全 文 ：植物生态学报 2011, 35 (1): 110–118 doi: 10.3724/SP.J.1258.2011.00110
Chinese Journal of Plant Ecology http://www.plant-ecology.com
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收稿日期Received: 2010-01-21 接受日期Accepted: 2010-08-23
* 通讯作者Author for correspondence (E-mail: dairongji@126.com; deng@bit.edu.cn)
植物应答非生物胁迫的代谢组学研究进展
滕中秋1 付卉青1 贾少华1 孟薇薇1, 2 戴荣继1, 2* 邓玉林1, 2*
1北京理工大学生命学院, 北京 100081; 2北京理工亘元医药技术开发中心有限公司, 北京 100081
摘 要 代谢组学技术是研究植物代谢的理想平台, 通过现代检测分析技术对胁迫环境下植物中代谢产物进行定性和定量
分析, 可以监测其随时间变化的规律。而各种组学平台包括基因组学、转录组学及代谢组学的整合, 更是一个强有力的工具
箱, 将所获得的不同组学的信息联系起来, 有利于从整体研究生物系统对基因或环境变化的响应, 如可判断代谢物的变化是
从哪一个层面开始发生的, 帮助人们揭开复杂的植物胁迫应答机制。该文对近期代谢组学技术及其与蛋白质组学、基因组学
技术相结合探索植物应答非生物胁迫的研究进行了综述。代谢组学的应用, 拓展了对植物耐受非生物胁迫分子机制的认识,
开展更多这方面的研究, 再通过植物代谢组学、转录组学、蛋白质组学和基因组学整合, 有助于从整体水平上把握植物胁迫
应答机制。
关键词 非生物胁迫, 环境胁迫, 代谢产物, 代谢组学, 植物
Review of current progress in the metabolomics for plant response to abiotic stress
TENG Zhong-Qiu1, FU Hui-Qing1, JIA Shao-Hua1, MENG Wei-Wei1,2, DAI Rong-Ji1,2*, and DENG Yu-Lin1,2*
1School of Life Science, Beijing Institute of Technology, Beijing 100081, China; and 2Beijing BIT & GY Pharmaceutical R & D Co. Ltd., Beijing 100081, China
Abstract Metabolomics is an important platform for studying stress in plants. We can qualify and quantify the
metabolites of plants with environment stress using modern analytical techniques. The metabolomics data can be
further studied by correlating with transcriptomics and genomics data. The combination of ‘omics’ platforms is an
essential tool for systems analyses of plants to determine the mechanics of plant response to environment stress.
We review recent studies of plant response to abiotic stress using metabolomics method and combination of dif-
ferent ‘omics’ platforms.
Key words abiotic stress, environmental stress, metabolites, metabolomics, plant

伴随着现代工业文明的空前发展, 人类赖以生
存的环境受到的挑战日益明显, 如可耕地减少、土
质恶化、淡水资源短缺、全球变暖、自然灾害频发
等。因此, 如何保障世界持续增长的人口的生活,
是世界各国关注的热点之一(谢宗铭等, 2008)。植物
特别是农作物是人类赖以生存的重要的生物能量
来源, 高盐、低温、干旱、重金属污染等非生物胁
迫对植物特别是农作物的生长、发育和结实造成严
重的不良影响, 是全球农业减产的重要因素(Boyer,
1982)。据估计, 世界主要农作物每年产量损失的
50%与非生物胁迫有关, 而与病虫害等生物胁迫相
关的作物产量损失还不到 20% (Valliyodan &
Nguyen, 2006)。植物种子一旦落地生根, 就不可避
免地要与其赖以生长的复杂多变的环境作不断的
适应性斗争, 以完成其生活史。凡是对植物生长发
育不利的环境条件统称为逆境或胁迫。植物在长期
进化中, 逐渐形成了一系列生理、代谢以及防御系
统以维持其生命和持续生长。植物对非生物胁迫的
耐受性和敏感性是一个非常复杂的生命过程(侯夫
云等, 2006; 谢宗铭等, 2008)。
植物的应激过程包括几个阶段, 首先环境的变
化被植物体感知, 由此激活植物体的应激信号转导
系统。接下来, 信号转导系统激发一系列化合物的
合成, 这些物质可以帮助植物体修复或使植物达到
新的代谢平衡。从代谢组学的观点来讲, 至少有3
种类型的化合物对这个过程是十分重要的: (1)与植
物适应环境有关的因子, 如抗氧化因子; (2)细胞中
由于生物或非生物胁迫的影响产生的代谢产物, 它
