±0.14 0.71±0.05 2.95±0.20 3.14±0.04 10.70±0.15
hfa-1 2.18±0.11 0.71±0.03 2.89±0.14 3.05±0.03 13.08±0.67 拔节期
Jointing stage Francis 2.30±0.12 0.79±0.04 3.09±0.16 2.92±0.08 14.11±0.86
** 表示极显著差异(1%); * 表示显著差异(5%)。
** Significant difference at the 1% levels; * significant difference at the 5% levels.

2.4 hfa-1表现多分蘖矮秆
hfa-1叶片转绿后比亲本提前进入分蘖期, 并出
现多分蘖表型。田间种植的突变体平均分蘖数为
41.4, 比亲本平均分蘖(7.8)增加 4.31倍(图 3和表 2)。
移栽后 8.7 d, hfa-1主茎第一节开始长分蘖芽, 而亲
本则迟至移载后 19.2 d。另外突变体的分蘖天数比
亲本延长 48.9% (40.5±1.0 vs 27.2±1.6)。亲本分蘖主
要发生在第 2到第 7节, 分蘖芽集中在上面 3节, 而
突变体的分蘖芽却一直长到第 8 节。此外, 突变体
主要由 2 次和 3 次分蘖组成, 而亲本则完全由 1 次
和 2 次分蘖组成。上述结果表明突变体的分蘖生长
模式发生了改变。
除多分蘖外, hfa-1同时伴随植株矮化(图 4-A)。
与亲本(93.28 cm ± 1.17 cm)相比, 抽穗期 hfa-1株高
(67.88 cm ± 0.38 cm)减少 27.2%。为鉴定 hfa-1的节
间伸长模型, 分别测量突变体和亲本的地上部节间
及穗长度。结果表明, hfa-1 的穗和所有节间长度均
比突变体亲本缩短, 其中底部 3 个节间最为明显。
从上到下突变体的穗和节间长度分别减少 31.02%、
33.89%、37.55%、59.51%、50.25%和 50.83% (图 4-B,
第 1期 郭 涛等: 一个控制水稻叶色白化转绿及多分蘖矮杆性状基因 hw-1(t)的鉴定 27



图 2 突变体 hfa-1 与亲本的透射电子显微镜分析
Fig. 2 TEM analysis of the wild-type and the hfa-1 mutants
A: 突变体亲本的叶肉细胞和叶绿体; B: 二叶期突变体的叶肉细胞; C: 二叶期突变体的初期质体; D: 二叶期突变体的纺锤状质体; E:
三叶期突变体的叶绿体; F: 突变体转绿后的叶绿体。C: 叶绿体; CW: 细胞壁; G: 叶绿体基粒; M: 线粒体; N: 核仁; O: 嗜锇球; P: 质
体; S: 淀粉粒; V: 泡囊。
A: Mesophyll cells and chloroplasts of the wild-type; B: Mesophyll cells of the mutant at the 2nd leaf stage; C: Initial developing plastid of
the mutant at the 2nd leaf stage; D: Fusiform plastid of the mutant at the 2nd leaf stage; E: Chloroplasts of the mutant at the 3rd leaf stage. F:
Chloroplasts of the mutant after turning into green. C: chloroplast; CW: cell wall; G: grana; M: mitochondrion; N: nucleolus; O: osmiophilic
globule; P: plastid; S: starch particle; V: vesicle.


图 3 hfa-1 的多分蘖特性
Fig. 3 High tillering capacity of hfa-1
A: 箭头所指为 hfa-1的第 1个分蘖, 亲本此时尚未分蘖; B: hfa-1
与突变体亲本的分蘖数组成; C: hfa-1和突变体亲本分蘖数的动
态分析。
A: The first tiller of hfa-1. The arrow indicates the first tiller in
hfa-1, which is absent in wild type (WT) at this stage. B: Tiller
composition of hfa-1 and WT. C: Dynamic analysis of tiller number
between hfa-1 and WT.
C)。根据 Takeda[35]制定的矮秆突变体划分标准 ,
hfa-1应属 dn型矮秆突变体。
2.5 hfa-1多分蘖表型与苗期叶片 IAA含量无关
植物侧芽生长高度依赖于环境因子和激素信号
传导的调节。IAA 对侧芽发育的生理过程起重要的
调节作用。有研究表明 IAA在顶端合成并向下通过
极性运输抑制侧芽生长[36]。禾本科作物生长同样受
IAA 诱导的顶端优势影响, 去除或削弱 IAA 活性可
以解除顶端优势对分蘖芽生长的抑制[37]。本研究测
定苗期突变体和亲本 IAA 的含量。结果显示, 突变
体 IAA 的含量分别为(3.80±0.55) µg g−1, 比突变体
亲本(3.48 µg g−1 ± 0.51 µg g−1)略有增加, 但无显著
差异(图 5)。表明突变体多分蘖表型与苗期叶片内源
激素 IAA含量无关。
2.6 hfa-1 的矮生性与 GA 的合成和信号传导无
关
植株的矮化常常与赤霉素(gibberellin acid, GA)
等植物激素的生物合成或信号传导有关[38-39]。为研
究突变体矮生性与 GA 合成和信号传导间的关系,
28 作 物 学 报 第 38卷

表 2 hfa-1 与突变体亲本的分蘖特性
Table 2 Tillering characteristics of hfa-1 and the wild type ( x ±SE)
材料
Material
Francis hfa-1
总分蘖数 Total No. of tillers 7.8±0.5 41.1±2.0**
分蘖节 Tillering node II-VII I-VIII
有效分蘖数 No. of effective tillers 6.4±0.3 37.0±2.0**
移栽后分蘖天数 Days of tillering after transplantation (d) 19.2±0.8 8.7±0.5**
分蘖持续天数 Days of tillering duration (d) 27.2±1.6 40.5±1.0**
**表示极显著差异(1%); *表示显著差异(5%)。
** Significant difference at 1% levels; * Significant difference at 5% levels.

