全 文 ：作物学报 ACTA AGRONOMICA SINICA 2012, 38(10): 1891−1899 http://www.chinacrops.org/zwxb/
ISSN 0496-3490; CODEN TSHPA9 E-mail: xbzw@chinajournal.net.cn

本研究由国家自然科学基金项目(30960180)和江西省科技支撑计划项目(20111BBF60009)资助。
∗ 通讯作者(Corresponding author): 曾晓春, E-mail: xchzeng2002@yahoo.com.cn, Tel: 0795-3200698
第一作者联系方式: E-mail: hymcom@126.com, Tel: 0791-83813185
Received(收稿日期): 2012-03-01; Accepted(接受日期): 2012-06-25; Published online(网络出版日期): 2012-07-27.
URL: http://www.cnki.net/kcms/detail/11.1809.S.20120727.0847.021.html
DOI: 10.3724/SP.J.1006.2012.01891
水稻颖花自然开放过程中茉莉酸(JA)生物合成的变化
何永明 1 林拥军 2 曾晓春 1,3,*
1 江西农业大学作物生理生态与遗传育种教育部重点实验室 / 农业部双季稻生理生态与栽培重点开放实验室 , 江西南昌 330045;
2 华中农业大学作物遗传改良国家重点实验室 / 国家植物基因研究中心(武汉), 湖北武汉 430070; 3 宜春学院生命科学与资源环境学
院, 江西宜春 336000
摘 要: 外源茉莉酸(JA)及其甲酯(MeJA)对水稻、小麦、黑麦和高粱等禾本科植物颖花开放具有强烈的诱导效应, 然
而内源 JA 是否参与颖花开放的调控目前还缺乏充分的证据。本研究应用高效液相色谱-串联质谱(HPLC-MS/MS)系
统检测了粳稻武运粳 7 号和籼稻明恢 63 颖花自然开放过程中 JA 水平变化, 并以实时定量反转录 PCR (real-time
RT-PCR)技术分析了武运粳 7 号颖花开放过程中 JA 生物合成途径关键基因表达变化。结果发现, 水稻颖花 JA 水平
的变化与开颖进程相一致。JA水平在上午颖花开颖前较平稳, 开颖时急剧上升至峰值, 闭颖后又下降。开颖时 JA水
平的峰值比开颖前 1 h 提高 4~5 倍。与 JA 水平变化相对应, 催化 JA 生物合成途径关键步骤同工酶的编码基因
OsDAD1-3、OsLOX-RCI1、OsAOS1、OsAOC和 OsOPR7的表达在开颖时会有不同程度的上调, 闭颖后又下调。同一
稻穗上正在开放的颖花 JA含量及上述 JA生物合成途径基因的表达水平也比已开放和未开放的颖花高。颖花开放时
JA水平及其生物合成基因表达的上升和闭颖后的下降有力地表明内源 JA参与水稻颖花开放的调控。
关键词: 水稻; 颖花开放; 茉莉酸; 生物合成
Dynamic Changes of Jasmonic Acid Biosynthesis in Rice Florets during Natu-
ral Anthesis
HE Yong-Ming1, LIN Yong-Jun2, and ZENG Xiao-Chun1,3,∗
1 Key Laboratory of Crop Physiology, Ecology and Genetic Breeding, Ministry of Education / Key Laboratory of Physiology, Ecology, and Cultiva-
tion of Double Cropping Rice, Ministry of Agriculture, Jiangxi Agricultural University, Nanchang 330045, China; 2 National Key Laboratory of Crop
Genetic Improvement / National Center of Plant Gene Research (Wuhan), Huazhong Agricultural University, Wuhan 430070, China; 3 College of Life
Sciences and Environmental Resources, Yichun University, Yichun 336000, China
Abstract: Exogenously applied jasmonic acid (JA) or its methyl ester (MeJA) could significantly induce floret opening in
gramineous plants such as rice, wheat, sorghum and rye. However, whether the endogenous JA is involved in the regulation of rice
floret opening has remained unclear. To elucidate the role of endogenous JA in natural floret opening, we measured the JA levels
in florets of Wuyunjing 7 (japonica cultivar) and Minghui 63 (indica cultivar) by HPLC-electrospray ionization tandem mass
spectrometry system (HPLC-MS/MS) during natural anthesis, and analyzed the expression of key genes involved in JA biosynthe-
sis in florets of Wuyunjing 7 by real-time reverse transcription-PCR (real-time RT-PCR). The results showed that the JA levels in
rice florets were related with the process of anthesis. JA levels in rice florets kept relatively constant before anthesis in the morn-
ing, and reached a peak rapidly during anthesis, and then decreased after the floret closing. The peak levels of JA in opening flo-
rets were 4–5 times higher than those in florets 1 h before anthesis. Consistent with the changes of JA levels in florets during an-
thesis, the expression of OsDAD1-3, OsLOX-RCI1, OsAOS1, OsAOC, and OsOPR7 that encode isozymes catalyzing the key steps
in JA biosynthetic pathway was up-regulated to some extent during floret opening, and was down-regulated after floret closing.
Meanwhile, the levels of JA and transcripts of JA biosynthetic genes were higher in opening florets than in opened or closed flo-
rets at the same panicle. The increasing of JA levels and transcripts of JA biosynthetic genes in florets at the time of opening and
their decreasing in florets after closing strongly indicated that endogenous JA is involved in the regulation of floret opening in
rice.
1892 作 物 学 报 第 38卷