们是由于植物生长状态下代谢平衡受到干扰而产
生的。(3)信号转导因子, 这些化合物与代谢平衡的
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转导有关, 信号因子可以是植物体中合成的或从结
合态释放出来的, 比如植物激素水杨酸, 也可以是
植物应激过程所产生的一些代谢产物, 这与(2)项中
的物质类似, 不同的是, 它们会参与到信号转导过
程中, 这些物质包括细胞膜的裂解产物、不同的活
性氧簇和一些氧化物(比如酚类化合物)或者一些抗
氧化物。上述物质是植物细胞应答胁迫的信号因子
(Mittler, 2002; Mittler et al., 2004; Shulaev et al.,
2008)。对这些化合物的分析检测无疑可以帮助我们
揭示胁迫环境下植物的应答机制, 而代谢组学的出
现和发展为这方面的研究提供了一个平台。
代谢组学是通过考察生物体系包括细胞、组织
或生物体受刺激或扰动后, 其代谢产物的变化或其
随时间的变化, 来研究生物体系的一门科学(许国
旺, 2008)。它是以组群指标分析为基础, 以高通量
检测和数据处理为手段, 以信息建模与系统整合为
目标的系统生物学的一个分支, 是继基因组学、转
录组学、蛋白质组学后系统生物学的另一重要研究
领域。代谢组学所关注的是代谢循环中分子量小于
1 000的小分子代谢物的变化, 反映的是外界刺激
或遗传修饰的细胞或组织的代谢应答变化
(Nicholson et al., 1999)。
生物机体是一个动态的、多因素综合调控的复
杂体系, 在从基因到性状的生物信息传递链中, 机
体需要不断调节自身复杂的代谢网络来维持系统
内部以及与外界环境的正常动态平衡。DNA、
mRNA以及蛋白质的存在为生物过程的发生提供了
物质基础, 而代谢物质和代谢表型所反映的是已经
发生了的生物学事件, 是基因型与环境共同作用的
综合结果, 是生物体系生理和生化功能状态的直接
体现。因此, 作为系统生物学的一个重要的组成部
分, 代谢组可以更好地反映体系表型。
代谢组学分析的流程包括样品的制备、数据的
采集和数据的分析及解释。样品的制备又包括样品
的提取、预处理和化合物的分离。样品在用水或有
机溶剂提取后, 一般先采用固相微萃取、固相萃取、
亲和色谱等方法进行预处理, 之后采用气相色谱、
液相色谱、毛细管电泳等方法进行化合物的分离。
色谱、质谱、核磁共振、红外光谱、库仑分析、紫
外吸收、荧光散射、放射性检测、光散射等分离分
析手段及其组合都在代谢组学的研究中得到应用。
其中, 核磁共振(NMR)技术特别是氢谱(1H NMR)
以其对含氢代谢产物的普适性, 色谱以其高分离
度、高通量, 质谱(MS)以其普适性、高灵敏性和特
异性而成为最主要的分析工具。代谢组学研究的后
期需借助于生物信息学平台进行数据的分析和解
释, 解读数据中蕴藏的生物学意义。目前常用的分
析方法有多元回归(multiple regression)、判别分析
(discriminant analysis)、主成分分析(principal com-
ponent analysis)、聚类分析 (hierarchical cluster
analysis)、因素分析 (factor analysis)和经典分析
(canonical analysis)等。
Nicholson研究小组于1999年提出代谢组学
(metabonomics)的概念, 并在疾病诊断、药物筛选等
方面做了大量卓有成效的工作 (Nicholson et al.,
2002; Brindle et al., 2002; Holmes & Antti, 2002)。
Fiehn (2003)提出了代谢组学(metabolomics)的概念,
第一次把代谢产物和生物基因的功能联系起来, 之
后很多植物化学家开展了植物代谢组学的研究。
代谢组学在植物研究中的应用主要包括以下
几个方面(许国旺等, 2007; 淡墨等, 2007): (1)某些
特定种类(species)植物的代谢物组学研究。这类研
究通常以某一植物为对象, 选择某个器官或组织,
对其中的代谢物进行定性和定量分析, 较为全面地
研究植物不同时期或者不同部位代谢物种类与含
量的变化, 并进一步通过这些变化来推测相应的代
谢途径和代谢网络; (2)不同基因型(genotypes)植物
的代谢物组学表型研究。一般需要两个或两个以上
的同种植物(包括正常对照和基因修饰植物), 然后
应用代谢物组学对所研究的不同基因型的植物进
行比较和鉴别, 比如对突变型或者基因改造型植物
的代谢变化和正常野生型的差异进行比较, 或对组
织培养得到的代谢产物与野生型之间的差异进行
比较, 评价基因改造或者组织培养的效果、筛选优
良品种等有重要作用; (3)某些生态型(ecotypes)植物
的代谢物组学。这类研究通常选择不同生态环境下
的同种植物, 研究生长环境对植物代谢物产生的影
响; (4)受外界刺激后植物自身免疫应答, 通过外源
化学药品刺激、物理刺激或者生物刺激从而引起植
物代谢产物的改变, 通过代谢组学方法对这种变化
进行监测与全面分析, 找出差异, 从而找到植物代
谢的规律及其关键步骤; (5)在基因功能研究中的应
用, 代谢产物是基因表达的终产物, 基因表达水平
的极微小变化也可导致代谢物的大幅改变。以往通
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过可见的表型改变来判断基因表达水平的升降, 耗
时较长, 而且有时候基因表达变化无法引起表型改
变, 而此时植物体中某些代谢产物的含量却已经发
生显著变化。利用代谢组学方法检测代谢物的变化
则可以判断基因表达水平的变化, 从而推断基因的
功能及其对代谢流的影响。植物代谢组学的研究已
