全 文 ：                                                                                                                                                                                           
不同胁迫温度下坛紫菜中脂肪酸和挥发性物质分析

宋悦，陈娟娟*，骆其君，杨锐，陈海敏，严小军
(宁波大学海洋学院，浙江，宁波，315211)
摘 要：为了解高温胁迫下坛紫菜脂肪酸变化规律，采用气相-质谱联用技术（gas chromatography-mass
spectrometry，GC-MS）对不同胁迫温度下的坛紫菜脂肪酸和挥发性物质进行分析研究。结果显示，以 20 ℃
为对照温度，25 ℃，28 ℃和 35 ℃三个温度胁迫后，坛紫菜中共鉴定出 13 种总脂肪酸、14 种游离脂肪酸
和 32 种挥发性物质。当胁迫温度升高至 28 ℃时，饱和脂肪酸和挥发性物质含量随胁迫温度升高而升高，
而不饱和脂肪酸和游离脂肪酸含量则随胁迫温度升高而降低；当胁迫温度升高至 35 ℃时，总脂肪酸、游
离脂肪酸和挥发性物质含量均随胁迫温度升高而降低。了解高温胁迫下总脂肪酸、游离脂肪酸和挥发性物
质之间的转化，有助于了解坛紫菜抗高温胁迫机理和坛紫菜的健康栽培。
关键词：坛紫菜；高温胁迫；脂肪酸；挥发性物质；气相色谱-质谱法(GC-MS)

Fatty Acids and Volatile Organic Compounds Analysis of Pyropia haitanensis under Different
Temperature Heat Shock

SONG-Yue, CHEN-Juanjuan*, LUO-Qijun, YANG-Rui, CHEN –Haimin, Yan-Xiaojun
（School of marine sciences, Ningbo University, Zhejiang，Ningbo, 315211, China）
Abstract: To understand the changes of fatty acids of Pyropia haitanensis under heat shock stress, fatty acids (FAs)
and volatile organic compounds (VOCs) of P. haitanensis under different temperature heat shock were analyzed by
gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS). The results showed that, using 20 ℃ as control temperature,
after, 25 ℃, 28 ℃ and 35 ℃ four temperature heat shock stress, total 13 total fatty acids (TFAs), 14 free fatty
acids (FFAs) and 32 VOCs were identified. When the heat shock temperature rises to 28 ℃, the content of
saturated fatty acids (SFAs) and VOCs were increased with increasing heat shock temperature, and the content of
unsaturated fatty acids (UFAs) and FFAs is decreased with increasing heat shock temperature. But when the heat
shock temperature rises to 35 ℃, the content of TFAs, FFAs and VOCs were decreased with increasing heat shock
temperature. Understanding the converting of TFAs, FFAs and VOCs under heat shock stress, is helpful to
understand the mechanism of heat resistance of P. haitanensis and its cultivation.
Key words: Pyropia haitanensis; Heat shock; Fatty acid; Volatile organic compounds; Gas chromatography-mass
spectrometry
1 
中图分类号：TS252.53      文献标志码：A      文章编号：坛紫菜（Pyropia haitanensis）是我国重要的
经济海藻，其年产量约占紫菜年总产量的 75%[1]，由
于生长于环境复杂的潮间带，其生长常受到一些因素的影响，如温度、光照、营养盐和水流等，其中
                                                              
1收稿日期：
基金项目： 浙江省自然科学基金（LY17D060002）；国家星火计划项目（2015GA701027）；浙江省科技
厅公益项目（分析测试）（2016C37090）；宁波大学王宽诚幸福基金资助
作者简介：宋悦（1993-），女，研究生，研究方向为分析化学。E-mail: 306574925@qq.com
*通讯作者：陈娟娟（1981-），女，副教授，博士，研究方向为分析化学，E-mail：chenjuanjuan@nbu.edu.cn 
2016-11-28
1
网络出版时间：2016-12-01 13:27:42
网络出版地址：http://www.cnki.net/kcms/detail/11.2206.TS.20161201.1327.126.html
 
