全 文 ：作物学报 ACTA AGRONOMICA SINICA 2012, 38(2): 191−201 http://www.chinacrops.org/zwxb/
ISSN 0496-3490; CODEN TSHPA9 E-mail: xbzw@chinajournal.net.cn

本研究由国家自然科学基金项目(30971776)和国家转基因生物新品种培育重大专项(2008ZX08010-004)资助。
第一作者联系方式: E-mail: yexg@mail.caas.net.cn, Tel: 010-82109765
Received(收稿日期): 2011-10-18; Accepted(接受日期): 2011-12-10; Published online(网络出版日期): 2011-12-13.
URL: http://www.cnki.net/kcms/detail/11.1809.S.20111213.1704.001.html
DOI: 10.3724/SP.J.1006.2012.00191
植物组织培养再生相关基因鉴定、克隆和应用研究进展
叶兴国 1 佘茂云 1,2 王 轲 1 杜丽璞 1 徐惠君 1
1 中国农业科学院作物科学研究所 / 农作物基因资源与基因改良国家重大科学工程 / 农业部作物遗传育种重点开放实验室, 北京
100081; 2 Department of Agronomy, Purdue University, West Lafayette, IN 47907, USA
摘 要: 离体植物组织体细胞胚胎发生是一个复杂的无性繁殖过程, 依次经历外源植物激素信号应答、已分化细胞
的脱分化、静止细胞的再分裂以及特定组织、器官原基或分生组织的形成等, 是多个基因在外界因素刺激下协调、
有序表达和互作的结果, 不但受培养基中植物激素和营养成分的影响, 也与外植体的生理状态关系密切。本文综述了
外源激素和内源激素在植物组织培养中的作用, 以及外源激素对内源激素的调节功能; 重点介绍了 5类与植物体细
胞胚胎发生有关的候选基因, 包括体细胞胚胎发生相关类受体蛋白激酶、阿拉伯葡聚糖酶、亚硝酸还原酶、生长素
结合蛋白和抗氧化酶。再生相关基因的利用不但有助于提高植物组织培养植株再生率和遗传转化率, 而且有助于获
得安全型转基因植物, 在基因工程育种中具有潜在应用前景。不同植物和同种植物不同外植体组织培养中调控体细
胞胚胎发生的主效基因可能不同, 关键再生相关基因的克隆和功能鉴定是今后需要加强的方向。
关键词: 植物; 组织培养; 体细胞胚胎发生; 器官发生; 再生相关基因
Identification, Cloning, and Potential Application of Genes Related to Somatic
Embryogenesis in Plant Tissue Culture
YE Xing-Guo1, SHE Mao-Yun1,2, WANG Ke1, DU Li-Pu1, and XU Hui-Jun1
1 Institute of Crop Sciences, Chinese Academy of Agricultural Sciences / National Key Facility of Crop Gene Resources and Genetic Improvement /
Key Laboratory of Crop Genetics and Breeding, Ministry of Agriculture, Beijing 100081, China; 2 Department of Agronomy, Purdue University, West
Lafayette, IN 47907, USA
Abstract: Plant embryogenesis or organogenesis in vitro is a complicated asexual reproductive process consisting of many aspects
such as phytohormone perception, dedifferentiation of differentiated cells to acquire organogenic competence, re-entry of quies-
cent cells into cell cycle, and organization of cell division to form specific organ primordia and meristems. In fact, plant regenera-
tion is the result of multigenic interactions and regulatory controls, which are not only affected by plant hormones and other nu-
trients in the medium, but also showed a close relationship with the physiological state of explants. The effects of exogenous and
endogenous hormones on plant regeneration and the regulation of exogenous hormones on endogenous hormones were reviewed
in this paper. Research progresses on five classes of genes related to somatic embryogenesis were collectively described. They are
somatic embryogenesis receptor-like kinase, arabinogalactan-proteins, nitrite reductase, auxin binding protein, and antioxidant
enzyme. Regeneration associated genes are prospected to be potentially used in plant genetic breeding, whose applications will be
involved in the improvement of plant regeneration efficiency and transformation efficiency, also in obtaining transgenic plants
with bio-safety. However, main candidate genes related to regeneration might vary in different plants or tissues, or function
through different pathways. Therefore, cloning and characterization of some important genes related to somatic embryogenesis or
organogenesis should be strengthened in future.
Keywords: Plants; Tissue culture; Somatic embryogenesis; Organogenesis; Regeneration-associated genes
植物组织培养开始于 19世纪后半叶, 基于对自
然状态下某些植物可以通过无性繁殖产生后代的现
象, 人们产生了将植物体的一部分在适当的条件下
培养成完整植株的设想, 开始了植物组织培养的尝
192 作 物 学 报 第 38卷

试。1902年, Haberlandt提出植物细胞在适宜环境条
件下具有独立发育成为新个体的潜能, 即细胞全能
性(totipotency)。该学说的提出为植物组织培养奠定
了理论基础。随后又提出了多能性(pluripotency)概
念 , 即单一细胞能分化发育成几乎所有的细胞群 ,
进而产生新的个体[1]。1937年, White认为在特定环
境下植物的全能性处于被抑制状态, 一旦脱离这样
的环境, 其全能性必将通过脱分化和再分化过程重
新表现出来 [2], 于是开始展开了对激发植物细胞全
能性条件的探索, 细胞全能性的发挥即材料的再生
能力是组织培养成功的关键。直到 1948 年, Skoog
和 Tsui 从烟草茎段培养中获得了首例再生植株[3]。
到目前为止 , 组织培养已经在 1 000多种植物上取
得了成功 [3], 起始培养材料几乎涵盖了植物的所有
组织和器官, 甚至原生质体和小孢子。组织培养植
株再生技术已被广泛应用于植物基因工程育种、加
倍单倍体育种、多倍体育种、远缘杂交育种、无性
变异系创制和珍贵物种快速繁殖等众多领域。然而,
植物组织培养存在很强的物种依赖性和基因型特异
性 , 一些植物如烟草(Nicotiana tabacum)、拟南芥
(Arabidopsis thaliana)、水稻(Oryza sativa)、短柄草
(Brachypodium distachyon)等离体培养再生植株比
较容易, 而另一些植物如大豆(Glycine max)、小麦
(Triticum aestivum)、玉米(Zea mays)、棉花(Gossy-
pium hirsutum)等再生植株比较困难。明确植物离体
培养性状的调控网络和遗传控制等, 将有助于提高
一些植物的植株再生率和遗传转化率, 丰富获得无
抗生素或除草剂标记转基因植株的途径。
1 植物体细胞胚胎发生的激素调控
1.1 植物体细胞胚胎发生过程
植物离体培养的胚胎发生过程主要涉及胚芽、
胚轴、胚根及子叶的发育和分化过程, 与合子发育
过程存在许多相似之处, 可能是由于控制细胞属性
转变过程的分子机制十分保守的原因[4]。对于双子
叶植物来说, 典型的体细胞胚胎发生过程包括球形
期、心形期、鱼雷期及子叶期[4]; 而单子叶植物主要
包括球形期、延长期、盾片期及胚芽鞘期[5]。在禾
本科植物胚胎发生过程中, 伴随着球形期发生一系
列的结构变化, 包括盾片的发育、胚芽鞘凹痕的形
成、组织分化、胚性维管系统形成及细胞内含物的
积累等, 成熟期胚芽鞘变大, 胚轴高度发育并侧向
发生, 类似与水平发生的盾片, 根顶端分生组织被
包埋 , 芽顶端分生组织向外发育并包裹在胚芽鞘
中。
植物离体再生是一个无性繁殖过程, 依次经历
外源植物激素信号应答、已分化细胞的脱分化、静
止细胞的再分裂以及特定组织或器官原基或分生组
织的形成等[6]。概括起来, 植物离体再生过程主要包
括 3个明显的阶段: 首先细胞发生脱分化获得器官
再生能力, 随之通过对外源激素响应为分化特定器
官做准备, 最后是不依赖植物激素的组织器官再生
过程。其中, 第 1阶段细分为 2个亚阶段, 即细胞增
殖及根器官建成能力获得和芽器官发生能力形成[7]。
通过体外再生过程的研究, 有助于促进对高等植物
早期发育过程中基因表达调控机制的研究, 如通过
对各种各样突变体的遗传分析探讨再生过程涉及的
有关基因的表达和沉默。
体细胞胚胎发生实际上是按照预定的胚性发育
路径进行的体细胞重构过程, 是高等植物细胞全能
性的体现。体细胞发育过程涉及许多信号级联机制
的激活及多种基因差异表达的调控。胚性能力的获
得在很大程度上依赖体细胞脱分化作用, 即从当前
的发育路径转向对生长素等植物激素刺激信号的响
应, 进入以胚性细胞为目标的细胞分裂。在胚胎发
生早期, 体细胞发生一系列变化, 包括脱分化、诱导
胚性愈伤组织及胚性愈伤组织再生能力获得。
1.2 植物体细胞胚胎发生过程中的激素响应
外源激素特别是生长素 (auxin)、细胞分裂素
(cytokinin, CK)和其他植物生产调节剂(plant growth
regulator, PGR), 对植物体细胞胚胎发生过程具有重
要影响[8]。植物体外器官发生过程依赖外源激素的
添加以及培养过程中自身对这些激素的响应, 二者
缺一不可[9]。通常情况下, 植物离体培养组织的器官
再生对植物激素响应包括 3个阶段: 首先, 培养的
外植体细胞感知植物激素的信号刺激, 从而诱发随
后的脱分化过程; 进入第 2 阶段, 由于受到植物激
素平衡的影响, 植物组织中特定细胞的分化指令得
以形成, 进而为后续再分化特定器官奠定基础; 有
意思的是在最后的阶段, 植物形态发生过程中却不
依赖外源激素。
外源生长素在体细胞胚胎发生过程中起关键作
用, 可促进培养材料形成愈伤组织, 其机理是诱导
大量内源乙烯合成前体——氨基环丙烷羧酸的生成,
但其对芽再生并不必要。体细胞胚胎发生过程虽然
受外源生长素的引发, 但其进一步发生并不需要生
第 2期 叶兴国等: 植物组织培养再生相关基因鉴定、克隆和应用研究进展 193