经取得了很多研究成果, 比如Fiehn (2003)对笋瓜
(Cucurbita maxima)的叶柄脉管和叶片抽提物进行
GC-MS分析, 得到了400多个峰, 通过与质谱数据
库比对, 初步鉴定出90个化合物, 并比较了叶柄与
叶片之间在糖、氨基酸等代谢物组分方面的差别;
Tiessen等(2002)用高效液相色谱法(HPLC)对马铃薯
(Solanum tuberosum)块茎进行了代谢组分析, 检测
了淀粉合成途径中的一系列底物、中间物、酶及产
物量的变化, 再通过对野生和异源腺苷二磷酸葡萄
糖焦磷酸化酶(AGPase)转基因马铃薯进行对比研
究 , 提出了淀粉合成途径中一种新的调节机制 ;
Maier等(1999)研究了丛枝菌根真菌(Glomus intra-
radices)对烟草(Nicotiana tabacum)根部代谢的影响,
对比了有丛枝菌根真菌共生的烟草根和没有共生
该真菌的烟草根的代谢物差异。
综上所述, 代谢组学技术是研究植物代谢的理
想平台, 通过现代的检测分析技术对胁迫环境下植
物中的代谢产物进行定性和定量分析, 可以监测其
随时间变化的规律。而各种组学平台包括基因组
学、转录组学及代谢组学的整合, 更是一个强有力
的“工具箱” (Shinozaki & Sakakibara, 2009), 将所获
得的这几者的信息联系起来, 有利于从整体上研究
生物系统对基因或环境变化的响应, 如可判断代谢
物的变化是从哪一个层面开始发生的 (尹恒等 ,
2005), 帮助人们揭开神秘复杂的植物胁迫应答机
制。
近期有很多科研机构开展了植物的非生物胁
迫应答相关的代谢组学研究, 无疑能促进人们对于
植物抗逆性机制的系统认知, 也更有助于作物抗逆
性的分子改良。同时, 深入开展抗盐、抗旱等模式
植物的抗性生理与分子机制, 将有助于植物的耐
盐、耐旱等机制的分子解析。
1 代谢组学在非生物胁迫应答研究中的应用
1.1 干旱胁迫
水分是影响植物生长发育的重要因子之一。对
植物产生有害效应的环境水分过少称为干旱胁迫。
干旱是限制植物生长发育的重要环境因子, 也是目
前制约农业生产的一个全球性问题。研究植物水分
亏缺的生理伤害及植物对干旱胁迫的应答机制, 不
仅在理论上而且在实践中都有重要的意义(张立军
和梁宗锁, 2007)。
为了研究酿酒葡萄(Vitis vinifera)果实的不同组
织在葡萄酒品质中的贡献和干旱胁迫对葡萄酒品
质的影响, Grimplet等(2009)对在水分充足和干旱两
种环境条件下种植的酿酒葡萄的果实(果皮和果浆)
和种子中的组织特异性差异的蛋白和指定的代谢
产物进行了检测。使用二维凝胶电泳(2-D PAGE)技
术在果实中检出1 047种蛋白质, 其中90种在果皮
和果浆中的表达有差异, 而在种子中共检出695种
蛋白质, 其中有163种蛋白质在种子和果皮中的表
达谱几乎完全没有区别。干旱胁迫改变了约7%果皮
蛋白质的丰度, 但其对种子中蛋白质表达的影响不
大。在所选定的待测的32种小分子代谢产物中, 大
约有50%在果皮和种子中表现出组织差异性, 而在
干旱胁迫条件下有7种化合物在葡萄果实中的积累
受到影响。代谢指纹的研究结果为研究干旱对葡萄
中与酒的风味和香气相关的主要化合物的影响提
供了新的启示。Deluc等(2009)对长期干旱和季节性
干旱影响下的两种不同品系的葡萄(Vitis vinifera)
Cabernet Sauvignon和Chardonnay进行了代谢组学
和转录组学的研究。研究表明两种品系的葡萄应答
干旱胁迫时代谢途径的变化不同, 干旱胁迫可以激
活Cabernet Sauvignon中谷氨酸和脯氨酸合成途径,
以及苯丙酸合成途径中的一些重要的中间步骤, 而
对于Chardonnay来说, 干旱胁迫则激活了苯丙酸、
类胡萝卜素和类异戊二烯合成途径, 二者相同的应
激反应是对脱落酸代谢途径的影响。这些代谢产物
的变化对果实及酒品的风味有很大的影响。
Mane等(2009)对长期干旱胁迫下两个基因型
的安第斯马铃薯(Solanum tuberosum ssp. andigena
(Juz & Buk) Hawkes) Sullu和Ccompis进行了代谢轮
廓分析及其生物量和产率的比较。结果表明, 虽然
两个基因型的马铃薯在干旱胁迫下茎块的产量没
有受到明显的影响, 但是Ccompis的地上部的生物
量减少, 而Sullu的生物量并未受到影响。蔗糖和监
管分子海藻糖在Sullu的叶片中得到积累。而在
Ccompis的叶片中, 棉籽糖寡糖家族途径被激活,
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并且检测到低水平的蔗糖的变化和少量与胁迫相
关的海藻糖的变化。脯氨酸和相关的合成基因表达
水平在两个基因型植物中都提高了, 而且在Sullu中
的表达量是Ccompis中的3倍。结果表明, 虽然在干
燥的情况下, 两个基因型植物在产量上没有明显变
化, 但是生物量的积累和代谢物变化明显不同。
Urano (2009)等以敲除了NCED3基因(干旱胁迫
诱导的脱落酸生物合成相关的基因 )的拟南芥
(Arabidopsis thaliana)与野生型拟南芥为对象进行
了代谢组学比较研究。发现应答干旱胁迫时植株对
氨基酸的积累与脱落酸(ABA)相关, 而寡聚棉籽糖
的积累则完全依赖于ABA。
Fumagalli等(2009)进行了两种不同基因型的水
稻(Oryza sativa) Arborio和Nipponbare应答干旱胁迫
和盐胁迫的代谢组学研究。采用H-1高分辨率魔角
旋转(HR MAS)和NMR对水稻植株的地上部分和根
部进行检测。结果表明, Arborio对两种非生物胁迫
更敏感, 另外, PCA分析的结果显示, 应答两种非
生物胁迫时两种基因型水稻表现出氨基酸和糖类