温度是最主要的影响因素[2-3]。近几年，在浙闽海区, 每年 10-11 月期间会出现高温回暖天气, 俗称“小
阳春”, 此时养殖坛紫菜经常会出现大量烂菜现象, 造成巨大损失，因此亟需筛选具有耐高温品系，了
解坛紫菜抗高温胁迫机制，是指导紫菜栽培生产及减灾防病的当务之急。细胞膜系统，作为藻类对高
温胁迫的最初敏感器，在胁迫环境下不断地调整脂质代谢以维持细胞膜的流动性、完整性和功能性，
从而得以存活与生长[4-6]。高温胁迫下，细胞膜受到损伤，活性氧的大量释放打破脂肪酸与膜脂之间
的平衡，脂肪酸链被不同程度的氧化，不饱和度、双键位置及长度的变化都在不同程度地影响着细胞
膜的功能和生物体的抗热性[7-10]。低温条件下的有机体倾向于产生更多的不饱和脂肪酸 [11-12]，受到高
温胁迫后的有机体膜脂饱和脂肪酸含量增多，有助于增加细胞膜脂的变相温度，通过提高细胞膜系统
的稳定性来提高耐热能力[13]。
某些挥发性物质被称为挥发性氧化脂质，当藻类受到胁迫时，脂酶促进游离不饱和脂肪酸的释放，
进一步在脂氧合酶的作用下转化得到，可以在藻类与环境、藻类与藻类之间进行信号传递，在保护藻
类防御各种胁迫中有重要作用 [14-16]。因此，研究高温胁迫下坛紫菜的脂肪酸和挥发性物质的变化，对
于了解坛紫菜的抗高温胁迫机理，以及坛紫菜的健康养殖具有重要意义。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂
脂肪酸 C 19：0 、正己烷、乙腈、五氟苄基溴(PFBBr) 、N,N-二异丙基乙胺、丁羟甲苯(BHT)(色
谱纯，美国 Sigma-Aldrich 公司)；甲醇、香草醛、碳酸钾、乙酸乙酯、乙酰氯（分析纯，国药集团
化学试剂有限公司）。甲酰氯：100ml 甲醇中加入 10ml 乙酰氯。
1.2 仪器与设备
QP 2010 气相色谱-质谱分析仪，配置 AOC-20 自动进样器(日本 SHIMADZU 公司)，30 m×0.25
mm×0.25 μm SPB-50、60 m×0.32 mm×0.18 μm vocol 色谱柱、固相微萃取(SPME)系统和 75μm
DVB/CAR/PDMS 萃取头(美国 SUPELCO 公司)，冷冻干燥机(美国 LABCONCO 公司)。
1.3 样品前处理
2015 年 11 月 2 日在宁波象山采集的浙东 1 号坛紫菜保存于-20 ℃冰箱。 挑选健康坛紫菜， 紫
菜长度大约在 15-20 mm 之间，紫菜宽度在 3-4 mm 之间。于 0.7 %的 KI 海水中消毒 10 min 后清洗 2-3
次，灭菌海水中复苏 24 h，培养温度为 19±1 ºC，光强为 2500-3000 Lux，光暗比为 L: D=12 h：12 h。
复苏完成后取出分置于水温为 20℃、25 ℃、28 ℃、35 ℃的培养箱内热激 1 h，热激完成的坛紫菜
取出后加液氮于-80 ℃冰箱保存，冷冻干燥后液氮研磨成粉。
1.4 总脂肪酸分析
1.4.1 总脂肪酸提取
准确称取干藻粉 50 mg 置于 4 mL 样品瓶内，加入 1 mL 正己烷、1.5 mL 甲酰氯和 15 μg 内标物
C 19：0。震荡 1 min，70 ℃水浴提取 2 h，冷却 30 min 至室温，加 2.5 mL 6 % K2CO3和 1 mL 正己烷。
震荡 30 s，3500 rpm 离心 5 min，上清液蒸干。按照上述前处理操作步骤，平行三次，获得三个平行
重复，且分别用 1 mL 正己烷复溶、离心和过膜，上机待测。每个平行样品采用 GC-MS 分析方法重
复进样 2 针。
1.4.2 总脂肪酸 GC-MS 分析
GC 条件：进样口温度 250 ℃，载气为 99.999 %高纯氦，柱流速 0.81 cm3 /min，柱前压 73.0 kPa，
柱起始温度 150 ℃，保持 3.5 min，以 20 ℃/min 升至 200 ℃，保持 5 min，再以 5 ℃/min 升至 280 ℃，
保持 20 min。分流进样，分流比为 50∶1。
MS 条件：EI 源，离子源温度 200 ℃，接口温度 250 ℃，选取全程离子碎片扫描(SCAN)模式，
质量扫描范围 50~650 m/z，溶剂延迟 3 min。
2016-11-28
2
 
