全 文 ：2015 年 8 月
第 30 卷第 8 期
中国粮油学报
Journal of the Chinese Cereals and Oils Association
Vol． 30，No． 8
Aug. 2015
苦荞壳活性组分的鉴定及其 DNA损伤保护研究
杨 旭 吕远平
(四川大学食品工程系，成都 610065)
摘 要 苦荞是一种非常重要的食品资源，为了能够对其有效地利用，以 DPPH 自由基清除活性为指标，
通过极性萃取和柱层析的方法对醇提法得到的苦荞壳粗提物进行分离纯化。采用紫外光谱和 HPLC － ESI /
MS鉴定纯化的苦荞壳活性组分。结果表明，其主要成分为槲皮素，还包括微量的槲皮素 － 3 －鼠李糖苷和山
奈酚。琼脂糖凝胶电泳试验中纯化的苦荞壳活性组分显示出良好的 DNA 损伤保护作用，并表现出了明显的
浓度依赖性。DNA损伤保护的定量研究中，当浓度为 5 ～ 15 mg /mL时，纯化的苦荞壳活性组分对羟自由基和
双氧水的清除活性分别为(68． 46 ± 0． 52)%～(90． 32 ± 0． 37)%和(72． 19 ± 0． 42)%～(96． 82 ± 0． 34)%。因
此，纯化的苦荞壳活性组分具有的抗氧化性和 DNA损伤保护作用为苦荞壳在食品、医药领域的应用提供了理
论参考。
关键词 苦荞 DPPH自由基 HPLC － ESI /MS 抗氧化 DNA损伤
中图分类号:TS201． 2 文献标识码:A 文章编号:1003 － 0174(2015)08 － 0042 － 06
收稿日期:2014 － 03 － 12
作者简介:杨旭，女，1989 年出生，硕士，食品科学与工程
通讯作者:吕远平，女，1971 年出生，副教授，博士，食品科学与工
程
苦荞为荞麦属蓼科植物，它的种植和应用与其
他谷类相似。2010 年全世界荞麦的产量超过了 151
万 t，其主要产地为中国［1］。苦荞作为一种功能性食
品被广泛关注是由于它能够预防心脑血管疾病，且
长期食用无不良影响［2］。据报道，苦荞能够降低血
脂和总胆固醇［3 － 4］、降血糖［5］、降血压［6］，还具有抗
氧化活性［7 － 9］。
近年来，高血脂、高血压、心脏病、动脉硬化、糖
尿病等慢性疾病的发病率持续升高，而这些慢性疾
病的发生大多是由自由基引发的细胞损伤所引起。
自由基也同样会引发 DNA 损伤，由超氧自由基和过
氧化氢产生的羟自由基是最有效的 DNA 损伤剂，它
通过将鸟嘌呤转化为 8 －羟基鸟嘌呤来实现对 DNA
的损伤［10］。DNA的氧化损伤是具有致癌性的，它与
癌症和衰老等多种病理过程相关［11］。有研究表明抗
氧化物质能够控制 DNA氧化损伤，并保护 DNA免受
电离辐射、紫外线以及化学试剂的损害［12］。除此之
外，自由基还能引起食品中的脂质过氧化，而这种变
化会影响食品最终的可食性、风味、颜色、质地等感
官质量。
苦荞中的高黄酮含量和强抗氧化活性已经被报
道［13］。然而，对苦荞壳提取物的组成和生物活性却
鲜见报道。因此，为了更有效地利用苦荞壳，研究其
组成和生物活性尤为重要。
1 材料与方法
1． 1 材料与试剂
苦荞:四川西昌。
芦丁标准品:美国 Sigma 公司;1，1 －二苯基 － 2
－苦肼基:日本 TCI 公司;pBＲ322 质粒 DNA:美国
Promega公司;层析硅胶:四川长威医药有限责任公
司;Sephadex LH －20 填料:美国 GE 公司;MCI CHP
20P填料:日本三菱化学株式会社;其他试剂均为分
析纯。
1． 2 仪器与设备
UV － 2000 紫外可见分光光度计:上海 Unico 公
司;LC － 6AD 岛津高效液相色谱系统:日本岛津公
司;TSQ Quantum Ultra 高效液相色谱 －质谱联用系
统:美国 Thermafisher 公司;MiniBIS Pro 凝胶成像系
统:DNＲ － IS公司。
1． 3 试验方法
1． 3． 1 苦荞壳抗氧化组分的提取
将苦荞清洗烘干后粉碎，分离得到苦荞壳。称
取 60 g放入索氏抽提器中，用 960 mL的无水乙醚在
60 ℃下回流 6 h以脱脂。脱脂后的原料用 70%的乙
醇溶液，按 1∶ 15(V /V)的料液比于 70 ℃下回流提取
8 h，重复 3 次［14］。将粗提液过滤，在 45 ℃真空条件
第 30 卷第 8 期 杨 旭等 苦荞壳活性组分的鉴定及其 DNA损伤保护研究
下旋转蒸发，浓缩后得到浸膏。
1． 3． 2 总黄酮含量的测定
取 1 mL 样品液，加入 0． 3 mL 5% NaNO2，反应
5 min，然后再加入 0． 3 mL 10% AlCl3，混匀。6 min后
加入 2 mL 4% NaOH，混合液用甲醇定容至 10 mL。
反应 15 min后，在 510 nm下测定吸光度。所有的测
定均重复 3 次。通过与芦丁标准品对照，得到最终