图 4 抽穗期突变体 hfa-1 和亲本的表型
Fig. 4 Phenotypic analysis of the mutant hfa-1 and the wild type
A: 抽穗期 hfa-1与突变体亲本植株表型, 标尺示 10 cm; B: hfa-1与突变体亲本穗和节间形态; C: hfa-1与突变体亲本穗和节间长度比
例, P: 穗, I–V: 顶端到底部节间; D: 矮秆突变体节间伸长模型[35]。
A: Phenotype of the mutant and wild-type (WT) at heading stage, bar 10 cm. B: Phenotypic exhibition of panicle and internodes of the mutant
and the wild type. C: Comparison of the contribution of panicle and each internodes to the plant height in the mutant and the wild type; P:
panicle, I–V: the respective internodes from top to bottom. D: Internodes elongation patterns of various rice dwarf mutants and wild type[35].


图 5 苗期突变体 hfa-1 和亲本内源激素(IAA, GA)的含量
Fig. 5 Endo-hormones (IAA, GA) contents of hfa-1 and the
wild type at seedling stage

本研究测定了突变体和亲本的内源 GA 含量及 α-淀
粉酶活性, 并分析外源 GA3处理对第 2 片叶鞘的影
响。结果表明, 苗期突变体和亲本内源 GA 含量分
别为(11.00±1.02) µg g−1和(11.65±1.59) µg g−1, 两者
并无显著差异(图 5)。与未施加外源 GA3相比, 外源
GA3处理下突变体和亲本间第 2 片叶鞘增加长度和
长度比例均相近(表 3)。此外, 突变体和亲本在外源
GA3诱导下 α-淀粉酶活性相似(图 6)。上述结果揭示
hfa-1 属 Ebisu 型矮化突变体[40], 表明 hfa-1 的矮生
性与 GA的合成和信号传导无关。
2.7 hfa-1突变表型受隐性单基因控制
hfa-1 的 M1~M6 代均出现相同的突变表型, 表
明变异表型并非由环境因素造成, 而是由基因突变
所致。将突变体与表型正常的品种, 如野生型亲本
Francis 和 02428 杂交, F1植株的株高、分蘖数和叶
色均与表型正常亲本相似。根据叶片颜色, 每个 F2
群体的单株均可划分为两类 , 其中一类表型正常 ,
另一类与突变体相似, 且分离比例符合 3∶1 (表 4)。
F2 群体的白化植株均伴随多分蘖矮秆性状, 而叶色
正常单株的分蘖数和株高均正常, 表明多分蘖矮秆
和白化转绿属共分离性状。上述结果表明 hfa-1的突
变表型受一对隐性核基因控制, 暂命名为 hw-1(t)。
2.8 hw-1(t)基因的定位
为定位白化转绿、多分蘖矮秆基因 hw-1(t), 首
先选择 408个均匀分布于水稻染色体上的 SSR标记,
逐个在白化、绿叶基因池间进行多态性分析, 然后
第 1期 郭 涛等: 一个控制水稻叶色白化转绿及多分蘖矮杆性状基因 hw-1(t)的鉴定 29


表 3 GA3 处理对突变体 hfa-1 和亲本第 2 片叶鞘长度的影响
Table 3 The 2nd leaf sheath elongation of the mutant hfa-1 and the wild type with GA3 treatment
第 2片叶鞘长度 Length of the 2nd leaf sheath (cm)材料
Material −GA +GA
增加长度
Elongation length (cm)
比例(+GA/−GA)
Ratio (+GA/−GA)
hfa-1 2.76±0.07 5.99±0.06 3.23±0.07 2.17±0.06
Francis 2.87±0.16 6.04±0.08 3.17±0.16 2.10±0.08
+GA3表示添加 GA3; −GA3表示没有添加 GA3。
+GA3 means GA treatment; −GA3 means without GA treatment.


图 6 hfa-1 和亲本 α-淀粉酶诱导实验
Fig. 6 Plate assay of α-amylase induction on hfa-1 and the
wild type (WT)
+GA3表示添加 GA3; −GA3表示没有添加 GA3。
+GA3 means GA treatment; −GA3 means without GA treatment.

表 4 F2 群体白化和绿叶植株的分离
Table 4 Segregation of albino and green plants in F2 popula-
tions
组合
Cross
F2群体
F2 popula-
tion
正常表型
Normal
type
突变表型
Mutant
type
χ2
(3:1)
hfa-1×Francis 1223 943 280 2.78
Francis×hfa-1 598 467 131 2.89
hfa-1×02428 1428 1089 339 0.72