1.5 游离脂肪酸分析2
1.5.1 游离脂肪酸提取
准确称取干藻粉 200 mg 于 50 mL 离心管中，加入 6 mL 乙酸乙酯（50 mg/L BHT)，震荡 2 min，
超声 5 min，于 4 ℃摇 1 h，10000r/min 离心 15 min，上清液转至另一 50 mL 离心管中。固体残渣加
入 4 mL 乙酸乙酯，振荡 2 min，超声 5 min，10000 r/min 离心 15 min，合并上清液于 50 mL 离心管中，
加 5 mL 冰水，10000 r/min 离心 15 min。取乙酸乙酯相于 4 mL 样品瓶中，旋转蒸干。
4 mL 样品瓶中加 15 μL 五氟苄基溴(PFBBr)、30 μL N-乙基二异丙胺、150 μL 乙腈和 20 μg C 19：
0，35℃水浴 30 min，N2吹干。用 0.5 mL 正己烷复溶、离心和过膜，GC-MS 平行分析 3 次。
1.5.2 游离脂肪酸 GC-MS 分析
GC 条件：进样口温度 250 ℃，载气为 99.999 %高纯氦，柱流速 0.62 cm3/min，柱前压 51.6 kPa，
柱起始温度 150 ℃，保持 3.5 min，以 20 ℃/min 升至 200 ℃，保持 5 min，再以 5 ℃/min 升至 280 ℃，
保持 18 min，不分流进样。
MS 条件：NCI 源，离子源温度 200 ℃，接口温度 250 ℃，选取 SCAN 模式，质量扫描范围 50~750
m/z，溶剂延迟 3 min
1.6 挥发性物质分析
1.6.1 分析样品预处理
称取样品 0.3 g（鲜重），液氮研磨成粉，加入 15 mL SPME 顶空瓶中，再加入 2mL buffer A(50
mmol/L Tris 与 20 mmol/L NaCl，加 HCl 调 pH 至 8.0)和内标香草醛 0.6 mg，萃取头 GC 进样口老化
30 min，40 ℃条件下顶空瓶中萃取 50 min，室温下萃取 20 min，取出萃取头立即插入 210 ℃进样口，
脱吸附 5 min，GC-MS 平行分析 3 次。
1.6.2 挥发性物质 GC-MS 分析
GC 条件：进样口温度 210 ℃，载气为 99.999 %的高纯氦，柱流速 1.99 cm3/min，柱前压 128.3 kPa，
柱起始温度 35 ℃，保持 3 min，以 3 ℃/min 升至 40 ℃，保持 1 min，再以 5 ℃/min 升至 210 ℃，
维持 25 min，不分流进样。
MS 条件: EI 源分析，离子源温度 200 ℃，接口温度 300 ℃，选取 SCAN 模式，质量扫描范围
40~1000 m/z，溶剂延迟 3 min。

2 结果与分析

2.1 脂肪酸和挥发性物质的定性定量方法建立
总脂肪酸、游离脂肪酸和挥发性物质通过气相色谱-质谱联用技术进行定性定量分析，它们的总
离子流图如图 1 所示。以 C19 :0 脂肪酸作为内标物, 结合各个总脂肪酸的保留时间，并将其与 C19 :0 脂
肪酸的保留时间进行比较分析, 得到的相对保留时间即为定性依据之一。此外，从它们的总离子流图
中获得各个保留时间下色谱峰的质谱图，并从各组分分子离子峰, 确定各组分的分子量, 再根据各组
分的离子碎片质量谱图, 通过 NIST 库中的脂肪酸标准谱图比较分析作为另一个定性依据。游离脂肪
酸通过 PFBBr 衍生化法进行分析，是将游离脂肪酸与 PFBBr 进行酯化反应生成脂肪酸五氟苯甲酯
[FA-PFBME]，五氟苯甲酯失去五氟苯甲基得到[M-PFB]-离子，它们为游离脂肪酸在 NCI 源质谱图中
丰度最高的离子，用于推测分子量进行定性分析。由于总脂肪酸和游离脂肪酸的种类较多，因此采用
的是相对定量分析方法，即通过加入 C 19:0脂肪酸标准物质作为定量内标,根据不同浓度的 C 19:0的峰面
积绘制一条标准曲线，并利用该标准曲线和各组分的峰面积，由此计算出各组分在样品中的相对含量。
挥发性物质的定性分析与脂肪酸的类似，而其相对定量则依据内标香草醛来分析挥发性物质在样
品中的含量。
                                                              

2016-11-28
3
 



图1 坛紫菜中各组分的总离子流图（a，总脂肪酸； b，游离脂肪酸； c，挥发性物质；）
Fig.1 Total current ionization chromatograms of P. haitanensis (a，total fatty acids； b，free fatty acids； c，VOCs)；