长素[10-11], 可能的原因是外源生长素促进了内源生
长素的合成, 提高了内源生长素浓度, 表现为促进
再生[8, 12-13]。Fischer-Iglesias等[14]对小麦体外诱导胚
胎发生过程中体内生长素的分布及运输机制的研究
表明, 在诱导阶段即胚的纵向对称发育阶段, 由于
胚胎中尚不具备能诱导脱分化过程所需生长素的合
成器官的存在, 当培养基中添加生长素运输的抑制
剂 2,3,5-三碘苯甲酸(2,3,5-triiodobenzoic acid, TIBA)
时, 胚的正常脱分化受阻, 促进了形态异常胚的形
成, 而在培养一段时间后即过渡期(transition stage)
以及随后的两侧对称发育阶段(bilaterally symmetri-
cal stage), 伴随自身能够合成生长素器官如胚芽鞘、
胚柄(suspensor)等的形成 , 同时鉴于生长素对植物
生长的双重性, 减少或停止外源生长素供应有利于
愈伤组织的再分化。Jiménez和 Bangerth[15]发现, 小
麦胚性愈伤组织比非胚性愈伤组织含有更多的内源
生长素, 诱导培养基上培养时间的延长将减少胚性
愈伤组织形成, 原因是内源生长素浓度降低到非胚
性愈伤组织的水平。
在生长素中, 2,4-D被广泛用于体细胞胚的诱导
研究 [16-18]。Fischer-Iglesias 等 [14]发现, 当添加外源
2,4-D后, 小麦胚中正常的 2,4-D双向运输被破坏。
持续的 2,4-D 处理抑制内源生长素的极性分布, 进
而抑制胚性发育[19]。因此, 植物组织诱导培养阶段
适时移除 2,4-D 将有助于胚性愈伤组织的形成。离
体培养过程中, 除了外源生长素被认为是植物胚胎
发育所必需, 植物内源激素的作用也不应忽视。其
中, 高浓度的 IAA (indole-3-acetic acid)被认为与胚
胎发育的响应有关[20]。在胡萝卜中, 外源 2,4-D 能
提升内源 IAA 累积, 胚胎发生能力的提高很可能与
外源 2,4-D诱导的内源 IAA的急剧增加密切相关[21]。
Pasternak 等 [13]也发现 , 在苜蓿原生质体培养起始
2~3 d, 外源 2,4-D 同样诱导大量内源 IAA 的合成,
并加剧胚性及非胚性愈伤组织中 IAA 的浓度差异,
然而这种效应只是暂时的, 且受到外源 2,4-D 浓度
及培养基中离子浓度和 pH值的影响。此外, ABA、
ACC (乙烯合成前体)等植物激素对体细胞胚胎发生
的影响也有报道 [11,22]。Nishiwaki 等 [23]在胡萝卜
(Daucus carota)体细胞胚胎发生的研究中发现, 仅
ABA 就能有效诱导胡萝卜分化体细胞胚 , 表现出
ABA 浓度依赖性, 同时还发现, 外植体的发育程度
对外源 ABA 的响应有很大影响, 当下胚轴长于 3.0
cm时不能形成胚, 去除供应内源生长素的芽顶端组
织后也不能产生体细胞胚, 表明生长素是ABA功能
发挥不可缺少的因子。此外, ABA 能上调内源 IAA
的合成 , 诱导向日葵体细胞胚胎发生 [24]。然而 ,
Ivanova 等[25]发现内源 ABA 浓度与苜蓿(Medicago
truncatula)胚胎发生能力反相关 , 可能的解释是高
的内源 ABA 浓度抑制了植物细胞对外源胁迫或
ABA 信号的响应。在椰子的再生研究中发现, 培养
物在含 2.5~5.0 μmol L−1 ABA培养基上培养 5周, 对
于随后的再生过程非常有效, 同时相对于含低浓度
的 2,4-D的诱导培养基来说, 含 ABA的诱导培养基
能诱导产生更多的胚性愈伤组织[26]。
然而, 也有体细胞胚胎发生过程中无需 PGR的
报道[27], 在这种情况下, 体细胞胚主要发生在外植
体表面。因此, 体细胞胚胎发生过程不应看作是对
某一种或多种外源 PGR的直接效应, 而是由这些外
界信号引发的细胞内源激素合成和分配的结果。
2 植物体细胞胚胎发生的几类重要基因
2.1 植物体细胞胚胎发生相关类受体蛋白激酶
Schmidt 等[28]首次在胡萝卜下胚轴再生研究中
筛选到一个调控体细胞向胚性细胞转变的关键基因,
命名为 SERK (somatic embryogenesis receptor-like
kinase)。在体细胞胚胎发生过程中, SERK的 mRNA
仅在球形期前的合子胚中存在, 推断具有再生潜能
的体细胞与合子胚胎具有相同的信号转导途径, 且
表达 SERK 的单细胞可发育成具有再生潜能的体细
胞胚胎。结构分析表明, SERK属 RLK (receptor-like
kinases)家族, 由 N端信号肽、LZ域(leucine zipper)、
5个 LRR域(leucine-rich repeat domain)、1个 SPP基
序、11个保守的 Ser/Thr激酶功能域, 以及 1个类似
LRR的 C端区组成(图 1), 包括胞外感知域、跨膜域
和胞内触发域 3部分[29]。研究发现, 多个 LRR由独
立的外显子编码, 表明 SERK基因可能由早期仅含 1
个 LRR单元的基因通过外显子复制产生[30]。高度保
守的 SPP 基序是 SERK 特有的结构, 脯氨酸残基多
发生羟化, 可能是 O-糖基化的靶位点, 但其确切功
能未知, 推测与细胞外受体结构域灵活性有关, 或
者参与细胞壁互作(图 1)。SERK 胞内域含 11 个高
度保守的激酶功能域, 表明 SERK 属丝氨酸/苏氨酸
激酶类, 但近来也有报道认为属酪氨酸激酶家族[31]。
SERK 蛋白另一个有趣的结构是其 C 端存在类似
LRR, 可能介导蛋白与蛋白间的互作, 是细胞内磷
酸化级联反应信号传递所必需的结构。
194 作 物 学 报 第 38卷


