全 文 ：核 农 学 报 2014，28(6) :1040 ～ 1046
Journal of Nuclear Agricultural Sciences
收稿日期:2014-03-07 接受日期:2013-04-30
基金项目:国家自然科学基金项目 (31071625)
作者简介:张竞竞，女，工程师，主要从事食品加工工程技术研究。E-mail:zjcapdi@ 126． com
通讯作者:姜微波，男，教授，主要从事食品科学与营养工程研究。E-mail:jwb@ cau． edu． cn
文章编号:1000-8551(2014)06-1040-07
绿豆皮水提液对大鼠高温条件下
体内抗氧化能力的影响
张竞竞1，2 曹冬冬2，4 易建勇3 李 赫2 姜微波2
(1中国航空规划建设发展有限公司，北京 100120;2中国农业大学，北京 100083;
3 中国农业科学院农产品加工研究所，北京 100193;4 北京市疾病预防控制中心，北京 100013)
摘 要:为阐明绿豆的体内抗氧化作用，本文以绿豆皮为试验材料，研究了不同浓度的绿豆皮水提液
( mungbean hull extracts，MHE) 对高温条件下大鼠体内抗氧化能力的影响。结果表明，高温处理前或高
温处理后分别灌胃以浓度为 10、20、40 mg·mL －1 MHE的大鼠，其血清 MDA含量、NOS 活性、LDH活性
出现不同程度的降低，血清 T-AOC、GSH含量、SOD活性、CAT活性等出现不同程度的升高;高温处理后
灌胃 MHE对大鼠血清抗氧化能力提高的效果好于高温处理前灌胃。MHE中的活性物从多方面维持了
机体的抗氧化能力，这对阐明绿豆具有清热解毒作用的生化机制提供了理论依据。
关键词:绿豆皮; 抗氧化;大鼠;高温
DOI:10. 11869 / j． issn． 100-8551. 2014. 06． 1040
绿豆(Phaseolus radiatus L．)是我国传统饮食的重
要原料之一，历代中医认为其有清热解毒、泻火明目的
功效，但其具有这种功效的原因尚未明确。从古至今，
人们一直有熬绿豆汤防暑降温的习惯，其不仅清凉解
渴，还可清热解毒。中医认为绿豆及花、叶、种皮、豆芽
和淀粉均可入药，其味甘性寒，可清热解毒、消肿利尿、
名目降压。《开宝本草》记载:“绿豆，甘，寒，无毒。入
心、胃经。主丹毒烦热，风疹，热气奔豚，生研绞汁服，
亦煮食，消肿下气，压热解毒。”
作为淀粉加工副产物的绿豆种皮，其营养价值一
直未得到人们的重视，大多作为废弃物用于生产饲料。
然而，研究发现绿豆的抗氧化性主要来源于绿豆皮中，
其抗氧化成分占到整个绿豆的 87%［1 － 2］，这进一步明
确了绿豆皮的营养价值。绿豆皮中富含黄酮、皂苷、鞣
质等活性成分，这些物质的抗氧化性也被学者广泛关
注［3 － 4］。研究表明，黄酮类物质不但在体外具有抗氧
化作用［5］，进入体内也仍然具有抗氧化活性［6］;此外，
皂苷、鞣质等活性物质也都具有较好的抗氧化活
性［7 － 8］。综上所述，绿豆的清热解毒作用很可能主要
来自绿豆皮中的抗氧化物质，因此，阐明绿豆皮的体内
抗氧化作用，对综合利用绿豆皮，获取优良的天然抗氧
化物质，开发新型抗氧化食品具有重要意义。
随着人们对自由基反应及其对人体所产生的危害
有了越来越深入的认识，现已明确其可与生物体内许
多物质如脂肪酸、蛋白质等作用，夺取他们的氢原子，
造成相关细胞结构与功能发生变化，从而引发心脏病、
癌症等疾病。但是，现今食品中广泛应用的合成抗氧
化剂如 BHT、BHA、TBHQ等由于具有潜在安全风险而
受到人们的排斥［9］。如何清除自由基和抑制脂质过
氧化效应的问题日益受到关注，人们迫切需要寻找天
然、高效、易于获取的抗氧化食品。
总抗氧化能力(T-AOC)是机体抗氧化能力的直接
反映，而 MDA 和 GSH 含量，以及 SOD、GSH-Px、CAT
等抗氧化酶的活性则是机体抗氧化能力的间接反
映［10］。特别是 SOD、CAT、GSH-Px 等在脊椎动物体内
主要保护酶系统，他们在正常情况下可联合发挥作用
清除活性氧自由基，保护机体免受自由基伤害［11］。为
了研究 MHE 对高温条件下机体抗氧化能力的作用，
