全 文 ：中国环境科学 2015,35(6)：1855~1862 China Environmental Science

穗花狐尾藻对外源 15N在水-沉积物界面迁移转化的影响
杨文斌
*
,李 阳,孙共献 (安徽师范大学环境科学与工程学院,安徽 芜湖 241003)

摘要：通过构建室内模拟系统,利用同位素示踪技术研究过量外源NO
3
-
在微环境中的归趋及生长期的穗花狐尾藻(Myriophyllum spicatum L.)
在外源氮迁移转化中的作用.结果表明:在穗花狐尾藻组,反硝化作用、微生物固定、沉水植物吸收、异化硝酸盐还原成氨(DNRA)和转化为
可溶性有机氮(DON)的去除作用分别占添加 15N的 47.54%、25.24%、12.76%、0.52%、1.21%;在对照组,反硝化作用、微生物固定、DNRA
作用和转化为 DON 的去除作用分别占添加 15N 的 32.74%、30.79%、0.54%、5.83%.在穗花狐尾藻组和对照组中约 87.24%和 69.90%的
NO
3
-
进行了转化.反硝化作用是去除两处理组中 NO
3
-
的主要方式,其次是微生物的固定作用,穗花狐尾藻的直接吸收也对 NO
3
-
的去除起到
重要作用,DNRA作用和DON对NO
3
-
的去除作用较小.穗花狐尾藻促进了反硝化作用,加快了NO
3
-
在微环境中的迁移转化,直接或间接地促
进了微环境对外源 NO
3
-
的去除.
关键词：反硝化作用；稳定同位素示踪；迁移转化；植物吸收；穗花狐尾藻
中图分类号：X17 文献标识码：A 文章编号：1000-6923(2015)06-1855-08

Effects of Myriophyllum spicatum L. on the migration and conversion of exogenous
15
N at the water-sediment
interface. YANG Wen-bin*, LI Yang, SUN Gong-xian (College of Environmental Science and Engineering, Anhui
Normal University, Wuhu 241003, China). China Environmental Science, 2015,35(6)：1855~1862
Abstract：Simulated indoor experiments were conducted to investigate the fate of excess exogenous nitrate nitrogen and
the effects of growing Myriophyllum spicatum on the migration and conversion of exogenous 15N by using the isotope
labelling technology in microcosm. The results suggested that in a twelve-day experiment the percentage of exogenous
nitrate nitrogen removed by denitrification, microorganism, submerged plants, dissimilatory nitrate reduction to
ammonium (DNRA) and conversion to dissolvable organic nitrogen (DON) was 47.54%, 25.24%, 12.76%, 0.52% and
1.21%, respectively. in the treatment group (planted group), while in the unplanted group (control group), the percentage
of exogenous nitrate nitrogen removed by denitrification, microorganism, DNRA and DON was 32.74% 30.79%, 0.54%
and 5.83%, respectively. About 87.24% and 69.90% of the exogenous 15N was transformed in planted and unplanted
groups, respectively during the twelve-day experiment. According to our finding, denitrification is the main pathway for
nitrate nitrogen removal, followed by microorganism immobilization. M. spicatum also plays an important role in the
removal of nitrate nitrogen, but the effects of DNRA and DON is relatively poor. To sum up M. spicatum promotes
denitrification, accelerates the migration and conversion of nitrate nitrogen, which directly or indirectly accelerates the
removal of exogenous nitrate nitrogen in the microcosm.
Key words：denitrification；stable isotope labelling；migration and conversion；plant wptake；Myriophyllum spicatum

在中国长江中下游地区许多浅水湖泊,如巢
湖、太湖,都出现了外源氮的过量输入
[1]
,外源氮的
输入会导致水体富营养化和蓝藻爆发
[2]
,其中过剩
的硝酸盐对水生生态系统有直接的威胁
[3-4]
.
沉水植物是氮磷等营养元素在湖泊生态系
统中循环的重要调节者,其以自身的形态特征、
群落结构特征及生理活动影响着其周围的环
境
[5]
,对水体生产力及生物地球化学循环具有十
分重要的影响
[6]
.
沉水植物除了直接吸收湖泊水体中硝酸盐
和氨氮,还可以间接促进微环境中反硝化作用的
进行
[7]
,并且为微生物提供附着;此外,异化硝酸盐
收稿日期：2014-11-16
基金项目：安徽省自然科学基金项目(1208085MD60);国家自然科学
基金项目(31070338)
* 责任作者, 副教授, ywb1968@mail.ahnu.edu.cn
1856 中 国 环 境 科 学 35卷