图 1 SERK蛋白结构模式图
Fig. 1 Classical structure of SERK

随后, 相继从拟南芥[30]、水稻[32]、小麦[17]、苜
蓿 [33]、黑麦 (Secale cereale)[34]、玉米 [35]、棉花
(GenBank登录号为 JF430801.1和 HQ621831.1)等植
物中克隆了 SERK 基因。其中, 来自水稻的 SERK1
(OsSERK1)包含 629个氨基酸, 编码该蛋白的 cDNA
长度为 2 380 bp, OsSERK1 与拟南芥 SERK1 (At-
SERK1)、胡萝卜 SERK(DcSERK)、玉米 SERK1
(ZmSERK1)和苜蓿 SERK1(MtSERK1)的同源性分别
为 87%、83%、89%和 86%。ZmSERK3与 ZmSERK2、
ZmSERK1、 OsSERK1、 MtSERK1、 DcSERK、
AtSERK2和 AtSERK1的相似性分别为 94%、91%、
88%、85%、83%、84%和 82%。
组织表达特性分析表明 , 拟南芥幼苗期
AtSERK1 在根尖、叶脉、子叶基部表达较强, 成株
期在花芽和发育初期的合子胚中表达显著高于根、
茎、叶和角果 , 仅在胚性愈伤组织中观察到由
AtSERK1启动子调控的GUS活性, 而在非胚性愈伤
组织中没有观察到 GUS 活性或 AtSERK1 表达, 证
明 AtSERK1表达增强了胚性愈伤组织竞争力, 是胚
性愈伤组织的标志[30]。OsSERK1在水稻旗叶和愈伤
组织中的表达量显著高于根、芽、穗和幼叶等器官,
愈伤组织转移到分化培养基上 5~10 d的表达量最高,
然后随着再生芽的形成表达量降低, 预示 OsSERK1
在体细胞胚发生过程中起重要作用[32]。功能研究结
果表明, 过表达 OsSERK1转基因水稻的再生率明显
高于对照, 沉默 OsSERK1转基因水稻的再生率显著
低于对照[32]。Zakizadeh 等[36]从玫瑰(Rosa rugosa)
中克隆到 4 个 RhSERK 基因, 发现其在胚性愈伤组
织、非胚性愈伤组织、成熟体细胞胚和各种成熟器
官中差异表达, 其中胚性愈伤组织中 RhSERK3 和
RhSERK4 的表达量是非胚性愈伤组织中的 5 倍, 体
细胞胚中 RhSERK4的表达量是胚性愈伤组织中的 8
倍, 因此 RhSERK3 和 RhSERK4 可看作玫瑰体细胞
胚胎再生的标记基因。Singla 等[17]利用同源比对方
法从小麦中分离到 3 个小麦 TaSERK 基因不完整的
ORF, 对其进行了表达特性和结构特性分析 , 表明
克隆的 TaSERKs 中除 TaSERK3 不具有保守的 SPP
motif 外, 其余 2 个皆存在; 同时认为, 尽管 TaSERK3
不存在 SPP motif, 但保守的 C末端也是 TaSERK特
异的, 且 TaSERK3 在发育的种子中表达量最高, 推
测其在合子及体细胞胚胎发生过程中均有作用, 而
TaSERK1 和 TaSERK2 在受精卵中具有相同的表达
模式, 推测二者可能具有其他功能。Yakandawala和
Jordan发现[37], 过表达 TaSERK2并不能提高小麦品
种 Bobwhite的转化效率, 推测其可能不是小麦胚胎
发生的关键基因。鉴于 TaSERK2 与 AtSERK1 及
OsSERK1 具有较高的同源性, 认为后二者可能也不
是控制再生性状的主要基因, 这与 Ito 等[38]的研究结
果一致 , 故认为在小麦中可能存在另外一个与
SERK2 高度同源且对再生和转化具有积极影响的
SERK 基因。但对水稻 OsSERK1 研究发现, 尽管其
在水稻的各个器官或组织中均有表达, 但在胚性愈
伤组织中表达量异常高, 干扰 OsSERK1表达导致粳
稻品种中花 11的再生率由 72%下降至 14%, 过表达
再生率提高[32]。同时还发现, OsSERK1 的表达受稻
瘟病菌以及一些植物激素(如水杨酸、茉莉酸和 ABA
等)的诱导, 推断 OsSERK1 可能参与水稻防御信号
转导的调控[32]。Yakandawala和 Jordan[37]利用 RNAi
技术干扰 TaSERK2后, 发现Bobwhite转化效率明显
下降, 认为 TaSERK2 可能与小麦再生有关。生长素
与 TaSERK表达相关性的研究发现, 3个 TaSERK都受
2,4-D 及 IAA 的诱导表达, 且仅在胚性组织中具有
此种特性, 推断 SERK 上调表达与体细胞胚胎发生
具有较高的相关性; 例外的是, 玉米的 ZmSERK1及
ZmSERK2 在胚性及非胚性组织中具有相同的表达
模式[39]。Zhang 等[35]发现, ZmSERK1 与 ZmSERK2
在维持由 2,4-D 引发的胚胎细胞形成及分裂中具有
重叠功能, 认为这种叠加功能不能被其他 SERK 代
替, 而 ZmSERK3 被认为在胚胎诱导过程中起作用,
且在分裂旺盛的胚胎细胞中表达量较高, 认为这种
第 2期 叶兴国等: 植物组织培养再生相关基因鉴定、克隆和应用研究进展 195


上调表达是生长素和细胞分裂素协同作用的结果 ,
但结合 BA单独处理或 BA与 2,4-D共同处理条件下
愈伤组织的缓慢增殖现象, 暗示 ZmSERK3 在胚胎发
生过程中具有双重作用, 表现为在含有 2,4-D 的培
养基上适度表达能够促进胚胎发生, 而过表达则抑
制胚胎发生。在黑麦中也发现, ScSERK在体细胞胚
形成过程中表达上调, 当体细胞胚形成后, 表达量
开始下降直至植株再生[34]。研究还发现, TaSERK3
呈现出油菜素内酯(brassinosteroid, BR)的诱导表达
特性[17]。Yopp 等[40]发现, BR 与生长素有正协同作
用, 在驱动细胞膜系统质子泵泵出氢离子后, 引起
胞外空间酸化, 导致 K+内流, 使细胞壁松弛进而促
进生长。同时, BR 还能抑制生长素氧化酶活性, 提
高植物内源生长素的含量, 促进 SERK 基因表达。
由内源生长素诱导表达的 SERK 结合在细胞膜上,
感知外源信号分子, 被信号分子激活的 SERK 使得
细胞内部的油菜素内酯激酶受体磷酸化 , 后者与
BR结合, 进而调控发育、抗逆等有关基因的表达(图
2)[32]。