本文以大鼠为研究对象，用不同浓度的 MHE 处理后，
将灌胃前或灌胃后的大鼠进行高温处理，分析血清中
0401
6 期 绿豆皮水提液对大鼠高温条件下体内抗氧化能力的影响
各项抗氧化相关生理生化指标，探讨 MHE 对机体在
高温逆境条件下抗氧化能力的影响，为阐明绿豆的解
暑功效提供理论支撑。
1 材料与方法
1. 1 原料
当年产绿豆购置于当地超市 SPF 级雄性 Wistar
大鼠 28 只(体重 200 ± 10 g)由解放军军事医学科学院
实验动物中心提供，许可证编号:SCXK(军)2002 －
001。其他试剂均为国产分析纯。
1. 2 方法
1. 2. 1 MHE制备 准确称取绿豆皮粉 0. 4 g置于三角
锥瓶中，加入10 mL蒸馏水，100℃水浴10 min。将水浴
后的溶液用滤纸过滤，定容至 10 mL，即制成 40 mg·
mL －1的 MHE。将定容后的 MHE 在超净工作台中用
0. 22 μm孔径的滤膜过滤除菌，并分别稀释至 20 mg·
mL －1及 10 mg·mL －1，稀释液置于 4℃冰箱贮藏备用。
1. 2. 2 试验动物 将试验大鼠随机分成 8 组，每组 7
只，分别为高温处理前或高温处理后灌胃的对照组、低
剂量组、中剂量组和高剂量组。大鼠分笼饲养，每笼 3
～ 4 只，饲养笼选用塑料制品，并配有不锈钢罩，塑料
吸水瓶和不锈钢吸水管。自由进食进水。试验动物饲
养于中国农业大学食品安全技术中心(SPF 级) ，动物
实验室许可证:SYXK(京)2007 － 2008。饲养温度:20
～ 25℃，湿度 40% ～70%。动物饲料由科澳协力饲料
有限公司提供。将大鼠进行适应性饲养 7 d 后开始试
验，进行试验前 12 h对大鼠禁食，自由进水。
1. 2. 3 试验方案 将上述 8 组大鼠分为两批，一批先
用不同浓度 MHE 灌胃，1 h 后再进行高温处理，处理
后立即取血分析;另一批先进行高温处理，处理后立即
用不同浓度 MHE灌胃，1 h后取血分析。
1. 2. 4 大鼠灌胃 对照组用蒸馏水经口灌胃，低剂量
用浓度为 10 mg·mL －1的 MHE经口灌胃，中剂量用浓
度为 20 mg·mL －1的 MHE经口灌胃，高剂量用浓度为
40 mg·mL －1的 MHE经口灌胃;灌胃量均为 2 mL。
1. 2. 5 高温处理 将大鼠放入游泳池内，进行 30 min
的高温水浴。热水的深度为 30 cm，热水温度为 41℃。
为防止大鼠个体间的相互干扰，保证游泳池中仅有一
只大鼠进行高温热水浴;为保证热水的清洁，热水持续
进行循环。
1. 2. 6 取血及血样处理 将处理后的大鼠取出，用乙
醚麻醉，进行内眦静脉丛取血。将取出的血液进行
37℃水浴 20 min，之后以 3000 r·min －1离心 8 min。
取上清液，测定各项指标。
1. 2. 7 总抗氧化能力(T-AOC)采用试剂盒(南京建
成生物工程研究所)测定［12 － 13］。试剂盒依据比色法
测定被还原的 Fe2 +与菲啉类物质生成的络合物含量，
所计算出的 T-AOC 是对机体内防御体系抗氧化能力
的综合评价。取血液上清液 0. 5 mL，按步骤加入标准
试剂，混匀，37℃反应 30 min，加入显色剂显色，室温静
置 10 min，于 520 nm下测定吸光值，计算 T-AOC值。
1. 2. 8 丙二醛( MDA) 含量 采用硫带巴比妥酸法测
定［14］。取血液上清液 0. 5 mL，加 0. 67%硫代巴比妥
酸 1 ml，混匀后在 100℃水浴 30 min，冷却后 3000 rpm
·min －1离心 10 min。取上清液测定在 450 nm、532
nm和 600 nm处吸光度值，计算 MDA含量。
1. 2. 9 谷胱甘肽 ( GSH) 含量 采用试剂盒(南京建
成生物工程研究所)测定［12 － 13］。取血液上清液 0. 5
mL，按顺序加入标准试剂，于 37℃水浴 30 min，在 412
nm测定吸光值，计算 GSH含量。
1. 2. 10 过氧化氢酶( CAT) 活性 采用试剂盒(南京
建成生物工程研究所)测定［12 － 13］。取血液上清液 0. 5