Keywords: Rice (Oryza sativa L.); Floret opening; Jasmonic acid (JA); Biosynthesis
水稻颖花开放是由浆片膨大推开外稃所启动的,
一天中水稻的盛花时间通常在中午前后[1]。颖花开
放调控的研究一方面有助于我们解决水稻杂交制种
中不育系与恢复系花时不相遇的问题, 从而提高制
种产量 [2], 另一方面有助于减轻水稻开花期高温引
起的颖花不育(上午提早开颖可避免高温不育)[3]。水
稻颖花开放受到内源和外源因子的影响, 目前关于
外部环境因素如温度、光(光强、光照)、湿度、机
械刺激、CO2 等调控颖花开放的报道较多[3-5], 而对
于颖花开放调控内源信号分子的研究却较少。植物
激素是植物体内重要的信号分子, 对植物诸多生理
过程有显著调节作用, 然而迄今为止没有经典五大
类激素(IAA、GA、CTK、ABA、ETH)对水稻颖花
开放直接诱导效应的研究报道, 新型植物激素茉莉
酸(JA)及其甲酯(MeJA)强烈诱导水稻颖花开放效应
的发现[2,6], 为我们研究颖花开放的内源调控信号分
子提供了新视角。
JA 是植物体内的一种羟脂(oxylipin)信号分子,
在植物的生长发育、感性运动和防卫反应中发挥重
要作用[7]。自 Zeng 等[2]和曾晓春等[6]首次报道外源
JA/MeJA 能强烈诱导水稻成熟颖花开放后, 进一步
的研究发现 JAs 对小麦、高粱、苏丹草、果园草、
黑麦草、黑麦、高羊茅草等其他禾本科植物颖花开
放同样具有诱导作用[8-11]。JA 生物合成途径代谢物
α-LA、OPC-8:0/6:0/4:0 等也具有诱导颖花开放的效
应[11], 而与 JA信号转导途径高活性分子 JA-异亮氨
酸(JA-Ile)结构相似的冠毒素(coronatine)能诱导颖花
开放且活性比 MeJA 高[9]。这些药剂试验结果暗示
内源 JA可能参与水稻颖花开放的调控, 但是体外试
验 JAs的施用浓度(mmol L–1)远高于生理浓度, 内源
JA 是否参与水稻颖花开放的调控目前还无明确的
实验证据。
JA 是由脂类经十八烷酸(octadecanoid)途径产
生的末端化合物 , 现已阐明其生物合成途径 [7](图
1)。体内 JA的生物合成受到严格的控制, 未经诱导
处理的组织中 JA 含量普遍较低, 但当组织受到伤
害、干旱、病原、衰老诱导后 JA水平迅速增加, 同
时 JA 合成基因如 LOX、AOS、OPR 的表达水平也
相应地迅速增加[12-13]。此外, JA 的合成受到自我正
反馈调节, 外源 JA 处理能促进 JA 生物合成基因的
表达[7]。虽然甘立军等[14]应用 ELISA技术曾测定过
小麦颖花开放前后花器各部位 JA含量的变化, 但目
前还没有研究颖花开放过程中 JA 生物合成基因的
表达调控。

