全 文 ：149※生物工程 食品科学 2012, Vol. 33, No. 09
紫苏细胞悬浮培养生产迷迭香酸条件研究
李会珍，张志军*，乔绍俊
(中北大学化工与环境学院，山西 太原 030051)
摘 要：通过诱导紫苏下胚轴和子叶外植体产生愈伤组织，建立细胞悬浮培养体系，以提高细胞产量及细胞中迷
迭香酸含量。结果表明，在MS液体培养上添加3.0mg/L 6-芐氨基嘌呤(6-BA)＋0.3mg/L萘乙酸(NAA)培养基上，
下胚轴愈伤组织呈嫩黄色松散状态，出愈时间短，出愈率可达100%。紫苏细胞悬浮培养产生迷迭香酸的最佳条件
为培养时间7d、接种量鲜质量浓度20g/L、摇床转速110r/min、蔗糖30g/L、L-苯丙氨酸0.15g/L，此条件下可获
得高达2.283mg/g的迷迭香酸。
关键词：紫苏；愈伤组织；细胞悬浮培养；迷迭香酸
Rosmarinic Acid Accumulation in Cell Suspension Culture of Perilla frutescens
LI Hui-zhen，ZHANG Zhi-jun*，QIAO Shao-jun
(College of Chemical and Environmental Engineering, North University of China, Taiyuan 030051, China)
Abstract：Cotyledon and hypocotyl explants were subjected to callus induction and a cell suspension culture system was
established for Perilla frutescens. The ff cts of different culture conditions on the growth of suspension cells and the accumulation
of rosmarinic acid were studied. The results showed that 100% callus induction, loose tender yellow cotyledon callus tissue cultures
was achieved in a short period of time when hypocotyl explants were cultured on MS medium supplemented with 3.0 mg/L
6-BA and 0.3 mg/L NAA. The optimal culture conditions for the cell growth of Perilla frutescens nd r smar nic acid synthesis
were culture time of 7 days, inoculum amount of 20 g/L, rotation speed of 110 r/min, sucrose concentration of 30 g/L and
phenylalanine concentration of 0.15 g/L. Under these conditions, the yield of rosmarinic acid was as high as 2.283 mg/g.
Key words：Perilla frutescens；callu；c ll suspension culture；rosmarinic acid
中图分类号：Q943.1 文献标识码：A 文章编号：1002-6630(2012)09-0149-05
收稿日期：2011-05-04
基金项目：山西省科技攻关项目(20110313003-3)；山西省筹资金资助回国留学人员科研资助基金项目(2009065)；
山西省留学人员科技活动项目择优资助基金项目(20110302)
作者简介：李会珍(1974—)，女，副教授，博士，研究方向为细胞培养与食品生物技术。E-mail：hzli@nuc.edu.cn