积累, 同时两个基因型也能够很好地区分, Arborio
植株中的两种化合物的积累比Nipponbare植株高。
Carmo-Silva等(2009)以叶片中的可溶性氨基酸
为研究对象, 对3种C4草本植物Cynodon dactylon、
Zoysia japonica和Paspalum dilatatum对干旱胁迫应
答的1H NMR和GC-MS代谢指纹图谱进行了比较研
究, 发现了一种特殊的非蛋白质氨基酸, 鉴定为
5-hydroxynorvaline。这种化合物存在于耐旱的前两
种植物的叶片中, 其含量随着干旱程度的提高而相
对升高, 说明5-hydroxynorvaline与植物的抗旱能力
密切相关。为了揭示黑麦草(Lolium perenne)对干旱
胁迫的应答机制, Foito等(2009)使用GC-MS技术对
两种不同基因型的黑麦草进行了代谢组学研究。研
究发现了黑麦草在干旱胁迫下叶片中的代谢产物
发生明显的变化。在对干旱胁迫敏感的Cashel基因
型黑麦草叶片中脂肪酸的含量明显下降, 而相对耐
旱性较高的PI 46233基因型黑麦草叶片中则表现出
一些糖类的积累, 这些糖类包括棉子糖、海藻糖、
葡萄糖、果糖和麦芽糖。作者因此得出结论, 提高
黑麦草中这些糖类的合成能力可以得到耐旱的品
种。
Dai等(2010)利用液相色谱一二极管阵列检测
测器-质谱联系技术(LC-DAD-MS)对干旱胁迫下的
丹参(Salvia miltiorrhiza)进行了研究, 分析出初级代
谢产物29个, 次级代谢产物44个, 并首次在丹参中
检测到5种多酚类化合物、京尼平、伞形花内酯等
化合物。通过对高日照干旱组和空气干旱组进行代
谢组学的比较, 发现丹参在两种干旱模式下的应激
不完全相同, 两种模式下, 丹参酮的合成及谷氨酸
介导的脯氨酸生物合成都更加活跃, 同时碳素循环
和氨基酸代谢也有所改变。由莽草酸介导的多酚类
化合物生物合成在空气干燥模式下有所提高, 而在
高日照干旱模式下此代谢通路受到抑制, 这个有趣
的现象说明, 植物应答非生物胁迫的过程是复杂而
微妙的, 环境因素的变化都会影响植物代谢通路及
最终的代谢产物。
1.2 低温与高温胁迫
温度是影响植物生长发育的重要因子之一。植
物生长发育对温度反应有三基点, 即最低温度、最
适温度和最高温度。对植物产生有害效应的过低或
过高的环境温度称为温度胁迫。对植物产生不利效
应的温度过高称为热胁迫, 相反, 对植物产生不利
效应的温度过低则称为冷胁迫(张立军和梁宗锁,
2007)。
Shulaev等(2008)对温度胁迫植物代谢组学进行
了详细的综述。代谢指纹技术被用于探索鼠耳芥属
(Arabidopsis)植物对温度胁迫的应答。Kaplan等
(2004)采用GC-MS联用技术对高温及低温环境下的
鼠耳芥属植物的代谢指纹进行了研究, 发现了一系
列已知和未知的分别与高温、低温, 或者对高温和
低温都相关的小分子代谢产物。与低温相关的代谢
产物的变化是最为显著的, 但是更让我们吃惊的
是, 大多数热胁迫下产生的代谢产物也会在冷胁迫
下产生, 其中有很多种代谢产物在之前的研究中并
不认为是与温度胁迫相关的。在后续的研究工作中
(Kaplan et al., 2007), 为了研究鼠耳芥属植物的低
温适应的机制, 对这些代谢指纹数据与转录组学数
据进行了整合, 得到的结果显示: 仅有一部分代谢
产物的变化和转录组的变化是相关的, 而其他的代
谢产物的变化并非与转录组的变化直接相关。通过
以上研究得出结论: 在植物对冷胁迫的应答过程
中, 与转录组变化不直接相关的代谢产物在鼠耳芥
属植物温度应答中起着重要的作用。
Cook等(2004)采用GC-MS联用技术, 对具有不
同抗寒能力的拟南芥植株及过量表达 (CBF)
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(C-repeat/dehydration responsive element-binding
factor)的拟南芥植株的代谢指纹图谱进行了比较,
结果表明, 拟南芥在冷胁迫应答过程中代谢组会发
生明显的变化, 同时发现CBF途径在拟南芥对低温
环境的适应中起重要的作用。
Morsy等(2007)对抗寒能力不同的两种基因型
的水稻进行了冷胁迫和高盐胁迫应答的糖类代谢
组学研究, 使用HPLC方法对耐低温水稻和不耐低
温水稻中的可溶性糖类化合物进行了定量分析, 发
现两种基因型的水稻在冷胁迫下可溶性糖类的积
累是不同的。耐低温水稻在冷胁迫环境下, 半乳糖
和棉子糖得到积累, 而在另一种不耐低温的基因型
水稻中, 这两种糖类的含量呈下降的趋势。这两种
基因型的水稻在高盐胁迫环境下也呈现出不同的
糖类代谢特征。上述糖代谢的数据结合植株中氧化
产物和抗氧化酶的检测, 发现耐低温水稻具有更活
跃的氧自由基消除系统。
1.3 盐胁迫
据联合国教科文组织和粮农组织的不完全统
计, 世界盐渍土面积为109 hm2, 我国盐渍土面积约
3.5 × 107 hm2, 相当于耕地面积的1/3。另外, 由于灌
溉和化肥使用不当、工业污染加剧等原因, 次生盐
渍土地面积还在逐年扩大。对植物产生不利效应的
土壤中可溶性盐分过多, 称为盐胁迫(张立军和梁
宗锁, 2007)。
代谢组学技术被用来鉴别番茄 (Solanum ly-
copersicum)在盐胁迫下的代谢产物的变化。Johnson
等(2003)选取了两种对盐胁迫敏感程度不同的番茄
株系Edkawy和Simge F1进行研究, 发现盐胁迫下
Simge F1的相对生长率明显降低, 而Edkawy没有受
到影响。使用傅立叶变换红外光谱FT-IR对对照组
和盐胁迫组的新鲜番茄果实提取物进行分析, 每个
样品的光谱含有吸光值在不同波长的882个变量。
所得到的数据使用非监督数据分析方法PCA和有