图 1 JA生物合成途径概要
Fig. 1 Overview of JA biosynthesis pathway
13-LOX: 13-脂氧合酶; AOS: 丙二烯氧化物合酶; AOC: 丙二烯
氧化物环化酶; OPR: 12-氧代-植二烯酸还原酶。
13-LOX: 13-lipoxygenase; AOS: allene oxide synthase; AOC:
allene oxide cyclase; OPR: 12-oxo-phytodienoic acid reductase.

为此 , 本研究将应用高效液相色谱-串联质谱
(HPLC-MS/MS)系统测定水稻颖花开放过程中内源
JA 含量的变化 , 以及实时定量反转录 PCR [real-
time reverse transcription-PCR (RT-PCR)]技术研究此
过程中 JA合成基因的表达变化, 以期进一步阐明内
源 JA与水稻颖花开放的关系。
1 材料与方法
1.1 试验材料
2011年于华中农业大学试验田种植粳稻武运粳
7号和籼稻明恢 63, 按常规方法管理。于抽穗期取
整个颖花, 武运粳 7 号的抽穗时间为 8 月 9 日~18
日, 明恢 63的抽穗时间为 9月 28日~10月 11日。
1.2 取样方法
取样前一天下午将上部约 1/3 的颖花已开花的
抽出穗做好标记。根据对颖花开花习性的观察, 稻
穗上部枝梗颖花较下部枝梗先开, 第 2 天开放的颖
花基本上着生在稻穗中部。取样当天从上午 7:00至
第 10期 何永明等: 水稻颖花自然开放过程中茉莉酸(JA)生物合成的变化 1893


下午 17:00 按时间点分别选取已做好标记的稻穗,
迅速剪取稻穗中部颖花(此部位颖花当天大部分将
开花), 立即用液氮速冻。整个过程操作迅速, 尽量
减少伤害刺激对 JA的诱导。为减少个体差异, 每时
间点取 5穗上的颖花组成一混合样。在上午 9:00和
12:00 两个时间点还同时剪取稻穗上部颖花(当天已
开花)和下部颖花(当天不开花), 以比较不同部位颖
花间 JA 生物合成的差异。将样品带回室内保存于
−80℃冰箱中备用。
1.3 颖花开花动态调查
取样当天定时定穗调查颖花开花动态。武运粳
7号调查 5穗, 明恢 63调查 7穗。
1.4 基因表达分析
1.4.1 颖花总 RNA 提取 采用 Trizol 试剂(北京
全式金), 按公司说明书操作。用 NanoDrop 2000微
量分光光度计(Thermo Scientific)测定所提 RNA 的
浓度和纯度 , 所提 RNA 样品 A260/A280 比值应在
1.9~2.1之间。
1.4.2 反转录合成 cDNA 第一链 每份样品取 4
µg总 RNA, 先用 1 U DNase I (Amplification Grade,
Invitrogen)消化 18 min 以去除基因组 DNA 的污染,
然后用 M-MLV 逆转录酶(Invitrogen)和 oligo(dT)18
作引物合成 cDNA第一链, 反应体系为 25 µL, 操作
方法参照公司说明书。将反转录产物补加灭菌水稀
释至 400 µL (相当于 10 ng µL–1 RNA), 然后取 4 µL
做模板, 用 RT-PCR 检测 cDNA 质量, 目的基因是
OsGAPDH, 正向引物为 5-CTGCAACTCAGAAGA
CCGTTG-3, 反向引物为 5-CCTGTTGTCACCC
TGGAAGTC-3, 产物长度 329 bp。扩增循环数为 28
个, 扩增产物经 1%琼脂糖凝胶电泳检测, 选目的条
带亮度一致并无基因组 DNA 污染的 cDNA 样品用
于基因表达分析。
1.4.3 Real-time RT-PCR分析 采用 SYBR Pre-
mix Ex Taq II (Perfect Real Time)试剂盒(TaKaRa, 大
连), 反应体系含 2 µL cDNA, 5 µL SYBR Premix Ex
Taq II (×2), 0.2 µL ROX Reference Dye II (×50), 0.2
µL正、反向引物(10 µmol L–1), 反应体积 10 µL。扩
增反应在 ABI PRISM 7500 real-time PCR系统上进
行, 反应条件设置为, 95℃预变性 30 s; 95℃变性 6 s
和 60℃延伸 37 s, 42个循环。反应结束后做溶解曲
线检测扩增反应的特异性。Real-time RT-PCR 分析
中目标基因的特异引物序列信息见表 1。各时间点
cDNA样品均来自 2份独立提取的 RNA各自反转录
合成 cDNA的混合样, 3次技术重复。以 OsGAPDH
为参照基因, 采用相对定量(Delta-Delta Ct)方法计
算各样品间目标基因的相对表达水平。
1.5 JA提取和测定
准确称取约 0.5 g 经液氮研磨的粉末(约为所取
颖花量的 1/3), 加 3 mL 预冷的激素提取液(甲醇∶
水∶乙酸 = 90 9 1) 4∶ ∶ ℃避光浸提 24 h, 在Hettich