还原成氨(DNRA)和微生物的固定也是 NO3
-
的
重要去除途径
[8]
,这些过程都会影响硝酸盐的迁
移转化.因此沉水植物影响氮在环境中的迁移转
化过程是一个重要的研究方向.
近些年,同位素示踪技术已经广泛应用于水
生生态系统中营养物质的循环研究,利用稳定性
同位素
15
N 标记技术研究氮在湿地和在原位微
环境系统中的迁移、氮的归趋,能够清晰的发现
水生生态系统中的氮的迁移转化过程 .如 ,
Mathesond 等
[7]
通过同位素
15
N 标记技术研究滨
河湿地中氮在半封闭环境中氮的归趋,发现湿地
植物促进了湿地表面反硝化作用的进行 ;
Mathesond 等
[8]
利用同位素
15
N 标记技术研究湿
地中氮的归趋,发现反硝化产生的
15
N2气体占总
15
N的 6%,较理论
15
N2气体生成量偏低,微生物固
定也是氮去除的重要途径;Barrón 等
[9]
在大洋洲
沉积物中注入
15
N 标记的浮游植物残体,进行原
位同位素标记试验,发现
15
N 迅速转移至沉水植
物中参与N的循环;Wozniak等
[10]
利用同位素
15
N
标记技术并采用现场围隔的方法研究氮在贫营
养湿地中的转化速率,发现附生生物吸收
15
N 最
快,其次是水生植物,
15
N 循环主要发生在表面沉
积物中;Li 等
[11]
利用同位素
15
N 标记技术将
15
N
标记的蓝藻注入沉积物中,研究芦苇对氮循环的
影响,研究发现芦苇会增加沉积物中
15
N 迁移深
度,能更快速地使
15
N 参与氮循环系统.以上研究
基本上是在半封闭的环境中进行,天气、水文等
不可控性外环境因素会影响
15
N 迁移研究结果
的准确性.
本试验采用实验室模拟的方法,可确保试验
材料的一致性,能避免天气因素、湿地及湖泊水
文变化的影响 ,实验结果更可信 .通过添加
K
15
NO3,使试验系统中 NO3
-
-
15
N 的丰度显著高
于生态系统中未标记的本底值,能通过分析系统
中主要的有机和无机氮的汇检测到
15
N的含量
变化,从而观察氮在微环境中的迁移转化.
本试验利用同位素示踪技术研究过剩硝酸
盐在湖泊生态系统中的迁移转化和归趋,并通过
种植和不种植沉水植物穗花狐尾藻,探讨沉水植
物在湖泊生态系统中的调节作用,为长江中下游
地区同类富营养化湖泊治理及水环境修复提供
参考.
1 材料与方法
1.1 试验材料
试验容器为高 65cm,直径 15cm 的 PVC 管,
底部密封处理.试验选用长江中下游流域常见的
沉水植物-穗花狐尾藻作为试验所用植物,穗花
狐尾藻对 NH4
+
和 NO3
-
无选择性吸收
[12]
,能减少
对实验干扰.试验用穗花狐尾藻选自芜湖市龙窝
湖穗花狐尾藻生长旺盛区,取体型相近植株在原
位上覆水中培养驯化一周,试验时选取体型相近
植株取 20cm 顶端枝条作试验用.试验用水为经
25 号浮游生物滤网(Φ0.064mm)过滤后的原位上
覆水.沉积物为芜湖市龙窝湖穗花狐尾藻生长旺
盛区底泥,用迈克逊采泥器取上层 20cm 底泥,底
泥经搅拌均匀用筛孔径 2mm的筛子过滤去除腐
叶和大颗粒物等杂质后,静置备用.
1.2 试验设计
试验设置处理组和对照组,处理组为种植穗
花狐尾藻,对照组不种植植物,每组分别设置 15
个重复,试验共使用 30个 PVC 管,分成 5 批次进
行采样.在每个 PVC 管中分别加入高为 15cm经
预处理后的沉积物.并缓慢注入 4L 经预处理的
上覆水,澄清待用.取其中 15个 PVC 管,根据采样
环境中穗花狐尾藻种群密度,每个 PVC管中种植
3株穗花狐尾藻,待水体澄清后,用导管注入1L浓
度为 50mg/L K
15
NO3(99%
15
N)溶液,轻轻搅拌均
匀,再添加预处理上覆水使 PVC 管中水深 50cm.
试验期间定期在上覆水中添加去离子水,以维持
上覆水水位不变.
1.3 样品采集和处理
试验时间为 2013年 5 月 8~20 日,持续 12d,
在第 1,3,7,12d 取样,0d 为初始值.用毛细管在液
面下 25cm 处采集 100mL 上覆水,之后将上覆水
用导管虹吸排干后,对每批次 6 个微环境进行破
坏性取样,轻轻拔出穗花狐尾藻后将沉积物分
0~5cm,5~10cm 两层,分别搅拌均用备用.穗花狐
尾藻经去离子水反复冲洗后测量株高和湿重.在
两层沉积物中分别取 10g沉积物加入 15mL浓度
6期 杨文斌等：穗花狐尾藻对外源 15N在水-沉积物界面迁移转化的影响 1857

