全 文 :中国生态农业学报 2010年 3月 第 18卷 第 2期
Chinese Journal of Eco-Agriculture, March 2010, 18(2): 365−370
* 财政部、农业部社会公益项目“绿色农业科学研究与示范”(2060302)和北京市科技新星计划(2006B03)资助
** 通讯作者, E-mail: wqh@grass-env.com
尧水红(1978~), 女, 博士, 主要从事土壤生态、土壤物理、土壤化学与环境的研究。E-mail: shuihongyao@163.com
收稿日期: 2009-08-05 接受日期: 2009-12-11
DOI: 10.3724/SP.J.1011.2010.00365
河滨缓冲带植物根系和根际微生物特征
及其对农业面源污染物去除效果*
尧水红 1 刘艳青 2 王庆海 1** 肖 波 1 宋佃丽 3
(1. 北京市农林科学院 北京草业与环境研究发展中心 北京 100097; 2. 南京农业大学资源与环境科学学院 南京 210095;
3. 山东省莒南县农业局 莒南 276600)
摘 要 对河滨缓冲带常见的 3种水生植物根系形态特点、活力特征及其土壤微生物群落多样性进行了研究,
并对其农业面源污染物的去除效果进行了调查。结果表明, 3种水生植物根系形态和活力特征具有显著差异。
根系活力表现为水生鸢尾>菖蒲>千屈菜, 与根尖数呈显著相关。同时, 3 种水生植物具有显著的根际效益, 根
际土壤微生物生物量显著高于非根际土壤; 根际土壤微生物群落数量为细菌>放线菌>真菌; 土壤微生物群落
多样性指数为水生鸢尾>菖蒲>千屈菜, 这与 3种水生植物根系活力特征表现一致。3种水生植物河滨缓冲区对
农业面源污染物 TN、TP 和 CODCr的去除效果表现为水生鸢尾>菖蒲>千屈菜。说明不同水生植物根系结构导
致根系活力不同, 由此引起的土壤微生物群落多样性差异对水生植物农业面源污染物去除效果有一定影响。
关键词 河滨缓冲带 根系结构 根系活力 土壤微生物 微生物生物量 微生物多样性 去除效果
农业面源污染物
中图分类号: X171.4 文献标识码: A 文章编号: 1671-3990(2010)02-0365-06
Characteristics of aquatic plant roots, soil microbes and agricultural
non-point source pollutant mitigation in riparian buffer zones
YAO Shui-Hong1, LIU Yan-Qing2, WANG Qing-Hai1, XIAO Bo1, SONG Dian-Li3
(1. Beijing Research and Development Center for Grass and Environment, Beijing 100097, China; 2. College of Resources and
Environmental Sciences, Nanjing Agricultural University, Nanjing 210095, China; 3. Agricultural Bureau of Junan Country,
Shandong Province, Junan 276600, China)
Abstract An experiment was conducted on the characteristics of root morphology and vitality, and soil microbial community di-
versity of three typical aquatic plants to determine their mitigation efficiency of agricultural non-point source pollutants in riparian
buffer zones. All the aquatic plants used have significantly differences in the characteristics of root morphology and vitality. Root
vitality values of the aquatic plants are in the following order: Iris pseudacorus > Acorus calamus > Lythrum salicaria. Root vitality
has a significant correlation with root tip number. The aquatic plants show significant rhizosphere effect, soil microbial biomass in
rhizosphere is markedly higher than that in bulk soils. Furthermore, microbial community in rhizosphere soils of the riparian buffer
zone has the composition sequence as: bacteria > actinomycetes > fungi. Soil microbial community diversity index is as follows: I.
pseudacorus > A. calamus > L. salicaria, having the same tendency as that of root vitality. The order of removal efficiency of TN, TP
and CODCr by the aquatic plants in the riparian buffer zone is I. pseudacorus > A. calamus > L. salicaria. The results suggest that
variations in root vitality caused by differences in root structure of aquatic plants influence soil microbial community structure and
diversity. This results in the differences in removal efficiencies of agricultural non-point source pollutants in riparian buffer zones.
