全 文 ：收稿日期:2012 － 11 － 12;修回日期:2012 － 12 － 08
基金项目:贵州省中药现代化科技产业研究开发专项［黔科合中药字(2010)5041 号］
作者简介:闫吉美(1971 －) ，女，贵州遵义人，在职硕士研究生，研究方向:植物生理与组织培养。Email:414805045@ qq． com
* 通讯作者:赵德刚。Email:degangzhao@ yahoo． com
头花蓼组培快繁体系的建立*
闫吉美1，2，3，刘世会1，3，龙凤荣4，赵德刚1，3*
(1．贵州大学 生命科学学院，贵州 贵阳 550025;2．遵义师范学院，贵州 遵义 563002;
3． 贵州大学 贵州省农业生物工程重点实验室，贵州 贵阳 550025;
4．贵州弘康药业有限责任公司，贵州 龙里 551200)
摘 要:以头花蓼种子无菌苗顶芽为外植体，MS为基本培养基，通过顶芽直接诱导丛生芽、丛芽增殖、生根、移栽，
以建立头花蓼组培快繁体系。结果表明:头花蓼最佳丛生芽诱导培养基为 MS + 6 － BA2． 0 mg /L + NAA 0． 10
mg /L，增殖倍数 7． 1;最佳芽增殖培养基为 MS + 6 － BA2． 0 mg /L + NAA0． 05 mg /L，增殖倍数为 10。组培苗生根
以1 /2MS + NAA 0． 10 mg /L 最好，生根最快，根数量最多，生根率达 100%。在腐殖土中，幼苗移栽成活率达
100%，植株生长良好。
关键词:头花蓼;种子无菌苗;丛生芽诱导;快速繁殖
中图分类号:S567． 23 + 9 文献标识码:A 文章编号:1008 － 0457(2012)06 － 0477 － 04
传统中草药的获取途径是采集野生中草药，过
量采集、消耗野生中草药及生态环境的日益恶化导
致了野生药用植物资源的匮乏［1］。目前，人们正采
用人工栽培的方法在扩大中草药药源。人工栽培
药用植物，有的生产周期长，有的因繁殖系数小、耗
种量大，发展速度慢，有的因病毒危害导致退化，严
重影响了其产量和品质［1 － 3］。通过植物组织或器
官离体培养快速繁殖药用植物种苗，或者利用组织
培养或细胞培养手段直接生产药物，可加快繁殖速
度、提高繁殖系数、防止品质退化，便于大规模生
产［1，3］。
头花蓼(Polygonum capitatum)是贵州省近十
年来中药现代化重点发展的“六大苗药”和贵州
“十五”期间重点培育发展的“七大中药产业链”中
的品种之一 ［4 － 5］。贵州现有多家药厂对其需求量
较大，且逐年上升，已导致野生资源逐渐枯竭。头
花蓼主要依靠细小的种子育苗繁殖，已开展了头花
蓼种子发芽［6 － 9］、种子育苗［10 － 11］、种植［12 － 14］的相
关研究。头花蓼一年只能繁育一次，成活率受环境
气候等因子影响较大。采用组织培养方法可以快
速繁殖头花蓼种苗，对生态保护、资源利用及产业
化生产等都具有重要的意义。目前有关头花蓼组
织培养的研究，仅见毛堂芬等［15］以头花蓼带节茎
段为外植体进行组培快速繁殖，龙祥友等［16］以头
花蓼茎尖为外植体进行组培快速繁殖，其取材均受
一定时间、季节的限制。本试验以头花蓼种子无菌
萌发苗获取顶芽为外殖体，通过顶芽直接诱导丛生
芽，以建立组织培养快速繁殖体系。其取材可四季
进行，且不受时间、季节限制，目前尚未见相关研究
报道。
1 材料与方法
1． 1 材料
供试种子由贵州弘康药业有限公司提供，来自
贵州兴义白碗窑，经贵州大学廖海民教授鉴定为头
花蓼种子，保存于贵州大学农业生物工程重点实验
室。