表 1 Real-time RT-PCR分析中目标基因的引物序列
Table 1 Primer sequences of target genes used in real-time RT-PCR analysis
酶
Enzyme
基因
Gene
登录号
Accession number
正向和反向引物
Forward and reverse primer (5–3)
产物长度
Product size (bp)
磷脂酶 A1
Phospholipase A1
OsDAD1-3 AK064950 F: ACCTCATCGACGGGTTCAC R: CGGTTCACGTACTCCTTCTTCA 115
13-脂氧合酶
13-Lipoxygenase
OsLOX-RCI1 AK072241 F: CATCTGTTTGGAGTGCTCATC R: TATACGGTGTCCTGTACTTACTAC 109
丙二烯氧化物合酶
Allene oxide synthase
OsAOS1 AK068620 F: CAAGGACTTCGTCGTGCTC R: TCCGTATCCGTACAAGCTGA 271
丙二烯氧化物合酶
Allene oxide synthase
OsAOS2 AY062258 F: CAATACGTGTACTGGTCGAATGG R: AAGGTGTCGTACCGGAGGAA 120
丙二烯氧化物环化酶
Allene oxide cyclase
OsAOC AK071443 F: GAGGCTTCTTGGTAGTAGGTGGA R: CGTAGTGGCGGTCGTTGTAGT 79
12-氧代-植物二烯酸还原酶
12-oxo-phytodienoic acid reductase
OsOPR7 AK104843 F: GGATGTAAATGTACTGCGGGAT R: ACAATCTGTGCTGATGACCCA 200
甘油醛-3-磷酸-脱氢酶
Glyceraldehyde-3-phosphate
dehydrogenase
OsGAPDH AK064960 F: AAGCCAGCATCCTATGATCAGATT R: CGTAACCCAGAATACCCTTGAGTTT 79
OsLOX-RCI1、OsOPR7 和 OsGAPDH 的引物序列分别参考 Gomi 等[15]、Tani 等[16]和 Jain 等[17]。OsDAD1-3、OsAOS1、OsAOS2
和 OsAOC引物序列采用 DNAMAN 6.0软件设计。
The primers of OsLOX-RCI1, OsAOC, OsOPR7, and OsGAPDH are the same as those used by Gomi et al. [15], Tani et al. [16], and Jain et
al. [17], respectively. The gene specific primes of OsDAD1-3, OsAOS1, OsAOS2, and OsAOC were designed by software of DNAMAN 6.0.