mL，按顺序加入标准试剂，于 37℃水浴 1 min，在 405
nm测定吸光值，计算 CAT含量。
1. 2. 11 谷胱甘肽过氧化物酶( GSH-Px) 活性 采用
试剂盒(南京建成生物工程研究所)测定［12 － 13］。取血
液上清液 0. 2 mL，按步骤加入反应试剂，37℃水浴反
应 5 min，混匀，3500 r·min －1离心 10 min。加入显色
剂，混匀，室温静置 15 min，于 412nm 下测定吸光值，
计算样品 GSH-Px活性。
1. 2. 12 超氧化物歧化酶( SOD) 活性 采用采用氮蓝
四唑法［14］。取血液上清液 0. 5 mL，按步骤加入试剂，
混匀，37℃水浴 40 min，加入显色剂显色，室温静置 10
min，于 550nm下测定吸光值，计算样品 SOD活性。
1. 2. 13 乳酸脱氢酶( LDH) 活性 采用试剂盒(南京
建成生物工程研究所)测定［12 － 13］。取血液上清液 0. 5
mL，按步骤加入基质缓冲液、辅酶Ⅰ，漩涡混匀，37℃
水浴 15min，加入 2，4 －二硝基苯肼，混匀，37℃水浴 15
min，加入 NaOH溶液室温放置 3 min，440 nm 下测定
吸光值，计算样品 LDH活性。
1. 2. 14 一氧化氮合酶( NOS) 活性 采用试剂盒(南
京建成生物工程研究所)测定［12］。取血液上清液 0. 5
mL，按步骤加入反应试剂，37℃水浴 15 min，加入显色
剂，混匀，530nm下测定吸光值，计算样品 NOS活性。
1. 2. 15 数据处理 应用 SPSS 17. 0 软件对数据进行
方差分析(ANOVA) ，利用邓肯氏多重比较对差异显著
性进行分析。
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核 农 学 报 28 卷
2 结果与分析
2. 1 高温处理前 /后灌胃 MHE 对大鼠血清 T-AOC
的影响
机体产生过量活性氧(ＲOS)自由基或体内 T-
AOC下降可作为机体受氧化损伤的标志［15］。由图 1
可见，高温处理前和处理后灌胃蒸馏水的对照组大鼠，
其血清 T-AOC分别为为 5. 7 和 5. 8 U·mL －1，都显著
低于正常值 10. 5 U·mL －1(p ＜ 0. 01)。高温处理前和
处理后灌胃浓度为 10 ～ 40 mg·mL －1 MHE 组别的大
鼠，血清 T-AOC分别为 6. 9、7. 7、8. 2 和 7. 0、8. 7、9. 6U
·mL －1，均低于正常值(p ＜ 0. 01)。不论是高温处理
前还是高温处理后灌胃浓度为 10 ～ 40 mg·mL －1的
MHE均能使大鼠血清的 T-AOC 有不同程度的恢复，
且灌胃浓度越大 T-AOC 越高，但均不能恢复到正常水
平。对于 10 mg·mL －1的 MHE 来说，高温处理前 /后
灌胃的组别，其血清 T-AOC 无显著差异;对于浓度 20
和 40 mg·mL －1的 MHE来说，高温处理后灌胃大鼠组
血清的 T-AOC 均显著高于高温处理前灌胃组，因此，
对于 20 ～ 40 mg·mL －1的浓度范围来说，高温处理后
灌胃 MHE对大鼠 T-AOC的提高效果更好。
注:本文图中竖线均代表标准偏差(n = 6)。
Note:Bar indicated standard deviation(n = 6)．
图 1 高温处理前 /后灌胃MHE对
大鼠血清 T-AOC的影响
Fig． 1 Effect of exposure MHE from
stomach before /after heat treatment on T-AOC
2. 2 高温处理前 /后灌胃 MHE 对大鼠血清 MDA 含
量的作用
丙二醛(MDA)是氧自由基通过生物膜中多不饱
和脂肪酸发生脂质过氧化反应的重要代谢产物，MDA
含量高低可反映氧自由基水平和脂质过氧化的强度和
速率，是了解自由基致机体细胞损伤的重要指标之一。
由图 2 可见，高温处理前和处理后，灌胃蒸馏水的对照
组，其血清 MDA 含量分别为 19. 8 和 20. 4 nmol·
mL －1，均显著高于正常值 10. 4 nmol· mL －1 (p ＜
