全 文 ：杨梅树皮素诱导人肝癌 ＨｅｐＧ２细胞
凋亡机制的研究
张秀娟１，２，凌云１，２，于华１，２，季宇彬１，２
（１哈尔滨商业大学 生命与环境科学研究中心，黑龙江 哈尔滨 １５００７６；
２哈尔滨商业大学 药物研究所 博士后科研工作站抗肿瘤天然药物
教育部工程中心，黑龙江 哈尔滨 １５００７６）
［摘要］ 目的：探讨杨梅树皮素（ｍｙｒｉｃｅｔｉｎ，ＭＹＲ）对人肝癌ＨｅｐＧ２抑制生长和诱导凋亡作用及其机制。方法：ＭＴＴ法研
究ＭＹＲ对人肝癌ＨｅｐＧ２的抑制生长；荧光染色和电子透射电镜观察ＨｅｐＧ２细胞形态；流式细胞仪研究 ＭＹＲ对 ＨｅｐＧ２细
胞周期的影响及诱导凋亡作用，罗丹明１２３单染观察 ＭＹＲ对线粒体膜电位的改变；ｃａｓｐａｓｅ３，９试剂盒检测 ＭＹＲ对人肝癌
ＨｅｐＧ２细胞内ｃａｓｐａｓｅ３，９活性的影响。结果：ＭＹＲ对人肝癌ＨｅｐＧ２细胞生长具有明显的抑制作用，并具有剂量依赖性，ＩＣ５０
为５８６６１７ｍｇ·Ｌ－１；ＭＹＲ作用 ７２ｈ后，ＨｅｐＧ２细胞呈现典型细胞凋亡特征，细胞周期阻滞于 Ｇ２／Ｍ期，凋亡率最高为
６４７３％。同时线粒体膜电位明显下降，ｃａｓｐａｓｅ３，９活性增加。结论：ＭＹＲ对人肝癌ＨｅｐＧ２细胞有明显的抑制生长和诱导凋
亡作用，其机制可能与线粒体凋亡途径有关。
［关键词］ 杨梅树皮素；ＨｅｐＧ２细胞；细胞凋亡；膜电位；ｃａｓｐａｓｅ３，９
［收稿日期］ ２００９０８２８
［基金项目］ 黑龙江省教育厅骨干教师项目
［通信作者］ 张秀娟，教授，Ｅｍａｉｌ：ｚｘｊ１７１７＠ｙａｈｏｏｃｏｍｃｎ
杨梅树皮素（ｍｙｒｉｃｅｔｉｎ，ＭＹＲ）是从藤茶 Ａｍｐｅ
ｌｏｐｓｉｓｇｒｏｓｅｄｎｔａｔａ茎叶中或杨梅树皮和树叶中提取
的有效成分之一，为黄酮类化合物［１］。在人类白血
病细胞ＨＬ６０中，杨梅素通过诱导细胞凋亡降低肿
瘤细胞活性，从而抑制肿瘤的生长［２］。但其对人肝
癌ＨｅｐＧ２细胞增殖抑制作用及机制尚未见报道。
为此本实验选取 ＨｅｐＧ２细胞为研究对象，采用
ＭＴＴ比色法、流式细胞术和分光光度法，通过观察
ＭＹＲ对ＨｅｐＧ２细胞凋亡、线粒体膜电位和 ｃａｓｐａｓｅ
３，９活性影响，初步探讨 ＭＹＲ诱导 ＨｅｐＧ２细胞凋
亡的分子机制，为深入研究其在肿瘤方面的功效提
供一定的理论基础。
１ 材料
１１ 药物与试剂 人肝癌细胞 ＨｅｐＧ２（由哈尔滨
商业大学药物研究所博士后科研工作站传代保
种）。杨梅树皮素（徐州弘康科技有限公司，纯度为
９０％）。小牛血清（Ｈｙｃｌｏｎｅ公司）；噻唑蓝（ＭＴＴ，
Ａｍｅｒｅｓｃｏ公司）；戊二醛（北京化工厂）；ＲＮＡ酶
（Ｓｉｇｍａ公司）；ＲＰＭＩ１６４０培养液（Ｇｉｂｃｏ），Ｈｏ
ｃｈｅｓｔ３３２５８（０６２０１０），碘化丙啶（ＰＩ），罗丹明１２３均
为Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ公司产品；ｃａｓｐａｓｅ３，９试剂盒（北京碧
云天生物科技有限公司）。
１２ 仪器 酶标仪（瑞士 ＴＥＣＡＮ公司），荧光显微
镜（德国Ｌｅｉｃａ公司），倒置显微镜（Ｏｌｙｍｐｕｓ公司），