的测定结果，以 g芦丁当量 /100 g 干重表示 (g rutin
eq． / 100 g DW)［15］。
1． 3． 3 DPPH自由基清除活性的测定
苦荞壳中抗氧化组分的活性测定采用 DPPH 自
由基清除活性的测定方法。准确称取 5． 0 mg样品于
25 mL容量瓶中，用甲醇定容，即得 0． 2 mg /mL 样品
液。将样品液用甲醇分别稀释至 0． 1 mg /mL，0． 05
mg /mL，0． 025 mg /mL，0． 012 5 mg /mL 和 0． 006 25
mg /mL。取不同浓度的样品液各 2 mL于 10 mL比色
管中，分别加入 2 mL 0． 08 mg /mL DPPH·乙醇溶液
和 1 mL Tris － HCl缓冲液(pH 7． 4)。反应在闭光条
件下进行 30 min 后，于 517 nm 下测定吸光度［16］。
同样条件下，不添加 DPPH·作为本底组，不添加样
品液作为空白组。DPPH 自由基清除活性按以下公
式计算:
清除率 = ［1 －(As － Ab)/Ac］ × 100%
式中:As为样品组的吸光度值;Ab为本底组的吸
光度值;Ac为空白组的吸光度值。
1． 3． 4 苦荞壳抗氧化组分的分离和纯化
将得到的粗提物浸膏混溶于纯水中，并分别用
等体积的石油醚、乙酸乙酯、正丁醇进行极性萃
取［17］，磁力搅拌 30 min 后置于分液漏斗中静置 30
min，分离。将得到的乙酸乙酯组分上样于硅胶柱，
用氯仿 － 甲醇溶液(100 ∶ 1，98 ∶ 2，95 ∶ 5，85 ∶ 15，
50∶ 50，15∶ 85，5 ∶ 95，2 ∶ 98，1 ∶ 100，每个组分 500
mL)进行洗脱［1］，得到 9 个组分(A1 － A9)。分别测
定 9 个组分的 DPPH 自由基清除活性。将组分 A4
通过 Sephadex LH －20 层析柱进行分离，用 100%甲
醇洗脱，将洗脱液每 10 mL 收集 1 管，接 50 管，在
350 nm下测定每管的吸光度，绘制洗脱曲线。根据
测定结果，将 19 到 32 管的洗脱液合并后浓缩。得到
的浓缩物再进一步通过 MCI CHP 20P层析柱进行分
离，用甲醇 －水溶液(20∶ 80，40∶ 60，60∶ 40，80∶ 20，
100∶ 0，每个组分 500 mL)进行洗脱，得到 5 个组分
(C1 ～ C5)。将组分 C4 浓缩后冻干，即为纯化的苦
荞壳活性组分(Purified active component of Tartary
buckwheat hulls，PAT) ，并通过高效液相色谱进行
分析。
1． 3． 5 高效液相色谱分析
采用 Shimadzu LC － 6AD 高效液相色谱系统，
C18 色谱柱(150 mm × 2． 1 mm i． d．;5 μm) ;进样量
20 μL;柱温为 30 ℃;流动相 A 为 0． 1%的乙酸水溶
液，流动相 B 为甲醇;梯度洗脱程序为:0 min 0% B;
10 min 20% B;20 min 40% B;35 min 55% B;50 min
80% B;55 min 100%B;60 min 100%B;洗脱液流速为
1 mL /min;检测波长为 254 nm。
1． 3． 6 紫外可见光谱分析
对 PAT 进行紫外可见光谱分析，样品溶解于甲
醇中，光谱扫描范围为 200 ～ 400 nm。
1． 3． 7 HPLC － ESI /MS分析
采用 TSQ Quantum Ultra高效液相色谱 －质谱联
用系统。选用 Hypersil Gold － C18 色谱柱(150 mm ×
2． 1 mm i． d．;5 μm) ;柱温为 30 ℃;进样量 20 μL;流
动相 A为 0． 1%的乙酸水溶液，流动相 B为甲醇，采用
与 1． 3． 5中相同的梯度洗脱程序;流速 1 mL /min;检
测波长为 254 nm。使用正离子电喷雾电离方式;色
谱柱流出组分进入质谱仪的流速为 10 μL /min;毛细
管电压为 3． 88 kV，锥孔电压为 53 V;离子源温度为
120 ℃，雾化温度为 200 ℃;扫描范围为 100 ～ 1 500
m/z ［18］。
1． 3． 8 DNA损伤保护作用测定
PAT的 DNA损伤保护活性测定是以 pBＲ322 质
粒 DNA 为研究对象，通过 1%的琼脂糖凝胶电泳来
进行［11 － 12］。双氧水在紫外线的照射下产生羟自由
基，使质粒 DNA被氧化。试验在 10 μL 的微型离心
管中进行，反应混合物包括:3 μL 由 5 mmol /L 磷酸
盐缓冲液(pH 7． 4)稀释至 172 ng /μL 的 pBＲ322 质
粒 DNA，1 μL 30%的双氧水，5 μL 不同浓度的 PAT
(0，5，10，15 mg /mL) ，反应在 254 nm 紫外照射下
