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第 51卷 第 24期 2006年 12月 快 讯
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渗透胁迫调节拟南芥谷胱甘肽过氧化物酶 3的基因表达
苗雨晨①② 郭敬功① 刘二涛① 李 坤① 代 杰① 王鹏程① 陈 珈② 宋纯鹏①∗
(① 河南大学生命科学学院, 植物逆境生物学重点实验室, 开封 475001; ② 中国农业大学植物生理生化国家重点实验室, 北京 100094.
* 联系人, E-mail: songcp@henu.edu.cn)
摘要 以拟南芥谷胱甘肽过氧化物酶 3 (ATGPX3)的 T-DNA插入突变体和转 ATGPX3启动子 GUS融合
基因植株为材料, 深入分析了 ATGPX3 基因表达及其在渗透胁迫信号转导中的作用. 甘露醇渗透处理后,
与野生型拟南芥相比, ATGPX3基因突变体(atgpx3-1)的生长和发育明显受到了抑制; 并且渗透胁迫也提高
了 ATGPX3-GUS 融合基因的表达. 在植物激素 ABA 诱导下, RD29A, ABI1, ABI2 和 RbohD 等基因在
atgpx3-1突变体中出现了不同程度的表达. 以上结果提示, ATGPX3可能参与了渗透胁迫反应的调节.
关键词 ATGPX3 渗透胁迫 活性氧 ABA
谷胱甘肽过氧化物酶 (glutathione peroxidase,
GPXs)是含有巯基的过氧化物酶类, 它与过氧化氢酶
(CAT)、抗坏血酸过氧化物酶(APX)和超氧化物歧化酶
(SOD)同样具有清除活性氧 (reactive oxygen species,
ROS)的作用[1]. 已知哺乳动物体内的GPXs是清除ROS
的主要防御酶[2]. Delaunay 等人[3]以芽殖酵母为材料,
发现一个谷胱甘肽过氧化物酶(GPX3)可以和Yap1相互
作用传递氧化还原信号, 以激活基因的表达.
在植物中发现的 GPXs家族在结构、底物特异性和
组织分布上与哺乳动物有很大的不同, 对抵御逆境胁
迫起了很重要的作用[4~7]. 模式植物拟南芥也有 7 个编
码谷胱甘肽过氧化物酶的基因(ATGPX1~7), 这些基因
对不同的非生物胁迫都有应答反应[8]. ATGPX3 位于第
2 条染色体, 生物信息学分析表明, 其进化关系与其他
几种有很大的不同. 甘露醇渗透胁迫明显诱导拟南芥
幼苗 ATGPX3基因表达[8]. 我们利用分子遗传学、生物
化学和电生理学的方法证明, ATGPX3 突变体对 H2O2
敏感, 并产生较多的 H2O2; 同时 ATGPX3可以和 ABA
信号转导重要成分 ABI2相互作用, 通过相互氧化还原
状态改变调节 ABI2活性的变化, 从而调节质膜 Ca2+通
道, 介导 H2O2信号转导. 因此, ATGPX3可以作为清除
酶或信号转递子调节植物对 ABA 和干旱的反应[9]. 然
而, 对于 ATGPX3 参与渗透胁迫调节及其基因表达的
模式仍然不太清楚. 本研究以拟南芥为材料, 通过分析
其 T-DNA插入突变体和转GUS融合基因植株, 深入探
讨了 ATGPX3 基因的组织表达及其在渗透胁迫信号转
导中的作用.
我们从拟南芥资源中心(ABRC, Ohio State Univer-
sity)获得了 ATGPX3基因(At2g43350)的 T-DNA插入突
变体(SALK_071176), 并通过 PCR 方法鉴定出 atgpx3-
1 纯合植株[9,10]. 把生长在含有 1.2%琼脂粉 Murashige-
Skoog (MS)[11]培养基上野生型(WT)和 atgpx3-1突变体
幼苗培养5 d(温度周期为22℃(昼)/18℃(夜), 光周期为
12 h(光)/12 h(暗), 光强为 120~130 µmol·m−2·S−1)后,
再转移到含有不同浓度甘露醇(mannitol)的 MS 培养
基上, 10 d 后照相和统计分析. 结果显示, 与 WT相
比, 甘露醇不但影响了 atgpx3-1 突变体幼苗的生长,
而且也抑制了该突变体侧根的发育(图 1(a)和(b)), 500
mmol/L甘露醇处理下, atgpx3-1侧根生长抑制程度提
高了大约 15%(图 1(c)). 这些结果暗示, ATGPX3对防
御渗透胁迫可能具有重要的作用.
为进一步确定 ATGPX3 在植物体内的作用, 我
们把 ATGPX3 基因的启动子通过 EcoRⅠ和 SalⅠ限制
性酶切位点构建到含有GUS报告基因的 pCMBIA1381
载体上. 通过农杆菌转染花蕾的方法, 获得阳性转基
因植物. GUS活性的组织化学染色及其荧光定量测定
均参照 Jefferson[12]的方法 , 总蛋白含量的测定按
Bradford[13]的方法进行. 结果表明, 该基因在叶和根
中表达量较高, 在花中也有一定程度的表达, 而在茎
中的表达量相对较低(图 2(a)和(b)). 有趣的是, 当用
200 mmol/L甘露醇处理生长 7 d的转基因幼苗时, 其
GUS染色明显加深(图 2(b)). 同样, 用生长 15 d转基
因幼苗的离体叶片, 进行常温下失水处理 20 和 40
min 后再进行染色测定, 也得到了上述类似的结果
(图 2(c)). 上述测定的同时, 对随机选取的 10个独立
转基因植株进行了GUS活性的定量分析. 结果如图 2
所示, 当用 200 mmol/L甘露醇处理生长 7 d的转基因
幼苗时, 其 GUS 活性提高了大约 1 倍左右(图 2(d));