为2mol/L的氯化钾(KCl)溶液.经振荡(60r/min,1h)
后离心,获得萃取液和萃取后沉积物.将上覆水和
萃取液经 0.45μm 玻璃纤维滤纸过滤后待测.将
穗花狐尾藻和萃取后沉积物在 70 度条件下烘
48h 至恒重,称干重后将全部样品磨碎,经 100 目
筛过筛,待测.
1.4 样品测定
经过滤后的上覆水和萃取液,用连续流动化
学分析仪 (Skalar, Breda, Netherlands)测定的
NH4
+
和 NO3
-
浓度 ,用稳定同位素质谱 仪
(MAT253,Thermo Fisher Scientific)分析
15
N丰度.
上覆水和萃取液经过硫酸钾消解后,用上述同样
方法测总可溶性氮(dissolved total nitrogen , DTN)
浓度及
15
N 丰度.部分上覆水和萃取液经分馏
(FOSS自动凯氏定氮议 KT260)后,用上述同样方
法测NH4
+
和NO3
-
的
15
N丰度.用稳定同位素质谱
仪(MAT253,Thermo Fisher Scientific)测沉积物
TN%、萃取后沉积物
15
N -atom%和
15
N丰度.
1.5 数据计算与分析
本试验中各样品中
15
N 的丰度(δ
15
N‰)由稳
定 同 位 素 质 谱 仪 (MAT253,Thermo Fisher
Scientific)测定.固态样品中
15
N 含量计算,主要是
穗花狐尾藻和沉积物的计算,通过以下公式计算:
15
N
固
=m
固
×(atom%
固
- atom%
背
) ×TN%
固
⑴
式中:
15
N
固
是固态样品中
15
N 含量,单位为 mg; m
固
是固态样品干重,单位为 mg; atom%
固
是固态样
品中
15
N原子百分比的现状值; atom%
背
是固态样
品中
15
N 原子百分比的背景值; TN%
固
是固态样
品中总氮原子占样品的质量比.
液态样品中
15
N 含量计算,主要是上覆水、
萃取液中 NO3
-
-N和 NH3-N中
15
N 含量计算,通
过式(2)计算:
15
N
液
=V
液
×(atom%
液
- atom%
背
)×C
液
(2)
式中:
15
N
液
是液态样品中
15
N 含量; V
液
是取样体
积,单位为mL; atom%
液
是液态样品中
15
N原子百
分比的现状值; atom%
背
是液态样品中
15
N原子百
分比的背景值;C
液
是液态样品的浓度,单位为mL.
可溶性有机氮(DON)中
15
N 含量计算 ,由
TDN 中
15
N 含量减去可溶性无机氮(TIN)中
15
N
含量.本试验中 TIN 指 NH4
+
和 NO3
-
.
运用 SPSS 19.0 对数据进行统计分析,用独
立样本 t检验方法来检验对照组与处理组中各 N
的归趋中
15
N-atom%和浓度的差异显著性,在图
中用小写英文字母表示,并用 SigmaPlot 10 进行
绘图.通过用现存量减去背景值获得各归趋中过
量
15
N 含量.用物料平衡计算微环境中反硝化作
用出去的
15
N 的含量
[13-14]
.在本试验中存在
15
N
的物料平衡:1)上覆水和萃取液中未发生转化,仍
以硝酸盐形式存在;2)沉水植物吸收;3)微生物固
定;4)以可溶性有机氮形式存在;5)反硝化作用去
除;6)DNRA还原成氨.通过计算每个归趋中NO3
-
的转化率作为
15
NO3
-
的损失率.
2 结果
2.1 上覆水中
15
N 含量

0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
1.6
1.8
b
b
a
a
a
a
a
a
b
N
O
3
-
浓
度
(m
g
/L
)
时间(d)
种植
不种植
0 1 3 7 12
a
(a)