Key words Riparian buffer zone, Root structure, Root vitality, Soil microbe, Microbial biomass, Microbial diversity, Re-
moval efficiency, Agricultural non-point source pollutant
(Received Aug. 5, 2009; accepted Dec. 11, 2009)
366 中国生态农业学报 2010 第 18卷
河滨缓冲带作为水陆间生态交错的重要生态系
统, 其生物多样性和生态系统功能完整性对控制水
体富营养化、保障饮用水源安全、提高生态系统质
量具有十分重要的意义[1]。河滨缓冲带的生态系统
功能主要是通过植物根系、微生物和土壤相互影响
来实现[2]。植物根际是植物、微生物和土壤相互影
响最强烈的区域。不同植物的根系相对生长优势、
根系形态及根系分泌物的变化将改变根际土壤微生
物活性、群落结构和多样性[3]。目前对河滨缓冲带
的研究多集中在污染物去除效果方面, 对其生态系
统多样性的研究少见报道, 而有关河滨缓冲带不同
植物根系形态、活力性状及其对土壤微生物群落结
构影响的研究更少。
磷酯脂肪酸(PLFAs)是微生物细胞膜的主要成
分, 提取并测定的土壤 PLFAs 可指示土壤微生物
生物量。PLFAs 图谱分析能提供微生物群落结构的
信息, 已经被越来越多地用于精确定量或半定量描
述各种生境内微生物的群落结构[4−6]。
本文从研究河滨缓冲带生态系统完整性和生物
多样性的角度出发, 选取了 3 种河滨缓冲带建植时
常用的水生植物: 水生鸢尾(Iris pseudacorus)、菖蒲
(Acorus calamus)和千屈菜(Lythrum salicaria)为研究
对象, 探讨其根系形态、活力特征及根际和非根际
土壤微生物群落结构的差异, 并比较 3 种水生植物
对农业面源污染物的去除效果, 为人工调节与优化
河滨缓冲带生态系统提供理论支撑和实践依据。
1 材料与方法
1.1 试验地概况
试验于 2008 年 4~10 月在农业部绿色农业示范
基地山东试验点(山东省莒南县清水涧水库河滨缓
冲带, 118 °49′E, 35°10′N, 海拔 200 m, 河滨缓冲带上
方为农作物种植区)进行。试验地年平均气温 12.4 ℃,
年降水量 838.1 mm, 坡度 5°~7°。供试土壤为中性
偏酸壤土 (pH 6.7), 潮棕壤 , 含沙粒 (>0.05 mm)
57.29%、粉粒(0.05~0.002 mm)23.94%、黏粒(<0.002
mm)18.77%。有机质含量为 6.92 g·kg−1, 全氮 0.21
g·kg−1, 全磷 0.23 g·kg−1, 全钾 14.37 g·kg−1, 速效
钾 13.85 mg·kg−1, 碱解氮 16.32 mg·kg−1, 速效磷
2.75 mg·kg−1。
河滨缓冲带进水口处水样 pH 7.09, 浊度 19.20
NTU, 硝态氮 (NO3−-N) 3.50 mg· L−1, 氨态氮
(NH4+-N)0.57 mg·L−1, 全氮(TN)55.16 mg·L−1, 全
磷 (TP)0.109 mg· L−1, 化学需氧量 (CODCr)157.4
mg·L−1。水质参数中化学需氧量和全氮严重超标,
全磷也仅为Ⅲ类水标准(GB3838—2002)。
1.2 试验设置及样品采集
河滨缓冲带土壤经旋耕、犁平后均匀划分为 4
个区域, 每个区域以 PVC 板间隔为 3 个小区, PVC
板高 35cm(15 cm埋于地下, 20 cm露于地面), 小区
面积为 75 m2(长 7.5 m×宽 10 m)。4个区域中有 1个
区域为裸地对照, 整个试验周期内未种植任何水生
植物; 另外 3个区域于 2008年 4月分别移栽 3种供
试水生植物水生鸢尾、菖蒲和千屈菜。移栽时尽量
挑选大小一致的植株, 移栽的株行距均为 40 cm, 每
个区域内种植 1 500 株。水生植物栽植后定期去除
各区域内杂草。
在河滨缓冲带与其上方的农作物种植区间设置
一条宽 0.3 m、深 0.2 m的间隔沟, 在雨季农作物种
植区内产生大量径流时, 径流经过间隔沟进入河滨
缓冲带。本试验在间隔沟内齐沟面埋设 5 个水分收
集桶, 定期收集水样作为河滨缓冲带进水口处水样,