流式细胞仪 ＣＬＯＵＴＥＲＥＰＩＣＳＸＬ（美国 Ｂｅｃｋｍａｎ
Ｃｏｕｌｔｅｒ公司）。
２ 方法
２１ ＨｅｐＧ２细胞培养 用含１０％小牛血清的ＲＰ
ＭＩ１６４０培养液，在５％ＣＯ２，３７℃培养，细胞呈贴
壁生长，用０２５％的胰酶消化传代，用于实验的细
胞均处于对数生长期。
２２ ＭＴＴ法检测杨梅树皮素对 ＨｅｐＧ２细胞的生
长抑制作用［３］ 将对数生长期的细胞，调整细胞为
１×１０４个／ｍＬ，按每孔１０００个接种于９６孔板，每孔
１００μＬ。次日加入 ＭＹＲ（终浓度分别为２０，４０，６０，
８０，１００，１２０，１４０ｍｇ·Ｌ－１），溶剂对照组及阳性对照
组阿霉素１０ｍｇ·Ｌ－１，每孔加１００μＬ，培养７２ｈ，弃
上清，每孔加１００μＬ的０５ｇ·Ｌ－１ＭＴＴ，继续培养
４ｈ，弃上清，每孔加２００μＬＤＭＳＯ溶解ＭＴＴ甲簪沉
淀，用酶标仪在参考波长４５０ｎｍ，检测波长５７０ｎｍ
条件下测定吸光度值Ａ，计算肿瘤细胞的抑制率。
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抑制率＝
Ａ对照组 －Ａ给药组
Ａ对照组
×１００％
２３ 荧光显微镜法观察细胞形态［４］ 取指数生长
期的人肝癌细胞 ＨｅｐＧ２，调整细胞为 ３×１０５个／
ｍＬ，于６孔板中每孔接种１ｍＬ。２４ｈ后试验组加入
ＭＹＲ（使其终浓度分别４０，６０，８０，１００ｍｇ·Ｌ－１）；阿
霉素１０ｍｇ·Ｌ－１；对照组加入同体积培养液。继续
培养７２ｈ后，ＰＢＳ洗１遍，加固定液（甲醇冰醋酸
３∶１），４℃固定１０ｍｉｎ后，加入５ｍｇ·Ｌ－１的荧光探
针Ｈｏｅｃｈｓｔ３３２５８，置培养箱中孵育１５ｍｉｎ，取出盖玻
片，置于荧光倒置显微镜上观察细胞形态。
２４ 透射电镜法观察细胞状态［５］ 收集细胞，
冷 ＰＢＳ洗 ２次，４％戊二醛固定，１５００ｒ·ｍｉｎ－１
１０ｍｉｎ，加入琼脂搅匀，冷却后切块，１％四氧化
锇固定，醋酸铀和柠檬酸铅双重染色后，透射电
镜观察细胞状态。
２５ 细胞周期分布和凋亡比例检测［６］ 取指数生长
期的人肝癌细胞ＨｅｐＧ２，调整细胞为３×１０５个／ｍＬ，
于６孔板中每孔接种１ｍＬ。２４ｈ后试验组加入ＭＹＲ
（使其终浓度分别４０，６０，８０，１００ｍｇ·Ｌ－１）；阿霉素
１０ｍｇ·Ｌ－１；对照组加入相同体积的培养液。７２ｈ
后，收集作用到预定时间的ＨｅｐＧ２细胞，７０％冷乙醇
４℃固定过夜。固定后的细胞用ＰＢＳ洗２遍并悬浮
之，加入ＰＩ染液（终浓度为５０ｍｇ·Ｌ－１），３７℃避光
温育３０ｍｉｎ，用流式细胞仪检测，计算出细胞周期分
布和凋亡情况，激发波长４８８ｎｍ，发射波长６３０ｎｍ。
２６ 线粒体膜电位检测［７］ 取指数生长期的人
肝癌细胞 ＨｅｐＧ２，加入适量 ０２５％胰蛋白酶液
消化细胞，使贴壁细胞脱落。用含１０％胎牛血清
的培养基制备成 ３×１０５个／ｍＬ的细胞悬液，于 ６
孔板中每孔接种 １ｍＬ。将平板置于 ３７℃，５％
ＣＯ２培养箱。２４ｈ后加入 ＭＹＲ（使其终浓度分别
为 ４０，６０，８０，１００ｍｇ·Ｌ－１）；阿霉素 １０ｍｇ·
Ｌ－１；阴性对照组加入不含药物相同体积的培养
液。７２ｈ后细胞用胰酶消化，加 ＰＢＳ洗 ２遍，分