图 2 SERK调控基因表达模式
Fig. 2 Expression model of related genes regulated by SERK
引自 Hu等[32]。Cited from Hu et al. [32]

2.2 阿拉伯半乳聚糖蛋白
阿拉伯半乳聚糖蛋白 (arabinogalactan protein,
AGP)是一类细胞壁蛋白聚糖, 含有一个富含 1-羟基
脯氨酸的核心蛋白骨架, 与占分子量 90%~98%的巨
大碳水化合物部分连接。多糖碳水化合物由 β-1,3
和 β-1,6连接的半乳聚糖组成, 其中包含醛酸苷和中
性阿拉伯糖。AGP 在高等植物中广泛存在, 在植物
营养生长、生殖生长及细胞生长和分化中发挥多种
作用。Chapman 等[41]、Lucau-Danila 等[42]分别在菊
苣(Cichorium intybus)根系培养和叶片培养中发现,
培养基中加入 AGP 的特异结合物质——苯基葡糖
苷(β-D-1,3-glucosyl Yariv reagent, β-Glc Y)彻底抑制
了体细胞胚胎发生, 培养物转移到去除 β-Glc Y 的
培养基上后体细胞胚胎发生得以完全恢复 , 认为
AGP与细胞的再分化密切关联。进一步利用再生性
能差异显著的 2个菊苣近等基因系材料 K59和 C15,
建立了体细胞胚胎发生时期的差减杂交 (suppres-
sion subtractive hybridization, SSH)文库 , 借助 in
silico 分析, 发现 33 个基因在胚性愈伤组织和非胚
性愈伤组织中差异表达[43]。维恩图解(Venn diagram)
分析发现其中 19个基因的表达与 β-Glc Y处理有关,
三元比对(ternary clusters)分析发现胚性愈伤组织诱
导期间 8 个基因在 K59 和 C15 中差异表达, 并受
β-Glc Y的影响, AGP是其中之一。其他研究也表明,
与 AGP以非共价键方式结合的 β-Glc Y抑制细胞生
长 , 影响细胞伸长 , 修饰程序化细胞死亡和分化 ,
阻碍花粉管生长以及体细胞胚的发生和合子胚的发
育。Kasha等[44]发现, 在培养小麦小孢子的培养基中
加入 AGP提高了小孢子活性和愈伤组织诱导率。
2.3 亚硝酸还原酶
氮素是高等植物生长发育的必需元素之一, 参
与植物体许多大分子合成, 如蛋白质、核酸、激素、
维生素和叶绿素等, 在高等生物生命活动中起重要
作用。植物体无时无刻不在进行着氮代谢, 但植物
体所能吸收的氮素营养主要来自硝酸盐、亚硝酸盐
及铵盐, 其中硝态氮是植物最易吸收的类型。然而,
植物体并不能直接利用这些硝态氮合成自身所需的
各种大分子有机物, 需将硝态氮转变为铵态氮后才
能利用, 其中间环节涉及到硝态氮转变为亚硝态氮
的过程。研究表明, 植物体内亚硝态氮累积过多会
对植物体造成毒害, 进而影响离体培养植物组织的
再生过程[45]。Nishimura 等[46]利用再生性能差异明
显的水稻品种 Kasalath (高再生)和 Koshihikari (低再
生), 借助QTL定位和图位克隆技术从Kasalath中分
离到 1个再生相关的主效基因, DNA序列比对发现
该主效基因正是亚硝酸还原酶(nitrite reductase, NiR)
编码基因 NiR。编码序列分析表明, NiR在再生差异
明显的 2 个品种中仅存在 2 个氨基酸残基位点的差
异。功能鉴定结果表明, 再生性能与 NiR 的表达呈
正相关, 将来自Kasalath的NiR转入Koshihikari, 后
者获得了与前者相似的再生能力。同时发现, 在培
养 Kasalath 愈伤组织的培养基中存在极少量亚硝酸
盐, 而在培养 Koshihikari 培养基中存在较多亚硝酸
盐, 意味着亚硝酸还原酶促进了植物细胞内亚硝酸
盐的转化, 减少了向培养基中的分泌, 降低了对细
196 作 物 学 报 第 38卷

胞自身的伤害, 促进了植株再生。
Ozawa等[47]发现, 从再生能力不同的水稻品种
中分离的 NiR 启动子存在一段重复序列差异(5′-GC
ATCTGCCCTTTTGAATTCGCCA-3′), 且这种差异
导致了高再生品种Konansou的NiR活性高于低再生
品种 Koshihikari达 3倍之多。
2.4 生长素结合蛋白
植物激素及 PGR 的协同作用对于体细胞向胚
性细胞转变具有重要影响, 尤其生长素的刺激和胁
迫效应是细胞转变的基础, 并在此基础上, 细胞内
发生遗传、代谢及生理上的重建, 最终表现为细胞
的全能性。在诱导植物体细胞胚过程中, 生长素如
2,4-D是最有效的植物激素。研究发现, 2,4-D高于某
个临界值浓度时对体细胞胚胎发育表现为双重性[48]。
然而, 2,4-D对体细胞胚胎发育的抑制作用不仅仅归
咎为浓度效应, Goldsworthy和Mina[49]认为, 2,4-D能
降低烟草悬浮培养细胞的电流分布和强弱, 降低极
性细胞数量 , 进而影响细胞的发育和分化。同时 ,
2,4-D 对细胞膜的通透性也有影响[50], 通过与 ABA
及乙烯合成路径中相关受体的互作, 提高后者在细
胞内的水平[51]。2,4-D 等生长素对细胞脱分化和再
分化的调控必定与植物内部的基因有关。
生长素结合蛋白(auxin binding protein, ABP)是
在内质网上合成, 分泌、定位在细胞质膜外侧, 介导
生长素早期信号网络中的一个重要受体(图 3)[52]。外
源添加生长素与质膜上的 ABP1 结合后, 进而与质
膜上一种未知的停泊蛋白结合, 随即引发一系列信
号传导通路, 包括质子泵 ATPase激活、胞外空间酸
化及 K+内流, 导致细胞内电位和水势变化, 细胞壁
松弛, 细胞膨大, 为已分化细胞的脱分化奠定了基
础[52-53]。ABP1 在植物细胞的整个生活史中都发挥
作用, 参与几乎所有生长素介导的信号应答, ABP
功能缺失影响细胞极性的建立, 导致胚胎发育受阻
甚至死亡[52]。同时发现, ABP1失活影响了生长素响
应基因和内源生长素合成基因的表达, 如 Aux/IAA
通路(14个基因)中 10个基因的转录本在拟南芥幼苗
芽组织中快速减少[52], 内源生长素合成受阻, 生长
素极性分布不能建立, 已分化细胞不能脱分化, 最
终影响体细胞胚胎发生和植株再生。近年来也发现
了一个不依赖于 ABP 的生长素诱导的细胞快速膨
大过程 , 但参与叶中生长素介导的细胞膨大过程 ,
表明 ABP 介导的生长素信号通路对生长素的生物
合成没有影响[54]。通过免疫调控途径使 ABP功能失
活, 发现细胞停留在 G1期, 即便在生长素存在的条
件下仍不能进入正常的细胞周期, 对培养不同时期
的各类细胞仍有影响[55]。