同时, 在河滨缓冲带的各个区域内埋设 6 个真空吸
水杯, 每个小区 2 个, 定期抽取水样测定土壤渗流
水水质。
2008年 10月 17日在各植物生长区域内随机选
择 3株植株, 采集根际土壤(Rhizosphere soil), 在以
植株为圆心、0.13 m 为半径的圆形区域内取样, 挖
出 0~20 cm 深土壤, 抓住植株, 轻轻抖落附在根上
的土壤, 抖动大约 1 min 后仍附着于根系的土壤即
为根际土壤。非根际土样(Bulk soil)按梅花状在小区
内植株行间采集 0~20 cm 深土壤, 5 点混匀为 1 个
样。每种植物 3 次重复。将根际和非根际土样带回
实验室, 迅速去除石块、动物和植物残体, 过 2 mm
筛, 混合均匀后置于无菌自封袋中, 4 ℃冰箱内保存,
于 1 周内完成土壤微生物量和微生物群落结构多样
性分析。采集根际土壤时, 分离出的植物根系洗净
后装入自封袋, 置于 4 ℃冰箱中保存以备根系形态
指标的测定。
1.3 样品分析与测定
根系分析 植物根系洗净擦干后, 用多功能根
系 扫 描 分 析 仪 (Multi-functional root analyser,
LC-4800)进行根系形态特征分析, 精度为 0.01 mm²,
分辨率为 1 600×1 600 dpi, 分析指标为根总长、根平
均直径、根总面积、根总体积、根尖数; 并采用 TTC
法测定根系活力, 用甲烯蓝蘸根法测定根系总吸收
表面积和活跃吸收表面积。
土壤微生物群落结构分析 土壤微生物磷脂脂
肪酸(PLFAs)提取参照文献[7−9], 酯化 C23:0 为内
标, 分析流程如下: 取相当于 2 g 干土的新鲜土壤,
加氯仿–甲醇–柠檬酸缓冲液(1∶2∶0.8, v/ v/ v)直接
抽提样品的总 PLFAs; 提取的 PLFAs 经硅胶柱
第 2期 尧水红等: 河滨缓冲带植物根系和根际微生物特征及其对农业面源污染物去除效果 367
(SPE-SI)分离为中性脂肪酸、糖脂肪酸和磷脂酸。磷
脂酸溶于甲醇 /甲苯 (1∶1, v/ v)溶液 , 然后加 0.2
mol·L−1 KOH, 37 ℃酯化 15 min后, 用 GC-MS (Gas
chromatograph-mass spectrometry)分析仪进行分子
分离 , 然后用脂肪酸标准谱图 (Bacterial fatty acid
standards)和美国的 MIDI 系统 (Microbial identifi-
cation system)识别与定量磷脂脂肪酸。磷脂脂肪酸
种类用“总碳原子数∶双键数量”表示, 其后的数
字表示双键相对于甲基末端的位置[10−12]。18∶2 ω 6
和 18∶2 ω 6, 9 代表真菌源 PLFAs[13−15]; 细菌源
PLFAs 有更多的 iso-和 anteiso-, 或者其他支链脂肪
酸 , 单一未饱和脂肪酸或环脂肪酸也代表细菌源
PLFAs[10−11]; 放线菌源 PLFAs常在离羧基端第 10碳
原子上有 1个甲基团[12]。
土壤其他指标测定 有机质含量采用 K2Cr2O7-
H2SO4 氧化法测定, pH用 pHS-3CT酸度计测定, 全氮
含量用半微量凯氏定氮法测定 , 全磷含量采用
NaOH 熔融–钼锑抗比色法测定, 水分采用烘干称重
法测定, 质地采用吸管法分析, 微生物生物量用氯
仿熏蒸法测定 , 微生物群落多样性指数 (Shannon-
Weiner index, H)采用下式计算:
1
ln
s
i i
i
H P P
=
= ∑ (1)
式中, S为物种丰度, 即 PLFAs的数量; Pi为第 i种
PLFA数量占总 PLFAs数量的比例。
水质测定 河滨缓冲带进水口处水样的水质参数
用多参数水质仪测定(YSI 6500), 其余参照文献[16]。
1.4 统计分析
不同植物根系形态数据及根际和非根际土壤微
生物群落数据用 SPSS13.0 软件进行方差分析
(ANOVA)和相关性分析, 差异显著性(P < 0.05)用最
小显著差数法(LSD)检验。
2 结果与讨论
2.1 河滨缓冲带 3种水生植物根系形态及活力特征
供试 3 种植物的根系总长度、表面积、体积、
根平均直径和根尖数等根系形态参数如表 1 所示。
从表 1 可以看出 , 菖蒲的根系总表面积最大 , 达
1 735 cm2, 其次是水生鸢尾(1 024 cm2 ), 千屈菜(760