2.2 不同温度胁迫下坛紫菜总脂肪酸变化
28℃为自然界坛紫菜能承受的最高温度，而选择 35℃目的是为了短期内，使坛紫菜代谢物可瞬间改变，
以便更好的了解热激应答的代谢过程。选取 20 ℃作为对照温度，25 ℃，28 ℃和 35 ℃三个温度作为胁迫
温度，在高温胁迫下，坛紫菜膜脂与脂肪酸之间的平衡被打破，脂肪酸的种类和含量发生有目的的改
变，来参与胁迫防御。如图 2 所示，对不同温度胁迫下的坛紫菜进行总脂肪酸分析，共检测到 13 种
脂肪酸，包括：C 14：0、C 16：0、C 16：1(n-7)、C 16：1(n-9)、C 18：0、C 18：1(n-9)、C 18：1（n-11）、C 18：2、C 20：1、C 20：
2、C 20：4、C 20：5和 C 22：1。其中，C 16：0、C 20：4和 C 20：5含量最高，在每克坛紫菜中分别为 11.95 μmol、
7.88 μmol 和 14.27 μmol，占了脂肪酸总含量的 80.33%~83.95 %。
不同温度胁迫下，每种脂肪酸的变化不尽相同，因此对其进行分类分析。如图 2n 和图 2o，当胁
迫温度升至 28 ℃时，饱和脂肪酸含量逐渐升高，当升至 35 ℃时又出现明显下降，而不饱和脂肪酸
含量则随着胁迫温度的升高不断下降。坛紫菜在高温胁迫下会通过提高饱和脂肪酸的含量，增加细胞
膜脂的变相温度,提高细胞膜系统的稳定性来提高耐热能力，所以当胁迫温度升至 28 ℃时，饱和脂肪
酸含量升高。同时，坛紫菜在高温胁迫下释放大量活性氧，氧化膜脂并产生大量短链挥发性物质[7,17]。
因此膜脂的不饱和脂肪酸链被大量存在的活性氧氧化，生成具有防御作用的氧化脂质，导致不饱和脂
肪酸含量的下降。但当刺激条件达到 35 ℃下胁迫 1h 时，超出坛紫菜所能承受的最高温度，细胞膜系
统受到严重损伤，光合作用产生的能量不足以支撑自身的生长，脂肪酸被氧化代谢，而未得到及时补
a 
b 
c 
2016-11-28
4
 
充，因此饱和脂肪酸和不饱和脂肪酸含量均出现明显下降。



图2 坛紫菜在不同胁迫温度下的总脂肪酸变化（每克坛紫菜中的脂肪酸含量，μmol /g）（a，C 14：0； b，C 16：0； c，C 16：1(n-7)；
d，C16：1(n-9)； e，C 18：0； f，C18：1 (n-9)； g，C 18：1(n-11)； h，C 18：2； i，C 20：1； j，C 20：2； k，C 20：4； l，C 20：5； m，C 22：
1； n，TSFA； o，TUFA）；* P<0.05；** P<0.01
Fig.2 The changes of total fatty acids of P. haitanensis under different high temperature stress for 1h； * P<0.05；** P<0.01