别加入终浓度 １０μｍｏｌ·Ｌ－１的罗丹明 １２３置于
３７℃孵育３０ｍｉｎ，孵育后离心（２０００ｒ·ｍｉｎ－１，
１０ｍｉｎ），用 ＰＢＳ洗２次，再用 ３００目尼龙网过滤
后用流式细胞仪检测细胞荧光强度，激发波长
４８８ｎｍ，发射波长５２５ｎｍ。
２７ ｃａｓｐａｓｅ３，９活力的检测［８］ 取指数生长期
的人肝癌细胞 ＨｅｐＧ２，加入适量 ０２５％胰蛋白
酶液消化细胞，使贴壁细胞脱落。用含１０％胎牛
血清的培养基制备成密度为 ３×１０５个／ｍＬ的细
胞悬液，于６孔板中每孔接种１ｍＬ。将平板置于
３７℃，５％ＣＯ２培养箱。２４ｈ后不同浓度的 ＲＥＳ，
使其终浓度分别 ４０，６０，８０，１００ｍｇ·Ｌ－１；阿霉
素１０ｍｇ·Ｌ－１；阴性对照组加入不含药物相同体
积的培养液。药物作用 ７２ｈ后利用 ｃａｓｐａｓｅ３，９
试剂盒检测 ｃａｓｐａｓｅ３，９的活性。
３ 结果
３１ 杨梅树皮素对 ＨｅｐＧ２细胞的生长抑制作用
结果显示 ＭＹＲ对 ＨｅｐＧ２细胞具有生长抑制作
用并具有明显的剂量依赖性，其 ＩＣ５０值为５８６６１７
ｍｇ·Ｌ－１（表１）。
表１ 杨梅树皮素对ＨｅｐＧ２细胞生长
增殖的影响 （珋ｘ±ｓ，ｎ＝６）
组别 剂量／ｍｇ·Ｌ－１ Ａ 抑制率／％
对照 － ０３１１５±００１１６ －
杨梅树皮素 ２０ ０２７２０±００２４６２） １１５２
４０ ０２２３８±００１９８２） ２８４１
６０ ０１５０７±００２５３２） ５２２７
８０ ０１１３２±００１７１２） ６３６７
１００ ００７２７±００１２４２） ７６６７
１２０ ００５６２±００１４２２） ８１９７
１４０ ００５５３±０００６３２） ８２２４
阿霉素 １０ ００５４８±０００７２２） ８２４１
注：与对照组相比１）Ｐ＜００５，２）Ｐ＜００１（表２～４同）。
３２ 杨梅树皮素对 ＨｅｐＧ２细胞形态学改变的影
响 ＨｅｐＧ２细胞随ＭＹＲ作用浓度的增高出现不同
程度的凋亡改变，荧光显微镜下对照组细胞核形状
正常，呈圆形，染色均匀，其核内染色体呈均匀分布；
而ＭＹＲ作用 ＨｅｐＧ２细胞７２ｈ后，其细胞核固缩、
凝聚，出现浓染致密的颗粒块荧光。透射电镜进一
步显示细胞部分核膜向外膨出，胞质有大小不等的
空泡，微绒毛数量减少，线粒体、粗面内质网等细胞
器减少（图１，２）。
３３ 流式细胞仪检测 ＨｅｐＧ２细胞凋亡和细胞周
期变化 流式细胞术检测显示，不同浓度的 ＭＹＲ
（４０～１００ｍｇ·Ｌ－１）作用 ＨｅｐＧ２细胞７２ｈ后可引
起ＨｅｐＧ２肿瘤细胞凋亡。ＭＹＲ作用７２ｈ后，Ｇ１期
细胞的比例减少，Ｓ期细胞的比例无明显影响，Ｇ２期
细胞的比例增加，表明杨梅树皮素对 ＨｅｐＧ２细胞
周期的Ｇ２／Ｍ期有一定的阻滞作用，并且能诱导其
凋亡并呈明显的剂量依赖性（表２）。
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Ａ对照组；Ｂ杨梅树皮素４０ｍｇ·Ｌ－１；Ｃ杨梅树皮素６０ｍｇ·Ｌ－１；Ｄ杨梅树皮素８０ｍｇ·Ｌ－１；
Ｅ杨梅树皮素１００ｍｇ·Ｌ－１；Ｆ阳性对照组。