cm2)最小。根系总长、总体积、平均直径与总表面
积的顺序相同 , 且 3 种植物间所有参数差异显著
(P<0.05)。
表 1 河滨缓冲带不同水生植物的根系形态特征
Tab. 1 Root morphology of different aquatic plants in riparian buffer zone
植物种
Plant species
根总表面积
Total root surface area
(cm2)
根总长
Total root length
(cm)
根总体积
Total root volume
(cm3)
根平均直径
Average root diameter
(mm)
根尖数
Root tip number
千屈菜 L. salicaria 760c 5 639c 22.85c 0.44c 15 584c
菖蒲 A. calamus 1 735a 8 152a 78.07a 2.98a 28 599b
水生鸢尾 I. pseudacorus 1 024b 6 374b 48.55b 2.07b 36 391a
不同小写字母表示不同处理在 5%水平上差异显著, 下同。Different small letters mean significant difference at 5% level. The same below.
根总表面积在不同直径根系间的分布比例(图 1)
表明: 供试 3 种植物直径>4 mm 根系的比例, 千屈
菜最大, 为 14.2%, 菖蒲为 11.4%, 水生鸢尾最小,
仅为 7.1%; 直径 2~4 mm根系的比例, 菖蒲较小, 为
6.3%, 水生鸢尾和千屈菜间无显著差异; 直径 1~2
mm 的根系为千屈菜>菖蒲>水生鸢尾; 直径<1 mm
的根系所占比例, 水生鸢尾为 48.7%, 菖蒲为 46.8%,
千屈菜为 36.9%(图 1)。植物的根尖主要集中在直径
<1 mm 的根系中, 因此, 河滨缓冲带的 3 种水生植
物根尖数 (表 1)顺序为 : 水生鸢尾>菖蒲>千屈菜
(P<0.05)。
根尖是根生命活动最活跃的部分, 除生长和组
织分化外, 根对水分和养料的吸收主要在根尖内进
行[17]。因此, 3种供试植物的根系活力特征指标(根总
吸收面积、根活跃吸收面积和根总活性)与根尖数量
表现一致: 水生鸢尾根活性最强, 菖蒲次之, 千屈
菜最小(表 2)。相关分析表明 , 根总吸收面积(P=
图 1 河滨缓冲带不同水生植物的不同直径等级
根系总表面积分布情况
Fig. 1 Distribution of total root surface area with
different root diameter of different aquatic plants
in riparian buffer zone
0.047, n=9)和根活跃吸收面积(P=0.030, n=9)与根尖
数显著相关 , 根总活性与根尖数极显著相关 (P=
0.002, n=9)。
368 中国生态农业学报 2010 第 18卷
表 2 河滨缓冲带不同水生植物的根系活力特征
Tab. 2 Root activity of different aquatic plants in
riparian buffer zone
植物种
Plant species
根总吸收面积
Total abstract
areas of root
(cm2)
根活跃吸收面积
Activate abstract
area of root
(cm2)
根总活性
Total vitalities
of root
(mg·g−1·h−1)
千屈菜 L. salicaria 591±78b 264±39c 49.85±8.92c
菖蒲 A. calamus 724±104ab 315±27bc 74.07±10.21b
水生鸢尾
I. pseudacorus
896±98a 375±11a 98.55±10.97a
2.2 河滨缓冲带 3种水生植物土壤微生物群落结构
特征
根际是一个特殊的微区域 , 受植物根系影响 ,
其物理、化学和生物性质与土壤主体不同。大量研
究表明, 植物在吸收养分的同时, 通过根系向周围
环境释放有机分泌物 , 其成分从简单的碳水化合
物、氨基酸到复杂的生长物质[3, 17], 这些分泌物是土