0 1 3 7 12
0
2
4
6
8
b
b
b
a
a
a
a
aa
a
过
量
1
5
N
N
(m
g
)
时间(d)
a
种植
不种植
(b)

图 1 上覆水中 NO3
-
浓度及过量 15N含量的变化
Fig.1 Concent of NO3
-
concentration and excess 15N in
overlying water
1858 中 国 环 境 科 学 35卷

本试验为封闭的微环境,每个微环境添加
30.28mg
15
NO3
-
,即 7.21mg
15
N,外源 NO3
-
的添加
使上覆水中NO3
-
浓度为 1.65(±0.2)mg/L.由图 1(a)
可知,对照组和处理组上覆水中 NO3
-
浓度随时间
变化呈逐渐减少的趋势.在试验期间,处理组上覆
水中 NO3
-
浓度均低于对照组,且在第 3d、7d 和
12d 均呈极显著差异(P<0.01).对照组和处理组
0~10cm 沉积物萃取液中 NO3
-
浓度在 0.01~
0.07mg/L,
15
N 含量一直在较低水平,在试验结束
时含量<0.01mg,可忽略不计.在试验结束时,对照
组和处理组上覆水中 NO3
-
浓度下降的幅度分别
为初始浓度的 67.7%和 77.3%,处理组对上覆水
中 NO3
-
的去除效率高于对照组.在试验过程中,
除第 1d外,对照组和处理组上覆水中
15
N 含量均
呈极显著差异(P<0.01),在试验结束时,上覆水对
照组和处理组中
15
N分别剩余 2.17mg和 0.92mg,
分别占添加量的 30.10%和 12.76%(图 1b).
2.2 沉水植物的吸收
由图 2 可知,穗花狐尾藻单株的干重和长度
有逐渐增加的趋势,在试验后期都有减缓的趋势.
随时间变化,植株间的干重差异逐渐增大,在试验
结束时差异达到最大,而植株间长度差异性在试
验后期逐渐减少.说明在试验后期,微环境限制了
穗花狐尾藻的正常生长.在试验过程中,穗花狐尾
藻中
15
N 的富集速率呈现出先缓后快再缓的趋
势.在0~3d,沉水植物对
15
N的富集作用相对较慢,
在第 3~7d 对
15
N 的富集速度明显加快(图 3),在
第 7d后富集速度开始减缓.穗花狐尾藻在新环境
中有一个适应的过程,在试验前期富集现象不明
显,适应期过后加快了对 NO3
-
的吸收.但本试验
没有持续添加标记 NO3
-
-N,微环境中 NO3
-
-
15
N
持续减少,试验后期穗花狐尾藻受到微环境中营
养物质和空间的限制,生长速率减缓,穗花狐尾藻
对
15
N 的富集速率变缓.在试验后期,穗花狐尾藻
中
15
N 增加含量,由于穗花狐尾藻个体生物量差
异增大,
15
N丰度出现较大波动.根据式(1)计算,相
较于第 0d,穗花狐尾藻中
15
N 含量在第 3d 和第
7d 分别是第 0d 的 4 倍和 11 倍,在试验过程中,
穗花狐尾藻吸收的
15
N占添加
15
N的比例依次为
1.18%,2.54%,9.22%,12.76%, 穗花狐尾藻在第
3~7d加快了对
15
NO3
-
的吸收速率.

0.10
0.15
0.20
0.25
0.30
0.35
0.40
12 6 310
时间(d)
干
重
(m
g
)
(a)
2 4 5 7 8 9 10 11


10
20
30
40
50
60
70
80
12 7 310
时间(d)
长
度
(c
m
)
(b)
2 4 5 6 8 9 10 11

图 2 沉水植物样品干重(a)和沉水植物长度(b)
Fig.2 Dry weight (a) and length (b) of submerged plant
sample
2.3 微生物固定
沉积物中微生物通过吸收同化作用 ,将
15
NO3
-
固定在沉积物有机质中.本实验将萃取后
沉积物中
15
N 含量视为微生物固定量,对比处理
组和对照组微生物固定的
15
N 含量(图 4).试验期
间,微生物固定的
15
N 含量均呈现出增加的趋势,
在 0~3d内,处理组 0~5cm沉积物机质中
15
N 含量
高于对照组,在第 3d 开始低于对照组,第 7d 后呈
显著差异(P<0.05).在 5~10cm 沉积物中,两组微
生物固定的
15
N 含量均有微小的增量,其中处理
组增量大于对照组(图 4),在第 7d 后呈显著性差
异(P<0.05).两层沉积物中
15
N的含量变化,0~5cm
与 5~10cm 有极显著差异性(P<0.01),微生物对
15
NO3
-
的固定主要是在沉积物表层.在试验结束
时,对照组和处理组中微生物固定的
15
N 含量在
6期 杨文斌等：穗花狐尾藻对外源 15N在水-沉积物界面迁移转化的影响 1859

整个硝酸盐去向中占的比例分别是 30.79%和
25.24%.