图１ 荧光显微镜观察杨梅树皮素对ＨｅｐＧ２细胞形态学改变的影响
Ａ对照组；Ｂ杨梅树皮素６０ｍｇ·Ｌ－１；Ｃ杨梅树皮素１００ｍｇ·Ｌ－１。
图２ 电子透射电镜观察杨梅树皮素对ＨｅｐＧ２细胞形态学改变的影响（×６０００）
表２ 杨梅树皮素对ＨｅｐＧ２细胞周期分布和凋亡比例的影响（珋ｘ±ｓ，ｎ＝４） ％
组别 剂量／ｍｇ·Ｌ－１ Ｇ１ Ｓ Ｇ２＋Ｍ 凋亡率
对照 － ６２４０±１３０ ３０５０±１０１ ７１５±０８４ －
杨梅树皮素 ４０ ６２２３±０１３ ３０２８±２１２ ７４９±３２２ １４９２±３１４２）
６０ ５４１３±０２４２） ３２２３±０４２ １３６４±０１８２） ３３４７±２１１２）
８０ ３７２８±０３４２） ３２３８±０５２ ３０３４±０３３２） ４１８４±３２１２）
１００ １８２０±０５８２） ３３１１±０６２ ５２９８±０４２２） ６４７３±３４５２）
阿霉素 １０ ２００±００５２） ０２） ９８００±０４５２） １０６８±２１１２）
３４ 杨梅树皮素对 ＨｅｐＧ２细胞线粒体膜电位的
影响 细胞经罗丹明１２３染色，流式细胞仪检测，结
果显示经不同浓度 ＭＹＲ作用后的 ＨｅｐＧ２细胞与
空白对照组相比（空白组的荧光强度为７９８％）线
粒体膜电位显著降低。各剂量组的荧光强度分别为
５６６％，４８６％，４６６％，４２４％，阳性对照组（阿霉
素１０ｍｇ·Ｌ－１）的荧光强度为５４７％（表３）。
３５ 杨梅树皮素对 ＨｅｐＧ２细胞 ｃａｓｐａｓｅ３，９活性
的影响 经不同浓度 ＭＹＲ作用后的 ＨｅｐＧ２细胞
中ｃａｓｐａｓｅ３，９活性增加。正常情况下 ｃａｓｐａｓｅ３，９
活性水平较低，Ａ４０５值分别为 ００２５和 ００２０，在
ＭＹＲ作用下，其活性升高，Ａ４０５分别升至为 ００３１，
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表３ 杨梅树皮素对ＨｅｐＧ２细胞线粒
体膜电位的影响（珋ｘ±ｓ，ｎ＝４）
组别 剂量／ｍｇ·Ｌ－１ 线粒体膜电位／％
对照 － ７９８±３７
杨梅树皮素 ４０ ５６６±３６２）
６０ ４８６±３９２）
８０ ４６６±６２２）
１００ ４２４±５５２）
阿霉素 １０ ５４７±３５２）
００４６，００５５，００６３和００３２，００５６，００８３，００９８，
与空白对照组相比，差异有统计学意义（Ｐ＜００５）
（表４）。
表４ 杨梅树皮素对ＨｅｐＧ２细胞ｃａｓｐａｓｅ３，９
活性的影响（珋ｘ±ｓ，ｎ＝４）
组别 剂量／ｍｇ·Ｌ－１ ｃａｓｐａｓｅ３ ｃａｓｐａｓｅ９
对照 － ００２５±０００３ ００２０±０００２
杨梅树皮素 ４０ ００３１±０００２１） ００３２±０００２２）
６０ ００４６±０００６２） ００５５±０００５２）
８０ ００５５±０００４２） ００８２±０００５２）
１００ ００６３±０００４２） ００９８±０００８２）
阿霉素 １０ ００５３±０００４２） ００６５±０００６２）
４ 讨论
近年来，寻找有效的抗肿瘤天然药物成为研究
的热点之一，许多文献［９１０］报道杨梅素对多种肿瘤
具有杀伤作用，在临床上用于治疗食管腺癌、结肠癌