1894 作 物 学 报 第 38卷

ROTINA 380离心机上 4 000转 min–1离心 15 min,
转移上清液, 再加 2 mL激素提取液重复提取和离心
1次, 合并 2次提取液。在室温下用氮气吹干提取液,
加 400 µL甲醇溶解样品, 溶解液经 0.22 µm滤膜过
滤后待上机测定。采用 HPLC-MS/MS 系统, 参考
Ding 等 [18]方法测定 JA。液相色谱为 Shimadzu
LC-20AD, 色谱柱为 Thermo Scientific Hypersil
GOLD, 质谱仪为 AB SCIEX Triple Quad 5500。流动
相 A为乙腈(含 0.1%乙酸), 流动相 B为含 0.1%乙酸
的水溶液, 流速 0.3 mL min–1, 柱温 40℃。JA的检
测峰为 209.1/59 m/z。武运粳 7号的样品 2次生物学
重复, 明恢 63 的样品 1 次重复, 每次重复为 5 穗颖
花的混合样, 用外标法定量, 以提取后的干重计样
品重量。
1.6 数据处理
采用Microsoft Excel软件处理数据和制图, LSD
法进行样品间 JA含量的方差分析。
2 结果与分析
2.1 颖花开放过程中 JA水平的动态变化
粳稻武运粳 7 号取样当天的颖花开放高峰在
11:30~12:30之间, 12:00颖花正处于开放状态, 14:00
颖花开放已基本结束(图 2)。从图 2可知, JA含量在
武运粳 7号颖花开放前 2~5 h (7:00~10:00)较低且平
稳(10~15 ng g–1 DW), 开放前 1 h略有上升, 开放时
(12:00)迅速上升至峰值(103 ng g–1 DW), 比开放前 1
h提高近 4倍(P<0.01), 而在颖花开放后随即下降。
为进一步验证这一结果, 测定了籼稻明恢 63颖
花开放过程中 JA含量的变化。明恢 63取样当天的
开花高峰是 12:00~14:00, 16:00颖花开放结束(图 3)。
图 3 表明, 明恢 63 颖花开放时 JA 含量也大幅上升
(比开颖前 1 h升高了 5倍), 颖花开放后 JA含量也
下降。颖花开放过程中 JA水平的变化趋势在粳稻和
籼稻中是一致的。
通常情况下籼稻开花时间比粳稻早, 但在本研
究中明恢 63的开花时间比武运粳 7号晚, 花时也较
分散(图 2和图 3), 原因是明恢 63取样当天(2011-10-
06)气温较低(最高气温 25 ), ℃ 而武运粳 7 号取样当
天(2011-08-13)气温较高(最高气温 34 )℃ 。气温对水
稻颖花开花时间和花时集中度影响较大[3]。
2.2 颖花开放过程中稻穗不同部位颖花 JA 含量
的差异
武运粳 7 号开花前(9:00)稻穗上部颖花(取样当
天已开花)、中部颖花(取样当天将开花)和下部颖花
(取样当天未开花) JA含量差异不明显, 颖花开放时
(12:00)中部颖花 JA 含量比上、下部位颖花高出 4.0
倍和 6.6倍(P<0.01) (图 4)。明恢 63与武运粳 7号相
类似, 颖花开放时中部颖花 JA含量比上、下部位颖
花高出 3.7倍和 3.5倍(图 4)。说明稻穗开花时 JA水
平分布是不均匀的, 正在开放的颖花 JA含量比已开
放和未开放的高, 这与 2.1的结果颖花开放时 JA含
量显著上升是相符合的。
2.3 颖花开放过程中 JA 生物合成途径关键基因
的表达变化
JA 生物合成途径中各反应步骤所涉及的催化
酶如图 1所示。脂肪水解酶 DAD1参与了拟南芥亚

图 2 粳稻武运粳 7号颖花 JA水平变化与颖花开放动态的关系
Fig. 2 Relationship between changes of JA levels in florets and
floret opening in japonica rice cultivar Wuyunjing 7
空三角和点线表示取样当天(2011-08-13)颖花开放动态; 实方框
和实线表示颖花内源 JA水平。不同字母表示差异达极显著水平
(P<0.01)。
Open triangles and dotted line stand for the floret opening time in
the sampling day (2011-08-13). Solid squares and line stand for the
endogenous JA levels in florets. Different letters indicate signifi-
cant difference at 0.01 level.