监督数据分析方法判别功能分析(DFA)分别进行处
理。PCA方法不能区分对照组和高盐处理组果实的
区别, 而DFA法可以区分两种不同基因型, 及不同
基因型对照组和高盐处理组的果实。遗传算法(GA)
模型被用来鉴定FT-IR谱图中对盐胁迫应答的可能
的重要功能团。这些功能团包括饱和腈类化合物、
不饱和腈类化合物、氰类化合物, 强烈的NH2自由
基峰及其他的含氮化合物等。
更加详尽的植物盐胁迫应答代谢组学研究是
Kim等(2007)对拟南芥细胞在高盐培养基中随时间
变化的代谢组学研究。拟南芥细胞在100 mmol·L–1
NaCl盐处理后的0.5、1、2、4、12、24、48和72 h
分别进行LC-MS、GC-MS代谢指纹图谱检测。对数
据进行PCA分析和自组织映射分析, 结果显示: 植
物细胞对短期盐胁迫应答的代谢组变化包括诱导
提供甲基的甲基化循环, 诱导木质素生成的羟甲烟
胺循环和三甲氨酸的合成; 而对长期盐胁迫应答的
代谢组变化则包括对糖酵解和蔗糖代谢的影响, 甲
基化系统的共还原。
Cramer等(2007)使用GC-MS和阴离子交换色谱
紫外检测器联用技术对葡萄藤(Vitis vinifera ‘Ca-
bemet Sauvignon’)应答盐胁迫和干旱胁迫代谢物变
化的差异进行了比较, 发现在应答盐胁迫时, 蔗
糖、天门冬氨酸、琥珀酸和富马酸在植物中的含量
呈下降趋势, 而脯氨酸、天冬酰胺、苹果酸和果糖
等化合物的含量相对升高。应答干旱胁迫与应答盐
胁迫相比, 葡萄糖、苹果酸和脯氨酸的含量更高。
Gong等(2005)也使用GC-MS代谢指纹图谱与
生物芯片技术相结合的方法比较了耐盐植物盐芥
(Thellungiella halophila)和拟南芥代谢物的差别。发
现两个物种间代谢物有明显差别。与拟南芥相比较,
无论是在高盐环境还是在普通环境中, 盐芥都有着
较高的代谢物水平。对拟南芥的分析表明, 在150
mmol·L–1盐胁迫下, 拟南芥植株中的葡萄糖、脯氨
酸和一种可能为复合多糖的代谢产物明显增多。而
在盐芥中, 盐胁迫诱发相当复杂的代谢应答, 不仅
在盐胁迫前许多代谢物的水平较高, 在诱导后很多
糖类、糖醇、有机酸和磷酸盐含量都有明显的变化。
Widodo等(2009)利用代谢组学的方法对两种不
同基因型耐盐能力不同的大麦(Hordeum vulgare)品
种Sahara和Clipper盐胁迫应答的代谢物的差别进行
研究, 分别对Sahara和Clipper进行3个星期的高盐
处理后, 发现Chipper停止生长, 而Sahara保持生长
并达到与对照组相当的水平。与Chipper相比, Sa-
hara叶片的Na含量明显较高, 并且叶片的坏死率相
对较低, 显示出其具有相对较高的耐盐能力。代谢
物的变化方面, 两个基因型植株的表现也明显不
同, 在Chipper植株中, 包括γ-氨基丁酸和脯氨酸等
氨基酸及多胺、腐胺的含量明显升高, 而这些化合
物的累积与盐胁迫中植物的低生长率和叶片坏死
滕中秋等: 植物应答非生物胁迫的代谢组学研究进展 115

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有关, 这些化合物可以作为植物细胞受损的生物标
志物。而在耐盐能力相对较高的Sahara植株中, 磷
酸己糖、三羧酸循环中间体和与细胞保护相关的代
谢物的含量升高, 而这些化合物含量在Chipper植
株中没有明显的变化, 因此可以推测出这些代谢物
的积累与Sahara叶片中的细胞保护和叶片对高Na+
的耐受有关。另外, Sobhanian等(2010)对盐诱导的
C4植物Aeluropus lagopoides进行了代谢组学的研
究, 研究表明在高盐环境下氨基酸的合成增多, 而
与三羰酸循环相关代谢物含量降低, 说明提高氨基
酸合成是该植物对高盐胁迫应激的途径之一。
1.4 硫、磷及金属胁迫
植物在生存环境中, 除受到上述一系列常见的
非生物胁迫外, 还会受到其他环境因素造成的非生
物胁迫, 如硫胁迫、磷胁迫及金属污染胁迫等。
近期有很多研究工作涉及到硫、磷及金属离子
胁迫下植物的代谢组学研究。Nikiforova等(2005a,
2005b)使用GC-MS和LC-MS技术对硫缺乏胁迫下
的拟南芥植株进行了分析检测, 发现拟南芥与硫缺
乏胁迫应激相关的134个已知化合物和一系列未知
化合物, 并对这些化合物进行了动态监测, 从而成
功地重建了拟南芥对硫缺乏环境应激反应的代谢
网络。代谢网络的数据又与拟南芥对硫缺乏胁迫应
激的转录组学数据进行了整合分析(Nikiforova et
al., 2005a, 2005b), 从而得到拟南芥在硫缺乏胁迫
下基因表达和代谢物变化的关系。
代谢组学和蛋白质组学相结合的研究方法也
被用于豆科植物应答磷胁迫的研究中。Hernandez
等(2007)利用GS-TOF-MS对磷充足和磷缺乏的豆科
植物的根部进行了代谢轮廓的分析比较, 并鉴定了
一系列与磷胁迫有关的代谢产物, 很多代谢产物
(包括氨基酸、多元醇和糖类)在对磷胁迫的应答时
含量升高。
Bailey等 (2003)对高镉胁迫的麦瓶草 (Silene
cucubalus)细胞进行了NMR代谢组学分析。主成分
分析可以将镉胁迫组和空白组区分开来, 并发现镉
胁迫使麦瓶草细胞中的苹果酸及醋酸盐的含量明
显升高, 而谷氨酸及一些支链氨基酸的含量则在镉
胁迫应答中呈下降趋势。
栅藻属(Scenedesmus)植物是研究金属胁迫和
酚类表达的重要研究对象。将该属植物S. quadri-
cauda分为3组, 分别使用Cu2+、水杨酸、Cu2+与水
杨酸结合处理后, 进行代谢组学的研究, 研究发现:
在Cu2+处理组中叶绿素、水溶性蛋白质及酚类化合
物含量均呈下降趋势; 水杨酸处理组则趋势相反;
在Cu2+和水杨酸共同处理组中发现, 水杨酸并不能