等多种癌症。体外实验研究表明 ＭＹＲ对 ＨｅｐＧ２
细胞有明显的抑制作用，且存在剂量效应关系；通
过光镜、电镜形态学观察，可见胞体缩小，胞浆凝缩，
核内染色质从均匀分布逐渐凝集成新月状，附在核
周边，密度明显增高，界限清楚、胞膜完整、内质网扩
张、空泡化，表面微绒毛消失。
流式细胞术是检测细胞凋亡的一种重要方法，
通过 ＰＩ染色法，流式细胞仪能检测到与 ＰＩ标记细
胞ＤＮＡ结合的 ＰＩ的荧光强度可直接反映细胞内
ＤＮＡ的含量，可以检测目标细胞内的 ＤＮＡ含量，区
分细胞周期各时相。研究显示，随着 ＭＹＲ浓度的
增加，ＨｅｐＧ２细胞的亚二倍体细胞逐渐升高，并能
在一定浓度范围内将细胞增殖阻滞在 Ｇ２／Ｍ期，表
现出细胞周期特异性；提示 ＭＹＲ能够减慢 ＨｅｐＧ２
细胞分裂速度，阻止其由 Ｇ２／Ｍ期向 Ｇ０／Ｇ１和 Ｓ期
移行，从而抑制 ＨｅｐＧ２细胞增殖。从表２可见，人
肝癌ＨｅｐＧ２细胞经 ＭＹＲ作用后，随着 ＭＹＲ浓度
的增加，凋亡细胞比例也逐渐增多。
目前认为，细胞凋亡的信号转导与３条途径有
关，一条是线粒体途径，由线粒体感受伤害刺激信号
后释放一系列凋亡信号分子，引发ｃａｓｐａｓｅ反应导向
凋亡，其中线粒体是细胞凋亡调控中心［１１］；另一条
是死亡受体途径，由死亡受体结合配体后直接激发
ｃａｓｐａｓｅ级联反应［１２］；还有一条内质网途径，目前机
制不甚明确，估计与内质网应激诱导ｃａｓｐａｓｅ反应有
关［１３］。本实验发现人肝癌 ＨｅｐＧ２细胞经 ＭＹＲ处
理后，细胞内的线粒体膜电位明显下降，ｃａｓｐａｓｅ３
和ｃａｓｐａｓｅ９活性也明显增加。
诱导细胞凋亡是抗肿瘤药物发挥作用的重要环
节。本研究结果表明 ＭＹＲ能有效诱导人肝癌
ＨｅｐＧ２细胞凋亡，并可能通过线粒体途径实现，为
进一步研究ＭＹＲ抗肿瘤作用的分子药理机制提供
了实验依据。但是 ＭＹＲ诱导 ＨｅｐＧ２细胞凋亡是
否还存在其他重要机制还有待于更进一步的研究。
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Ｖｏｌ３５，Ｉｓｓｕｅ ８
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ｈｅｐａｔｏｃｅｌｕｌａｒｃａｒｃｉｎｏｍａＨｅｐＧ２ｃｅｌｓ
ＺＨＡＮＧＸｉｕｊｕａｎ１，２，ＬＩＮＧＹｕｎ１，２，ＹＵＨｕａ１，２，ＪＩＹｕｂｉｎ１，２
（１ＣｅｎｔｅｒｏｆＲｅｓｅａｒｃｈａｎｄＤｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔｏｎＬｉｆｅＳｃｉｅｎｃｅｓａｎｄＥｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌＳｃｉｅｎｃｅｓ，ＨａｒｂｉｎＵｎｉｖｅｒｓｉｔｙ
ｏｆＣｏｍｍｅｒｃｅ，Ｈａｒｂｉｎ１５００７６，Ｃｈｉｎａ；
２ＩｎｓｔｉｔｕｔｅｏｆＭｅｔｅｒｉａｌＭｅｄｉｃａＰｏｓｔｄｏｃｔｏｒａｌＰｒｏｇｒａｍｍｅＥｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇＲｅｓｅａｒｃｈｏｆＮａｔｕａｌＡｎｔｉｃａｎｃｅｒＤｒｕｇｓ，Ｍｉｎｉｓｔｒｙ