图 3 籼稻明恢 63颖花 JA水平变化与颖花开放动态的关系
Fig. 3 Relationship between changes of JA levels in florets and
floret opening in indica rice cultivar Minghui 63
空三角和点线表示取样当天(2011-10-06)颖花开放动态; 实方框
和实线表示颖花内源 JA水平。
Open triangles and dotted line stand for the floret opening time in
the sampling day (2011-10-06). Solid squares and line stand for the
endogenous JA levels in florets.

第 10期 何永明等: 水稻颖花自然开放过程中茉莉酸(JA)生物合成的变化 1895


麻酸 (linolenic acid)的释放 , 该酶属于磷脂酶 A1
(phospholipase A1) [19]。DAD1 和 13-脂氧合酶
(13-LOX)在水稻中有多个同工酶, 但据 Hirano等[20]
的芯片研究结果, OsDAD1-3和 OsLOX-RCI1在花粉
和绒毡层表达水平较高 , 其他家族基因信号值很
低。OsAOS家族有 2个基因(OsAOS1/2)[21]。催化水
稻 JA 生物合成的 OsAOC 和 OsOPR 分别由单基因
OsAOC和 OsOPR7 编码[16,20]。因此, 本研究检测了
OsDAD1-3、OsLOX-RCI1、OsAOS1/2、OsAOC、
OsOPR7 的表达变化。结果发现(图 5), 除 OsAOS2
之外, 上述 JA生物合成途径相关基因表达水平在颖
花开放时均有不同程度的上升, 开放后又随即下降,
其中 OsDAD1-3、OsLOX-RCI1表达水平上升幅度较
大, 开颖时(12:00)比开放前(9:00)分别上升3.8倍和8.0
倍, OsOPR7上升幅度较小, 仅比开放前上升 1.6倍。
与 OsAOS1不同, 开颖时 OsAOS2表达水平会下降。

图 4 开花前(9:00)和开花时(12:00)稻穗不同部位颖花 JA含量
Fig. 4 JA levels of florets at different part of panicles before anthesis (9:00) and at anthesis (12:00)
“U”: 上部颖花; 取样当天已开花; “M”: 中部颖花; 当天将开花; “L”: 下部颖花, 当天不开花。不同字母表示在 0.01水平差异显著。
“U”: florets at upper part of panicle which opened before the day. “M”: florets at middle part of panicle which have opening on the day. “L”:
florets at lower part of panicle which did not open on the day. Different letters indicate significant differences at 0.01 probability level.


图 5 以 real-time RT-PCR分析水稻武运粳 7号颖花开放过程中 JA合成基因的表达变化
Fig. 5 Transcriptional profiles of JA biosynthetic genes in florets of Wuyunjing 7 during anthesis analysed by real-time RT-PCR

1896 作 物 学 报 第 38卷

2.4 颖花开放过程中稻穗不同部位颖花 JA 生物
合成途径关键基因的表达差异
图 6表明, 颖花 JA合成途径基因 OsDAD1-3、
OsLOX-RCI1、OsAOS1、OsAOC、OsOPR7 表达水
平在颖花开放前(9:00)稻穗上、中、下部差异不明显,
而在颖花开放时(12:00), 中部比上、下部颖花高。
OsAOS2在颖花开放前上部颖花表达水平略高于中、
下部, 颖花开放时不同部位颖花间表达水平差异不
明显。图 6 的结果从分子水平上进一步支持了 2.2
的结果。

图 6 以 real-time RT-PCR分析武运粳 7号开花前(9:00)和开花时(12:00)稻穗不同部位颖花 JA合成基因的表达水平
Fig. 6 Expression levels of JA biosynthetic genes in florets of Wuyunjing 7 at different part of panicles before anthesis (9:00) and at
anthesis (12:00) analysed by real-time RT-PCR
“U”: 上部颖花; 取样当天已开花; “M”: 中部颖花; 当天将开花; “L”: 下部颖花, 当天不开花。
“U”: florets at upper part of panicle which opened before the day; “M”: florets at middle part of panicle which have opening on the day;
“L”: florets at lower part of panicle which did not open on the day.