利用在 2个池间表现出多态的标记进一步检测 F2群
体, 确定是否与 hw-1(t)存在连锁关系。结果第 4 号
染色体上 35 个供试 SSR 标记有 2 个(RM17605 和
RM1113)在基因池间表现多态性。进一步用
RM17605和 RM1113检测 126个 F2白化单株, 结果
表明, hw-1(t)与 RM17605 存在 15 个重组, 而与
RM1113 存在 6 个重组。 hw-1(t)被初步定位在
RM17605~RM1113区域内(图 7)。
为精细定位 hw-1(t), 将 F2作图群体增加至 1 882
个白化单株并用标记 RM17605和 RM1113检测。结
果在 hw-1(t)与 RM17605 之间共检测到 56 个重组,
而 hw-1(t)与 RM1113 之间存在 11 个重组。根据重
组率计算其遗传距离 , hw-1(t)与 2个标记间的距离
分别为 1.55 cM和 0.44 cM (图 7)。
为了进一步缩小 hw-1(t)的定位区间, 根据粳稻
品种日本晴和籼稻品种 9311的基因组序列差异, 在
RM17605 和 RM1114 区间内开发 38 个 InDel 标记,
其中 7个标记在 hfa-1和 02428间存在多态性(表 5)。
连锁分析发现在 F2 (hfa-1×02428)群体中 HW2、
HW21、HW15、HW3、HW27、HW7与 hw-1(t)间分
别发生 42、30、24、22、9、7 和 2 重组事件, 而
HW36与 hw-1(t)间则出现零重组。根据重组结果, 最
终将 hw-1(t)定位在 HW27~HW7 区间内, 遗传距离
分别为 0.186 cM和 0.053 cM (图 7-C)。
2.9 hw-1(t)定位区域物理图谱构建
从 Gramene 数据库(http://www.gramene.org/)下
载 hw-1(t)基因所在区域的克隆序列, 根据克隆之间
的重叠关系将克隆首尾相连 , 随后将 RM17605~
RM1114之间的多态性标记与克隆序列整合, 9个与
iga-1 座位紧密连锁的多态性标记锚定在 AL606999、
AL606646、AL606619和 AL606652 四个克隆上(图
8), 其中与 hw-1(t)两侧距离最近的标记 HW27 和
HW7 分别锚定在克隆 AL606619 的 29.2 kb 和 73.1
kb 处, 最终将 hw-1(t)座位界定在 HW27 和 HW7 之
间 46.9 kb的物理距离内, 对应于日本晴第 4染色体
序列(5–3) 33 902 708~33 949 569 bp 区间(http://
www.gramene.org/)。
根据禾本科植物基因组自动注释系统(ht tp: / /
www.gramene.org/)预测该区域的基因组序列, 得到 13
个 ORF, 其中有 8 个假定的表达蛋白(expressed pro-
tein), 4 个功能未知的表达蛋白和 1 个假想蛋白
(hypothetical protein)(表 6)。功能注释表明 LOC_
Os04g57320 为假定的 IMMUTANTS 蛋白, immutants
(im)作为拟南芥的典型叶色突变体, 其显著特征为叶
30 作 物 学 报 第 38卷

表 5 与 hw-1(t)基因连锁的 SSR 和 InDel 标记
Table 5 PCR-based SSR and InDel markers linked to hw-1(t) gene
标记
Marker
正向引物
Forward Primer (5–3)
反向引物
Reverse primer (5–3)
起始位点
Start position (bp)a
扩增片段
Amplicon
size (bp)
RM348 CATGAAGCTGTGTTGCTGTTGC CGCTACTAATAGCAGAGAGACCATCG 32650358 170
RM17595 GGGATCACGGAGCTCAAGTACC GCTCCTCCCAAACCCAAATCC 33468481 171
RM17605 ATTAAGGGCCTGCTCTGTTCTGC GTCCACTCCTCTCCCTATCATGC 33680591 194
HW2 TGTCAGCCATCGTCATCG AGCCGTCAGTCAGCAAAGGTC 33692557 255
HW21 ATCCAAGCCTCCCGTCTG AGGGCTCTTCTGCACTCTACTC 33777634 288
HW15 CTCCACCATTCATTTCTAC CGAGATGCCGTCGTTAGG 33866129 169
HW3 TGTCGCATGGTGAGATAGG TGAAGGAGACGGGAAAGAT 33879892 299
HW27 AGCAACAGGCGTTAGTCT TTCGTGGTCTCATAGGTT 33902519 189
HW36 ATGGTATGCTTTTCAGACGG GAGACGAGAGTTATACTCCT 33923819 860
HW7 TCGTCGTCCTCTTCTCTTCATCG GCTAACACCGAAAGAGGCAAAGC 33949569 289
RM1113 GTTCTTGGGTTGGTGAGCTTCC TAGGGCGCATGTGTATTTCTTCC 34085973 428
RM559 AGAGCGATGGGTGTCAGTTTGC CGTACGTACACTTGGCCCTATGC 35151595 169
a 对应的粳稻品种日本晴第 4染色体的基因组位置。
a The genomic position of chromosome 4 in rice cultivar Nipponbare.

图 7 利用 F2 作图群体(hfa-1×02428)定位 hw-1(t)基因
Fig. 7 Mapping of the hw-1(t) gene using the F2 population (hfa-1×02428)
(A) hw-1(t)被初步定位在第 4染色体 SSR标记 RM17605和 RM1113区间内; (B) hw-1(t)被精细定位在第 4染色体 InDel标记 HW27和
HW7区间内; (C) 通过 GRAMENE数据库预测 46.9 kb区间内有 13个候选基因(表 6)。
(A) hw-1(t) was mapped to the interval between SSR markers RM17605 and RM1113 in chromosome 4; (B) hw-1(t) was fine mapped to the
interval between InDel markers HW27 and HW7 in chromosome 4; (C) In the 46.9 kb region, 13 putative genes were annotated in
GRAMENE database (Table 6).