2.3 不同温度胁迫下坛紫菜游离脂肪酸变化
2016-11-28
5
 
不同温度胁迫下坛紫菜总脂肪酸分析发现，膜脂可能释放脂肪酸参与胁迫防御，因此对应条件的
游离脂肪酸分析必不可少。如图 3 所示，对不同温度胁迫下坛紫菜游离脂肪酸进行分析，共检测到
14 种游离脂肪酸，分别是：C 13：0、C 14：0、C 15：0、C 16：0、C 16：1、C 18：0、C 18：1(含两种异构体)、C 18：
2、C 20：1、C 20：3、C 20：4、C 20：5和 C 22：1。其中 C 16：0、C 20：4 和 C 20：5 含量最高，在每克坛紫菜中分别
为 0.45 μmol， 0.46 μmol 和 0.89 μmol，占游离脂肪酸总含量的 58.50%~70.20 %。
不同温度胁迫下每种游离脂肪酸的变化不尽相同，因此对其进行分类分析。当高温胁迫温度升至
25 ℃时，游离饱和脂肪酸的总含量几乎无变化，而当温度继续升高时它的含量出现下降。上文中对
总脂肪酸的分析中，饱和脂肪酸的总含量随着高温胁迫温度的升高而升高，因此可能是游离饱和脂肪
酸用于合成膜脂提高坛紫菜的耐热能力，因而出现其含量的下降。对于游离不饱和脂肪酸，C 16：1、C
18：1、C 18：2、C 20：1、C 20：3、C 20：4、C 20：5、C 22：1 和游离不饱和脂肪酸总量均随着胁迫温度的升高而
降低。当植物受到生物或非生物类胁迫时，防御性基因被激活表达相应的酶或蛋白，多不饱和脂肪酸
在酶或者化学氧化作用下生成氢过氧化物，再被降解成氧化脂质参与胁迫防御[18,19]。因此，不饱和脂
肪酸含量的降低可能是由于被氧化代谢成氧化脂质，于是本实验对挥发性物质的变化情况进行进一步
分析研究。
2.4 不同温度胁迫下坛紫菜挥发性物质变化
挥发性物质是海藻的高效防御机制，其含量的变化是植物与环境复杂相互作用的结果，在防御胁
迫中至关重要。因此本文对不同胁迫温度下坛紫菜挥发性物质进行分析。如表 1，共鉴定出 32 种挥
发性物质，包括 16 种醛、4 种酮、4 种醇、3 种酯、3 种烷烃和 2 种烯烃。其中，C8 醇、醛、酮为主
要成分，如 1-辛烯-3-酮、（E）-2-辛烯醛、3-乙烯环己醇、1-辛烯-3-醇、（E）-2-辛烯醇、1，5-辛二烯
-3-醇、1，5-辛二烯-3-酮和辛醛，占总量的比例最高达 74 %。C8 挥发性物质主要来源于 C20 多不饱
和脂肪酸[20,21]，如 1-辛基-3-醇来源于 C 20：4， 1，5-辛二烯-3-醇 和 1，3，5-辛三烯来源于 C 20：5 [22]。
在胁迫过程中，C8挥发性物质具有引起氧化损伤、抑制生长和激活防御基因等作用[23,24]。如图4所示，
当胁迫温度升至28 ℃时，所有的C8挥发性物质含量都随着热激温度的升高而升高，但当高温胁迫温
度升高至35 ℃时，所有的挥发性物质含量都下降，有些甚至低于对照组的含量。当胁迫温度升至28 ℃
时，C 8挥发性物质含量逐渐升高，而游离脂肪酸C 20：3、C 20：4和C 20：5含量逐渐降低，说明随着热激
温度升高，坛紫菜感受更强的热激胁迫，产生更多的保护性物质参与抗胁迫过程，来减轻藻体自身损
害。但当高温胁迫温度升至35 ℃时，C8挥发性物质和游离脂肪酸 C 20：3、C 20：4和C 20：5含量均降低。
在胁迫条件下，挥发性物质可以在羟基自由基的作用下转化为其他物质。同时，藻体可以利用挥发性
物质来获得碳源，并避免这种高代价防御带来的损害[25]。而总脂肪酸的分析也发现当高温胁迫温度达
到35 ℃时，饱和脂肪酸和不饱和脂肪酸均下降，说明藻体受到严重损害，需要大量物质来维持生长。
因此，在35 ℃下，饱和脂肪酸、游离脂肪酸 C 20：3、C 20：4和C 20：5和C8挥发性物质含量的下降可能是
由于过度的热激防御使藻体遭受较大的损害而不得不重新利用挥发性物质来维持自身的生存与生长，
也可能是由于35 ℃下热激1 h时，藻体已经处于适应阶段，但1 h之前的胁迫阶段损失过大，于是藻体
重新利用挥发性物质来维持自身的生长。

2016-11-28
6
 
图 3 坛紫菜在不同温度下高温胁迫1h游离脂肪酸变化（每克坛紫菜中的脂肪酸含量，μmol /g）（a，C 13：0； b，C 14：0； c，C 15：
0； d，C 16：0； e，C 16：1； f，C18：0； g，C 18：1； h，C 18:1； i，C 18：2； j，C 20：1； k，C 20：3； l，C 20：4； m，C 20：5； n，
C 22：1； o，TSFFA； p，TUFFA）；* P<0.05；** P<0.01
Fig. 3 The changes of free fatty acids of P. haitanensis after different temperature heat shock for 1 h；* P<0.05；** P<0.01

表1 坛紫菜在不同温度下高温胁迫1h挥发性物质变化（每克坛紫菜中的含量）
Table. 1 The changes of VOCs of P. haitanensis after different temperature heat shock for 1 h
2016-11-28
7
 