抵制在Cu2+胁迫下3种化合物的下降趋势。然而植物
体内的Cu2+浓度并未升高可能与水杨酸相关的苯甲
酸的积累有关(Jozef et al., 2010)。
芸薹属(Brassica)植物一直被认为是金属离子
的收集器, 并广泛应用于土壤的修复中, 但对其金
属离子耐受的机制却不清楚。Jahangir等(2008)对芜
菁(Brassica rapa)中由金属离子介导的代谢物的变
化进行了研究, 分别用4种不同浓度(50、100、250
和500 mmol·L–1)的3种金属离子(Cu2+、Fe3+、Mn2+)
对芜菁进行处理 , 并对处理过的植物样品用 1H
NMR和2D-NMR进行检测, 对检测的结果使用PCA
和偏最小二乘法(PLS)进行分析处理。葡糖酸和羟酸
共轭盐类化合物、一些碳水化合物、氨基酸等初级
代谢产物可以作为区分不同种类金属离子处理植
株的差异代谢产物。研究表明, 使用Cu2+和Fe3+对植
物进行处理后, 代谢产物的变化比用Mn2+处理的植
株大。而且, 代谢产物的变化不仅与金属离子的种
类有关, 同时也与金属离子的浓度相关联。
Kieffer等(2009)对镉胁迫下的白杨(Poplar spp.)
的叶子进行了蛋白质组和代谢轮廓分析相结合的
研究。研究发现白杨应答镉胁迫时色素水平和碳水
化合物的水平发生变化。在镉胁迫下, 白杨呈现出
生长抑制, 光合作用也受到一定的影响, 在生长发
育过程中, 光合作用产物在植物中以己糖或其他复
杂糖类的形式储存起来, 从而起到渗透压调节的作
用。
2 结论和展望
随着新的分析检测技术和生物信息学的发展,
代谢组学作为一个研究平台, 为植物代谢研究提供
了全面、多维的视角, 从而为人们从整体上全面理
解植物代谢提供了可能。但同时代谢组学的研究依
然存在很多亟待解决的问题。首先应解决分析分离
的偏差和局限性以及建立海量数据的数据处理方
法。后基因组时代众多组学的发展将生物学科带入
了定量化和系统化科学的时代, 同时向分析化学提
出了更高、更严峻的挑战, 新型的复杂样品处理技
术, 灵敏、专一、原位、动态、无损、快速的代谢
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组检测、表征与操纵技术, 代谢物质组成、结构和
功能信息获取的新型表征技术和完整的数据采集
和成像系统, 有效、快速处理代谢组海量复杂数据
的新化学信息学方法, 以及这些技术和方法学的原
始性创新、学科交叉和多维技术联用基本理论(郭宾
和戴仁科, 2007)的开发研究十分重要。其次, 格式
纷繁的数据归一化和数据库的建立, 制定代谢组学
工作标准(包括方法、信息和数据库), 以及实现代谢
组与基因组、转录组和蛋白质组等数据的整合、构
建系统生物学知识库, 以获得对生命过程的定量研
究和复杂生物网络的系统认识, 是未来代谢组学研
究的重要趋势。
代谢组学技术在植物应答逆境胁迫研究领域
中的应用确实取得了一些新进展, 拓展了对于植物
耐受非生物胁迫分子机理的认识, 然而对于植物复
杂的应答胁迫代谢的机制来说, 我们现在的认识仍
然十分有限, 因此, 开展更多植物的应答胁迫的相
关代谢组学研究, 无疑能促进人们对于植物胁迫应
答代谢规律的系统认知, 再通过植物代谢组学、转
录组学、蛋白质组学和基因组学的整合, 有助于人
们从整体水平上把握植物胁迫应答机制, 进而应用
于植物抗逆性改良, 保障其生产力的提高与稳定。
致谢 国家 “十一五 ”科技支撑计划 (2006BAI-
06A18-16)资助。
参考文献
Bailey NJ, Oven M, Holmes E, Nicholson JK, Zenk MH
(2003). Metabolomic analysis of the consequences of
cadmium exposure in Silene cucubalus cell cultures via 1H
NMR spectroscopy and chemometrics. Phytochemistry,
62, 851–858.
Boyer JS (1982). Plant productivity and environment. Science,
218, 443–448.
Brindle JT, Antti H, Holmes E, Tranter G, Nicholson JK, Be-
thell HWL, Clarke S, Schofield PM, McKilligin E, Mose-
dale DE, Grainger DJ (2002). Rapid and noninvasive di-
agnosis of the presence and severity of coronary heart
disease using 1H-NMR-based metabonomics. Nature
Medicine, 8, 1439–1444.
Carmo-Silva AE, Keys AJ, Beale MH, Ward JL, Baker JM,
Hawkins ND, Arrabaca MC, Parry MAJ (2009). Drought
stress increases the production of 5-hydroxynorvaline in
two C4 grasses. Phytochemistry, 70, 664–671.
Cook D, Fowler S, Fiehn O, Thomashow MF (2004). A
prominent role for the CBF cold response pathway in con-
figuring the low-temperature metabolome of Arabidopsis.