图 3 ABP1介导的信号通路
Fig. 3 ABP1 mediated signal pathways
引自 Tromas等[52]。Cited from Tromas et al. [52]

2.5 抗氧化酶类
许多不良环境条件可诱发氧化胁迫, 包括紫外
线、病原菌和缺氧等。其中, 因氧气缺乏而导致的
氧化胁迫有低氧、缺氧及再氧化 3 种类型, 活性氧
第 2期 叶兴国等: 植物组织培养再生相关基因鉴定、克隆和应用研究进展 197


物质(reactive oxygen species, ROS)的产生标志着低
氧特别是再氧化的发生。氧化胁迫可发生在在细胞
内所有生物大分子上, 包括脂类、蛋白质、碳水化
合物及核酸。过氧化氢(H2O2)、超氧自由基( 2O−& )及
羟自由基(·OH)是许多细胞氧化反应过程的副产物,
对细胞正常代谢、生长及发育造成不利, 进而引发
细胞功能紊乱和死亡。细胞内的抗氧化系统能抑制
ROS 的产生, 包括各种抗氧化剂酶类, 如过氧化物
酶(peroxidase, POD)、超氧化物歧化酶(superoxide
dismutase, SOD)、过氧化氢酶(catalase, CAT)、抗坏
血酸过氧化物酶(ascorbate peroxidase, APX)、过氧
化物酶(peroxidase, POX)等。
ROS的产生与清除能力的差异是植物再生能力
差异的原因之一[56]。Papadakis等[57]发现烟草和葡萄
(Vitis vinifera L.)原生质体全能性的发挥与细胞抗氧
化物质的活力正相关, 与原生质体和培养基中 ROS
负相关, 具有全能性的原生质体相对于无全能性的
原生质体 2O−&和 H2O2含量低 2 倍, 对应的培养基中
低 7 倍; 添加能产生 2O−&的碱性 DMSO, 导致原生质
体再生性能及细胞分裂能力降低。然而, Lamb 和
Dixon 等发现[58], ROS 对植物的生长和发育具有促
进作用, 如H2O2参与过氧化物酶介导的分子内同型
酪氨酸互作, 以及与 2O−&一起充当信号分子, 诱发细
胞防御反应。在原生质体再生性能方面, H2O2 功能
表现为双重性, 一方面作为代谢产物调控植物细胞
的代谢过程, 另一方面作为信号分子参与细胞内复
杂生命活动的调节。在烟草原生质体培养中 , 当
CAT 活性受到抑制时, 原生质体的分裂能力及再生
能力不受影响, 但当 POX 活性受到影响时, 首先影
响原生质体的分裂能力。胞外的 H2O2是维持细胞分
裂必需的物质, 对植物生长、发育、适应性及防御
反应具有重要作用, 同时也是 POX介导的细胞壁重
构的底物分子, 减少培养基中H2O2的过度累积有利
于植株再生。
在小麦幼胚和幼穗再生中发现, 高再生能力的
愈伤组织中含较高的抗氧化酶活性, 幼穗诱导的愈
伤组织比幼胚诱导的愈伤组织具有更高的 SOD、
CAT 和 POD 活性, 其中, 幼胚诱导的愈伤组织中 3
种酶活性的高低依赖于不同 PGR的应用, 在非再生
的愈伤组织中, 仅生长素处理后酶活性最高, 而在
具有再生能力的愈伤组织中, 最高酶活性出现在细
胞分裂素处理后, 认为小麦愈伤组织的再生性能与
特定 PGR诱导的ROS有关, 在胚性愈伤组织发育和
分化过程中, ROS充当体外 PGR效应与体内形态发
生的“信使”[59]。对落叶松(Larix leptolepis)幼胚培
养的结果表明, 体细胞胚发生过程中H2O2的含量前
期升高, 然后降低并波动; CAT活性前期平稳, 中后
期升高, 然后降低; SOD 活性前期升高, 然后迅速
降低 ; APX 活性前期波动 , 后期升高 [60]。对剑兰
(Gladiolus hybridus)叶片的再生研究表明 , 在体细
胞胚发生过程中, SOD 活性逐步增加, CAT 和 POX
活性降低, 而在芽器官发生期间呈现相反趋势, 外
源 H2O2的添加可提高体细胞胚胎发生率[61]。在冰叶
日中花 (Mesembryanthemum crystallinum)下胚轴培
养中发现, 低 CAT 活性和高 H2O2含量预示较高的
芽分化能力, 表明氧化平衡的破坏可能促进了与形
态发生相关基因的表达[62]。同样, Cui 等[63]在枸杞
(Lycium barbarum)再生研究中也发现高再生性状总
是与 CAT活性下降、H2O2含量上升相伴发生, 合适
浓度 H2O2可以提高内源 H2O2含量, 进而诱导体细
胞胚发生相关基因表达。然而, Rajeswari和 Paliwal[64]
报道香合欢(Albizia odoratissima)下胚轴再生能力与
POD 和 CAT 活性呈正相关。Tian 等 [65]在草莓
(Fragaria chiloensis)组织培养中发现, 愈伤组织分
化过程中 SOD活性先上升后降低, CAT活性持续降
低, POD活性先降低后上升; 高 2O−&及低H2O2含量与
低器官形成能力有关, 在几乎没有再生能力的愈伤
组织中检测不到 SOD 活性, 外源添加 H2O2能促进
愈伤组织的芽再生。研究还表明, 氧化胁迫过程降
解的小分子多肽可充当细胞内的第二信使, 参与细
胞生命活动的调控[66]。由此可见, 氧化胁迫对植物
细胞的再生过程具有双重作用, 即氧化胁迫引发植
物体内相关抗氧化胁迫酶类合成 , 从而促进再生 ;
另一方面, 发生氧化胁迫的细胞其细胞膜通透性发
生改变, 进而导致细胞死亡。
3 植物再生相关基因定位、克隆和应用前景
3.1 再生相关基因定位、克隆和鉴定
目前, 在植物再生基因鉴定方面已开展了大量
研究, 并克隆了一些与体细胞胚发生相关的主效基
因。Ozawa等[47]利用 mRNA差显技术, 以再生性能
差的水稻品种 Koshihikari、Sasanishiki 和再生性能
高的品种 Konansou、Koshihikari及 Sasanishiki近等
基因系为材料, 分离到 1个与 Konansou再生性能正
相关的全长 cDNA克隆(Os22A), 该克隆主要在再生
好的水稻品种愈伤组织中表达, 且随着再生性能下
198 作 物 学 报 第 38卷

降其表达量降低, 转 Os22A的 Koshihikari再生性能
明显提高。Nishimura等[46]利用图位克隆技术从高再
生力的水稻品种 Kasalath 中克隆到 OsNiR 基因, 该
基因与水稻成熟胚再生关系密切, 在再生率高的水
稻品种中表达普遍较高, 在再生率低的水稻品种中
表达普遍较低, 通过转入该基因可显著提高再生钝
感水稻品种的再生率。除了从水稻中分离的 Os22A
和 OsNiR, 以及从菊苣、拟南芥、胡萝卜、苜蓿、
水稻、玉米、小麦等植物中鉴定的 AGP、SERK、
CDC2、LEC1、WUS、KN1、CAT、SOD等基因外, 还
从矮牵牛、大麦、玫瑰等植物中鉴定或克隆了一些
再生候选基因(表 1)。