0. 01)。高温处理前和处理后，分别用浓度为 10 ～ 40
mg·mL －1 MHE处理的大鼠组别其血清 MDA含量分别
为 14. 9、14. 3、13. 6 和 18. 6、14. 5、12. 9 nmol·mL －1，
均高于正常值(p ＜ 0. 05)。上述结果表明高温条件下
大鼠机体氧化程度有所升高，由此产生的自由基可能
引起脂质过氧化反应，最终导致 MDA 含量上升。由
图还可见，当 MHE灌胃浓度为 10 mg·mL －1时，高温
处理前灌胃对抑制 MDA 含量上升的效果优于高温处
理后灌胃(p ＜ 0. 05) ;当 MHE 浓度为 20 和 40 mg·
mL －1时，无论高温处理前或处理后灌胃均可有效降低
大鼠血清 MDA 含量，但这两个灌胃浓度及其灌胃的
时间对 MDA 的抑制效果无显著差异(p ＞ 0. 05)。由
此，从 MDA 抑制效果看，高温处理前灌胃浓度为 10
mg·mL －1的 MHE即可有效抑制体内 MDA升高。
图 2 高温处理前 /后灌胃MHE对大鼠
血清MDA含量的作用
Fig． 2 Effect of exposure MHE from stomach
before /after heat treatment on MDA content
2. 3 高温处理前 /后灌胃 MHE 对大鼠血清 GSH 含
量的作用
由图 3-a可见，高温处理前和处理后灌胃蒸馏水
的对照组，其血清谷胱甘肽(GSH)的含量为 296. 8 和
309. 6 mg·L －1，极显著低于正常值 413. 1 mg·L －1(p
＜ 0. 01) ，这与一些学者的研究一致［16］。高温处理前
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6 期 绿豆皮水提液对大鼠高温条件下体内抗氧化能力的影响
图 3 高温处理前 /后灌胃MHE对大鼠血清 GSH含量(a)和 GSH-Px活性(b)的作用
Fig． 3 Effect of exposure MHE from stomach before /after heat treatment on GSH content and GSH-Px activity
后分别灌胃不同浓度 MHE 的大鼠，其血清 GSH 含量
分别为 307. 9、329. 9、331. 3 和 329. 5、365. 5、401. 5
mg·L －1，均低于正常值，但均显著高于对照组。由图
3-b可见，高温处理前和处理后灌胃蒸馏水的对照组，
其血清谷胱甘肽还原酶(GSH-Px)活性分别为 333. 9
和 402. 1 U，明显低于正常值 632. 84 U(p ＜ 0. 01)。
MHE灌胃均能使大鼠血清的 GSH-Px 的活性恢复，且
随着处理浓度增加呈现升高趋势，但均低于正常值水
平。此外，高温处理后灌胃 MHE 的组别，其 GSH、
GSH-Px活性均显著高于高温处理前灌胃相同浓度
MHE的组别(p ＜ 0. 05) ，表明高温处理后灌胃 MHE对
血清抗氧化能力的恢复作用优于高温处理前灌胃。
2. 4 高温处理前 /后灌胃 MHE 对大鼠血清 SOD 活
性的作用
由图 4 可见，高温处理前和处理后灌胃蒸馏水的
对照组，其血清 SOD的活性分别为 157. 4 和 157. 4U·
mL －1，均显著低于正常值(p ＜ 0. 01) ;高温处理前 /后
用不同浓度 MHE 灌胃的大鼠组别，其血清 SOD 活性
分别为 165. 4、184. 7、206. 5 和 165. 5、184. 7、206. 5 U
·mL －1，也都远低于正常值(p ＜ 0. 01)。灌胃浓度为
20 和 40 mg·mL －1的组别，其血清的 SOD活性明显高
于对照组(p ＜ 0. 05) ，表明大鼠在高温处理前 /后灌胃
浓度为 20 － 40 mg·mL －1的 MHE，均能不同程度的恢
复其血清 SOD活性。此外，高温处理后灌胃 MHE 对
恢复大鼠血清 SOD的效果好于高温处理前灌胃。
2. 5 高温处理前 /后灌胃 MHE 对大鼠血清 CAT 活
性的作用
过氧化氢酶(CAT)是参与活性氧代谢的重要酶，