*通信作者：张志军(1973—)，男，副教授，博士，研究方向为生物产品分离提取。E-mail：zjzhang@nuc.edu.cn
紫苏(Perilla frutescensB i t.)属于唇形科紫苏亚族的
紫苏属，是药食兼用的油料作物，主要产于中国、日
本和韩国等少数亚洲国家。紫苏中含有较为丰富的迷迭
香酸(rosmarinic acid，RosA)，它是一种天然水溶性酚
酸类化合物[1]，具有超氧化物清除活性，能明显抑制
HL-60变异细胞内超氧化物和过氧化物的形成[2]，同时具
有抗菌消炎、免疫调节、抗病毒、抗癌等多种生物活
性，主要应用于医药、化妆品及食品等方面[3-8]。李荣
贵等[9]研究报道紫苏愈伤组织中迷迭香酸水溶液对大肠杆
菌、金黄色葡萄糖球菌等有明显的抑制作用。另外迷
迭香酸还是一种多功能医药中间体，能抑制皮肤中透明
质酸酶的活性，具有很强的紫外线吸收能力，是良好
的化妆品添加剂，也可用于食品防腐[10]。基于迷迭香酸
的重要应用价值及广阔开发前景，紫苏有望成为生产迷
迭香酸的重要来源。
应用植物愈伤组织和细胞悬浮培养，提取用于治疗
疾病或食品添加剂的植物次生代谢产物，并进行工厂化
生产，是解决资源危机的一种理想途径[5]，近年来这一
领域发展极为迅速[11-12]。通过细胞悬浮培养生产迷迭香
酸可为控制条件下迷迭香酸生物合成研究提供实验系
统，为植物生物反应器工业化生产紫苏迷迭香酸提供技
术和理论支撑。目前国内外对紫苏的研究大多为紫苏油
及茎叶有效成分的提取、分离及鉴定，而通过离体培
养生产次生代谢产物的研究还相对较少。本研究通过优
化紫苏愈伤组织诱导体系，筛选紫苏细胞悬浮培养条
件，建立适宜紫苏细胞生长和迷迭香酸合成的紫苏细胞
2012, Vol. 33, No. 09 食品科学 ※生物工程150
悬浮培养体系，为通过紫苏细胞大规模生产迷迭香酸提
供理论和技术支撑。
1 材料与方法
1.1材料与试剂
紫苏种子 山西省农科院旱地农业研究中心。
6-苄氨基嘌呤(6-BA)、萘乙酸(NAA)、L-苯丙氨
酸、迷迭香酸标准品 美国Sigma公司；MS培养基以
及各种无机盐试剂均为分析纯。
1.2愈伤组织的诱导
将紫苏种子用体积分数70%乙醇消毒30s，0.1%
HgCl2消毒10min，无菌水冲洗3～5次，接种于无激素
MS培养基上，每瓶15粒。25℃、黑暗培养。种子
萌发后转至光强2000lux的光照条件下培养，光照时间
10h/d。分别取13d龄无菌苗下胚轴和子叶作为外植体，
下胚轴切成1cm左右长的小段，子叶切成面积约0.5cm2
的小块，接种于含不同质量浓度6-BA和NAA的MS液
体培养基上。记录外植体出愈时间、出愈率(是诱导出
愈伤组织的外植体数占接种外植体总数的百分比)、愈
伤组织颜色、质地状况等，选择最佳脱分化培养基作
为继代培养基，每20d继代1次，每个处理重复3次。
1.3细胞悬浮培养体系的建立
紫苏愈伤组织继代4次后，将生长旺盛、质地疏
松、分散性好的愈伤用无菌镊子夹成小块，转入装有
50mL MS液体培养基的150mL三角瓶中，摇床振荡悬浮
培养。液体培养基中6-BA 3.0mg/L、NAA 0.3mg/L、
蔗糖30g/L、培养温度25℃、摇床转速100r/min、起
始接种量鲜质量浓度20g/L。每天观察培养情况，发现
有稍大的细胞团时将培养物静置1h，将上层培养物连同
单细胞和小细胞团一起转移到100mL三角瓶中，摇匀后
各取20mL转移到装有30mL新鲜培养液的150mL三角瓶
中继续培养。反复3～4次，得到均一稳定的悬浮系，
后续研究均以稳定悬浮系中的培养物为基础。悬浮培养
细胞经400目不锈钢筛网过滤，蒸馏水洗涤3次，称量
细胞鲜质量，80℃烘干至恒定即得干质量。
1.4细胞悬浮培养体系的优化
通过单因素试验分析接种量、培养时间和摇床转速
3个因素对紫苏细胞生长及迷迭香酸含量的影响，并在
此结果基础上采用L9(33)正交试验进一步优化紫苏细胞悬
浮培养合成迷迭香酸的工艺条件。
1.5添加物对悬浮细胞生长及迷迭香酸含量的影响
将悬浮细胞培养物先后接入不同质量浓度的蔗糖和
L-苯丙氨酸于MS新鲜培养液中，在最佳工艺条件下进
行培养，分别研究其对悬浮细胞生长及迷迭香酸含量的
影响。
1.6迷迭香酸的提取及含量测定