3 讨论
自 1999年发现 JAs诱导水稻颖花开放功能以来,
已有较多有关 JAs 与颖花开放关系的研究报道, 例
如外源 JA/MeJA 强烈诱导小麦[8]、黑麦[9]和高粱[10]
等多种禾本科植物的颖花开放; MeJA对雄性不育水
稻颖花开放的诱导效应比可育水稻更显著[22], 并可
望用于解决杂交水稻制种中父母本花时不遇的难
题[23-24]; 明确了 JAs 的结构与颖花开放诱导活性的
构效关系[25]; 发现了水杨酸(SA)对 MeJA 诱导颖花
开放的拮抗作用[10]。但是, 关于内源 JA是否参与颖
花自然开放的研究却很少。曾晓春等[11]研究了 JA
生物合成前体及抑制剂对颖花开放的影响, 初步表
明影响内源 JA含量的因素能够影响颖花的开放。甘
立军等[14]应用 ELISA技术发现小麦雄蕊、浆片和稃
片 JAs含量在颖花开放时会明显上升, 表明内源 JA
水平与小麦颖花开放相关。
本研究发现水稻颖花 JA 水平在上午开花前较
平稳, 颖花开放时急剧上升至峰值(比开放前 1 h 提
高了 4~5倍), 颖花开放后随即下降(图 2和图 3); 并
第 10期 何永明等: 水稻颖花自然开放过程中茉莉酸(JA)生物合成的变化 1897