片斑驳, 即同一片叶出现白化和绿色表型。现已探明
拟南芥 im突变体的斑驳表型由单隐性基因控制, 且受
光强和温度调节[58]。拟南芥 im 基因突变除了影响叶
片表型外, 还对植株的其他性状产生广泛的影响, 例
如植株变矮, 根部延迟生长。考虑到 hfa-1的突变表型
与拟南芥 IM 突变体存在诸多相似 , 推测 LOC_
Os04g57320最有可能为 hw-1(t)的候选基因。
3 讨论
叶绿素合成通路或叶绿体蛋白转移途径上的任
第 1期 郭 涛等: 一个控制水稻叶色白化转绿及多分蘖矮杆性状基因 hw-1(t)的鉴定 31


表 6 定位区间基因功能注释
Table 6 Gene annotated in mapping region
编号
No.
基因
Gene
特性
Description
位置
Location
1 LOC_Os04g57220 Ubiquitin-conjugating enzyme, putative, expressed Chr. 4: 33,902,638-33,905,573
2 LOC_Os04g57230 Regulatory protein RecX family protein, putative, expressed Chr. 4: 33,906,501-33,910,311
3 LOC_Os04g57240 Hypothetical protein Chr. 4: 33,910,630-33,911,740
4 LOC_Os04g57250 Latency associated nuclear antigen, putative Chr. 4: 33,913,726-33,914,352
5 LOC_Os04g57260 Expressed protein Chr. 4: 33,915,428-33,917,365
6 LOC_Os04g57270 Expressed protein Chr. 4: 33,919,573-33,919,779
7 LOC_Os04g57280 Expressed protein Chr. 4: 33,921,534-33,922,056
8 LOC_Os04g57290 OsFBX153 - F-box domain containing protein, expressed Chr. 4: 33,925,215-33,927,102
9 LOC_Os04g57300 Phosphatidylinositol 3- and 4-kinase family protein, putative, expressed Chr. 4: 33,929,014-33,931,816
10 LOC_Os04g57310 Thiol-disulphide oxidoreductase DCC, putative, expressed Chr. 4: 33,934,397-33,938,496
11 LOC_Os04g57320 Immutans protein, putative, expressed Chr. 4: 33,937,718-33,940,830
12 LOC_Os04g57330 Expressed protein Chr. 4: 33,942,870-33,946,059
13 LOC_Os04g57340 AP2 domain containing protein, expressed Chr. 4: 33,948,761-33,949,333

何障碍均可能抑制叶绿素代谢, 而叶绿素代谢变化
常导致叶片颜色改变。因此, 叶色突变体对深入分
析叶绿素代谢相关基因的分子调节机制具有重要的
作用[41]。叶色突变体的来源十分广泛, 包括自发突
变[20]、人工诱发突变[42]、插入突变[43-44]和基因沉默
突变[45-46]。人工诱发植物基因突变是创造新种质、
选育新品种的有效途径。已报道的叶色突变体多数通
过化学诱变和辐射诱变获得。尽管目前鲜有关于空间
环境诱发水稻叶色突变的系统研究。但空间诱变似乎
不失为一种有效的突变途径[47]。除了本研究发现的白
化转绿突变体外, 我们还在其他空间诱变实验中获得
系列叶色突变体, 包括紫叶、淡绿和黄化等。
hfa-1白化期不仅叶绿素 a和 b的含量显著减少,
且叶绿体发育异常。由此推断 hfa-1的白化表型并非
来自单纯叶绿素合成途径中某一基因的突变, 而是
叶绿体发育异常导致叶绿素合成受抑制所致。水稻
的白化突变多与叶绿体发育异常相关。已知突变体
qiufeng 的白化转绿表型由基因 gra(t)编码区产生 C-T
的替换所致 , 该基因编码叶绿体蛋白合成延伸因
子[27]。Xia等[46]观察白化突变体 al12的叶绿体超微结
构发现, 叶绿体几乎不发育, 只出现小囊泡状结构。
尽管 hfa-1 与之前报道的白化转绿突变体[17-28]
均表现为苗期白化, 随后叶色恢复正常, 但 hfa-1的
突变表型与它们存在诸多差异。首先, 苗期白化程
度及转绿时期不同, hfa-1 在常温下苗期完全白化,
四叶期完全转绿, 而其他突变体要么叶片不完全白
化, 要么转绿期与 hfa-1不同。其次, 温度对白化表
型产生的影响不同, hfa-1 白化表型受温度调控, 高
温下完全白化, 低温下黄化, 属高温表达型。相反,
已报道的白化转绿突变体W25为低温表达型[17], 而
G9 则为温度钝感型[23]。第三, 其他农艺性状不同,
已报道的白化转绿突变体的其他农艺性状多数不受
影响, 而 hfa-1除白化转绿外, 还伴随着多分蘖矮秆
表型。遗传分析表明 hfa-1的白化转绿和多分蘖矮秆
表型表现为共分离现象。第四, 基因定位的结果不
同。已定位的白化转绿基因 gra(t)[27]、gra-1[19]、
gra-2[20]、G9[23]分别位于水稻第 5、第 6、第 10、第
11 染色体, 与 hw-1(t)并非位于同一染色体。此外,
在 hw-1(t)的定位区间内, 也尚未有关于其他叶色基
因定位和克隆的报道。第五 , 功能预测表明编码
IMMUTANTS 蛋白的 LOC_Os04g57320 最有可能
为 hw-1(t)的候选基因, 尽管拟南芥中 immutants 突
变体被广泛研究报道, 水稻上 immutants 突变体迄
今尚未报道, 因此可确定 hw-1(t)为新发现的水稻白
化转绿基因。
独角金内酯 (strigolactones)作为一类新的植物
激素能抑制植物侧枝的形成[48-49], 它与生长素协同
控制植物的侧枝生长, 以维持植物的株型。由于该
激素容易挥发, 测定难度特别大, 相关研究刚刚起
步。但目前已初步探明植物中独脚金内酯的前体是
类胡萝卜素, 其合成需经过多个步骤[50]。已报道的
水稻多分蘖矮秆基因多数参与独脚金内酯合成和信
号传导。其中 D17/HTD、D10、D27 参与独脚金内
酯的合成, 而 D14/HTD2/D88, D3 基因则参与独脚
金内酯的信号传导[51]。本研究初步探明 hfa-1 的多
分蘖矮化表型与苗期 GA 和 IAA 含量无关, 推测可
32 作 物 学 报 第 38卷