1.6.1迷迭香酸的提取
将细胞培养物烘干至质量恒定，称取1g置于三角
瓶中，加水30mL，在80℃水浴中浸提30min，浸提两
次，滤纸粗滤，合并滤液，用1mol/L的盐酸调pH值
至2.0～2.5，进行抽滤，滤清液用等体积的乙酸乙酯萃
取3次，合并萃取液，旋转蒸发仪除去乙酸乙酯，浓
缩液经真空干燥制得紫苏提取物。加入20mL无水乙醇
溶解后移入容量瓶，无水乙醇定容至25mL，待测[13]。
1.6.2迷迭香酸含量测定
采用紫外分光光度法测定迷迭香酸含量[14]。吸取
待测液1.0mL，加 3.97mL、pH6.0的 .1mol/L NaAc，
30μL新配的0.2mol/L FeSO4溶液，暗反应60min，以
不加FeSO4而加30μL水为对照，572nm波长处测定吸
光度。根据迷迭香酸标准曲线计算得出紫苏细胞培养物
中迷迭香酸的含量。以572nm波长处测定的吸光度为横
坐标(X)，1mL待测样品中迷迭香酸含量为纵坐标(Y，μg)，
绘制回归方程为Y＝0.0087X＋0.0022，R2＝0.9982。
m1×V
C＝————×10-3
m
式中：m1指1mL待测样品中迷迭香酸的含量/μg；
V为提取液总体积/mL；m为紫苏愈伤组织干质量/g；
C为待测样品中总迷迭香酸含量/(mg/g)。
2 结果与分析
2.1激素对紫苏愈伤组织诱导和生长状态的影响
以无菌苗子叶和下胚轴为外植体，选用细胞分裂素
6-BA和生长素NAA进行不同质量浓度组合诱导愈伤组
织，结果见表1。研究表明，不同激素配比诱导的愈
伤组织颜色、形态和生长势不同[15]。外植体接种后约
4～10d，下胚轴两端膨大，呈哑铃状，随着培养时间
的延长，两端切口处形成愈伤组织并逐渐覆盖整个下胚
轴。在添加3.0mg/L 6-BA和0.3mg/L NAA的MS培养
基上，下胚轴出愈时间较短，为8d，并可获得100%
的出愈率。观察发现，愈伤组织呈嫩黄色松散状态，
质地疏松，易于分散，生长速度迅速，继代稳定，表
明适宜做进一步的悬浮培养[16]。子叶接种到培养基上
15d后，大多数逐渐皱缩、变厚、绿色变浅，出愈时
间较晚，约22d后，从叶片切口处开始长出愈伤组织。
在添加2.0mg/L 6-BA和0.3mg/L NAA的MS培养基上，
可获得33.6%的出愈率，但愈伤组织呈米黄色，生长一
般，质地较硬，不宜做悬浮培养。可见外植体具有不
151※生物工程 食品科学 2012, Vol. 33, No. 09
6-BA质量浓 NAA质量浓 出愈时间/d 出愈率/% 生长状况
度/(mg/L) 度/(mg/L) 子叶 下胚轴 子叶 下胚轴 子叶 下胚轴
0.2 25 15 15.6 57.3 淡黄色，生长慢 嫩黄色，生长好
1.0 0.3 25 13 17.2 68.8 淡黄色，生长慢 嫩黄色，生长好
0.4 22 14 17.7 70.2 淡黄色，生长慢 嫩黄色，生长好
0.2 22 14 35.7 97.9 米黄色，生长好 嫩黄色，生长好
2.0 0.3 22 12 33.6 100 米黄色，生长一般 嫩黄色，生长良好
0.4 22 12 29.3 100 米黄色，生长一般 嫩黄色，生长较好
0.2 23 10 31.2 100 淡黄色，生长慢 嫩黄色，生长良好
3.0 0.3 23 8 30.9 100 淡黄色，生长慢 嫩黄色，生长良好
0.4 23 8 27.5 100 淡黄色，生长慢 黄白色，生长较好
表 1 不同激素质量浓度配比对紫苏子叶和下胚轴愈伤组织诱导的影响
Table 1 Effect of hormone concentration on callus induction of cotyledon and hypocotyl explants from Perilla frutescens
同分化能力，其诱导的愈伤组织频率和组织形态也不
同。因此紫苏下胚轴是诱导愈伤组织的最佳外植体，其
诱导的愈伤组织是进行悬浮培养的最佳材料。
2.2培养时间对紫苏悬浮细胞生长及迷迭香酸含量
的影响
由图1可知，紫苏下胚轴悬浮培养细胞生长曲线符
合S型曲线，其中0～3d为缓慢生长期，3～7d快速生
长期，7～11d生长停滞期，11～13d为衰亡期。迷迭