ｏｆＥｄｕｃａｔｉｏｎ，ＨａｒｂｉｎＵｎｉｖｅｒｓｉｔｙｏｆＣｏｍｍｅｒｃｅ，Ｈａｒｂｉｎ１５００７６，Ｃｈｉｎａ）
［Ａｂｓｔｒａｃｔ］ Ｏｂｊｅｃｔｉｖｅ：ＴｏｓｔｕｄｙｔｈｅｍｅｃｈａｎｉｓｍｏｆｍｙｒｉｃｅｔｉｎｉｎｄｕｃｉｎｇｔｈｅＨｅｐＧ２ｃｅｌｌｉｎｅａｐｏｐｔｏｓｉｓＭｅｔｈｏｄ：ＴｈｅＭＴＴ
ｍｅｔｈｏｄｗａｓｅｍｐｌｏｙｅｄｔｏｓｔｕｄｙｍｙｒｉｃｅｔｉｎｐｈａｒｍａｃｏｄｙｎａｍｉｃｓｉｎＨｅｐＧ２．Ｔｈｅｌｉｇｈｔｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅａｎｄｔｒａｎｓｍｉｓｓｉｏｎｗａｓｕｓｅｄｔｏｉｄｅｎｔｉｆｙｔｈｅ
ｔｕｍｏｒｃｅｌａｐｏｐｔｏｓｉｓｉｎｔｈｅｍｏｒｐｈｏｌｏｇｙ．ＴｈｅＦＣＭｍｅｔｈｏｄａｎｄｔｈｅｋｉｔｏｆｃａｓｐａｓｅ３，ｃａｓｐａｓｅ９ｗｅｒｅｈｉｒｅｄｔｏｄｅｔｅｃｔｔｈｅａｐｏｐｔｏｓｉｓｒａｔｅｓ，
ｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆｍｉｔｏｃｈｏｎｄｒｉａｌｍｅｍｂｒａｎｅｅｌｅｃｔｒｉｃｐｏｔｅｎｔｉａｌａｎｄｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆｃａｓｐａｓｅｉｎｃａｎｃｅｒｃｅｌｓＲｅｓｕｌｔ：Ｍｙｒｉｃｅｔｉｎｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙｉｎ
ｈｉｂｉｔｓｔｈｅｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｉｏｎａｎｄｉｎｄｕｃｅｓｔｈｅａｐｏｐｔｏｓｉｓｏｆＨｅｐＧ２ｉｎａｄｏｓｅｄｅｐｅｎｄｅｎｔｍａｎｎｅｒ，ｗｈｉｃｈｉｓａｃｃｏｍｐａｎｉｅｄｗｉｔｈＧ２／ＭａｎｄＳｐｈａｓｅ
ａｒｅｓｔＩｎａｄｄｉｔｉｏｎ，ｍｙｒｉｃｅｔｉｎａｌｓｏｉｎｃｒｅａｓｅｓｔｈｅａｃｔｉｖａｔｉｏｎｏｆｃａｓｐａｓｅ３，９ａｎｄｒｅｓｕｌｔｓｉｎａｄｅｐｏｌａｒｉｚａｔｉｏｎａｎｄΔΨｍｃｏｌａｐｓｅｉｎａｄｏｓｅｄｅ
ｐｅｎｄｅｎｔｍａｎｎｅｒＣｏｎｃｌｕｓｉｏｎ：Ｔｈｅｍｏｌｅｃｕｌａｒｐａｔｈｗａｙｏｆａｐｏｐｔｏｓｉｓｏｆｈｕｍａｎｈｅｐａｔｏｃｅｌｕｌａｒｃａｒｃｉｎｏｍａｃｅｌｌｉｎｅｓｉｎｄｕｃｅｄｂｙｍｙｒｉｃｅｔｉｎ
ｍｉｇｈｔｄｅａｌｗｉｔｈｔｈｅｍｉｔｏｃｈｏｎｄｒｉａｍｅｄｉａｔｅｄｐａｔｈｗａｙ
［Ｋｅｙｗｏｒｄｓ］ ｍｙｒｉｃｅｔｉｎ；ＨｅｐＧ２ｃｅｌｌｉｎｅａｐｏｐｔｏｓｉｓ；ｍｉｔｏｃｈｏｎｄｒｉａｍｅｍｂｒａｎｅｐｏｔｅｎｔｉａｌ；ｃａｓｐａｓｅ３，９
ｄｏｉ：１０．４２６８／ｃｊｃｍｍ２０１００８２４
［责任编辑 张宁宁］
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第３５卷第８期
２０１０年４月
Ｖｏｌ３５，Ｉｓｓｕｅ ８
Ａｐｒｉｌ，２０１０