壤微生物的重要碳源, 因此植物根系的差异会引起
土壤微生物尤其是根际微生物的变化。3 种水生植
物根际与非根际土壤微生物群落结构见表 3。共鉴
定到 28种 PLFAs, C 链长度从 11到 20, 包括饱和、
不饱和、甲基化分支和环化脂肪酸。PLFAs 分析结
果表明, 供试 3 种水生植物根际与非根际土壤中细
菌 PLFAs (11:0, 12:0, 13:0, 14:0, i15:0, a15:0, 15:0,
i16:0, 16:1ω9, 16:0, i17:0, cy 17:0, 17:0, 18:1ω9,
18:1ω11, 18:0, cy 19:0, 19:0, 20:0) 占整个微生物群
落总生物量的 62.4%~71.6%, 3 种水生植物中菖蒲
和水生鸢尾的根际与非根际间细菌 PLFAs相对含量
差异显著, 且 3 种植物种植区根际细菌数量均显著
小于裸地(74.2%)(P<0.05, 表 3)。因此, 土壤细菌不
仅受土壤母质的支配, 植被对其也有相当的影响。
表 3 河滨缓冲带不同水生植物根际及非根际土壤微生物群落 PLFAs的相对含量
Tab. 3 Relative content of PLFAs of soil microbial community of different aquatic plants in riparian buffer zone %
千屈菜 L. salicaria 菖蒲 A. calamus 水生鸢尾 I. pseudacorus
微生物种类
Microbe
PLFAs 裸地
Bare land 非根际土
Bulk soil
根际土
Rhizosphere
soil
非根际土
Bulk soil
根际土
Rhizosphere
soil
非根际土
Bulk soil
根际土
Rhizosphere
soil
11:00 2.54 3.65 4.37 5.40 9.38 11.28 16.92
12:00 25.45 20.39 22.59 19.18 17.32 17.72 12.36
13:00 15.32 13.83 19.23 21.00 5.57 14.78 8.59
14:00 3.12 2.42 0.52 0.61 1.71 1.90 1.53
i 15:0 2.58 2.97 0.63 1.43 1.89 2.82 1.47
a 15:0 2.76 1.16 1.53 0.60 1.74 0 1.39
15:00 0.06 1.93 1.83 0.46 1.28 0 2.97
i 16:0 0.92 0.73 1.15 6.05 1.19 2.03 1.56
16:1 9 0.64 0 4.38 1.93 11.62 0 6.18
16:00 0.40 0 0.24 0.46 13.22 2.56 1.15
i17:0 0.54 0.45 0.65 0 0.27 0 2.14
cy 17:0 3.26 0 0.96 1.32 0.42 1.74 2.16
17:00 1.20 1.60 0.85 0.06 0.90 2.42 1.93
18:1 ω 9 0.31 1.60 0.34 0.60 0.92 0 2.47
18:1 ω 11 2.02 0.69 0.26 0.97 0.54 0 2.14
18:00 2.07 2.20 0.27 0.61 0.66 0 1.68
cy 19:0 0.35 0.75 0.24 4.59 0.32 1.25 0.43
19:00 0.85 0 0.44 0.58 0.59 1.26 1.57
20:00 9.80 10.25 1.87 0.25 2.06 0 1.21
细菌
Bacteria
合计 Total 74.19** 64.62 62.35 69.10 71.60* 59.76 69.85*
10Me 17:0 0.75 1.10 7.10 2.30 4.07 5.90 2.60 放线菌
Actinomycetes 10Me 18:0 0.90 3.20 7.90 3.00 3.21 1.10 2.57
合计 Total 1.65** 4.30 15.00* 5.30 7.28* 7.00 5.17*
真菌 Fungi 18:2 ω 6, 9 1.16** 4.35 5.63* 2.42 3.62 * 4.25 4.58*
2-OH 10:0 11.18 14.95 6.13 8.36 6.01 9.37 9.04