香酸含量与细胞生长有很大关系，在缓慢生长期，即
接种后3d内细胞增质量较小，迷迭香酸含量最低。第
7天细胞干质量浓度达到最大值6.44g/L，迷迭香酸含量
也逐渐增加至最高且趋于稳定。细胞进入生长停滞期第
9天时，细胞干质量保持稳定，迷迭香酸含量仍略有升
高。到衰亡期时细胞干质量浓度和迷迭香酸含量均开
始下降。因此综合考虑细胞增长及迷迭香酸含量两个
因素，选取第9天时收获细胞，迷迭香酸含量可达到
1.158mg/g。
2.3 接种量对紫苏悬浮细胞生长及迷迭香酸含量
的影响
接种量是进行大规模液体悬浮培养的最关键因素之
一。由图2可知，当接种量为鲜质量浓度6g/L时，悬
浮细胞活力低，增殖缓慢，容易衰老，最终失去分化
能力而死亡；当接种量为鲜质量浓度6～18g/L时，随
着接种量的增加，细胞干质量浓度和迷迭香酸含量也增
加，接种量在18g/L时达到最大值，分别为7.94g/L和
1.603mg/g，并且悬浮液中有较多游离单细胞及小的细胞
团，细胞团颗粒均匀，分散度良好，有利于进一步继
代培养。当接种量大于24g/L时，细胞干质量浓度和迷
迭香酸含量出现下降趋势，培养液变得浑浊，细胞分
散度差，培养瓶上开始聚集衰败细胞，这可能是接种
量过大，导致通气不足，并且由于过多细胞消耗大量
养分，致使悬浮细胞生长后期营养不足大量死亡，不
利于继代培养，这与颜日明等[15]对杜仲细胞悬浮培养研
究结果相似。因此选择既能使细胞达到最大的生长速
率，又不会引起养分浪费的适宜接种量是悬浮细胞培养
过程中一个重要的因素[16]。图 1 培养时间对紫苏悬浮细胞生长和迷迭香酸含量的影响
Fig.1 Effect of culture time on cell growth and rosmarinic acid content
in suspension culture of Perilla frutescens
7.1
6.1
5.1
4.1
3.1
2.1
1.1
0.1
细胞干质量浓度
迷迭香酸含量
细
胞
干
质
量
浓
度
/
(
g
/
L
)
培养时间/d
1 3 5 7 9 11 13
1.2
1.1
1.0
0.9
0.8
0.7
0.6
0.5
迷
迭
香
酸
含
量
/
(
m
g
/
g
)
图 2 接种量对紫苏悬浮细胞生长和迷迭香酸含量的影响
Fig.2 Effect of inoculum amount on cell growth and rosmarinic acid
content in suspension culture of Perilla frutescens
9.1
8.1
7.1
6.1
5.1
4.1
3.1
2.1
1.1
0.1
细胞干质量浓度
迷迭香酸含量
细
胞
干
质
量
浓
度
/
(
g
/
L
)
接种量/(g/L)
6 12 18 24 30 36 42
1.7
1.6
1.5
1.4
1.3
1.2
1.1
1.0
迷
迭
香
酸
含
量
/
(
m
g
/
g
)
2.4摇床转速对紫苏悬浮细胞生长及迷迭香酸含量
的影响
由图3可知，发现当摇床转速为80r/min时，愈伤
组织多数褐变死亡，培养液颜色深暗，这可能是由于
转速慢，培养基中气体交换差，各种代谢受到抑制，
2012, Vol. 33, No. 09 食品科学 ※生物工程152
致使紫苏细胞生长缓慢，褐化严重；随着摇床转速的增
加，紫苏细胞干质量浓度和迷迭香酸含量也增加，当
转速为110r/min时，液体剪切力增大，培养液氧气供
应充足，随着新生细胞的增殖，结合不紧密的细胞逐
渐脱落并分散在悬浮液中，形成较为均一的悬浮培养
体系，紫苏细胞生长和迷迭香酸合成最好，分别达到
8.64g/L和1.78mg/g；已有研究表明适当的剪切力可以改
善通气，使植物细胞保持良好的生长状态并能维持悬浮
细胞系的分散性，但过高剪切力可使细胞受到机械损
伤，甚至导致细胞丧失活性[17]。当摇床转速提到130r/min
时，细胞生长较差，细胞干质量浓度和迷迭香酸含量
分别仅有6.42g/L和1.513mg/g，这可能是由于过高剪切
力引起多数细胞破碎死亡，从而抑制了细胞生长和迷迭
香酸的合成。
试验号
A初始接 B培养时 C摇床转 迷迭香酸