0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
12 73 1 0
(a)
时间(d)
过
量
1
5
N
(m
g
)
2 4 5 6 8 9 10 11


0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
12 73 1 0
时间(d)
1
5
N
丰
度
(m
g
)
2 4 5 6 8 9 10 11

图 3 穗花狐尾藻中过量 15N和 15N丰度变化
Fig.3 Content of excess 15N and 15N abundance in M.
spicatum
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
d
c
b
b
b
ba
d
a
a
a
0~5cm不种植
0~5cm种植
5~10cm不种植
5~10cm种植
0 1 3 7 12
a
cb c
c
时间(d)
有
机
质
中
1
5
N
(m
g
)
2 4 5 6 8 9 10 11

图 4 微生物固定 15N含量变化
Fig.4 15N content of microbial immobilization
在微环境中有一部分
15
N 是以可溶性有机
氮(dissolved organic nitrogen, DON)的形式存在,
沉水植物和微生物吸收NO3
-
-N进行自身的新陈
代谢,同时也会释放有机氮进入到环境中,微环境
中过量 DON-
15
N 含量的变化,见图 5(DON-
15
N
含量是上覆水中和萃取液中 DON 之和);对照组
和处理组中 DON-
15
N 含量均出现先增加后降低
趋势,对照组中 DON-
15
N 含量均高于处理组,且
两者之间呈极显著性差异 (P<0.01).对照组中
DON-
15
N 含量最大值为 1.028mg,占添加
NO3-
15
N的 14%;处理组中DON-
15
N含量最大值
为 0.39mg,占添加
15
N 的 5.4%.在试验结束时,对
照组和处理组中过量 DON-
15
N 分别为 0.42mg
和 0.087mg,分别占添加量的 5.83%和 1.21%.
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
b
b
b
a
a
a
a
b
0 1 3 7 12
时间(d)
D
O
N
-1
5
N
(m
g
)
种植
不种植
2 4 5 6 8 9 10 11

图 5 DON中过量 15N含量变化
Fig.5 Concent of excess 15N in DON
3 讨论
本试验在每个微环境中添加了 30.28mg
15
NO3
-
(7.21mg
15
N),在试验结束时,添加的
15
NO3
-
归趋,见表 1.
在添加标记氮后第 1d,在微环境中各氮的
汇均检测到
15
N的含量,这与前人用
15
N研究河
流、湿地中出现的现象相一致
[10,15]
.在试验结束
时,处理组中穗花狐尾藻吸收了12.76%的
15
NO3
-
,
这个结果与 Matheson 等
[8]
研究发现沉水植物吸
收了9%的
15
NO3
-
不同,可能是试验在5月份进行,
穗花狐尾藻正处快速生长阶段,因此对营养物质
有较高的需求导致的
[16]
;过量的NO3
-
会促进穗花
狐尾藻对 NO3
-
的同化作用,增加对 NO3
-
吸收
[17]
;
又或者与试验地区气候和使用沉积物基质不同
有关
[18-19]
.
1860 中 国 环 境 科 学 35卷