1． 2 方法
1． 2． 1 外殖体的获取 取头花蓼种子用 8%次氯
酸钠 + 30%双氧水熏蒸 24h，在超净工作台上用
75%(v /v)酒精浸泡 30 S，无菌水充分漂洗 5 次，然
后用 0． 1%(w /v)升汞溶液浸泡 4 ～ 5 min，无菌水
充分漂洗 5 次，接种于无激素 MS 培养基上，培养
15 d后转接 1 次，30 d 时切取种子无菌苗顶芽(保
山 地农业生物学报 31(6):477 ～ 480，2012
Journal of Mountain Agriculture and Biology
DOI:10.15958/j.cnki.sdnyswxb.2012.06.018
留 1 ～ 2 片幼叶) ，作为研究用外殖体。
1． 2． 2 丛生芽诱导 将头花蓼无菌苗顶芽接种于
添加了 6 － BA2． 0mg /L 和不同浓度 NAA(0． 01、
0. 05、0． 10、0． 50 mg /L)的 4 种丛生芽诱导培养基
上。35 d后观察植株生长情况，统计丛生芽增殖培
数。
1． 2． 3 继代增殖 将诱导萌发的丛生芽分株，单
芽转接于添加了 6 － BA2． 0 mg /L 和 NAA(0． 05、
0. 10 mg /L)的 2 种继代增殖培养基上培养。每隔
30 d继代增殖 1 次，并观察植株生长情况，统计继
代增殖倍数。
1． 2． 4 生根 将继代增殖培养长成的约 1． 0 ～
1. 5 cm 高的植株接种在不添加或添加 NAA 0． 1
mg /L的 1 /2MS和 MS的 4 种生根培养基上。培养
15 d后观察植株生根情况和茎长势，统计生根率。
1． 2． 5 炼苗与移栽 当大部分苗根长达 2 ～ 3 cm
以上时，微敞开瓶口在培养室内炼苗 2 ～ 3 d，再敞
开瓶口在室温下炼苗 2 ～ 3 d，期间在培养瓶中加一
薄层水，使培养基保持软化。缓流水冲洗下取出幼
苗，小心洗净苗根部的残留培养基，用 0． 1%的多
菌灵溶液浸泡消毒 3 ～ 5 min，然后再用清水洗净，栽
种到预先用 0． 1%的多菌灵溶液消毒处理过的腐殖
土中，腐殖土用杯底剪 2 ～ 3 个口的塑料饮水杯分
装，每杯栽种 1株，隔天浇水 1次，保证湿度，室内培
养，15 d后观察植株生长状况，统计植株成活率。
1． 3 培养条件
以 MS为基本培养基，30 g /L 蔗糖、4 g /L 植物
凝胶和 1 mL的 0． 2 mg /mL 甘氨酸，分别附加不同
种类及浓度的激素，调 pH值至 5． 8，按植物组织培
养常规方法灭菌。
培养温度为(25 ± 2)℃，光照时间 16 h /d，光照
强度为 1 500 ～ 2 000 lx。
2 结果与分析
2． 1 NAA对顶芽直接诱导丛生芽的影响
头花蓼种子经消毒接种到 MS 培养基上培养
30 d后，从种子无菌苗上切取无菌顶芽(保留 1 ～ 2
片幼叶)并接种在丛芽诱导 MS 培养基上培养(图
1 － A ～ C)上，能正常生长，无污染，可完全用于本
试验。顶芽接种培养，10 d 后可见芽体开始膨大，
顶芽开始萌动，逐渐长出丛生芽;芽体底部逐渐长
出绿色愈伤，20 d 后少量愈伤逐渐长出小芽，NAA
浓度趆低，该现象趆容易发生。
丛生芽的诱导与培养基中 NAA 浓度关系密
切。从表 1 可以看出，在一定 6 － BA 浓度(2． 0
mg /L)条件下，NAA0． 01 ～ 0． 50 mg /L 范围内，随
NAA 浓度的升高，丛生芽的增殖倍数呈现逐渐下
降的趋势;当 NAA0． 01 mg /L 时，丛生芽的增殖倍