种量/(g/L)间/d 速/(r/min)含量/(mg/g)
1 1(18) 1(7) 1(100) 1.778
2 1 2(9) 2(110) 1.809
3 1 3(11) 3(120) 1.648
4 2(24) 1 2 1.761
5 2 2 3 1.578
6 2 3 1 1.463
7 3(30) 1 3 1.512
8 3 2 1 1.433
9 3 3 2 1.575
K1 5.235 5.051 4.674
K2 4.802 4.820 5.145
K3 4.520 4.686 4.738
R 0.238 0.122 0.157
表 2 L9(33)正交试验设计表
Table 2 Factors and levels of orthogonal array design for optimizing
the production of rosmarinic acid
方差来源 离差平方和 自由度 均方 F F0.05(2,2)显著性
A 0.0864712 0.043236.67819 *
B 0.0227272 0.0113646.223
C 0.0435102 0.02175511.914
误差 0.003652 0.001826
总和 0.1563608
表 3 方差分析表
Table 3 ANOVA for the experimental results of orthogonal array design
从表2极差分析可知，各因素对迷迭香酸含量的影
响大小顺序为：初始接种量＞摇床转速＞培养时间，直
观分析可见，最佳悬浮细胞培养条件为A1B1C2，即接
种量18g/L、培养时间7d和摇床转速110r/min。在此条
件下进行验证实验，迷迭香酸含量可达1.835mg/g。从
表3方差分析结果显示，仅有初始接种量对迷迭香酸的
合成有显著影响(P＜0.05)，而摇床转速和培养时间无显
著影响。
2.6蔗糖质量浓度对紫苏悬浮细胞生长及迷迭香酸含量
的影响
在组织培养中，蔗糖不仅是植物赖以生长的重要能
量来源，而且也是渗透压调节剂，因而起着十分重要
的作用[18]。在悬浮培养液中加入10～60g/L的蔗糖，采
用最佳悬浮培养体系培养。由图4可知，蔗糖质量浓度
为10g/L时，紫苏细胞褐化早，长势差，细胞增长和
迷迭香酸含量都很低，表明碳源用量不足，会限制细
胞生长。随着蔗糖质量浓度的升高，细胞干质量浓度
和迷迭香酸含量也随着升高，尤以20～30g/L间增加率
最大，30g/L蔗糖时细胞干质量浓度达到最大为8.82g/L，
迷迭香酸含量在40g/L蔗糖时仍略有提高为1.877mg/g。
当蔗糖质量浓度大于50g/L时，高质量浓度的蔗糖可能
是由于高渗透压而造成细胞生理胁迫，从而抑制了紫苏
细胞生长和迷迭香酸的合成。由于在30～40g/L范围内
迷迭香酸的含量增加较小，同时为了减小成本，故确
定紫苏悬浮培养体系中最佳蔗糖质量浓度为30g/L。
图 3 摇床转速对紫苏悬浮细胞生长和迷迭香酸含量的影响
Fig.3 Effect of rotation speed on cell growth and rosmarinic acid
content in suspension culture of Perilla frutescens
8.8
8.4
8.0
7.6
7.2
6.8
6.4
6.0
细胞干质量浓度
迷迭香酸含量
细
胞
干
质
量
浓
度
/
(
g
/
L
)
摇床转速/(r/min)
80 90 100 110 120 130
1.9
1.8
1.7
1.6
1.5
1.4
1.3
1.2
1.1
1.0
迷
迭
香
酸
含
量
/
(
m
g
/
g
)
图 4 蔗糖质量浓度对紫苏悬浮细胞生长和迷迭香酸含量的影响
Fig.4 Effect of sucrose concentration on cell growth and rosmarinic
acid content in suspension culture of Perilla frutescens
10
9
8
7
6
5
4
细胞干质量浓度
迷迭香酸含量
细
胞
干
质
量
浓
度
/
(
g
/
L
)
蔗糖质量浓度/(g/L)