能与独脚金内酯有关。这不仅是因为与已报道的多
分蘖矮秆基因多参与独脚金内酯的合成与信号传导,
更因为独脚金内酯的前体是类胡萝卜素。类胡萝卜
素是一类重要的光吸收辅助色素, 除了参与光能的
捕获外, 更重要的作用是通过清除光合作用产生的
叶绿素三线态、单线态及超氧阴离子等自由基和猝
灭叶绿素多余激发能, 起到光保护作用[52-53]。缺乏
类胡萝卜素不仅影响独脚金内酯的合成, 产生多分
蘖矮秆表型, 而且容易导致光合系统破坏, 造成叶
绿体发育不良, 产生白化表型。考虑到 hfa-1的白化
表型总伴随着多分蘖矮秆表型, 推断 hw-1(t)基因可
能参与类胡萝卜素合成。事实上定位区间内 ORF功
能预测结果也进一步支持 hw-1(t)参与类胡萝卜素合
成的推论。功能预测表明 hw-1(t)定位区间内含有 1
个 IMMUTANTS基因, 已知拟南芥 IM基因编码 1个
类似于线粒体交替氧化酶(AOX)的界面膜蛋白[54-55],
并作为光合系统氧化还原过程中电子传递的接受器
行使末端氧化酶功能[56], 对质体的新陈代谢起关键
作用[57]。拟南芥中 IM 基因的突变导致苗期八氢番
茄红素去饱和途径电子传递受阻, 造成叶片中八氢
番茄红素积累, 而胡萝卜素含量锐减。尽管水稻上
尚未有关于 IM 基因的研究报道, 但拟南芥和番茄[58]
中 IM 基因的突变均导致叶片颜色及其他性状的变
异, 因此有理由相信水稻上 IM 的突变也会导致类
似的表型变异。
结合前人对 IMMUTANTS 以及独脚金内酯的研
究结果, 我们推测 hfa-1白化转绿和多分蘖矮秆的突
变机制如下(图 8)。hfa-1由于 IM突变导致苗期光合

图 8 hfa-1 的白化转绿和多分蘖矮秆模型
Fig. 8 Model of green-revertible albino and high-tillering dwarf in hfa-1
PSII: 光合系统 II; PSI: 光合系统 I; PQ: 质体醌; PDS: 八氢番茄红素去饱和酶; CCD: 类胡萝卜素裂解双加氧酶;
P450: 细胞色素 P450。
PSII: photosystem II; PSI: photosystem I; PQ: plastoquinone; PDS: phytoene desaturase; CCD: carotenoid cleavage dioxygenases;
P450: cytochrome P450.
第 1期 郭 涛等: 一个控制水稻叶色白化转绿及多分蘖矮杆性状基因 hw-1(t)的鉴定 33