数最高，达 8． 40，但幼芽小、弱、不易分株;当 NAA
升至 0． 10 mg /L时，丛生芽增殖倍数降至 7． 1，幼芽
大、壮，易分株;当 NAA升至 0． 50 mg /L时，丛生芽
的增殖倍数最低，仅 6． 70 倍，且幼芽较小、少数幼芽
玻璃化(图 1 － D)。在诱芽过程中，NAA浓度趆低，
丛生芽的增殖倍数趆高，但幼芽也趆小而弱，趆不易
分株，小芽需经培养长大后才能转接进行丛芽增殖，
使诱芽时间加长。综合考虑，MS + 6 － BA2． 0 mg /L
+ NAA 0． 10 mg /L为丛生芽诱导的适宜培养基。
表 1 NAA对丛生芽诱导的影响
Tab． 1 The effect of NAA concentration
on induction of adventitious buds
激素组合
(mg/ L)
6 －BA NAA
接种外
殖体数
(株)
再生不
定芽数
(株)
增殖倍
数(倍)
植株生
长情况
2． 0 0． 01 20 168 8． 40 愈伤生芽较多，芽
小、弱、不易分株
2． 0 0． 05 20 138 6． 90 芽较大、较壮、易
分株
2． 0 0． 10 20 142 7． 10 芽大、壮，易分株
2． 0 0． 50 20 134 6． 70 芽较小、可分株;
少数芽玻璃化
2． 2 NAA对芽继代增殖的影响
单芽接种在丛生芽诱导芽较大、较壮、芽增殖
倍数较好的 3 种培养基，即添加了 6 － BA2． 0
mg /L + NAA 0． 05 mg /L、6 － BA2． 0 mg /L + 0． 10
mg /L的 MS 培养基上进行培养，10 d 后可见芽体
开始膨大，芽开始萌动，逐渐长出丛生芽;芽体底部
长出绿色愈伤，20 d 后有的愈伤逐渐长出小芽，该
现象 NAA低浓度比 NAA高浓度容易发生。
丛生芽的增殖与培养基中的 NAA浓度关系密
切。从表 2 可以看出，当培养基中含有 6 － BA2． 0
mg /L，而 NAA浓度较低(0． 05 mg /L)时，芽继代增
殖倍数高，30 d 可达 10． 00，芽较大、较粗壮，可分
株，NAA浓度较高(0． 10 mg /L)时，芽继代增殖倍
数较低，30 d 为 8． 65，芽大、粗壮、易分株(图 1 －
E)。在扩繁过程中，当培养基中的 NAA 浓度较低
(0． 05 mg /L)时，芽继代增殖倍数最高，芽多较大、
较粗壮，可分株，有利于快速繁殖，且育苗成本降
低。因此，芽继代增殖的适宜培养基是 MS + 6 －
874 山地农业生物学报 2012 年
BA2． 0 mg /L + NAA0． 05 mg /L。
表 2 NAA对芽继代增殖的影响
Tab． 2 The effect of NAA concentration
on multiplication of buds
激素组合(mg /L)
6 － BA NAA
接种外
殖体数
(株)
再生不
定芽数
(株)
增殖
倍数
(倍)
植株
生长
情况
2． 0 0． 05 20 200 10． 00 芽较大、较粗壮、
可分株
2． 0 0． 10 20 173 8． 65 芽大、粗壮、易分株
2． 3 不同生根培养基对组培苗生根的影响
头花蓼组培苗生根较容易。各种生根培养基
上，无根组培苗基部在接种 6 d 后可见白色根点，
15 d生根率均达 100%，但生根快慢、根生长情况、
苗长势均存在明显差异。从表 3 可以看出，当培养
基中含有 NAA(0． 1 mg /L)时，组培苗在 1 /2MS 培