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图 1 渗透胁迫对 atgpx3-1突变体生长发育的影响
(a) 正常 MS培养基上野生型(WT)和 atgpx3-1生长和发育结果; (b) 含 500 mmol/L甘露醇的 MS培养基野生型和 atgpx3-1的生长和发育结果;
(c) 不同浓度的甘露醇对 atgpx3-1侧根发育的影响(平均值±标准误差, n = 3); 相对侧根数表示处理后的侧根数与对照侧根数的百分比


图 2 ATGPX3启动子驱动的 GUS基因在拟南芥中的表达及渗透胁迫对 GUS表达的影响
(a) GUS基因在生长 14 d幼苗(1)、根(2)、茎(3)、和花(4)中的表达. (b) RT-PCR分析 ATGPX3在根、茎、叶和花中的表达, Actin2作为对照. (e) 200
mmol/L甘露醇(mannitol)处理生长 7 d的转基因幼苗, 6 h后进行 GUS组织化学染色结果. 对照, 野生型幼苗. (d) 失水处理生长 20 d的离体转基
因植物叶片, 再进行 GUS组织化学染色的结果. 对照, 野生型叶片. (e) 200 mmol/L甘露醇处理下 ATGPX3启动子活性的变化(平均值±标准误
差, n = 3). (f) 失水处理生长 20 d的离体转基因植物叶片, ATGPX3启动子活性随时间变化的结果(平均值±标准误差, n = 3)







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同样用失水处理转基因叶片后 , 定量分析的结果基
本上与组织化学染色分析的结果相符(图 2(e)). 这些
结果表明了 ATGPX3 不但广泛分布在植物组织, 而
且能被渗透胁迫所诱导.
大量研究表明, 植物对渗透胁迫的反应存在依赖
和不依赖 ABA 的两条途径[14]. 我们通过酵母双杂交
实验也表明了 ATGPX3 和 ABI2 能进行强烈的相互作
用, 而与 ABI1的互作相对较弱[9]. 本研究通过反转录
PCR(RT-PCR)技术分别检测了与 ABA 信号相关的基
因表达情况, 如 RD29A, ABI1, ABI2和 RbohD等[15~17].
分别取生长在 MS 培养基上 2 周大小的野生型和突变
体幼苗, 参照 Miao 等人[9]和 Wang 等人[18]的方法, 用
TRIzol 试剂(Invitrogen, USA)提取总 RNA, 利用半定
量 RT-PCR 进行基因表达分析. 与野生型相比, 在没
有 ABA等任何胁迫处理下, ABI1, ABI2和 RbohD基因
在 atgpx3-1 中的表达都呈现不同程度的下调 , 而
RD29A基因表达却表现为上调(图 3). 在 50 µmol/L的
ABA处理下, ABI2和 RbohD在 atgpx3-1中的表达量明
显提高(图 3). 因此推测, ATGPX3 的功能丧失可能影
响了植物细胞内活性氧的平衡(homeostasis)和 ABA信
号级联(cascade), 这也为 ATGPX3 调节渗透胁迫与
ABA信号转导二者相偶联提供了进一步的实验证据.

图 3 ATGPX3调控了拟南芥相关基因的表达
Actin2为对照

ATGPX3 作为清除和转导 ROS 的防御酶在植物
响应 ABA 和干旱胁迫反应中具有重要作用[9], 但对
其基因表达调控模式的研究仍处于探索中. 我们的研
究结果表明, ATGPX3基因表达不仅广泛分布在植物
的各种组织中, 而且参与了渗透胁迫反应, 这不仅使
人们对 ATGPX3 调节干旱胁迫有了进一步了解, 而
且也丰富了人们对 ABA信号转导中间成分的认识.
致谢 本工作为国家自然科学基金 (批准号 : 30370765,
30530430)、国家重点基础发展计划(批准号: 2003CB114305)
和河南省自然科学基金(批准号: 0411031400)资助项目.
参 考 文 献
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