表 1 微环境中 15N归趋分析表
Table 1 The fate of 15N in the microcosm
组别 项目 添加量 未发生反应
沉水植物吸
收
微生物固定
(萃取后沉积物)
DNRA DON 反硝化作用
参与转化总
量
15
N 含量(mg) 7.21 2.17 - 2.22 0.039 0.42 - -
对照组
所占比例(%) - 30.10 - 30.79 0.54 5.83 32.74 69.90
15
N 含量(mg) 7.21 0.92 0.92 1.82 0.035 0.087 - -
处理组
所占比例(%) - 12.76 12.76 25.24 0.49 1.21 47.54 87.24
注: “-”表示不存在
水-沉积物界面是浅水湖泊和湿地生态系统
去除外源氮的主要场所,微生物对 NO3
-
的固定过
程基本上都发生在沉积物表层, Hou等
[14]
认为这
可能与沉积物表层微生物生物量较多有关.前人
用同位素标记法对斯凯尔特河口进行短期(15d)
和长期(1年)的试验发现,微生物群落在营养物质
的截留方面都起到重要的作用
[20-21]
. Gribsholt
等
[15]
在潮汐淡水湿地中添加的
15
N,也发现大部
分被
15
N被截留在沉积物表层有机质中.Wozniak
等
[10]
发现,贫营养湿地的泥灰土表层不能截留氮,
未检测到
15
N 丰度的变化,这与泥灰沉积物中有
机质含量低,导致微生物的生物量较少有关.本试
验处理组和对照组 0~10cm沉积物中
15
N的含量
分别占添加量的 25.24%和 30.79%.前人研究发
现在种植沉水植物的微环境中微生物对 NO3
-
去
除的比例为 10%~25%
[10,22]
,本试验研究结果与其
相似.在对照组中微生物对 NO3
-
的吸收大于 25%,
这可能是本试验采集表层 10cm 沉积物,有机质
含量较高(13%±0.5%),有利于微生物存活,也可
能是缺少沉水植物的竞争作用,微生物能利用更
多的 NO3
-
所致.本试验中,在第 7d 时,对照组
0~5cm沉积物有机质中
15
N的含量显著高于处理
组(P<0.01),出现与试验前期相反的现象.穗花狐
尾藻在根系周围形成根系生物圈增加了微生物
的生物量
[23]
,从而增加了对 NO3
-
的利用.在试验
第 3d,穗花狐尾藻进入迅速生长阶段,沉水植物
的光合作用增加了沉积物中 DO 的浓度,从而促
进了沉积物有机质的矿化作用,消耗了部分有机
质,导致处理组沉积物有机质中
15
N 含量增加速
率较对照组低 .本试验中 ,处理组和对照组
5~10cm沉积物有机质中
15
N的含量均很少,分别
为 0.131mg 和 0.076mg,说明只有少量的
15
NO3
-
与底层沉积物发生了相互作用, Tan等
[24]
同样发
现,在 0~5cm 沉积物中
15
N 丰度变化明显,但在
5~10cm 和 10~15cm 中无明显变化 .处理组
5~10cm沉积物有机质中
15
N的含量高于对照组,
可能是沉水植物的根系增加了
15
NO3
-
的扩散深
度.穗花狐尾藻的根孔可能会增加沉积物的孔隙
度,使上覆水中
15
NO3
-
更易向下层扩散被根际微
生物固定,也可能是沉水植物根系生长过程中向
根系释放含
15
N 的物质导致.微生物在吸收利用
NO3
-
的同时,会向微环境中释放 DON,在第 1d,处
理组中DON-
15
N增加量低于对照组,可能是处理
组中
15
NO3
-
迅速的参与到微生物的代谢过程转
移到 DON 中,但在处理组中 DON 被快速分解.
在试验结束时,处理组 DON 中
15
N 含量(1.21%)
低于对照组(5.83%),说明沉水植物加快了 NO3
-
在微生物中的再循环速率,这可能是沉水植物增
加上覆水中 DO 和改变沉积物中的氧化还原电
位导致的. Gribsholt等
[20]
发现提高沉积物中 DO
能够促进了微生物的矿化作用,沉水植物间接的
加快了有机质的矿化速率,促使 DON 迅速被分
解为无机形态.
本试验没有通过直接测微环境中
15
N2 的产
生量计算反硝化作用速率,而是通过微环境中
15
N的物料平衡推算出反硝化作用对
15
NO3
-
的去
除效果
[13-14]
.试验采用的 PVC 管底部密封,添加
进入微环境的标记氮不会因泄漏而损失,因此可
采用
15
N 的物料平衡进行推算反硝化作用的量.
计算方法为添加总量减去沉水植物吸收、上覆水
中剩余、微生物固定、DNRA,这种方法被广泛
的用于湖泊湿地的研究中, Matheson等
[8]
研究发
6期 杨文斌等：穗花狐尾藻对外源 15N在水-沉积物界面迁移转化的影响 1861