诱发，室温下持续 10 min。未进行处理和只经过双
氧水处理的 pBＲ322 质粒 DNA为空白对照。然后将
反应混合物加入凝胶上样缓冲液(× 6) ，上样于 1%
的琼脂糖凝胶进行电泳，100 V下持续 85 min。电泳
结束后，将凝胶浸泡在 EB 染色液中 30 min，在凝胶
成像系统下观察并拍照。
为了定量研究 PAT对 DNA损伤的保护作用，对
PAT清除羟自由基和双氧水活性进行了测定。
将 1 mL 9 mmol /L 的硫酸亚铁，1 mL 9 mmol /L
的水杨酸 －乙醇溶液，1 mL 8． 8 mmol /L 的 H2O2，和
1 mL PAT 混合，反应在 37 ℃ 下持续 30 min，在
510 nm下测定其吸光度。在同样条件下，不添加
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中国粮油学报 2015 年第 8 期
PAT作为空白对照组［7］。羟自由基清除活性公式:
清除率 = ［1 －(As － Ab)/Ac］× 100%
式中:As为样品组的吸光度值;Ab为本底组的吸
光度值;Ac为空白组的吸光度值。
在清除双氧水试验中，将 2． 5 mL溶于 0． 2 M 磷
酸盐缓冲液的 H2O2(10 mmol /L)与 2． 5 mL PAT 混
合。反应在 37 ℃下持续 10 min，在 230 nm下测定其
吸光度。同样条件下，不添加 PAT 作为空白对
照［19］。双氧水清除活性计算如上。
1． 3． 9 数据分析
所有数据以均值 ±标注差表示，每次样品的测
定均重复 3 次。采用 SPSS19． 0 进行方差分析和最小
显著性差异分析(P ＜ 0． 05 即为差异显著)。
2 结果与分析
2． 1 苦荞壳抗氧化组分的提取
苦荞壳中粗提物的提取率为 6． 08%(6． 08 g粗
提物 /100 g 苦荞壳)。以芦丁为标准品，所得到标
准曲线的回归方程为 y = 12． 091x － 0． 007 4，Ｒ2 =
0． 999 5，式中:y为吸光度;x 为样品浓度。苦荞壳总
黄酮含量为(1． 48 ± 0． 01)g rutin eq． / 100 g DW。
2． 2 抗氧化组分的分离和纯化
粗提物浸膏混溶于纯水中，通过极性萃取得到
4 个组分:石油醚组分(88． 4 mg) ，乙酸乙酯组分
(356． 2 mg) ，正丁醇组分(961． 3 mg)和水组分
(212． 1 mg)。各极性萃取组分 DPPH 自由基清除
活性测定结果如图 1 所示，乙酸乙酯组分 DPPH 自
由基清除活性最强。当质量浓度为 0 ～ 200 μg /mL
时，清除率变化范围为 0%～(88． 85 ± 0． 20)%，IC50
为(15． 00 ± 0． 07)μg /mL。
图 1 4 种极性萃取组分在不同浓度下的 DPPH自由基清除活性
乙酸乙酯组分通过硅胶柱层析分离，得到 9 个
组分:A1(22． 0 mg) ，A2(14． 0 mg) ，A3(43． 9 mg) ，
A4(93． 4 mg) ，A5(84． 4 mg) ，A6(59． 4 mg) ，A7
(12． 5 mg) ，A8(8． 5 mg) ，A9(7． 3 mg)。图 2 为各组
分 DPPH 自由基清除活性的测定结果，A4 组分展现
了最强的 DPPH 自由基清除活性。将组分 A4 上样
于 Sephadex LH －20 层析柱，用 100%甲醇洗脱，得到
2 个组分:B1(28． 0 mg) ，B2(60． 7 mg)。洗脱曲线如
图 3 所示，图 3 中有 2 个不同的峰，代表 2 个不同的
组分。如图 4 所示，B2 组分的 DPPH 自由基清除活
性比 B1 组分强。将 B2 组分通过 MCI CHP 20P层析
柱洗脱分离，得到 5 个组分 C1 － C5，其中组分 C4 活
性最强。
图 2 硅胶柱各洗脱组分 DPPH自由基清除活性
图 3 Sephadex LH － 20 色谱柱洗脱曲线
图 4 Sephadex LH － 20 各洗脱组分 DPPH自由基清除活性
图 5 为经过纯化的苦荞壳提取物在 254 nm下的
高效液相色谱图。图 5 中只出现了 1 个峰，表明得到
的活性组分有较高的纯度。
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第 30 卷第 8 期 杨 旭等 苦荞壳活性组分的鉴定及其 DNA损伤保护研究
图 5 PAT在 254nm下的高效液相色谱图
2． 3 紫外可见光谱分析
PAT紫外可见光谱中强吸收峰分别为 211、255
和 372 nm，根据与槲皮素标准品的紫外可见光谱图
进行比对，推测活性组分的主要化合物可能为槲皮
素［20］。
2． 4 HPLC － ESI /MS分析