系统 II(PSII)的电子传递受阻, PSII 能量持续积累,
产生大量单线态氧; PSII 电子传递受阻同时导致苗
期胡萝卜素含量减少, 缺少类胡萝卜素保护的叶绿
体被单线态氧破坏, 产生白化表型。与此同时, 由于
苗期缺乏类胡萝卜素, 独脚金内酯合成不足, 从而
减少对分蘖芽的抑制, 导致突变体产生提前分蘖、
多分蘖矮秆表型。尽管 IM影响质体醌(PQ)池的电子
传递, 但 IM对 PQ池电子传递并非是不可或缺的。
植物体内可能存在其他可弥补 IM 缺失的电子传递
途径[56]。随着植物的生长发育, 其他电子传递途径
开始起作用, 逐渐修复 IM突变造成的损伤。此时类
胡萝卜素含量逐渐增加, 同时 PSII 的电子传递也日
趋顺畅, 最终使叶片颜色逐渐恢复正常。
尽管上述推导能够将白化与多分蘖矮秆表型的
变异有机联系起来。但要验证上述推论, 需要补充
以下实验。第一, 对 hw-1(t)进行图位克隆, 确定突
变基因是否为 IM基因。第二, 不同时期内源类胡萝
卜素的含量测定, 确定突变体苗期和分蘖期类胡萝
卜含量是否低于突变体亲本。第三, 苗期施加独脚
金内酯的人工合成类似物 GR24 [59], 看能否抑制多
分蘖矮秆性状。当然, 在技术成熟的情况下, 直接测
定独脚金内酯的含量将更直截了当。除此之外, 目
前并未能排除另一种植物激素─细胞分裂素
(cytokinin, CK)对 hfa-1 多分蘖表型的影响, 因为相
关研究已证明 CK 也参与植物的分枝发育调控[60]。
对突变体 CK含量的测定将有助于进一步阐明 hfa-1
的多分蘖矮秆突变机制。目前, 后续的验证工作正
在陆续开展。
4 结论
从水稻空间诱变后代群体中发现新型白化突变
体 hfa-1, 其多个突变性状均受单隐性基因 hw-1(t)
控制。hw-1(t)属新型白化基因 , 可能编码 IMMU-
TANTS蛋白, 进一步对其图位克隆和功能分析将有
助于了解植物生长发育调控的机理。
References
[1] Gustafsson A. The plastid development in various types of chlo-
rophyll mutations. Hereditas, 1942, 28: 483−492
[2] Tanya G F, Staehelin L A. Partial blocks in the early steps of the
chlorophyll synthesis pathway: a common feature of chlorophyll
b-deficient mutants. Physiol Plant, 1996, 97: 311−320
[3] Wu D-X(吴殿星), Shu Q-Y(舒庆尧), Xia Y-W(夏英武), Liu
G-F(刘贵付). 60Co gamma-ray induced temperature-regulatory
leaf color albino mutated gene expression mutant line in rice
(Oryza sativa L.). Sci Agric Sin (中国农业科学), 1997, 30(3):
95−95 (in Chinese with English abstract)
[4] Zhao Y, Wang M L, Zhang Y Z, Du L F, Pan T. A chloro-
phyll-reduced seedling mutant in oilseed rape, Brassica napus,
for utilization in F1 hybrid production. Plant Breed, 2000, 119:
131−135
[5] Gan S, Amasino R M. Inhibition of leaf senescence by autoregula-
ted production of cytokinin. Science, 1995, 270: 1986−1988
[6] Fambrini M, Castagna A, Vecchia F D. Characterization of a
pigment-deficient mutant of sunflower (Helianthus annuus L.)
with abnormal chloroplast biogenesis, reduced PS II activity and
low endogenous level of abscisic acid. Plant Sci, 2004, 167:
79−89
[7] Parks B M, Quail P H. Phytochrome-deficient hy1 and hy2 long
hypocotyls mutants of Arabidopsis are defective in phytochrome
chromophore biosynthesis. Plant Cell, 1991, 3: 1177−1186
[8] Singh U P, Prithiviraj B, Sarma B K. Development of Erysiphe
pisi (powdery mildew) on normal and albino mutants of pea
(Pisum sativum L.). J Phytopathol, 2000, 148: 591−595
[9] Xing S, Miao J, Li S, Qin G, Tang S, Li H, Gu H, Qu L J. Disrup-
tion of the 1-deoxy-D-xylulose-5-phosphate reductoisomerase
(DXR) gene results in albino, dwarf and defects in trichome ini-
tiation and stomata closure in Arabidopsis. Cell Res, 2010, 20:
688−700
[10] Schwartz S H, Qin X, Zeevaart J A. Elucidation of the indirect
pathway of abscisic acid biosynthesis by mutants, genes and en-
zymes. Plant Physiol, 2003, 131: 1591−1601
[11] Agrawal G K, Yamazak I M, Kobayash I M. Screening of the rice
viviparous mutants generated by endogenous retrotransposon
Tos17 insertion tagging of a zeaxanthin epoxidase gene and a
novel OsTATC gene. Plant Physiol, 2001, 125: 1248−1257
[12] Beale S I. Green genes gleaned. Trends Plant Sci, 2005, 10:
301−312
[13] Morita R, Sato Y, Masuda Y, Nishimura M, Kusaba M. Defect in
non-yellow coloring 3, an alpha/beta hydrolase-fold family pro-
tein, causes a stay-green phenotype during leaf senescence in rice.
Plant J, 2009, 59: 940−952
[14] Terry M J, Kendrick R E. Feedback inhibition of chlorophyll
synthesis in the phytochrome chromophore-deficient aurea and
yellow-green-2 mutants of tomato. Plant Physiol, 1999, 119:
143−152
[15] Chen G, Bi Y R, Li N. EGY1 encodes a membrane-associated
and ATP-independent metalloprotease that is required for
34 作 物 学 报 第 38卷