保留时间

元素组成

挥发性物质

20℃含量/
（μmol/g）
25 ℃ 含 量 /
（μmol/g）
28℃含量/
（μmol/g）
35 ℃ 含 量 /
（μmol/g）
15.08 C5H8O 1-戊烯-3-酮 1-penten-3-one 1.51±0.05 3.36±1.19 3.04±0.15 0.77±0.12**
16.25 C5H10O2
丁酸甲酯 butanoic acid, methyl
ester
0.15±0.07 0.18±0.09 0.32±0.21 0.44±0.02
18.61 C5H8O (E)-2-戊烯醛 (E)-2-pentenal 0.92±0.02 1.90±0.76 1.73±0.21 2.19±0.44
20.03 C5H6O 2,4-戊二烯醛 2,4-pentadienal 1.50±0.18 1.83±0.53 1.64±0.30 3.44±0.59
22.62 C8H12 (3E,5Z)-1,3,5-辛三烯
(3E, 5Z)-octa-1,3,5-triene
1.63±0.05 3.23±1.79 1.72±0.44 2.49±0.65
22.75 C6H10O (E)-2-己烯醛 (E)-2-hexenal 0.17±0.03 0.31±0.10 0.26±0.01 0.55±0.14*
24.44 C7H12O (Z)-4-庚烯醛 (Z)-4-heptenal 0.94±0.06 10.66±9.00 10.56±6.75 1.59±0.01
24.76 C7H14O2
己酸甲酯 hexanoic acid, methyl
ester
0.38±0.04 0.49±0.26 0.17±0.06 0.79±0.13**
26.69 C8H16O 1-辛烯-3-醇 1-octen-3-ol 7.53±0.33 12.17±2.37* 14.99±4.53 10.25±2.14
26.98 C8H14O
1,5-辛二烯-3-醇
1,5-octadien-3-ol
3.47±0.03 6.33±1.92 6.38±1.14 3.77±0.77*
27.25 C8H14O 1-辛烯-3-酮 1-octen-3-one 25.44±2.22 36.99±11.92 36.72±9.67 16.63±3.25*
27.75 C8H12O
1,5-辛二烯-3-酮
1,5-octadien-3-one
2.00±0.18 3.49±1.23 3.15±0.03 1.63±0.54**
28.03 C8H16O 辛醛 octanal 0.47±0.19 0.67±0.12 1.04±0.43 0.79±0.18
28.11 C7H12O2 (E)-甲酸-3-己烯酯
(E)-3-hexen-1-ol, formate
0.26±0.14 0.29±0.14 0.23±0.10 0.24±0.21
28.32 C7H6O 苯甲醛 benzaldehyde 0.06±0.01 0.12±0.02* 0.17±0.05 0.14±0.03
28.63 C7H10O
(E,E)-2,4-二庚烯醛 (E,
E)-2,4-heptadienal
0.86±0.05 1.85±0.51* 2.04±0.37 1.25±0.31*
29.21 C7H10O 2-丙基，呋喃 furan, 2-propyl 0.30±0.01 0.64±0.14* 0.91±0.14 0.38±0.05**
29.97 C8H16 1-乙基-1-甲基，环戊烷
cyclopentate, 1-ethyl-1-methyl
1.64±0.11 2.90±0.28** 3.29±1.02 2.21±0.43
30.23 C8H16O (E)-2-辛烯醇 (E)-2-octen-1-ol 6.83±0.05 9.23±1.87 13.81±2.63 6.55±1.20*
30.42 C8H14O
(E)-2-辛烯醛 (E)-2-octenal
8.74±0.46 14.26±3.34*
22.12±2.95
*
11.82±2.52**
30.71 C8H14O
3-乙烯环己醇
3-vinylcyclohexanol
9.05±0.75 17.01±5.17 20.76±2.10 10.07±2.30**
31.55 C9H18O 壬醛 nonanal 0.57±0.08 1.19±0.23** 1.37±0.49 2.18±0.60
31.85 C9H14O
(Z,Z)-3,6-壬二烯醛
(Z,Z)-3,6-nonadienal
0.49±0.60 1.84±0.56* 1.77±0.25 1.70±0.57
33.53 C9H14O
(E,E)-2,6-壬二烯醛
(E,E)-2,6-nonadienal
0.09±0.01 0.21±0.06* 0.22±0.04 0.08±0.03**
33.75 C9H16O (E)-2-壬烯醛 (E)-2-nonenal 2.06±0.06 3.40±0.67* 5.64±0.85* 2.96±0.52**
33.95 C9H14O
(E,Z)-2,6-壬二烯醛
(E,Z)-2,6-nonadienal
4.31±0.53 8.72±2.74 10.02±1.56 5.55±1.25**
38.24 C10H16O
(E,Z)-2,4-癸二烯醛
(E,Z)-2,4-decadienal
1.37±0.23 2.71±0.54* 2.97±1.01 1.53±0.30
41.75 C15H32 十五烷 pentadecane 0.06±0.03 0.09±0.03 0.10±0.01 0.39±0.19
2016-11-28
8
 