根据 HPLC 分析，在 254 nm 下一种主要化合物
被检测出，其保留时间为 35． 43 min(图 6b)。图 6b
中只有 1 个峰，表明 PAT 中只含有一种主要物质。
图 6a为正离子模式下的总离子流图。如图 6 所示，
一些低浓度化合物在 15． 73，25． 38 ～ 26． 98，59． 70
min分别被洗脱出来。
注:a．正离子模式下的总离子流图;b． 254 nm 下 HPLC 图;c．
m/z = 194． 50 ～ 195． 50;d． m/z = 304． 50 ～ 305． 50;e． m/z = 302． 50 ～
303． 50;f． m/z = 170． 50 ～ 171． 50;g． m/z = 256． 50 ～ 257． 50;h． m/z =
474． 50 ～ 475． 50。
图 6 PAT的 HPLC图
图 7 为 PAT 在正离子模式下的质谱图。图 7c
中 m/z 303． 02 为基峰，在正离子模式下其分子质量
为 302，根据对比文献，此化合物为槲皮素［21］，m/z
249． 10 是由槲皮素失去 2 个羰基碳环所形成的碎片
离子峰。图 7a中 m/z 305． 13 为槲皮素的特征峰，而
m/z 448． 95 和 m/z 146 处的 2 峰是失去糖基部分产
生的碎片离子峰，由此推断此化合物可能为槲皮素
－ 3 －鼠李糖苷［22 － 23］。图 7d 中 m/z 286． 01 为山奈
酚的特征峰，m/z 164． 5 和 m/z 222． 99 的碎片离子峰
是由山奈酚分别失去羰基碳环和 C4H4O4基团所产生。
因此，根据保留时间和质谱图推断其为山奈酚［23］。其
中，槲皮素 － 3 －鼠李糖苷是第一次在苦荞壳中被检
出。然而，还需要对苦荞壳提取物进一步分离纯化才
能确定槲皮素 －3 －鼠李糖苷和山奈酚的存在，以及鉴
定出未知化合物(图 7b)。
注:a．化合物Ⅰ;b．化合物Ⅱ;c．化合物Ⅲ;d．化合物Ⅳ。
图 7 正离子模式下 PAT的质谱图
2． 5 DNA损伤保护作用测定
图 8 为 PAT存在的情况下，DNA 经过紫外照射
和双氧水处理后的电泳图谱。pBＲ322 质粒 DNA 在
琼脂糖凝胶电泳中产生 2 条谱带(lane 1) ，移动较快
的谱带代表超螺旋环状 DNA(scDNA) ，移动较慢的
谱带代表开环 DNA(ocDNA)［24］。DNA 经过双
氧水处理后，ocDNA谱带增宽，说明双氧水能引起
注:1 未经处理的 DNA;2 仅用双氧水处理的 DNA;3 紫外和双
氧水处理的 DNA;4 ～ 6:5、10、15 mg /mL 的 PAT。SC:超螺旋环状
DNA，OC:开环 DNA，LI:线状 DNA。
图 8 PAT存在下紫外和双氧水处理的 pBＲ322 质粒 DNA电泳图
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中国粮油学报 2015 年第 8 期
scDNA 的开环。DNA经过紫外照射和双氧水处理后
(lane 3) ，scDNA 开环，并断裂为线状 DNA(linD-
NA) ，在琼脂糖凝胶电泳图谱中 ocDNA 谱带明显增
宽，同时出现新的谱带。这说明双氧水在紫外照射
条件下产生的羟自由基使 DNA 发生链的断裂。
Lane 4 ～ Lane 6代表的是不同浓度的 PAT 对 DNA 氧
化损伤的保护作用。与 lane 3 相比，在 5． 0 mg /mL
PAT存在的条件下，linDNA谱带已有了明显的减弱，
但仍然能在琼脂糖凝胶电泳图谱中观察到，而 lane
5、lane 6 表明在 10、15 mg /mL PAT 存在的条件下，
scDNA和 ocDNA被很好地保护起来，代表 linDNA的
谱带随着 PAT 浓度的增加逐渐消失。在测试浓度
下，DNA保护作用表现出了明显的浓度依赖性。
羟自由基和双氧水清除活性测定结果如图 9 所
示。当 PAT 浓度为 5 ～ 15 mg /mL 时，羟自由基清除
活性从(68． 46 ± 0． 52)%增至(90． 32 ± 0． 37)%，而
双氧水清除活性从(72． 19 ± 0． 42)%增至(96． 82 ±
0． 34)%。
图 9 PAT对羟自由基和双氧水的清除活性
结果表明苦荞壳中的抗氧化组分具有明显的
DNA损伤保护作用，可以作为一种潜在的天然 DNA
保护剂应用于食品、医药等领域。其作用机理是纯
化的活性组分与 H2O2紫外处理后产生的羟自由基结
合，产生了稳定的物质以终止了自由基的链式反
应［25］。
3 结论
本试验对苦荞壳中活性组分的分离纯化、鉴
定和 DNA损伤保护作用进行研究。结果表明，醇
提法得到的粗提物的提取率为 6． 08%，总黄酮含量为
(1． 48 ±0． 01)g rutin eq． / 100 g DW。以 DPPH自由