chloroplast development. Plant J, 2005, 41: 364−375
[16] Kushnir S, Babiychuk E, Storozhenko S, Davey M W, Papen-
brock J, Rycke R D, Engler G, Stephan U W, Lange H, Kispal G,
Lill R, Van M M. A mutation of the mitochondrial ABC trans-
porter Sta1 leads to dwarfism and chlorosis in the Arabidopsis
mutant starik. Plant Cell, 2001, 13: 89−100
[17] Shu Q-Y(舒庆尧), Wu D-X(吴殿星), Xia Y-W(夏英武), Liu
G-F(刘贵付). Study on greenism characteristics of greenable al-
bino mutation line W25 of rice (Oryza sativa L.). J Zhejiang
Agric Univ (浙江农业大学学报), 1996, 22(2): 219−220 (in
Chinese with English abstract).
[18] Zhao H-J(赵海军), Wu D-X(吴殿型), Shu Q-Y(舒庆尧), Shen
S-Q(沈圣泉), Ma C-X(马传喜). Breeding and characteristics of
photo-thermo sensitive genic male sterile rice Yutu S labeled with
green-revertible albino leaf marker. Chin J Rice Sci (中国水稻科
学), 2004, 18(6): 515−521 (in Chinese with an English abstract)
[19] Zhang Y(张毅), Lü J(吕俊), Li Y-F(李云峰), Yang K(杨昆),
Shen F-C(沈福成), Zhang Q-L(张巧玲), Peng Q-L(彭其莲),
Zhou Y-L(周亚林), He G-H(何光华). Effects of green-revertible
albino gene on the agronomy traits and appearance quality in rice.
Acta Agron Sin (作物学报), 2008, 34(2): 284−289 (in Chinese
with an English abstract)
[20] Guo S-W(郭士伟), Wang Y-F(王永飞), Ma S-M(马三梅), Li
X(李霞), Gao D-Y(高东迎). Genetic analysis and fine mapping
of a green-revertible albino leaf mutant in rice. Chin J Rice Sci
(中国水稻科学), 2011, 25(1): 95−98 (in Chinese with an English
abstract)
[21] Shen S-Q(沈圣泉), Shu Q-Y(舒庆尧), Bao J-S(包劲松), Wu
D-X(吴殿星), Cui H-R(崔海瑞), Xia Y-W(夏英武). Develop-
ment of a greenable leaf colour mutant Baifeng A and its applica-
tion in hybrid rice production. Chin J Rice Sci (中国水稻科学),
2004, 18(1): 34−38 (in Chinese with English abstract)
[22] Wu W(吴伟), Liu X(刘鑫), Shu X-L(舒小丽), Shu Q-Y(舒庆尧),
Xia Y-W(夏英武), Wu D-X(吴殿星). Two-line hybrid rice mail
sterile line ‘NHR111S’ with a marker of green-revertible albino
leaves. J Nucl Agric Sci (核农学报), 2006, 20(2): 103−105 (in
Chinese with English abstract)
[23] Li R-Q(李瑞清), Wu L-Q(武立权), Shu Q-Y(舒庆尧), Zhao
H-J(赵海军), Wu D-X(吴殿星), Wang R-F(王荣富). Characteri-
zation of a new green-revertible mutant G9 of rice. J Nucl Agric
Sci (核农学报), 2010, 24(5): 881−886 (in Chinese with English
abstract)
[24] Fang X-T(房贤涛), Ma H-L(马洪丽), Zhao F-Y(赵福源), Zhang
Q-Q(章清杞), Zhang S-B(张书标). Studied on the breeding ap-
plication of six photo-thermo-sensitive genic male sterile line
mutants with greenable albino leaf. Chin Agric Sci Bull (中国农
学通报), 2011, 27(1): 45−51 (in Chinese with English abstract)
[25] Liu G-F(刘贵付), Shu Q-Y(舒庆尧), Xia Y-W(夏英武). Utiliza-
tion of Greenable albino mutation lines of thermosensitive genic
male sterile rice (Oryza sativa L. ssp indica). J Nucl Agric Sci
(核农学报), 1996, 10(3): 129−132 (in Chinese with English
abstract)
[26] Chen T, Zhang Y, Zhao L, Zhu Z, Lin J, Zhang S, Wang C.
Physiological character and gene mapping in a new green-
revertible albino mutant in rice. J Genet Genomics, 2007, 34:
331−338
[27] Chen T, Zhang Y, Zhao L, Zhu Z, Lin J, Zhang S, Wang C. Fine
mapping and candidate gene analysis of a green-revertible albino
gene gra(t) in rice. J Genet Genomics, 2009, 36: 117−123
[28] Xia J C, Wang Y P, Ma B T, Yin Z Q, Hao M, Kong D W, Li S
G. Ultrastructure and gene mapping of the Albino mutant al12 in
rice (Oryza sativa L.). Acta Genet Sin, 2006, 33: 1112−1119
[29] Ueguchi M, Fujisawa Y, Kobayashi M, Ashikari M, Iwasaki Y.
Rice dwarf mutant d1, which is defective in the a subunit of the
heterotrimeric G protein, affects gibberellin signal transduction.
Proc Natl Acad Sci USA, 2000, 97: 11639−11643
[30] Lanahan M B, Ho T H. Slender barley: a constitutive gibberel-
lin-response mutant. Planta, 1988, 175: 107−114
[31] Dobrev P I, Kaminek M. Fast and efficient separation of cyto-
kinins from auxin and abscisic acid and their purification using
mixed-mode solid-phase extraction. J Chromatogr A, 2002, 950:
21−29
[32] Murray M G, Thompson W F. Rapid isolation of high molecular
weight plant DNA. Nucl Acids Res, 1980, 8: 4321−4325
[33] Shen Y J, Jiang H, Jin J P, Zhang Z B, Xi B, He Y Y, Wang G,
Wang C, Qian L, Li X, Yu Q B, Liu H J, Chen D H, Gao J H,
Huang H, Shi T L, Yang Z N. Development of genome-wide
DNA polymorphism database for map-based cloning of rice
genes. Plant Physiol, 2004, 135: 1198−1205
[34] Michelmore R W, Paran I, Kesseli R V. Identification of markers
linked to disease-resistance genes by bulked segregation analysis:
a rapid method to detect markers in specific genomic regions by
using segregation population. Proc Natl Acad Sci USA, 1991, 88:
9828−9832
[35] Takeda K. Internode elongation and dwarfism in some gramine-
ous plants. Gamma Field Sym, 1977, 17: 1−18
[36] Wang G, Römheld V, Li C, Bangerth F. Involvement of auxin and
CKs in boron deficiency induced changes in apicak dominance of
第 1期 郭 涛等: 一个控制水稻叶色白化转绿及多分蘖矮杆性状基因 hw-1(t)的鉴定 35