表 1 植物中再生相关基因定位、克隆和鉴定情况
Table 1 Candidate genes related to regeneration trait localized or isolated in plants
物种
Plant species
再生候选基因
Candidate gene for regeneration
鉴定或分离方法
Techniques for gene identification or
isolation
参考文献
Reference
矮牵牛 Petunia hybrid Sho 激活标签 Zubko et al. [67]
泡桐 Paulownia kawakamii PkSF1 差减杂交 Low et al. [68]
番茄 Lycopersicon peruvianum Rg-1 性状观察及 RFLP标记 Koornneef et al. [69]
拟南芥 Arabidopsis thaliana CKI1, ESR1, AtLEC1, WUS cDNA文库筛选
突变体鉴定
Banno et al. [70], Lotan et al. [71]
Zuo et al. [72]
菊苣 Cichorium CHI-GST1 mRNA差别显示 Galland et al. [73]
水稻 Oryza sativa NiR
Os22A
QTL定位
mRNA差显
Nishimura et al. [46]
Ozawa et al. [47]
玉米 Zea mays CDC2, KN1, ZmLEC1 原位杂交 Sauter et al. [74], Zhang et al. [75]
大麦 Hordeum vulgare Shd1,KN1 QTL定位 Komatsuda et al. [76]
玫瑰 Rosa hybrida SERK 同源序列比对 Zakizadeh et al. [36]

其中, 细胞分裂周期相关基因 CDC2 在所有离
体培养的胚性细胞中组成性表达, 推测该基因表达
与成熟细胞脱分化的第 1 次分裂启动有关 [74]。
ZmLEC1 转录因子在玉米胚性愈伤组织中持续表达,
在球形胚状体中高表达, 而 kn1(维持芽分生组织状
态)在玉米胚性愈伤组织中的转录稍迟于 ZmLEC1,
证明 2 个基因与离体组织胚状体发生关系密切[75]。
拟南芥种子发育中的胚胎细胞和胚乳细胞中均能检
测到 AtLEC1转录, 过表达 AtLEC1拟南芥植株叶片
离体培养时的胚状体增加 [71]。另一个拟南芥基因
WUS, 有助于保持顶端分生组织的干细胞状态, 调
节营养体向胚状体的转换, 其过表达使得所有离体
组织、器官在没有外源激素的培养条件下均能高频
率产生体细胞胚[72]。
3.2 再生相关基因应用
植物再生相关基因可以使缺乏再生能力的植
物基因型获得再生能力 , 在转基因研究中具有潜
在应用前景。利用来自植物自身的再生相关基因作
为指示标记或筛选标记 , 可以获得无抗生素标记
或除草剂标记转基因植株 , 利于转基因植物的安
全性评价和商业化种植。Nishimura 等[46]将从水稻
中克隆的再生相关基因 OsNiR 与目标基因串联构
建在同一植物表达载体上 , 利用农杆菌介导法转
化再生差的水稻品种 , 后者在获得再生植株的同
时也转入了目标基因。由于亚硝酸盐对植物细胞的
毒害作用和 OsNiR 对亚硝酸盐的解毒功能, 对于
利用 OsNiR 作为筛选标记转化再生能力高的受体
品种 ,则通过在培养基中添加高浓度亚硝酸盐的策
略获得转基因植株[46]。
3.3 问题和展望
植物组织培养植株再生途径包括胚状体发生、
器官发生和体细胞胚, 不同植物和同一植物不同组
织或器官的再生途径不同, 且植株再生受外植体生
理状态至关重要的影响, 而生理状态又受决于植株
生长环境中的温度、光照、水分、营养、病原菌等。
所以, 控制植物再生性状的基因数量众多, 路径复
杂, 从一种植物中克隆的再生相关基因不一定提高
另种植物或组织、器官的再生能力。尽管目前已从
植物中克隆了一些再生相关的候选基因 , 但仅对
OsSERK1、OsNiR、Os22A、AtLEC1和 AtWUS基因
的再生功能进行了初步鉴定 [32,46-47,71-72], 其他基因
的功能并不明确, 需要鉴定这些基因在植物组织培
养中的真实作用。再生相关基因的鉴定和应用不仅
有助于改进植物再生率和转化率, 而且有助于获得
安选型转基因植物, 消除公众对转基因植物商业化
种植的担忧, 是一个极具价值的研究方向。
第 2期 叶兴国等: 植物组织培养再生相关基因鉴定、克隆和应用研究进展 199


致谢: 中国科学院植物研究所朱至清先生、中国农
业科学院生物技术研究所郭三堆先生、中国农业科
学院作物科学研究所夏先春博士和张学勇博士审
阅、修改了全文, 并提出了宝贵建议, 特致谢意。
References
[1] Verdeil J L, Alemanno L, Niemenak N, Tranbarger T J. Pluripo-
tent versus totipotent plant stem cells: dependence versus
autonomy? Trends Plant Sci, 2007, 12: 245−252
[2] Sathyanarayana B N, Varghese D B. Plant Tissue Culture: Prac-
tices and New Experimental Protocols, New Delhi, India: I.K.
International Publishing Housse Pvt. Ltd. 2007. pp 1−8
[3] Zhu Z-Q(朱至清). Theoretic basis of plant cell engineering: cell
totipotency. In: Plant Cell Engineering (植物细胞工程). Beijing:
Chemical Industry Press, 2003. pp 1−14
[4] Zimmermann J L, Apuya N, Darwish K, O’Caroll C. Novel
regulation of heat shock genes during carrot somatic embryo
development. Plant Cell, 1989, 1: 1137−1146
[5] Gupta S D, Conger B V. Somatic embryogenesis and plant re-
generation from suspension cultures of switchgrass. Crop Sci,
1999, 39: 243−247
[6] Sugiyama M. Organogenesis in vitro. Curr Opin Plant Biol, 1999,
2: 61−64
[7] Zhao X Y, Su Y H, Cheng Z J, Zhang X S. Cell fate switch during
in vitro plant organogenesis. J Integr Plant Biol, 2008, 50:
816−824
[8] Jiménez V M. Involvement of plant hormones and plant growth
regulators on in vitro somatic embryogenesis. Plant Growth
Regul, 2005, 47: 91−110
[9] Lakshmanan P, Ng S K, Loh C S, Goh C J. Auxin, cytokinin and
ethylene differentially regulate specific developmental states as-
sociated with shoot bud morphogenesis in leaf tissues of man-
gosteen (Garcinia mangostana L.) cultured in vitro. Plant Cell
Physiol, 1997, 38: 59−64
[10] Kamada H, Tachikawa Y, Saitou T, Harada H. Heat stresses in-
duction of carrot somatic embryogenesis. Plant Tiss Cul Lett,
1994, 11: 229−232
[11] Singla B, Tyagi A, Khurana J, Khurana P. Analysis of expression
profile of selected genes expressed during auxin-induced somatic
embryogenesis in leaf base system of wheat (Triticum aestivum)
and their possible interactions. Plant Mol Biol, 2007, 65:
677−692
[12] Karami O, Saidi A. The molecular basis for stress-induced acqui-
sition of somatic embryogenesis. Mol Biol Rep, 2010, 37:
2493−2507
[13] Pasternak T, Prinsen E, Ayaydin F, Miskolczi P, Potters G, Asard
H, Van Onckelen H, Dudits D, Fehér A. The role of auxin, pH
and stress in the activation of embryogenic cell division in leaf
protoplast-derived cells of alfalfa (Medicago sativa L.). Plant
Physiol, 2002, 129: 1807−1819
[14] Fischer-Iglesias C, Sundberg B, Neuhaus G, Jones A M. Auxin
distribution and transport during embryonic pattern formation in
wheat. Plant J, 2001, 26: 115−129
[15] Jiménez V M, Bangerth F. Endogenous hormone levels in ex-
plants and in embryogenic and nonembryogenic cultures of carrot.
Physiol Plant, 2001, 111: 389−395
[16] Mahalakshmi A, Khurana J P, Khurana P. Rapid induction of so-
matic embryogenesis by 2,4-D in leaf base cultures of wheat
(Triticum aestivum L.). Plant Biotechnol, 2003, 20: 267−273
[17] Singla B, Khurana J, Khurana P. Characterization of three so-
matic embryogenesis receptor kinase genes from wheat, Triticum
aestivum. Plant Cell Rep, 2008, 27: 833−843
[18] Ogawa T, Kawahigashi H, Toki S, Handa H. Efficient transfor-
mation of wheat by using a mutated rice acetolactate synthase
gene as a selectable marker. Plant Cell Rep, 2008, 27:
1325−1331
[19] Nissen P, Minocha S C. Inhibition by 2,4-D of somatic embryo-
genesis in carrot as explored by its reversal by difluoromethylor-
nithine. Physiol Plant, 1993, 89: 673−680
[20] Michalczuk L, Druart P. Indole-3-acetic acid metabolism in hor-
mone-autotrophic, embryogenic callus of Inmil (R) cherry root-
stock (Prunus incisa × serrula ‘GM9’) and in hormone-
dependent, non-embryogenic calli of Prunus incisa × serrula and
Prunus domestica. Plant Physiol, 1999, 107: 426−432
[21] Michalczuk L, Cooke T J, Cohen J D. Auxin levels at different
stages of carrot somatic embryogenesis. Phytochemistry, 1992,
31: 1097−1103
[22] Miroshnichenko D, Filippov M, Dolgov S. Effects of daminozide
on somatic embryogenesis from immature and mature embryos
of wheat. Aust J Crop Sci, 2009, 3: 83−94
[23] Nishiwaki M, Fujino K, Koda Y, Masuda K, Kikuta Y. Somatic
embryogenesis induced by the simple application of abscisic acid
to carrot (Daucus carota L.) seedlings in culture. Planta, 2000,
211: 756−759
[24] Charriére F, Sotta B, Miginiac É, Hahne G. Induction of adventi-
tious or somatic embryos on in vitro cultured zygotic embryos of
Helianthus annuus: variation of endogenous hormone levels.
Plant Physiol Bioch, 1999, 37: 751−757
[25] Ivanova A, Velcheva M, Denchev P, Atanassov A, Van Onckelen
H. Endogenous hormone levels during direct somatic embryo-
genesis in Medicago falcata. Plant Physiol, 1994, 92: 85−89
[26] Fernando S C, Gamage C K A. Abscisic acid induced somatic
embryogenesis in immature embryo explants of coconut (Cocos
200 作 物 学 报 第 38卷