2-OH 12:0 7.28 1.63 2.11 4.66 3.97 3.63 2.92
3-OH 12:0 1.26 5.73 7.82 6.71 4.17 9.01 4.20
2-OH 14:0 0.55 1.20 0.45 1.06 1.51 2.90 1.47
3-OH 14:0 2.18 1.38 0.38 1.31 1.67 2.69 1.62
其他
Others
2-OH 16:0 0.56 1.85 0.15 1.09 0.18 1.40 1.17
*表示根际土与非根际土间 5% 水平上差异显著, **表示植物种植区与裸地间 5%水平上差异显著。* means significant difference between
bulk soil and rhizosphere soil at 5% level. ** means significant difference between plant area and bare area at 5% level.
第 2期 尧水红等: 河滨缓冲带植物根系和根际微生物特征及其对农业面源污染物去除效果 369
3 种植物的根际真菌和放线菌相对含量均显著
高于非根际(P<0.05, 表 3)。3 种水生植物根际与非
根际土壤真菌 PLFA(18:2 ω 6,9)和放线菌 PLFA
(10Me 17:0 和 10Me 18:0)都具有较高丰度, 植物种
植区较裸地真菌 PLFAs 高 2.09~3.95 倍 , 放线菌
PLFAs高 2.61~9.69倍(表 3)。
3 种供试植物非根际土壤微生物的总生物量(总
PLFAs)以水生鸢尾最高[431.61 nmol·g−1(soil)], 其
余 2 种植物较小, 且与裸地[192.26 nmol·g−1(soil)]
间无显著差异(P>0.05)。3 种供试植物根际土壤微生
物总生物量和细菌生物量均表现为: 水生鸢尾>菖蒲
>千屈菜, 且差异显著(P< 0.05, 表 4)。从 3种水生植
物根际与非根际土壤微生物总生物量及真菌、细菌和
放线菌的分布来看, 根际与非根际间差异显著, 这进
一步说明植物根系通过根系分泌物、脱落物和分解物
等改变土壤微环境, 显著影响土壤微生物群落结构。
表 4 河滨缓冲带不同水生植物的根际和非根际土壤微生物生物量和类群
Tab. 4 Microbial biomass and groups in rhizosphere and bulk soil of different aquatic plants in riparian buffer zone
细菌 Bacteria 真菌 Fungi 放线菌 Actinomycetes 总微生物生物量 Total PLFAs
BS RS BS RS BS RS BS RS 植物种
Plant species
nmol·g−1(soil)
RS/BS
nmol·g−1(soil)
RS/BS
nmol·g−1(soil)
RS/BS
nmol·g−1(soil)
RS/BS
千屈菜 L. salicaria 130.37b 156.62c* 1.20b 8.78b 14.14b* 1.61b 8.68c 37.68a* 4.34a 201.75b 251.19c* 1.25b
菖蒲 A. calamus 145.23b 299.93b* 2.07a 5.09c 15.16b* 2.98a 11.14b 30.52b* 2.74b 210.17b 418.89b* 1.99a
水生鸢尾 I. seudacorus 257.93a 352.81a* 1.37b 18.34a 23.11a* 1.26c 30.21a* 26.11c 0.86c 431.61a 505.09a* 1.17b
RS: 根际土 Rhizosphere soil; BS: 非根际土 Bulk soil。不同小写字母表示植物间 5%水平上差异显著 Different small letters mean sig-
nificant difference among plant species at 5% level; *表示根际土与非根际土间 5% 水平上差异显著 * means significant difference between BS
and RS at 5% level.