图 4 高温处理前 /后灌胃MHE对
大鼠血清 SOD活性的作用
Fig． 4 Effect of exposure MHE from stomach
before /after heat treatment on SOD activity
对于维持动物体内活力氧的动态平衡起着极其重要的
作用，它能将 SOD 的反应产物 H2O2 氧化成 H2O 和
O2，从而起到清除氧自由基的作用。由图 5 可见，高温
处理前 /后灌胃蒸馏水的对照组，其 CAT 的活性分别
为 13. 3 和 13. 6 U·mL －1，明显低于正常值 23. 0 U·
mL －1(p ＜ 0. 01) ;高温处理前后分别灌胃不同浓度的
MHE，其血清 CAT 活性分别为 14. 1、14. 5、15. 4 和
15. 1、18. 0、18. 5 U·mL －1，均显著低于正常值(p ＜
0. 01)。高温处理前，灌胃 40 mg·mL －1 MHE 的大鼠
组别，其血清的 CAT活性明显高于对照组，而灌胃 10、
20 mg·mL －1的组别与对照无明显差异(p ＞ 0. 05) ，表
明高温处理前灌胃 MHE 浓度达到 40 mg·mL －1时才
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核 农 学 报 28 卷
能有效恢复其血清 CAT 活性。相比而言，高温处理
后，灌胃浓度在 20 mg·mL －1及以上的组别就可以有
效恢复血清 CAT 活性(p ＜ 0. 01) ，表明高温处理后灌
胃对 CAT活性的恢复作用优于高温处理前灌胃。
图 5 高温处理前 /后灌胃MHE对
大鼠血清 CAT活性的作用
Fig． 5 Effect of exposure MHE from stomach
before /after heat treatment on CAT activity
2. 6 高温处理前 /后灌胃 MHE 对大鼠血清 LDH 活
性的作用
血清乳酸脱氢酶(LDH)是存在于几乎所有动物
组织中的一种酶，主要位于胞浆基质中。机体由于某
种原因导致组织受到损伤时，LDH 往往会因细胞膜等
的破坏进入到组织液中。故组织液中 LDH 活性的大
小可以用于评价机体受损伤的程度。若机体 LDH 活
性升高，这说明细胞膜很可能被损坏，损坏原因很可能
是氧化损伤［17］。由图 6 可见，高温处理前 /后灌胃蒸
馏水的对照组，其 LDH 活性分别为 1369. 2 和
1241. 5U·L －1，明显高于正常值 743. 7 U·L －1(p ＜
0. 01)。高温处理前 /后分别灌胃浓度为 10 ～ 40
mg·mL －1 MHE 的处理组，其 LDH 的活性分别为
1338. 5、1297. 4、1028. 2 和 1089. 7、947. 3、704. 6 U·
L －1，除高温处理后灌胃浓度为 40 mg·mL －1的组别，
其余均明显高于正常值(p ＜ 0. 05)。此外，高温处理
后灌胃 MHE对降低大鼠血清 LDH活性的效果优于高
温处理前灌胃。同时，这种效果与 MHE 的灌胃浓度
呈现正相关性(Ｒ2 = 0. 997)。
2. 7 高温处理前 /后灌胃 MHE 对大鼠血清 NOS 活
性的作用
高温会导致机体一氧化氮合酶(NOS)的表达增
图 6 高温处理前 /后灌胃MHE对大鼠
血清 LDH活性的作用
Fig． 6 Effect of exposure MHE from stomach
before /after heat treatment on LDH activity
加，从而使得 NO 的合成大量增加，在生成 NO 的一系
列反应过程中可能生成大量自由基，积累后将造成机
体氧化损伤。由图 7 可见，高温处理前 /后灌胃蒸馏水
的对照组，其血清 NOS 活性分别为 28. 7 和 30. 2 U·
mL －1，显著高于正常值 16. 1 U·mL －1(p ＜ 0. 01)。高
温处理前 /后分别灌胃浓度为 10 ～ 40 mg·mL －1 MHE
的处理组，其 NOS 活性分别为 27. 6、25. 4、25. 1 和