且同一稻穗上正在开花的颖花 JA 水平也比已开花
和未开花的高(图 4)。这一结果提供了内源 JA 参与
水稻颖花自然开放调控的证据 , 也印证了甘立军
等[14]在小麦上的研究结果。为进一步探讨水稻颖花
开放过程中 JA 生物合成途径的调控 , 我们应用
real-time RT-PCR技术检测了催化 JA生物合成主要
反应步骤的同工酶的编码基因表达变化。结果发现
颖花中 JA 生物合成途径关键基因 OsDAD1-3、
OsLOX-RCI1、OsAOS1、OsAOC和 OsOPR7的表达
水平在开花时会有不同程度的上调, 开花后又下降
(图 5)。这一结果从基因表达水平揭示了 JA 与水稻
颖花开放的关系。进一步分析图 5 的结果可知, 颖
花开放时 OsDAD1-3、OsLOX-RCI1表达水平上升的
幅度比 OsOPR7 更明显, 表明上游反应步骤的调控
可能对 JA生物合成的影响更大, 这与 Laudert等[26]
认为非诱导植株 JA 生物合成严格受到底物供给的
限制相一致。JA 生物合成重要调控节点 OsAOS 的
同工酶的编码基因 OsAOS1在颖花开放时表达上调,
而OsAOS2表达下调, 可见OsAOS2没有参与颖花开
放中 JA 的生物合成。这一结果和此前报道的这 2
个同工型基因的表达特性比较相符。OsAOS1 受到
红光和远红光的瞬时诱导, 参与光敏色素介导的水
稻幼苗生长的调控[27], 而光照影响水稻颖花开放。
OsAOS2 不受伤害和外源 JA 的诱导, 受到稻瘟菌侵
染的强烈诱导, 参与水稻和病原菌的互作反应[28]。
OsLOX-RCI1 基因不受伤害和病原菌的诱导, 受外
源 JA 的诱导[29], 而在颖花开放时表达水平却大幅
上升。以上分析表明颖花开放过程中 JA生物合成途
径的调控与病原菌和伤害诱导的 JA 生物合成途径
调控存在差异, 据我们所知这是首次有关水稻颖花
开放过程中 JA生物合成途径调控的报道。
拟南芥 JA生物合成突变体 dad1表现出花芽开
放延迟以及由于花丝不伸长和花药开裂延迟而引起
的雄性不育, 外施 JA 能恢复 dad1 的这些缺陷[19]。
Nagpal等[30]报道拟南芥花芽发育进入 11~12期后 JA
水平比 1~10 期上升了 6.7 倍, 进入 13~14 期后 JA
水平又下降。12期正好是拟南芥花芽开放前的最后
阶段, Stintzi和 Browse [31]发现只有在 11~12期施用
JA才能恢复 opr3的育性。这表明 11~12期的 JA合
成高峰正好与其调控花芽发育的时期相对应。本研
究发现的水稻颖花开放过程中 JA 水平的变化与此
有些类似, 提示 JA对水稻颖花的正常开花可能也是
必需的。水稻 JA途径缺陷突变体的研究将更直接揭
示 JA 在颖花发育过程中的作用。光和伤害诱导的
JA 合成发生缺陷的水稻突变体 hebiba[32]表现出雄
性不育, 在稻穗分化期外施 MeJA 能恢复育性。水
稻 JA-lle 合成缺陷突变体 Osjar1[33]的颖花开放后不
闭颖, 导致种子裂颖。但是, 这 2个突变体都没有直
接表现出颖花开放的障碍。水稻 cpm1 突变体[34]的
颖花开放有较明显的缺陷, 该突变体颖花开放时间
零散, 甚至有部分颖花不开放而直接受精, 花丝伸
长与颖花开放不同步, 并出现部分不育。该课题组[27]
推测 cpm1 的突变位点可能是 JA 生物合成基因
OsAOS1, 但至今还没有证实, 若最后能证实该突变
体是 JA 途径发生突变, 或者今后鉴定的 JA 信号突
变体会表现出颖花开放缺陷, 则将为 JA参与水稻颖
花开放的调控提供更直接的证据。
JA 是如何诱导水稻颖花开放的呢？颖花开放
是由浆片膨胀所启动的, 而浆片膨胀是由浆片细胞
渗透势突然降低引起的浆片细胞吸水所致。目前认
为浆片细胞的渗透物质(osmoticum)主要是蔗糖和 /
或 K+ [35]。王忠等[36]的研究表明水稻浆片细胞积累
的可溶性糖来自于淀粉的水解和小穗轴的转运。JA
促进细胞内淀粉水解的作用已在种子萌发中得到了
证实[37]。H+-蔗糖转运体 AtSUC1参与了拟南芥花药
开裂过程中细胞渗透势的建立 , Ishiguro 等[19]推测
JA能促进 AtSUC1基因的表达。JA抑制气孔张开与
其调控保卫细胞 K+的流出有关 [38]。Qin 等[39]认为
MeJA 诱导的水稻颖花开放涉及胞内 Ca2+信号。根
据现有的研究资料, 我们推测 MeJA 诱导颖花开放
的生理机制为, JA与浆片基部细胞中的 JA受体结合,
通过信号转导途径将质膜上的转运体活化, 活化的
转运体将糖和 K+转运进入浆片细胞; 另一方面 JA
也能促进浆片细胞内淀粉的水解。糖和 K+的积累导
致浆片细胞渗透势降低, 使浆片吸水膨胀。颖花开
放过程中有哪些转运体参与浆片细胞渗透势的建立,
JA 如何对这些转运体的活性进行调控, 仍有待深入
研究。
4 结论
水稻颖花自然开放过程中内源 JA 水平变化表
现为开颖时急剧上升和闭颖后随即下降。与此相对
应, 颖花中 JA 生物合成途径关键基因 OsDAD1-3、
OsLOX-RCI1、OsAOS1、OsAOC和 OsOPR7的表达
在开颖时上调, 闭颖后下调。这一研究结果提供了
内源 JA参与水稻颖花自然开放调控的有力证据。
1898 作 物 学 报 第 38卷

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