土壤微生物群落的多样性指数在一定程度上指
示微生物群落结构的稳定性[18−19]。从图 2可以看出,
3 种水生植物根际微生物群落多样性指数为水生鸢
尾>菖蒲>千屈菜, 非根际微生物群落多样性指数植
物间变化与根际相近, 但各植物间差异很小; 且各
植物均表现为根际>非根际。说明 3种水生植物根际
土壤微生物群落结构均较非根际稳定。物种丰度也
是群落生物组成结构的重要指标, 反映了群落所含
物种的多寡, 3 种水生植物物种丰度依次为菖蒲>水
生鸢尾>千屈菜。
2.3 河滨缓冲带水生植物对农业面源污染的去除
效果
河滨缓冲带对农业面源污染的去除机理包括 :
(1) 通过植被种植, 滞缓径流, 截留泥沙, 使部分营
养物质随颗粒物被截留; (2) 植物自身直接吸收利用
面源污染物和土壤中的营养物质; (3) 植被增加有机
物来源, 改善土壤结构, 根系生长可增加土壤渗透
能力, 使部分营养物质被土壤固持/吸附; (4) 植物
通过发达的根系向土壤中输送微生物降解面源污染
物所需的氧 , 提高微生物对面源污染物的降解能
力。河滨缓冲带各水生植物根系及其微生物群落对
农业面源污染物的去除主要是后 3 种机理。故本研
究测定了水生植物对地表层以下渗流中农业面源污
染物的去除效果[20−21]。由表 5 可知, 在河滨缓冲带
进水处农业面源污染 TN、TP 和 CODCr 浓度相同
的情况下, 不同水生植物缓冲区渗流出水 TN、TP
和 CODCr 去除效果均为水生鸢尾>菖蒲>千屈菜。
这与植物根尖数、根系活力特征指标(表 2)及各水生
植物缓冲区内土壤微生物群落的多样性指标(图 2)结
果一致, 说明不同植物的根系活力不同, 使土壤微
生物群落结构多样性不同, 进而不同水生植物缓冲
区对农业面源污染物去除效果不同。
图 2 河滨缓冲带不同水生植物根际和非根际土壤
微生物群落多样性指数和物种丰度
Fig. 2 Shannon-Wiener index and species richness of microbe
estimated by PLFAs in rhizosphere and bulk soil of different
aquatic plants in riparian buffer zone
370 中国生态农业学报 2010 第 18卷
表 5 河滨缓冲带不同水生植物对土壤渗流中 TN、
TP和 CODCr 的去除效果
Tab. 5 Removal rates of TN, TP and CODCr from seepage by
different aquatic plants in riparian buffer zone
渗流出水浓度
Concentration in seepage
(mg·L−1)
去除率
Removal rate (%)
植物种
Plant spe-
cies
TN TP CODCr TN TP CODCr
千屈菜 L.
salicaria
30.13 0.083 56.20 45.38c 24.13c 64.30b
菖蒲 A.
calamus
26.59 0.063 46.98 51.79b 42.08b 70.15ab
水生鸢尾
I. seu-
dacorus
20.39 0.027 39.83 63.03a 75.29a 74.70a
3 结论
本文从河滨缓冲带水生植物根系形态特点、活
力特征及各植被缓冲区土壤微生物群落结构和多样
性的差异角度出发, 探讨河滨缓冲带 3 种水生植物
根系生长及其根际微生物群落多样性对农业面源污
染去除效果的影响。研究表明, 3种水生植物根系活
力特征指标值均表现为 : 水生鸢尾>菖蒲>千屈菜 ,
与其根系生长的活跃区(根尖数)显著相关。同时, 3
种水生植物土壤微生物群落的多样性指数为水生鸢
尾>菖蒲>千屈菜, 这与 3 种水生植物根系活力特征
指标值一致。因此, 3种水生植物缓冲区对农业面源
污染物的去除效果最终表现为水生鸢尾>菖蒲>千屈
菜。说明植物根系活力不同, 其土壤微生物群落结
构多样性的影响也不同, 从而造成河滨缓冲区不同
水生植物对农业面源污染物去除效果的差异。
参考文献
[1] 饶良懿 , 崔建国 . 河岸植被缓冲带生态水文功能研究进展
[J]. 中国水土保持科学, 2008, 6(4): 121−128
[2] Dvid L C. Principles of planning and establishment of buffer
zones[J]. Ecological Engineering, 2005, 24: 433−439
[3] 张福锁 . 根系分泌物及其在植物营养中的作用 (综述 )[J].