42.81 C13H22O α-紫罗兰酮 α-lonone 0.30±0.02 0.61±0.22 1.28±0.93 0.47±0.13
44.10 C12H24O 十二醛 dodecanal 0.47±0.08 1.36±0.21** 1.59±0.83 1.25±0.37
50.11 C17H34 8-十七烯 heptadec-8-ene 2.94±0.77 5.81±0.83** 8.43±0.72* 37.42±15.52*
54.53 C14H28O 十四醛 tetradecanal 0.82±0.19 3.02±0.27** 4.75±2.06 4.52±0.97
* P<0.05；** P<0.01


图 4 坛紫菜在不同温度高温胁迫下挥发性物质的变化（每克坛紫菜中的挥发性物质含量，μmol /g）；* P<0.05；** P<0.01
Fig. 4 The changes of VOCs of P. haitanensis after different temperature heat shock for 1 h (μmol/g). * P<0.05；** P<0.01

3 结 论
本实验通过实验室模拟高温胁迫模式下，利用 GC-MS 对 20 ℃，25 ℃，28 ℃和 35 ℃刺激下的坛
紫菜中脂肪酸和挥发性物质进行定性定量研究，共鉴定出 13 种总脂肪酸，14 种游离脂肪酸以及 32
种挥发性物质（16 种醛、4 种酮、4 种醇、3 种酯、3 种烷烃和 2 种烯烃）。结果显示，当胁迫温度升
高至 28 ℃时，饱和脂肪酸和挥发性物质含量随胁迫温度升高而升高，而不饱和脂肪酸和游离脂肪酸
含量则随胁迫温度升高而降低；当胁迫温度升高至 35 ℃时，总脂肪酸、游离脂肪酸和挥发性物质含
量均随胁迫温度升高而降低。由此说明高温胁迫下坛紫菜中的总脂肪酸、游离脂肪酸和挥发性物质通
过量的改变进行互相调节，来对抗高温逆境引起的损伤，使藻体在逆境环境下得以生存和生长。此研
究有助于进一步了解坛紫菜抗高温胁迫机理、减轻高温引起的藻类栽培损失。

参考文献:
[1] 吴宏肖, 严兴洪, 宋武林, 等. 坛紫菜与 Pyropia radi 种间杂家重组优良品系的选育与特性分析[J], 水产学报, 2014, 38(8):
1079-1088. DOI: 10.3724/SP. J. 1231.2014.49295.
[2] YE Y, ZHANG L, YANG R, et al. Metabolic phenotypes associated with high-temperature tolerance of Porphyra haitanensis strains
[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2013, 61(35): 8356-8363. DOI: 10.1021/jf402749a.
[3] DAVISON I R, PEARSON G A. Stress tolerance in intertidal seaweeds [J]. Journal of Phycology, 1996, 32(2): 197-211.
DOI: 10.1111/j.0022-3646.1996.00197.x.
[4] AYYASH M, ALGAHMI A, GILLESPIE J, et al. Characterization of a lysophospholipid acyltransferase involved in membrane
remodeling in Candida albicans [J]. Biochimica Et Biophysica Acta, 2014, 1841(4): 505-513. DOI:10.1016/j.bbalip.2013.12.015
[5] BOROWITZKA M A, MOHEIMANI N R. Algae for Biofuels and Energy [M], Dordrecht, Springer, 2013, pp 17-36. DOI:
10.1007/978-94-007-5479-9_2.
2016-11-28
9
 