29. 7、27. 1、23. 4U·mL －1，均高于正常值水平(p ＜
0. 01)。高温处理前 /后灌胃 20、40 mg·mL －1 MHE的
两个组别，其 NOS 活性明显低于其各自对照组，但高
温处理前 /后灌胃对 NOS活性影响不明显(p ＞ 0. 05)。
这也表明灌胃 20 mg·mL －1及以上浓度的 MHE，可有
效降低大鼠血清 NOS活性，NOS的活性的抑制将减少
大鼠体内自由基的生成。
3 讨论
热应激是机体对高温环境产生的应激反应，此时
机体表现为产热增加、出汗增多、消化液分泌减弱、中
枢神经系统兴奋性降低等。应激会刺激机体对环境变
化产生适应，但如果超出一定限度，则可产生不良影
响［18］。研究表明，过度的热应激会引起体内脂质过氧
化反应的加剧，自由基产生增加，造成体内重要脏器的
损伤，这与中暑的发生、发展有密切的联系［19］。热应
激可使机体进入氧化应激态，使线粒体中氧化与磷酰
化偶联降低，造成电子泄漏和 O2
－增加，主要表现为抗
氧化功能降低，机体骤然产生大量的 ＲOS，这些高氧
4401
6 期 绿豆皮水提液对大鼠高温条件下体内抗氧化能力的影响
图 7 高温处理前 /后灌胃MHE对
大鼠血清 NOS活性的作用
Fig 7 Effect of exposure MHE from stomach
before /after heat treatment on NOS activity
化活性的 ＲOS 能够形成链式反应，最终引起脂质过氧
化以及对蛋白质、核酸等生物大分子结构和生物膜的
氧化破坏，造成细胞过氧化损伤、细胞功能异常、细胞
周期紊乱、细胞凋亡以及遗传物质的不稳定等一系列
病理损伤［20］。
当大鼠受到高温处理后，T-AOC 下降，而 T-AOC
是机体酶促体系和非酶促体系抗氧化能力的综合反
映。同时其血清 MDA 含量升高，MDA 的含量是机体
氧化损伤程度的间接反映。导致这种结果的原因可能
是应激条件下机体氧化损伤程度有所增强，自由基产
生量增多;另一方面也可能由于机体抗氧化能力衰减，
SOD、GSH-Px、CAT等抗氧化活性性下降，不足以完全
清除机体产生的过量自由基，从而最终导致 MDA 含
量上升。这与前人的一些研究结果相似。如王灿
等［21］研究表明，高温环境会使大鼠的脂质过氧化作用
增强，抗氧化酶作用减弱。罗海吉等［22］认为高温处理
会提高 SOD、GSH-Px、CAT等抗氧化酶的活性，推测产
生这种不同的原因可能与高温的温度靠近或高于生理
体温，而使机体酶产生不同的反应有关。Mishra［23］研
究了项圈藻在热应激条件下，细胞中抗氧化酶如
SOD、CAT、GSH-Px等呈现下降的趋势。
本文研究结果表明，高温处理前后分别灌胃 MHE
均能使高温处理后大鼠血清的抗氧化物质含量升高，
如 GSH，其是机体非酶抗氧化体系的重要组成部分;
并使 SOD、CAT、GSH-Px 等机体酶促抗氧化体系的主
要酶类活性提高，以及 NOS 等产生自由基的酶活性降
低。由此推断进食 MHE 使高温处理后大鼠体内的非
酶及酶促抗氧化系统得到加强，其综合作用的结果是
提高大鼠血清的 T-AOC;减轻了大鼠的氧化损伤程
度，如降低 MDA 含量;同时降低细胞的损伤程度，如
降低 LDH从破损细胞的泄漏量。耿艳艳等［24］研究发
现，姜辣素对60Co γ 照射造成的小鼠抗氧化损伤有明
显的恢复作用，具体表现为 T-AOC 的升高和 MDA 含
量的下降，这与 MHE在体内的抗氧化活性类似。
MHE中含有黄酮、皂苷、鞣质等活性物质，这些物
质经机体吸收后，能通过直接清除 ＲOS 起到降低脂质
过氧化等氧化损伤;或者通过增加抗氧化酶的活性，提
高机体的抗氧化能力。MHE 对大鼠高温处理的抑制
作用可能是通过以下途径共同起作用:一是直接清除
自由基和活性氧，这与其具有体外清除 O2
－、－ OH 及
ＲOS的能力类似［2］;二是作用于脂质过氧化物，打断
其恶性循环的连锁反应，抑制膜结构上的不饱和脂肪
酸的过氧化，降低和修复细胞受到的损害;三是通过激
活内源性的 SOD等抗氧化酶，使其活性恢复并进而降
低活性氧的浓度。
4 结论
本文研究了 MHE 对高温条件下 Wistar 大鼠抗氧