北京农业大学学报, 1992, 8(4): 353−358
[4] 吴振斌 , 王亚芬 , 周巧红 , 等 . 利用磷脂脂肪酸表征人工
湿地微生物群落结构 [J]. 中国环境科学 , 2006, 26(6):
737−741
[5] 李潞滨, 刘敏, 杨淑贞, 等. 毛竹根际可培养微生物种群多
样性分析[J]. 微生物学报, 2008, 48(6): 772−779
[6] Liu B R, Jia G M, Chen J, et a1. A review of methods for
studying microbial diversity in soils[J]. Pedosphere, 2006,
16(1): 18−24
[7] Bossio D A, Fleck J A, Scow K M, et al. Alteration of soil
microbial communities and water quality in restored wet-
lands[J]. Soil Biology and Biochemistry, 2006, 38(6):
1223−1233
[8] Frostegard A, Bååth E, Tunlid A. Shifts in the structure of soil
microbial communities in limed forests as revealed by phos-
pholipid fatty acid analysis[J]. Soil Biology and Biochemistry,
1993, 25: 723−730
[9] Tunlid A, White D C. Biochemical analysis of biomass,
community structure, nutritional status, and metabolic activity
of microbial communities in soil[M]//Stotzky G, Bollageds J
M. Soil biochemistry. New York: Marcel Dekker, 1992:
229−262
[10] Bligh E G, Dyer W J. A rapid method of total lipid extraction
and purification[J]. Can J Biochemical Physiology, 1959, 37:
911−917
[11] White D C, Davis W M, Nickels J S, et al. Determination of
the sedimentary microbial biomass by extractible lipid phos-
phate[J]. Oecologia, 1979, 40: 51−62
[12] Petersen S O, Klug M J. Effects of sieving, storage, and in-
cubation temperature on the phospholipid fatty profile of a
soil microbial community[J]. Applied and Environmental Mi-
crobiology, 1994, 60(7): 2421−2430
[13] Bååth E, Anderson T H. Comparison of soil fungal/bacterial
ratios in a pH gradient using physiological and PLFA based
techniques[J]. Soil Biology and Biochemistry, 2003, 35(7):
955−963
[14] Bailey V L, Smith J L, Bohon H Jr. Fungal-to-bacterial ratios
in soils investigated for enhanced C sequestration[J]. Soil Bi-
ology and Biochemistry, 2002, 34(7): 997−1007
[15] Klamer M, Bååth E. Estimation of conversion factors for
fungal biomass determination in compost using ergosterol and
PLFA 18:2ω 6, 9[J]. Soil Biology and Biochemistry, 2004, 36:
57−65
[16] 鲁如坤. 土壤农业化学分析方法[M]. 北京: 中国农业科技
出版社, 2000
[17] 韦红群, 邓建珍, 曹建华, 等. 柱花草根系与根际微生物类
群的研究[J]. 草业科学, 2009, 26(1): 69−73
[18] Ibekwe A M, Kennedy A C. Phospholipid fatty acid profiles
and carbon utilization patterns for analysis of microbial
community structure under field and greenhouse conditions[J].
FEMS Microbiology Ecology, 1998, 26: 151−163
[19] Girvan M S, Campbell C D, Killham K, et al. Bacterial diver-
sity promoted community structure stability and functional
resilience after perturbation[J]. Environmental Microbiology,
2005, 7: 301−313
[20] 杨丽霞, 杨桂山, 苑韶峰, 等. 影响土壤氮素径流流失的因
素探析[J]. 中国生态农业学报, 2007, 15(6): 190−194
[21] Weier K L. Nitrogen use and losses in agriculture in sub-
tropical Australia[J]. Fertilizer Res, 1994, 39(3): 245−257