基清除活性为指标，采用极性萃取和柱层析法得到纯
化的活性组分 PAT。通过紫外、HPLC － ESI /MS鉴定，
其主要化合物为槲皮素，还包括微量的槲皮素 － 3 －
鼠李糖苷和山奈酚。在 DNA 体外损伤保护试验中，
PAT具有显著的 DNA损伤保护作用，保护 scDNA 在
双氧水和紫外作用下不发生开环和断裂，且在试验浓
度下显示出了明显的浓度依赖性。对其进行定量分
析，当浓度为5 ～15 mg /mL时，PAT对羟自由基和双氧
水的清除活性分别为(68． 46 ± 0． 52)%～ (90． 32 ±
0． 37)%和(72． 19 ± 0． 42)%～(96． 82 ± 0． 34)%。本
研究为 PAT 作为一种天然抗氧化剂和 DNA 损伤保
护剂应用于食品、医药等领域提供了理论依据。
参考文献
［1］Guo Xudan，Wang Min，Gao Jinming，et al． Bioguided frac-
tion of antioxidant activity of ethanol extract from tartary
buckwheat bran ［J］． Cereal Chemistry，2012，89(6) :
311 － 315
［2］Lin Ｒufa，Zhou Yunning，Wang Ｒui，et al． A study on the
extract of tartary buckwheat I． Toxicological safety of the ex-
tract of tartary buckwheat ［J］． The Proceeding of the 8th
ISB，2001，8:602 － 607
［3］Kuwabara T，Han K，Hashimoto N，et al． Tartary buckwheat
sprout powder lowers plasma cholesterol level in rats ［J］．
Journal of Nutritional Science and Vitaminology，2007，53
(6) :501 － 507
［4］Wang Min，Liu Jiaren，Gao Jinming，et al． Antioxidant ac-
tivity of tartary buckwheat bran extract and its effect on the
lipid profile of hyperlipidemic rats［J］． Journal of Agricul-
tural and Food Chemistry，2009，57(11) :5106 － 5112
［5］Kawa J M，Taylor C G，Przybylski Ｒ． Buckwheat concentrate
reduces serum glucose in streptozotocin － diabetic rats［J］．
Journal of Agricultural and Food Chemistry，2003，51(25) :
7287 － 7291
［6］Fabjan N，Ｒode J，Koir I J，et al． Tartary Buckwheat
(Fagopyrum tataricum Gaertn．)as a source of dietary rutin
and quercetin［J］． Journal of Agricultural and Food Chemis-
try，2003，51(22) :6452 － 6455
［7］Zhang Min，Chen Haixia，Li Jinlei，et al． Antioxidant prop-
erties of tartary buckwheat wheat extracts as affected by dif-
ferent thermal processing methods ［J］． Food Science and
Technology，2010，43(1) :181 － 185
［8］Li Dan，Li Xiaolei，Ding Xiaolin． Composition and antioxi-
dative Properties of the flavonoid rich fractions from tartary
buckwheat grains ［J］． Food Science and Biotechnology，
2010，19(3) :711 － 716
［9］Ｒobak J，Gryglewski Ｒ J． Bioactivity of flavonoids［J］． Pol-
ish Journal of Pharmacology，1996，48(6) :555 － 564