Proceedings of the National Academy of Sciences of the
United States of America, 101, 15243–15248.
Cramer GR, Ergul A, Grimplet J, Tillett RL, Tattersall EAR,
Bohlman MC, Vincent D, Sonderegger J, Evans J, Os-
borne C, Quilici D, Schlauch KA, Schooley DA, Cushman
JC (2007). Water and salinity stress in grapevines: early
and late changes in transcript and metabolite profiles.
Functional & Integrative Genomics, 7, 111–134.
Dai H, Xiao CN, Liu HB, Tang HR (2010). Combined NMR
and LC-MS analysis reveals the metabonomic changes in
Salvia miltiorrhiza Bunge induced by water depletion.
Journal of Proteome Research, 9, 1460–1475.
Dan M (淡墨), Gao XF (高先富), Xie GX (谢国祥), Liu Z (刘
忠), Zhao AH (赵爱华), Jia W (贾伟) (2007). Application
of metabolomics in research of plant metabolites. China
Journal of Chinese Meteria Medica (中国中药杂志), 32,
2337–2341. (in Chinese with English abstract)
Deluc LG, Quilici DR, Decendit A, Grimplet J, Wheatley MD,
Schlauch KA, Merillon JM, Cushman JC, Cramer GR
(2009). Water deficit alters differentially metabolic path-
ways affecting important flavor and quality traits in grape
berries of Cabernet Sauvignon and Chardonnay. BMC
Genomics, 10, 212–244.
Fiehn O (2003). Metabolic networks of Cucurbita maxima
phloem . Phytochemistry, 62, 875–886.
Foito A, Byrne SL, Shepherd T, Stewart D, Barth S (2009).
Transcriptional and metabolic profiles of Lolium perenne
L. genotypes in response to a PEG-induced water stress.
Plant Biotechnology Journal, 7, 719–732.
Fumagalli E, Baldoni E, Abbruscato P, Piffanelli P, Genga A,
Lamanna R, Consonni R (2009). NMR techniques coupled
with multivariate statistical analysis: tools to analyse
Oryza sativa metabolic content under stress conditions.
Journal of Agronomy and Crop Science, 195, 77–88.
Gong Q, Li P, Ma S, Indu Rupassara S, Bohnert HJ (2005).
Salinity stress adaptation competence in the extremophile
Thellungiella halophila in comparison with its relative
Arabidopsis thaliana. Plant Journal, 44, 826–839.
Grimplet J, Wheatley MD, Jouira HB, Deluc LG, Cramer GR,
Cushman JC (2009). Proteomic and selected metabolite
analysis of grape berry tissues under well-watered and
water-deficit stress conditions. Proteomics, 9, 2503–2528.
Guo B (郭宾), Dai RK (戴仁科) (2007). The process of me-
tabolomics and its research strategy and analysis method.
Chinese Journal of Health Laboratory Technology (中国
卫生检验杂志), 17, 554–563. (in Chinese)
Hernandez G, Ramirez M, Valdes-Lopez O, Tesfaye M, Gra-
ham MA, Czechowski T, Schlereth A, Wandrey M, Erban
A, Cheung F, Wu HC, Lara M, Town CD, Kopka J, Ud-
vardi MK, Vance CP (2007). Phosphorus stress in
滕中秋等: 植物应答非生物胁迫的代谢组学研究进展 117

doi: 10.3724/SP.J.1258.2011.00110
common bean: root transcript and metabolic responses.
Plant Physiology, 144, 752–767.
Holmes E, Antti H (2002). Chemometric contributions to the
evolution of metabonomics: mathematical solutions to
characterising and interpreting complex biological NMR
spectra. Analyst, 127, 1549–1557
Hou FY (侯夫云), Zhang LM (张立明), Wang QM (王庆美),
Li AX (李爱贤), Zhang HY (张海燕), Dong SX (董顺旭)
(2006). The molecular mechanism of plant tolerance under
abiotic stress. Molecular Plant Breeding (分子植物育种),
26(6), 158–161. (in Chinese with English abstract).
Jahangir M, Abdel-Farid IB, Choi YH, Verpoorte R (2008).
Metal ion-inducing metabolite accumulation in Brassica
rapa. Journal of Plant Physiology, 165, 1429–1437.
Johnson HE, Broadhurst D, Goodacre R, Smith AR (2003).
Metabolic fingerprinting of salt-stressed tomatoes. Phyto-
chemistry, 62, 919–928.
Jozef K, Bořivoj K, Josef H, Martin B (2010). Effect of copper
and salicylic acid on phenolic metabolites and free amino
acids in Scenedesmus quadricauda (Chlorophyceae).
Plant Science, 178, 307–311.
Kaplan F, Kopka J, Haskell DW, Zhao W, Schiller KC, Gatzke
N, Sung DY, Guy CL (2004). Exploring the temperature
stress metabolome of Arabidopsis. Plant Physiology, 136,
4159–4168.
Kaplan F, Kopka J, Sung DY, Zhao W, Popp M, Porat R, Guy
CL (2007). Transcript and metabolite profiling during cold
acclimation of Arabidopsis reveals an intricate relation-
ship of cold-regulated gene expression with modifications
in metabolite content. Plant Journal, 50, 967–981.
Kieffer P, Planchon S, Oufir M, Ziebel J, Dommes J, Hoffmann
L, Hausman JF, Renaut J (2009). Combining proteomics
and metabolite analyses to unravel cadmium stress-
response in poplar leaves. Journal of Proteome Research,
8, 400–417.
Kim JK, Bamba T, Harada K, Fukusaki E, Kobayashi A
(2007). Time-course metabolic profiling in Arabidopsis
thaliana cell cultures after salt stress treatment. Journal of
Experimental Botany, 58, 415–424.