nucifera L.). Plant Sci, 2000, 151: 193−198
[27] Choi Y E, Yang D C, Park J C, Soh W Y, Choi K T. Regenerative
ability of somatic single and multiple embryos from cotyledons
of Korean ginseng on hormone-free medium. Plant Cell Rep,
1998, 17: 544−551
[28] Schmidt E D, Guzzo F, Toonen M A, de Vries S C. A leucine-rich
repeat containing receptor-like kinase marks somatic plant cells
competent to form embryos. Development, 1997, 124: 2049−2062
[29] Li J. Multi-tasking of somatic embryogenesis receptor-like pro-
tein kinases. Curr Opin Plant Biol, 2010, 13: 509−514
[30] Hecht V, Vielle-Calzada J P, Hartog M V, Schmidt E D, Boutilier
K, Grossniklaus U, de Vries S C. The Arabidopsis SOMATIC
EMBRYOGENESIS RECEPTOR KINASE 1 gene is expressed in
developing ovules and embryos and enhances embryogenic com-
petence in culture. Plant Physiol, 2001, 127: 803−816
[31] Becraft P W. Receptor kinase signaling in plant development.
Annu Rev Cell Dev Biol, 2002, 18: 163−192
[32] Hu H, Xiong L, Yang Y. Rice SERK1 gene positively regulates
somatic embryogenesis of cultured cell and host defense response
against fungal infection. Planta, 2005, 222: 107−117
[33] Nolan K E, Kurdyukov S, Rose R J. Expression of the SOMATIC
EMBRYOGENESIS RECEPTOR-LIKE KINASE1 (SERK1) gene
is associated with developmental change in the life cycle of the
model legume Medicago truncatula. J Exp Bot, 2009, 60:
1759−1771
[34] Gruszczyńska A, Rakoczy-Trojanowska M. Expression analysis
of somatic embryogenesis-related SERK; LEC1; VP1; and NiR
ortologues in rye (Secale cereale L.). J Appl Genet, 2011, 52: 1−8
[35] Zhang S, Liu X, Lin Y, Xie G, Fu F, Liu H, Wang J, Gao S, Lan H,
Rong T. Characterization of a ZmSERK gene and its relationship
to somatic embryogenesis in a maize culture. Plant Cell Tiss Org,
2011, 105: 29−37
[36] Zakizadeh H, Stummann B, Lütken H, Müller R. Isolation and
characterization of four somatic embryogenesis receptor-like
kinase (RhSERK) genes from miniature potted rose (Rosa hy-
brida cv. Linda). Plant Cell Tiss Org, 2010, 101: 331−338
[37] Yakandawala N, Jordan M C. Isolation of a somatic embryogene-
sis receptor kinase gene from wheat and assessment of its role in
transformation. In: Appels R, Eastwood R, Lagudah E, Langridge
P, Mackay M, McIntyre L, Sharp P, eds. Proceedings of 11th In-
ternational Wheat Genetics Symposium 2008. Sydney, Austrilia:
Sydney University Press, 2008. pp 610−612
[38] Ito Y, Takaya K, Kurata N. Expression of SERK family recep-
tor-like protein kinase genes in rice. Biochim Biophys Acta Gene
Struct Expr, 2005, 1730: 253−258
[39] Baudino S, Hansen S, Brettschneider R, Hecht V F G, Dressel-
haus T, Lorz H, Dumas C, Rogowsky P M. Molecular charac-
terization of two novel maize LRR receptor-like kinases, which
belong to the SERK gene family. Planta, 2001, 213: 1−10
[40] Yopp J H, Mandava N B, Sasse J M. Brassinolide, a growth-
promoting steroidal lactone. Physiol Plantarum, 1981, 53:
445−452
[41] Chapman A, Blervacq A S, Vasseur J, Hilbert J L. Arabinoga-
lactan-proteins in Cichorium somatic embryogenesis: effect of
β-glucosyl Yariv reagent and epitope localisation during embryo
development. Planta, 2000, 211: 305−314
[42] Lucau-Danila A, Laborde L, Legrand S, Huot L, Hot D, Lemoine
Y, Hilbert J L, Hawkins S, Quillet M C, Hendriks T, Blervacq A S.
Identification of novel genes potentially involved in somatic em-
bryogenesis in chicory (Cichorium intybus L.). BMC Plant Biol,
2010, 10: 122−136
[43] Legrand S, Hendriks T, Hilbert J L, Quillet M C. Characteriza-
tion of expressed sequence tags obtained by SSH during somatic
embryogenesis in Cichorium intybus L. BMC Plant Biol, 2007, 7:
27−38
[44] Kasha K J, Simion E, Miner M, Letarte J, Hu T C B B. Haploid
wheat isolated microspore culture protocol. In: Malszynnski M,
Kasha K J, Forster B P, Szarejko I, eds. Doubled haploid produc-
tion in crop plants: a manual. Dordrecht: Kluwer Academic Pub-
lishers, 2003
[45] Hellens R, Mullineaux P, Klee H. Technical focus: a guide to
Agrobacterium binary Ti vectors. Trends Plant Sci, 2000, 5:
446−451
[46] Nishimura A, Ashikari M, Lin S, Takashi T, Angeles E R, Ya-
mamoto T, Matsuoka M. Isolation of a rice regeneration quantita-
tive trait loci gene and its application to transformation systems.
Proc Natl Acad Sci USA, 2005, 102: 11940−11944
[47] Ozawa K, Kawahigashi H. Positional cloning of the nitrite re-
ductase gene associated with good growth and regeneration abi-
lity of calli and establishment of a new selection system for
Agrobacterium-mediated transformation in rice (Oryza sativa L.).
Plant Sci, 2006, 170: 384−393
[48] Fehér A, Pasternak T, Ötvös K, Miskolczi P, Dudits D. Induction
of embryogenic competence in somatic plant cells: a review.
Biologia, 2002, 57: 5−12
[49] Goldsworthy A, Mina M G. Electrical patterns of tobacco cells in
media containing indole-3-acetic acid or 2,4-dichlorophenoxya-
cetic acid. Planta, 1991, 183: 368−373
[50] Schauf C L, Bringle B, Stillwell W. Membrane-directed effects of
the plant hormones abscisic acid, indole-3-acetic acid and
2,4-dichlorophenoxyacetic acid. Biochem Biophys Res Commun,
1987, 143: 1085−1091
第 2期 叶兴国等: 植物组织培养再生相关基因鉴定、克隆和应用研究进展 201