［10］Tepe B，Degerli S，Arslan S，et al． Determination of chem-
ical profile，antioxidant，DNA damage protection and anti-
64
第 30 卷第 8 期 杨 旭等 苦荞壳活性组分的鉴定及其 DNA损伤保护研究
amoebic activities of Teucrium polium and Stachys iberica
［J］． Fitoterapia，2011，82(2) :237 － 246
［11］Zhao Chenyang，Dodin G，Yuan Chenshan，et al． “In
vitro”protection of DNA from Fenton reaction by plant poly-
phenol verbascoside ［J］． Biochimica et Biophysica Acta，
2005，1723:114 － 123
［12］Ｒusso A，Acquaviva Ｒ，Campisi A，et al． Bioflavonoids as
antiradicals，antioxidants and DNA cleavage protectors［J］．
Cell Biology and Toxicology，2000，16(2) :91 － 98
［13］Ｒice － Evans C A，Miller N J． Antioxidant activities of fla-
vonoids as bioactive components of food［J］． Biochemical
Society Transactions，1996，24(3) :790 － 795
［14］Liu Benguo，Zhu Yongyi． Extraction of flavonoids from fla-
vonoid － rich parts in tartary buckwheat and identification of
the main flavonoids ［J］． Journal of Food Engineering，
2007，78(2) :584 － 587
［15］Liu Ｒongrong，Xu Shaohua，Li Jialin，et al． Expression
profile of a PAL gene from Astragalus membranaceus var．
mongholicus and its crucial role in flux into flavonoid bio-
synthesis［J］． Plant Cell Ｒeports，2006，25(7) :705 －
710
［16］Mensor L L，Menezes F S，Leito G G，et al． Screening of
brazilian plant extracts for antioxidant activity by the use of
DPPH free radical method ［J］． Phytotherapy Ｒesearch，
2001，15(2) :127 － 130
［17］Xi Zhongxin，Chen Wansheng，Wu Zhijun，et al． Anticom-
plementary activity of flavonoids from Gnaphalium affine D．
Don［J］． Food Chemistry，2012，130(1) :165 － 170
［18］徐宝才，肖刚，丁宵霖，等． 液质联用分析测定苦荞黄酮
［J］． 食品科学，2003，24(6) :113 － 117
［19］杨宏志，李静． 亚麻木酚素的抗氧化性能［J］． 食品科
学，2011，32(3) :27 － 29
［20］Ducrey B，Wolfender J L，Marston A，et al． Analysis of
flavonol glycosides of thirteen Epilobium species (onagrace-
ae)by LC － UV and thermospray LC － MS ［J］． Phyto-
chemistry，1995，38(1) :129 － 137
［21］Mullen W，Yokota T，Lean M E J，et al． Analysis of ellagi-
tannins and conjugates of ellagic acid and quercetin in rasp-
berry fruits by LC － MS ［J］． Phytochemistry，2003，64