现通过测定
15
N2 的含量计算反硝化作用的量仅
占 NO3
-
去除的 6%.反硝化作用产生的大部分
15
N2和
15
N2O存在于上覆水和沉积物基质中而无
法被直接检测到,并不能真实的反映出反硝化作
用的量.反硝化作用被认为是湿地生态系统中去
除氮的主要过程,对硝酸盐的去除有较大的作用,
通常占到 50%以上
[25]
,本试验处理组和对照组中
反硝化作用去除了 48.04%和 33.39%的
15
NO3
-
,
在两组中均是去除
15
NO3
-
的主要方式.在本试验
中,穗花狐尾藻加快了反硝化作用的进行,前人在
利用同位素示踪技术对湿地氮循环进行短期和
长期的研究中也发现种植植物的处理中反硝化
作用更强
[7,21]
.
在浅水湖泊中 DNRA对 NO3
-
的去除也起到
一定的作用,本试验中,处理组和对照组中 DNRA
对
15
NO3
-
的去除率占添加量的 0.49%和 0.54%,
对
15
NO3
-
的去除作用较小,均<1%.前人也有研究
发现 ,在有沉水植物的浅水湖泊 ,DNRA 去除
NO3
-
的含量占添加量的比例<1%
[10]
.对照组和处
理组 0~5cm 沉积物中 NH3-
15
N 的含量高于
5~10cm 含量,这与 Hou等
[14]
发现 DNRA主要发
生在沉积物表层相符.DNRA 的发生需要严格的
厌氧条件和充足的有机碳源
[26]
,在本试验采用底
泥能提供充足的有机碳(13%±0.5%),但上覆水
中DO浓度为 4.3~7.7mg/L,不利于DNRA的进行,
同时 Burgin 等
[3]
认为上覆水中较高浓度的 NO3
-
更有利于反硝化作用的进行,而不是促进 DNRA
的进行.沉水植物的生长改变着沉积物表层的氧
化还原电位,在处理组沉积物中氧化还原电位均
高于对照组,这也可能是处理组中 DNRA低于对
照组的原因之一.前人研究证明,在种植沉水植物
的沉积物中 DNRA可忽略不计,因为沉水植物能
通过根系释放氧,明显提高沉积物中氧化还原电
位
[7]
.上覆水中 DO 向沉积物中扩散,会提高沉积
物中氧化还原电位,这可能也更有利于反硝化作
用的进行,抑制 DNRA.在试验过程中,处理组和
对照组上覆水、萃取液中
15
NH4
+
含量均比较低,
可能是 DNRA 产生的
15
NH4
+
经硝化作用生成
15
NO3
-
的原因;同时,经 DNRA产生的
15
NH4
+
可能
与沉积物中的
14
NH4
+
交换,被固定在沉积物,从而
导致
15
NH4
+
偏低,DRNA被低估.
4 结论
4.1 本试验探究了过量的外源NO3
-
在微环境中
的归趋及生长期的穗花狐尾藻在外源氮迁移转
化中的作用,在短期的模拟试验中,反硝化作用是
去除两处理组中 NO3
-
的主要方式为 32.74%~
47.54%,其次是微生物的固定作用约占 25.24%~
30.79%, DNRA作用和 DON对 NO3
-
的去除作用
较小.
4.2 在微环境中 .处理组和对照组中分别有
87.24%和 69.90%参与转化.在本试验条件下,穗
花狐尾藻对 NO3
-
的去除起到重要的作用 ,对
NO3
-
的吸收占 NO3
-
去除的 12.76%,同时穗花狐
尾藻促进了反硝化作用的进行,加快了 NO3
-
在微
环境中的迁移转化的速率,直接或间接的促进微
环境对外源 NO3
-
的去除.
参考文献：
[1] Liu Y, Chen W, Li D, et al. Cyanobacteria-/cyanotoxin-
contaminations and eutrophication status before Wuxi Drinking
Water Crisis in Lake Taihu, China [J]. Journal of Environmental
Sciences, 2011,23(4):575–581.
[2] Booth M S, Campbell C. Spring nitrate flux in the Mississippi
river basin: a landscape model with conservation applications [J].
Environmental Science and Technology, 2007,41:5410–5418.
[3] Burgin A J, Hamilton S K. Have we overemphasized the role of
denitrification in aquatic ecosystems? A review of nitrate removal
pathways [J]. Front. Ecol. Environ., 2007,5(2):89–96.
[4] Diaz R J, Rosenberg R. Spreading dead zones and consequences
for marine ecosystem [J]. Science, 2008,321:926–929.
[5] 王 智,张志勇,张君倩,等.两种水生植物对滇池草海富营养化
水体水质的影响 [J]. 中国环境科学, 2013,33(2):328–335.
[6] Havens K E, Sharfstein B, Brady M A, et al.. Recovery of
submerged plants from high water stress in a large subtropical
lake in Florida, USA [J]. Aquatic Botany, 2004,78(1):67–82.
[7] Matheson F E, Nguyen M L, Cooper A B, et al. Fate of
15
N-nitrate in unplanted, planted and harvested riparian wetland
soil microcosms [J]. Ecol. Eng., 2002,19(4):249–264.
[8] Matheson F E, Sukias J P. Nitrate removal processes in a
constructed wetland treating drainage from dairy pasture [J]. Ecol.
Eng., 2010,36(10):1260–1265.
[9] Barrón C, Middelburg J J, Duarte C M. Phytoplankton trapped
within seagrass (Posidonia oceanica) sediments are a nitrogen
1862 中 国 环 境 科 学 35卷