pea plants. J Plant Physiol, 2006, 163: 591−600
[37] Ekamber K P, Kumar M. Hormonal regulation of tiller dynamics
in differentially-tillering rice cultivars. Plant Growth Regul, 2007,
53: 215−223
[38] Wilhelm R. Growth retardants: effects on gibberellin biosynthesis
and other metabolic pathways. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol
Biol, 2000, 51: 501−531
[39] Fujioka S, Yokota T. Biosynthesis and metabolism of brassinos-
teroids. Annu Rev Plant Biol, 2003, 54: 137−164
[40] Mitsunaga S, Tashiro T, Yamaguchi J. Identification and charac-
terization of gibberellins-insensitive mutants selected from
among dwarf mutants of rice. Theor Appl Genet, 1994, 87:
705−712
[41] Morita R, Sato Y, Masuda Y, Nishimura M, Kusaba M. Defect in
non-yellow coloring 3, an alpha/beta hydrolase-fold family pro-
tein, causes a stay-green phenotype during leaf senescence in rice.
Plant J, 2009, 59: 940−952
[42] Meskauskiene R, Nater M, Goslings D, Kessler F, Camp R,
Klaus K. FLU: A negative regulator of chlorophyll biosynthesis
in Arabidopsis thaliana. Proc Natl Acad Sci USA, 2001, 98:
12826−12831
[43] Jeon J S, Lee S, Jung K H, Jun S H, Jeong D H, Lee J, Kim C,
Jang S, Yang K, Nam J, An K, Han M J, Sung R J, Choi H S, Yu
J H, Choi J H, Cho S Y, Cha S S, Kim S I, An G. T-DNA inser-
tional mutagenesis for functional genomics in rice. Plant J, 2000,
22: 561−570
[44] Miyao A, Tanaka K, Murata K, Sawaki H, Takeda S, Abe K,
Shinozuka Y, Onosato K, Hirochika H. Target site specificity of
the Tos17 retrotransposon shows a preference for insertion within
genes and against insertion in retrotransposon-rich regions of the
genome. Plant Cell, 2003, 15: 1771−80
[45] Monde R A, Zito F, Olive J, Wollman F A, Stern D B.
Post-transcriptional defects in tobacco chloroplast mutants lack-
ing the cytochrome b6/f complex. Plant J, 2000, 21: 61−72
[46] Kumar A M, Soll D. Antisense HEMA1 RNA expression inhibits
heme and chlorophyll biosynthesis in Arabidopsis thaliana. Plant
Physiol, 2000, 122: 49−55
[47] Xu Y Y, Jia J F, Wang B, Niu B T. Changes in isoenzymes and
amino acids in forage and germination of the first post-flight
generation of seeds of three legume species after space-flight.
Grass Forage Sci, 1999, 54: 371−375
[48] Gomez-Roldan V, Fermas S, Brewer P B, Puech-Pagès V, Dun E
A, Pillot J P, Letisse F, Matusova R, Danoun S, Portais J C,
Bouwmeester H, Bécard G, Beveridge C A, Rameau C, Rochange
S F. Strigolactone inhibition of shoot branching. Nature, 2008,
455: 189−194
[49] Umehara M, Hanada A, Yoshida S, Akiyama K, Arite T, Ta-
keda-Kamiya N, Magome H, Kamiya Y, Shirasu K, Yoneyama K,
Kyozuka J, Yamaguchi S. Inhibition of shoot branching by new
terpenoid plant hormones. Nature, 2008, 455: 195−200
[50] Xie X, Yoneyama K, Yoneyama K. The strigolactone story. Annu
Rev Phytopathol, 2010, 48: 93−117
[51] Beveridge C A, Kyozuka J. New genes in the strigolactone-
related shoot branching pathway. Curr Opin Plant Biol, 2010, 13:
34−39
[52] Bartley G E, Scolnik P A. Plant carotenoids: pigments for photo-
protection, visual attraction, and human health. Plant Cell, 1995,
7: 1027−1038
[53] Tracewell C A, Vrettos J S, Bautista J A, Frank H A, Brudvig G
W. Carotenoid photooxidation in photosystem II. Arch Biochem
Biophys, 2001, 385: 61−69
[54] Wu D, Wright D A, Wetzel C, Voytas D F, Rodermel S. The
IMMUTANS variegation locus of Arabidopsis defines a mito-
chondrial alternative oxidase homolog that functions during early
chloroplast biogenesis. Plant Cell, 1999, 11: 43−55
[55] Carol P, Stevenson D, Bisanz C, Breitenbach J, Sandmann G,
Mache R, Coupland G, Kuntz M. Mutations in the Arabidopsis
gene IMMUTANS cause a variegated phenotype by inactivating a
chloroplast terminal oxidase associated with phytoene desatura-
tion. Plant Cell, 1999, 11: 57−68
[56] Aluru M, Yu F, Fu A, Rodermel S. Arabidopsis variegation mu-
tants: new insights into chloroplast biogenesis. J Exp Bot, 2006,
57: 1871−1881
[57] Aluru M R, Rodermel S R. Control of chloroplast redox by the
IMMUTANS terminal oxidase. Physiol Plant, 2004, 120: 4−11
[58] Josse E, Simkin A J, Gaffe J, Labourne A, Kuntz M, Carol P. A
plastid terminal oxidase associated with carotenoid desaturation
during chromoplast differentiation. Plant Physiol, 2000, 123:
1427−1436
[59] Akiyama K, Matsuzaki K, Hayashi H. Plant sesquiterpenes in-
duce hyphal branching in arbuscular mycorrhizal fungi. Nature,
2005, 435: 824−827
[60] Domagalska M A, Leyser O. Signal integration in the control of
shoot branching. Nat Rev Mol Cell Biol, 2011, 12: 211−221
[61] Arnon D I, Allen M B, Whatley F R. Photosynthesis by Isolated
Chloroplasts. Nature, 1954, 174: 394−396