(2) :617 － 624
［22］Ｒyan D，Ｒobards K，Lavee S． Determination of phenolic
compounds in olives by reversed － phase chromatography
and mass spectrometry［J］． Journal of Chromatography A，
1999，832:87 － 96
［23］Papp I，Apati P，Andrasek V，et al． LC － MS analysis of
antioxidant plant phenoloids［J］． Chromatographia，2004，
60:93 － 100
［24］柳艳，李磊，刘王莹，等． 丹酚酸抗氧化活性及其对
DNA损伤保护作用［J］． 中国公共卫生，2007，23(4) :
448 － 449
［25］张艳淑，阎立成，姚林． 茶多酚对 DNA损伤保护作用的
机制［J］． 华北煤炭医学院学报，2005，7(3) :320 －321．
Ｒesearch on DNA Damage Protection and Identification of
Active Components from Tartary Buckwheat Hulls
Yang Xu Lü Yuanping
(Department of Food Engineering，Sichuan University，Chengdu 610065)
Abstract Tartary buckwheat is an important food source． In order to utilize tartary buckwheat effectively，we
used a method for isolating and purifying antioxidants with strongest activity by a guided strategy with DPPH free radi-
cal． The purified active component of Tartary buckwheat hulls was obtained by polar － solvent extraction and column
chromatography and was identified by ultraviolet － visible spectrometry (UV)and high － performance liquid chroma-
tography with electrospray ionisation mass spectrometry (HPLC － ESI /MS)． The results indicated that the main compo-
nent was quercetin，including micro quercetin － 3 － rhamnoside and kaempferol． Agarose gel electrophoresis revealed
the potential of the purified active component of Tartary buckwheat hulls as an in vitro protectant against DNA damage，
and its does － dependent damage protection was observed at all tested concentrations． At 5 ～15 mg /mL，hydroxyl radi-
cal inhibition was (68． 46 ±0． 52)% to (90． 32 ±0． 37)% and the H2O2 scavenging activity was (72． 19 ±0． 42)% to
(96． 82 ±0． 34)% in quantitative research． Therefore，our work about antioxidant and DNA damage protection of Tarta-
ry buckwheat hulls provides a theoretical basis for application of tartary buckwheat hulls in food and medicine field．
Key words tartary buckwheat，DPPH radical，HPLC － ESI /MS，antioxidant，DNA damage
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