source: An in situ isotope labeling experiment [J]. Limnol.
Oceanogr., 2006,51(4):1648–1653.
[10] Wozniak J R, Childers D L, Anderson W T, et al. An in situ
mesocosm method for quantifying nitrogen cycling rates in
oligotrophic wetlands using
15
N tracer techniques [J]. Wetlands,
2008,28(2):502–512.
[11] Li K, Liu Z, Gu B. The fate of cyanobacterial blooms in vegetated
and unvegetated sediments of a shallow eutrophic lake: a stable
isotope tracer study [J]. Water Res., 2010,44:1591–1597.
[12] Cohen R A, Bradham A M. Uptake of stable N isotopes by
Myriophyllum spicatum is not selective [J]. Aquatic Botany,
2010,92(4):227-232.
[13] Harrison M, Groffman P, Mayer P, et al. Nitrate removal in two
relict oxbow urban wetlands: A
15
N mass-balance approach [J].
Biogeochemistry online first, 2012,111:176–187.
[14] Hou L, Liu M, Carini S, et al.. Transformation and fate of nitrate
near the sediment-water interface of Copano Bay [J]. Cont. Shelf
Res., 2012,35(2012):86–94.
[15] Gribsholt B, Struyf E, Tramper A, et al.. Nitrogen assimilation
and short term retention in a nutrient-rich tidal freshwater marsh:
a whole ecosystem 15N enrichment study [J]. Biogeosciences,
2007,4:11–26.
[16] Myriophyllum spicatum L.[M]. Plants Database. United States
Department of Agriculture.
[17] 刘 燕,王圣瑞,金相灿,等.水体营养水平对 3 种沉水植物生长
及抗氧化酶活性的影响 [J]. 生态环境学报, 2009,18(1):57–63.
[18] 闫志强,刘 黾,吴小业,等.温度对五种沉水植物生长和营养去
除效果的影响 [J]. 生态科学, 2014,33(5):839–844.
[19] 陈开宁,陈小峰,陈伟民,等.不同基质对四种沉水植物生长的影
响 [J]. 应用生态学报, 2006,17(8):1511–1516.
[20] Gribsholt B, Kristensen E. Effects of bioturbation and plant roots
on salt marsh biogeochemistry: a mesocosm study [J]. Mar. Ecol.
Prog. Ser., 2002,241:71–87.
[21] Gribsholt B, Veuger B, Tramper A, et al. Long-term 15N-nitrogen
retention in tidal freshwater marsh sediment: elucidating the
microbial contribution [J]. Limnol. Oceanogr., 2009,54(1):13–22.
[22] Nijburg J W, Laanbroek H J. The fate of
15
N-nitrate in healthy
and declining Phragmites australis stands [J]. Microb. Ecol.,
1997,34(3):254–262.
[23] Kurtz J C, Yates D F, Macauley J M, et al. Effects of light
reduction on growth of the submerged macrophyte Vallisneria
americana and the community of root-associated heterotrophic
bacteria [J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology,
2003,291(2003):199–218.
[24] Tan Y, Li J, Cheng J, et al. The sinks of dissolved inorganic
nitrogen in surface water of wetland mesocosms [J]. Ecological
Engineering, 2013,52(2013):125–129.
[25] Zaman M, Nguyen M L, Gold A J, et al.. Nitrous oxide generation,
denitrification, and nitrate removal in a seepage wetland
intercepting surface and subsurface flows from a grazed dairy
catchment Aust. [J]. Soil Res., 2008,46(7):565–577.
[26] Song G, Liu S, Marchant H, et al. Anammox, denitrification and
dissimilatory nitrate reduction to ammonium in the East China
Sea sediment [J]. Biogeosciences, 2013,10(11):6851–6864.

作者简介：杨文斌(1968-),男,安徽长丰人,副教授,博士,主要从事
水环境生态修复研究.发表论文 20 余篇.