化能力的影响。结果表明，高温处理前或高温处理后，
分别灌胃以浓度为 10 ～ 40 mg·mL －1MHE 的大鼠，其
血清中的 MDA含量、NOS活性、LDH的活性出现不同
程度的降低，血清的 T-AOC、GSH 的含量、SOD 的活
性、CAT的活性等出现不同程度的升高;两种处理方
法比较，高温处理后灌胃较处理前灌胃对大鼠血清抗
氧化能力恢复的效果更为明显。推断 MHE 中含有的
抗氧化物质如黄酮、皂苷、鞣质等经机体吸收，通过清
除 ＲOS或提高抗氧化酶的活性，提高机体的抗氧化能
力，这可能是绿豆具有清热解毒作用的原因。然而，绿
豆水提液中具体哪类物质对于提高机体在高温逆境条
件下的抗氧化能力其主要作用，以及热处理后灌胃
MHE对大鼠抗氧化能力具有较好恢复作用的机制还
有待明确。
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Effects of Mungbean Hull Extracts on Antioxidant Capacity of
Ｒats in High Temperature Condition
ZHANG Jing-jing1，2 CAO Dong-dong2，4 YI Jian-yong3 LI He2 JIANG Wei-bo2
(1 China Aviation Planning and Construction Development Co． LTD．，Beijing 100120;2 China Agricultural University，
Beijing 100083;3 Institute of Agro-Products Processing Science ＆Technology，Chinese Academy of
Agricultural Science，Beijing 100193;4 China Beijing Center for Diseases Prevention and Control，Beijing 100013)
Abstract:The effects of mungbean hull extracts on antioxidant capability of rats under high temperature condition were
studied in this research． MHE of different concentration were given to rats before and after heat treatment respectively．
Ｒesults showed that MHE could enhance antioxidant of blood serum in rats，whether taken before or after heat injury．
MDA content and enzyme activity of LDH and NOS were reduced，and T-AOC，GSH content，activity of SOD，GSH-
Px，CAT were improved and enhanced by MHE with concentration of 10，20 and 40 mg·mL －1 ． Effects of exposure
MHE from stomach after heat treatment was better than that before heat treatment． The antioxidant capability of rats was
maintained by the bioactive compounds from MHE，which provide theoretical basis to clarify the effects of mungbean on
clearing the summer heat．
Key words:Mungbean hull;Antioxidant;Ｒat;High temperature
6401