10 20 30 40 50 60
2.0
1.9
1.8
1.7
1.6
1.5
1.4
1.3
迷
迭
香
酸
含
量
/
(
m
g
/
g
)
2.5正交试验优化迷迭香酸合成的培养条件
153※生物工程 食品科学 2012, Vol. 33, No. 09
2.7L-苯丙氨酸对紫苏悬浮细胞生长及迷迭香酸含量
的影响
在植物细胞的次生代谢中，L-苯丙氨酸是一个代谢
中间体，它对生物碱、木质素、黄酮等多种次生代谢
物质的生物合成都有重要作用，因而L-苯丙氨酸被广泛
作为附加物来提高植物细胞悬浮培养中次生代谢产物的
含量[19]。迷迭香酸属于酚酸类化合物，L-苯丙氨酸是
其前体物质。本实验将悬浮细胞培养物接入30g/L蔗糖
于MS新鲜培养液中，分别添加不同质量浓度(0、0.05、
0.10、 .15、0.20、 .25、0.30g/L)的L-苯丙氨酸，在
最佳工艺条件下进行培养研究其对悬浮细胞生长及迷迭
香酸含量的影响，结果见图5。
由图5可知，L-苯丙氨酸质量浓度对紫苏细胞干质
量及迷迭香酸合成有较大影响。在低质量浓度0.05～0.10g/L
范围内的L-苯丙氨酸能促进紫苏细胞生长，当L-苯丙
氨酸质量浓度为0.1g/L时，细胞干质量浓度达到最大
(9.3g/L)。而迷迭香酸含量在L-苯丙氨酸质量浓度为
0.05～0.15g/L时，随着其质量浓度的增加而升高，在
0.15g/L时达到最高(2.283mg/g)。说明前体物质L-苯丙氨
酸对紫苏悬浮细胞中迷迭香酸的合成有较大影响。
3 结 论
利用植物愈伤组织和细胞悬浮培养生产用于治疗疾
病或食品添加剂的植物次生代谢产物，近年来这一领域
的发展极为迅速[20]。国内外对紫苏的研究大多为紫苏油
的提取及成分鉴定，对紫苏离体培养及次生代谢产物的
合成、代谢途径的研究还相对较少。在供试材料愈伤
组织诱导中，不同外植体得到的愈伤组织形态和质量不
同。在添加3.0mg/L 6-BA和0.3mg/L NAA的MS培养
基上，以无菌苗下胚轴作为悬浮培养外植体，可得到
结构松散、分散性好的嫩黄色愈伤组织，符合胚性愈
伤组织的一般形态，适合做为悬浮培养的材料，这与
曹有龙[11]、毛艳萍[21]等的研究结果一致。
对紫苏细胞悬浮培养的影响因素进行了筛选和优
化，结果表明，紫苏愈伤组织悬浮培养生产迷迭香酸
最佳培养条件为：初始接种量18g/L、培养时间7d、摇
床转速110r/min。在紫苏愈伤悬浮培养体系中添加蔗糖
和L-苯丙氨酸可提高细胞产量和迷迭香酸含量，最适添
加质量浓度为蔗糖30g/L、L-苯丙氨酸0.15g/L，可获得
高达2.283mg/g的迷迭香酸。紫苏细胞生长和迷迭香酸
合成悬浮细胞培养体系的建立，可为紫苏迷迭香酸大规
模工厂化生产提供技术参考，同时也可利用该体系生产
紫苏中多种活性物质，或通过代谢调控合成在原植株中
含量较低的化合物，还可以为进一步研究紫苏中各类次
生代谢途径提供理论依据。
参考文献：
[1]PETERSEN M, MONIQUE S J S. Rosmarinic acid[J]. Phytochemistry,
2003, 62: 121-125.
[2]NAKAMURA Y, OHIO Y, MURAKAML A. Superoxide scavenging
activityof rosmarinic acid from Perilla frutescentsBritt. var acuta f
viridis[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 1998, 46(11):
4545-4550.
[3]吴建章, 郁建平, 赵东亮. 迷迭香酸的研究进展[J]. 天然产物研究与
开发, 2005, 17(3): 383-388.
[4]LEE H J, CHO H S, PARK E, et al. Rosmarinic acid protects human
dopaminergic neuronal cells against hydrogen peroxide-induced apoptosis
[J]. Toxicology, 2008, 250: 109-115.