[51] Wei Y D, Zheng H G, Hall J C. Role of auxinic herbicide-induced
ethylene on hypocotyls elongation and root/hypocotyl radical
expansion. Int J Pest Manage, 2000, 56: 377−387
[52] Tromas A, Paponov I, Perrot-Rechenmann C. Auxin binding pro-
tein: 1. Functional and evolutionary aspects. Trends Plant Sci,
2010, 15: 436−446
[53] Chen J G, Ullah H, Young J C, Sussman M R, Jones A M. ABP1
is required for organized cell elongation and division in Arabi-
dopsis embryogenesis. Genes Dev, 2001, 15: 902−911
[54] Braun N, Wyrzykowska J, Muller P, David K, Couch D, Per-
rot-Rechenmann C, Fleming A J. Conditional repression of
AUXIN BINDING PROTEIN1 reveals that it coordinates cell
division and cell expansion during postembryonic shoot deve-
lopment in Arabidopsis and tobacco. Plant Cell, 2008, 20:
2746−2762
[55] David K M, Couch D, Braun N, Brown S, Grosclaude J, Per-
rot-Rechenmann C. The auxin-binding protein 1 is essential for
the control of cell cycle. Plant J, 2007, 50: 197−206
[56] Cutler A, Saleem M, Wang H. Cereal protoplast recalcitrance. In
Vitro Cell Dev Biol, 1991, 27: 104−111
[57] Papadakis A, Roubelakis-Angelakis K. Oxidative stress could be
responsible for the recalcitrance of plant protoplasts. Plant
Physiol Biochem, 2002, 40: 549−559
[58] Lamb C, Dixon R. The oxidative burst in plant disease resistance.
Annu Rev Plant Biol, 1997, 48: 251−275
[59] Szechyńska-Hebda M, Skrzypek E, Dąbrowska G, Biesaga-
Kościelniak J, Filek M, Wędzony M. The role of oxidative stress
induced by growth regulators in the regeneration process of
wheat. Acta Physiol Plant, 2007, 29: 327−337
[60] Zhang S G, Han S Y, Yang W H, Wei H L, Zhang M, Qi L W.
Changes in H2O2 content and antioxidant enzyme gene expres-
sion during the somatic embryogenesis of Larix leptolepis. Plant
Cell Tiss Org, 2010, 100: 21−29
[61] Gupta S D, Datta S. Antioxidant enzyme activities during in vitro
morphogenesis of gladiolus and the effect of application of anti-
oxidant on plant regeneration. Biol Plant, 2003/2004, 47: 179−183
[62] Libik M, Konieczny R, Pater B, Slesak I, Miszalski Z. Differ-
ences in the activities of some antioxidant enzymes and in H2O2
content during rhizogenesis and somatic embryogenesis in callus
cultures of the ice plant. Plant Cell Rep, 2005, 23: 834−841
[63] Cui K R, Xing G S, Liu X M, Xing G M, Wang Y F. Effect of
hydrogen peroxide on somatic embryogenesis of Lycium barba-
rum L. Plant Sci, 1999, 146: 9−16
[64] Rajeswari V, Paliwal K. Peroxidase and catalase changes during
in vitro adventitious shoot organogenesis from hypocotyls of Al-
bizia odoratissima L. f. (Benth). Acta Physiol Plant, 2008, 30:
825−832
[65] Tian M, Gu Q, Zhu M Y. The involvement of hydrogen peroxide
and antioxidant enzymes in the process of shoot organogenesis of
strawberry callus. Plant Sci, 2003, 165: 701−707
[66] Moller I M, Sweetlove L J. ROS signaling–specificity is required.
Trends Plant Sci, 2010, 15: 370−374
[67] Zubko E, Adams C J, Macháèková I, Malbeck J, Scollan C,
Meyer P. Activation tagging identifies a gene from Petunia
hybrida responsible for the production of active cytokinins in
plants. Plant J, 2002, 29: 797−808
[68] Low R K, Prakash A P, Swarup S, Goh C J, Kumar P P. A differ-
entially expressed bZIP gene is associated with adventitious
shoot regeneration in leaf cultures of Paulownia kawakamii.
Plant Cell Rep, 2001, 20: 696−700
[69] Koornneef M, Bade J, Hanhart C, Horsman K, Schel J, Soppe W,
Verkerk R, Zabel P. Characterization and mapping of a gene con-
trolling shoot regeneration in tomato. Plant J, 1993, 3: 131−141
[70] Banno H, Ikeda Y, Niu Q W, Chua N H. Overexpression of
Arabidopsis ESR1 induces initiation of shoot regeneration. Plant
Cell, 2001, 13: 2609−2618
[71] Lotan T, Ohto M, Yee K M, West M A, Lo R, Kwong R W,
Yamagishi K, Fischer R L, Goldberg R B, Harada J J. Arabidop-
sis LEAFY COTYLEDON1 is sufficient to induce embryo
development in vegetative cells. Cell, 1998, 93: 1195−1205
[72] Zuo J, Niu Q, Frugis G, Chua N H. The WUSCHEL gene pro-
motes vegetative-to-embryonic transition in Arabidopsis. Plant J,
2002, 30: 349−359
[73] Galland R, Randoux B, Vasseur J, Hilbert J L. A glutathione-
S-transferase cDNA identified by mRNA differential display is
upregulated during somatic embryogenesis in Cichorium. Bio-
chim Biophys Acta Gene Struct Expr, 2001, 1522: 212−216
[74] Sauter M, von Wiegen P, Lörz H, Kranz E. Cell cycle regulatory
genes from maize are differentially controlled during fertilization
and first embryonic cell division. Sexual Plant Reprod, 1998, 11:
41−48
[75] Zhang S, Wong L, Meng L, Lemaux P G. Similarity of expression
patterns of knotted1 and ZmLEC1 during somatic and zygotic
embryogenesis in maize (Zea mays L.). Planta, 2002, 215:
191−194
[76] Komatsuda T, Annaka T, Oka S. Genetic mapping of a quantita-
tive trait locus (QTL) that enhances the shoot differentiation rate
in Hordeum vulgare L. Theor Appl Genet, 1993, 86: 713−720