Maier W, Schmidt J, Wray V, Walter MH, Strack D (1999).
The arbuscular mycorrhizal fungus, Glomus intraradices,
induces the accumulation of cyclohexenone derivatives in
tobacco roots. Planta, 207, 620–623.
Mane SP, Robinet CV, Ulanov A, Schafleitner R, Tincopa L,
Gaudin A, Nomberto G, Alvarado C, Solis C, Bolivar LA,
Blas R, Ortega O, Solis J, Panta A, Rivera C, Samolski I,
Carbajulca DH, Bonierbale M, Pati A, Heath LS, Bohnert
HJ, Grene R (2009). Molecular and physiological adapta-
tion to prolonged drought stress in the leaves of two An-
dean potato genotypes. Functional Plant Biology, 35,
669–688.
Mittler R (2002). Oxidative stress, antioxidants and stress tol-
erance. Trends in Plant Science, 7, 405–410.
Mittler R, Vanderauwera S, Gollery M, van Breusegem F
(2004). Reactive oxygen gene network of plants. Trends in
Plant Science, 9, 490–498.
Morsy MR, Jouve L, Hausman JF, Hoffmann L, Stewart JM
(2007). Alteration of oxidative and carbohydrate metabo-
lism under abiotic stress in two rice (Oryza sativa L.)
genotypes contrasting in chilling tolerance. Plant Physi-
ology, 164, 157–167.
Nicholson JK, Connelly J, Lindon JC, Holmes E (2002).
Metabonomics: a platform for studying drug toxicity and
gene function. Nature Reviews Drug Discovery, 1,
153–161.
Nicholson JK, Lindon JC, Holmes E (1999). Metabonomics:
understanding the metabolic responses of living systems to
pathophysiological stimuli via multivariate statistical
analysis of biological NMR spectroscopic data. Xenobi-
otica, 29, 1181–1189.
Nikiforova VJ, Daub CO, Hesse H, Willmitzer L, Hoefgen R
(2005a). Integrative gene-metabolite network with imple-
mented causality deciphers informational fluxes of sulphur
stress response. Journal of Experimental Botany, 56,
1887–1896.
Nikiforova VJ, Kopka J, Tolstikov V, Fiehn O, Hopkins L,
Hawkesford MJ, Hesse H, Hoefgen R (2005b). Systems
rebalancing of metabolism in response to sulfur depriva-
tion, as revealed by metabolome analysis of Arabidopsis
plants. Plant Physiology, 138, 304–318.
Shinozaki K, Sakakibara H (2009). Omics and bioinformatics:
an essential toolbox for systems analyses of plant func-
tions beyond 2010. Plant and Cell Physiology, 50,
1177–1180.
Shulaev V, Cortes D, Miller G, Mittler R (2008). Metabolomics
for plant stress response. Physiologia Plantarum, 132,
199–208.
Sobhanian H, Motamed N, Jazii FR, Nakamura T, Komatsu S
(2010). Salt stress induced differential proteome and me-
tabolome response in the shoots of Aeluropus lagopoides
(Poaceae), a halophyte C4 plant. Journal of Proteome Re-
search, 9, 2882–2897.
Tiessen A, Hendriks JHM, Stitt M, Branscheid A, Gibon Y,
Farré EM, Geigenberger P (2002). Starch synthesis in po-
tato tubers is regulated by post-translational redox modi-
fication of ADP-glucose pyrophosphorylase: a novel
regulatory mechanism linking starch synthesis to the su-
crose supply. Plant Cell, 14, 2191–2213.
Urano K, Maruyama K, Ogata Y, Morishita Y, Takeda M, Sa-
kurai N, Suzuki H, Saito K, Shibata D, Kobayashi M,
Yamaguchi-Shinozaki K, Shinozaki K (2009). Charac-
terization of the ABA-regulated global responses to
118 植物生态学报 Chinese Journal of Plant Ecology 2011, 35 (1): 110–118

www.plant-ecology.com
dehydration in Arabidopsis by metabolomics. Plant Jour-
nal, 57, 1065–1078.
Valliyodan B, Nguyen HT (2006). Understanding regulatory
networks and engineering for enhanced drought tolerance
in plants. Current Opinion in Plant Biology, 9, 189–195.
Widodo JHP, Patterson JH, Newbigin E, Tester M, Bacic A,
Roessner U (2009). Metabolic responses to salt stress of
barley (Hordeum vulgare L.) cultivars, Sahara and Clip-
per, which differ in salinity tolerance. Journal of Experi-
mental Botany, 60, 4089–4103.
Xie ZM (谢宗铭), Dong YM (董永梅), Chen SY (陈受宜)
(2008). Molecular and physiological mechanisms of
higher plant abiotic stress adaptation. Journal of Anhui
Agricultural Sciences (安徽农业科学), 36, 7996–7999.
(in Chinese with English abstract).
Xu GW (许国旺) (2008). Metabolomics―Methods and Appli-
cations (代谢组学方法与应用) 1st edn. Science Press,
Beijing. 1–4. (in Chinese)
Xu GW (许国旺), Lu X (路鑫), Yang SL (杨胜利) (2007).
Recent advances in metabonomics. Acta Academiae
Medicinae Sinicae (中国医学科学院学报), 29, 701–711.
(in Chinese with English abstract)
Yin H (尹恒), Li SG (李曙光), Bai XF (白雪芳), Du YG (杜昱
光) (2005). Research advances in plant metabolomics.
Chinese Bulletin of Botany (植物学通报), 22, 532–540.
(in Chinese with English abstract)
Zhang LJ (张立军), Liang ZS (梁宗锁) (2007). Plant Physiol-
ogy (植物生理学 ) 1st edn. Science Press, Beijing.
378–405. (in Chinese)


责任编委: 麻 密 责任编辑: 李 敏