[5]KIM J H, LEE B J, KIM J H, et al. Rosmarinic acid suppresses retinal
neovascularization via cell cycle arrest with increase of p21WAF1
expression[J]. European Journal of Pharmacology, 2009, 615: 150-154.
[6]MOON D O, KIM M O, LEE J D, et al. Rosmarinic acid sensitizes cell
death through suppression of TNF-α-induced NF-κB activation and
ROS generation in human leukemia U937 cells[J]. Cancer Letters, 2010,
288: 183-191.
[7]LI Guisheng, JIANG Wanglin, TIAN Jingwei, et al. in vitro and in vivo
antifibrotic effects of rosmarinic acid on experimental liver fibrosis[J].
Phytomedicine, 2010, 17: 282-288.
[8]GELLER F, SCHMIDT C, GOTTERT M, et al. Identification of
rosmarinic acid as the major active constituent in Cordia americana[J].
Journal of Ethnopharmacology, 2010, 128: 561-566.
[9]李荣贵, 腾大为, 杜桂彩, 等. 紫苏愈伤组织迷迭香酸的纯化及抗菌
活性研究[J]. 微生物学通报, 2000(5): 324-326.
[10]ALKAM T, NITTA A, MIZOGUCHI H, et al. A natural scavenger of
peroxynitrites, rosmarinic acid, protects against impairment of memory
induced by Aβ25–35[J]. Behavioural Brain Research, 2007, 180(2): 139-
145.
[11]曹有龙, 许兴, 赵军, 等. 麻黄愈伤组织细胞的悬浮培养[J]. 应用与
环境生物学报, 2000, 6(1): 36-38.
[12]罗盛旭, 梁振益, 张德拉, 等. 薄荷迷迭香酸的提取及分析研究[J].
食品科学, 2005, 26(11): 192-193.
[13]张鑫, 张志军, 李会珍, 等. 紫苏叶中迷迭香酸的提取及测定[J]. 食
品工业科技, 2009, 30(11): 235-236.
[14]ZHAN Yulian, MA Xiaojun, DAI Jungui, et al. Analysis of the compo-
nents in callus and cell suspension cultures of Ligusticum ch anxiong
Hort. by gas chromatography-mass spectrometry[J]. 李时珍国医国药,
2006(6): 1116-1118.
[15]颜日明, 张志斌, 邱晓芳, 等. 杜仲细胞悬浮培养产黄酮及其动力学
研究[J]. 中国生物工程杂志, 2008, 28(10): 60-65.
[16]杨帆, 赵君, 张之为, 等. 植物悬浮细胞的研究进展[J]. 生命科学研
究, 2010, 14(3): 257-262.
[17]李雅丽, 包金龙, 杨英, 等. 搅拌式生物反应器进行植物细胞培养常
见问题分析[J]. 药物生物技术, 2009, 16(5): 468-471.
[18]吴春霞. 植物细胞悬浮培养的影响因素[J]. 安徽农业科学, 2009, 37
(1): 36-38.
[19]马玉芳, 许继宏. 提高植物细胞培养中次生代谢产物产量的方法[J].
云南大学学报: 自然科学版, 2003, 25(增刊1): 142-145.
[20]于寒松, 于亚桐, 贾帅, 等. 利用悬浮细胞培养方法提高荞麦中总黄
酮含量的研究[J]. 食品科学, 2009, 30(22): 37-39.
[21]毛艳萍, 苏智先, 胡进耀, 等. 濒危植物珙桐愈伤组织的诱导及悬浮
细胞培养初探[J]. 武汉植物学研究, 2010, 28(4): 510-515.
图 5 苯丙氨酸对紫苏悬浮细胞生长和迷迭香酸含量的影响
Fig.5 Effect of phenylalanine concentration on cell growth and
rosmarinic acid content in suspension culture of Perilla frutescens
9.4
9.2
9.0
8.8
细胞干质量浓度
迷迭香酸含量
细
胞
干
质
量
浓
度
/
(
g
/
L
)
L-苯丙氨酸质量浓度/(g/L)
0.00.050.10.150.20.250.30
2.4
2.3
2.2
2.1
2.0
1.9
1.8
1.7
迷
迭
香
酸
含
量
/
(
m
g
/
g
)