[6] THOMPSON G A. Lipids and membrane function in green algae [J]. Biochimica Et Biophysica Acta, 1996, 1302(1): 17-45. DOI:
10.1016/0005-2760(96)00045-8
[7] YANG R, LIU W, ZHANG X L, et al. Sequences of Mn-sod gene from Pyropia haitanensis (Bangiales, Rhodophyta) and its
expression under heat shock[J]. Botanica Marina, 2013, 56(3): 249-259. DOI: 10.1515/bot-2012-0178.
[8] VIDOUDEZ C, POHNERT G. Comparative metabolomics of the diatom Skeletonema marinoi in different growth phases [J].
Metabolomics, 2011, 8(4): 1-16. DOI:10.1007/s11306-011-0356-6.
[9] STILLWELL W, WASSALL S R. Docosahexaenoic acid: membrane properties of a unique fatty acid [J]. Chemistry &Physics of
Lipids, 2003, 126(1): 1-27.
[10] XIA L, SONG S, HU C. High temperature enhances lipid accumulation in nitrogen-deprived Scenedesmus obtusus XJ-15[J]. Journal
of Applied Phycology, 2016, 28(2):831-837. DOI: 10.1007/s10811-015-0636-z.
[11] KARABUDAK T, BOR M, ÖZDEMIR F, et al. Glycine betaine protects tomato (Solanum lycopersicum) plants at low temperature
by inducing fatty acid desaturase7 and lipoxygenase gene expression[J]. Molecular Biology Reports, 2014, 41(3): 1401-1410. DOI:
10.1007/s11033-013-2984-6.
[12] VAYDA M E, YUAN M L. The heat shock response of an antarctic alga is evident at 5°C [J].Plant Molecular Biology, 1994, 24(1):
229-233. DOI: 10.1007/BF00040590.
[13] SCHRODA M, VALLON O, WOLLMAN F A, et al. A chloroplast-targeted heat shock protein 70 (HSP70) contributes to the
photoprotection and repair of photosystem II during and after photoinhibition [J]. Plant Cell, 1999, 11(6): 1165-1178.
[14] NIINEMETS Ü, MONSON R K. Biology, Controls and Models of Tree Volatile Organic Compound Emissions [M]. Netherlands,
Springer, 2013, pp: 153-159.
[15] HOLOPAINEN J K. Multiple functions of inducible plant volatiles [J]. Trends in Plant Science, 2004, 9(11): 529-533. DOI:
10.1016/j.tplants.2004.09.006.
[16] LAOTHAWORNKITKUL J, TAYLOR J E, PAUL N D, et al. Biogenic volatile organic compounds in the Earth system [J]. New
Phytologist, 2009, 183(1): 27-51. DOI: 10.1111/j.1469-8137.2009.02859.x.
[17] WANG X J, CHEN H M, CHEN J J, et al. Response of Pyropia haitanensis to agaro-oligosaccharides evidenced mainly by the
activation of the eicosanoid pathway[J]. Journal of Applied Phycology, 2013, 25(6): 1895-1902. DOI: 10.1007/s10811-013-0009-4
[18] BLÉE E. Phytooxylipins and plant defense reactions [J]. Progress in Lipid Research, 1998, 37(37): 33-72. DOI:
10.1016/S0163-7827(98)00004-6.
[19] SAVCHENKO T, PEARSE I S, IGNATIA L, et al. Insect herbivores selectively suppress the HPL branch of the oxylipin pathway in
host plants [J]. Plant Journal, 2013, 73(4): 653-662. DOI: 10.1111/tpj.12064.
[20] GERWICK W H. Structure and biosynthesis of marine algal oxylipins [J]. Biochimica Et Biophysica Acta, 1994, 1211(3): 243-255.
DOI: 10.1016/0005-2760(94)90147-3.
[21] POHNERT G, BOLAND W. ChemInform Abstract: The Oxylipin Chemistry of Attraction and Defense in Brown Algae and Diatoms
[J]. Natural Product Reports, 2002, 33(18): 108-122. DOI: 10.1002/chin.200218292.
[22] CROISIER E, REMPT M, POHNERT G. Survey of volatile oxylipins and their biosynthetic precursors in bryophytes[J].
Phytochemistry, 2010, 71(6): 574-580.
[23] RICHARD S, MARA N, BERTEA C M, et al. Truffle Volatiles Inhibit Growth and Induce an Oxidative Burst in Arabidopsis thaliana
[J]. New Phytologist, 2007, 175(3): 417-424. DOI: 10.1111/j.1469-8137.2007.02141.x.
[24] BENDERA M, EKESI S, NDUNG’U M, et al. A major host plant volatile, 1-octen-3-ol, contributes to mating in the legume pod
borer, Maruca vitrata (Fabricius) (Lepidoptera: Crambidae). Science of Nature, 2015, 102(9-10):1-10. DOI: 10.1007/s00114-015-1297-0.
[25] OIKAWA P Y, LERDAU M T. Catabolism of volatile organic compounds influences plant survival [J].Trends in Plant Science, 2013,
18(12): 695-703. DOI:10.1016/j.tplants.2013.08.011.

2016-11-28
10