养基上比在 MS培养基上生根快，根量多，根粗长，
但茎矮而粗壮;当培养基中不含 NAA(0． 1 mg /L)
时，组培苗在 MS培养基上比在 1 /2MS培养基上生
根快，根量多，根细长，茎高而纤细。(图 1 － F)。
在生根培养中，NAA(0． 1 mg /L)有利于头花蓼组培
苗生根，使生根快，根变粗变短且分枝增多，并有利
于苗壮而矮化;MS培养基比 1 /2MS 提供组培苗营
养更丰富，使根更细长，更高而纤细，柔嫩。因此，
头花蓼组培苗生根选择生根培养基 1 /2MS +
NAA0． 1 mg /L较好。
表 3 不同培养基对组培苗生根的影响
Tab． 3 Effects of different media on root
formation of in vitro shoots
基本
培养基
NAA
(mg /L)
接种数
(株)
生根率
(%)
根生长
情况
茎生长
情况
MS 0 50 100 多、细、最长 茎高 2． 0 ～ 7． 5 cm，
最高、纤细
MS 0． 10 50 100 多、粗、长 茎高 2． 5 ～ 5． 5 cm，
较高、较壮
1 /2MS 0 50 100 少、细、长 茎高 1． 5 ～ 4． 5 cm，
最矮、纤细
1 /2MS 0． 10 50 100 最多、粗、长 茎高 2． 0 ～ 4． 0 cm，
较高、较壮
2． 4 炼苗与移栽
挑选生根效果好的小苗室内炼苗 2 ～ 3 d，室温
下炼苗 2 ～ 3 d，然后把小苗根部的培养基小心洗净
并移栽到疏松透气的腐殖土中。移栽后浇足定根
水，室内培养，15 d 移栽苗成活率达 100%，植株生
长良好(图 1 － G)。
注:A． 15 d种子无菌苗;B． 30 d种子无菌苗;C．接种顶芽． D． 丛生芽诱导;E． 丛生芽增殖;F． 生根;G． 移栽
图 1 组培快繁体系
Fig． 1 High efficient micropropagation of Polygonum capitatum
3 讨论
毛堂芬等［15］以头花蓼的带节茎段作为接种材
料，通过芽生芽的方式研究了 NAA 0． 1 条件下 6 －
BA 0． 0 ～ 6． 0 mg / L 浓度范围内芽增殖，结果表明
6 － BA 4． 0 mg / L 时芽的增殖倍数最高，达 4． 20。
龙祥友等［16］以头花蓼顶芽作为接种材料，通过芽
生芽的方式研究了 6 － BA0． 5 ～ 2． 0 mg / L + NAA
0． 1 ～ 0． 5 mg / L条件下的芽增殖，增殖倍数为 5 ～
6 倍。本试验研究了 6 － BA2． 0 mg /L + NAA
974第 6 期 闫吉美，等:头花蓼组培快繁体系的建立
0． 01 ～ 0． 50 mg /L 条件下头花蓼种子无菌苗顶芽
直接诱导丛生芽、丛生芽增殖的影响。结果表明，
6 － BA2． 0 mg /L + NAA 0． 10 mg /L 条件下，幼芽
大，易分株，芽增殖倍数为 7． 1。6 － BA2． 0 mg /L +
NAA 0． 05 mg /L 时，幼芽多、较大，可分株，芽增殖
倍数为 10;1 /2MS + NAA0． 1 mg /L时，组培苗生根
最快，根数量最多，根粗壮、长，茎矮壮，是头花蓼组
培快繁最佳体系。本试验比前两者研究的增殖倍
数要高，这可能与不同的激素配比、不同的种子来
源及试验条件有关。
本试验以头花蓼种子无菌苗顶芽作为接种材
料，通过一步法再生获得丛生芽进行快速繁殖，有
利于保持原植物的优良遗传特性及有效成分，且
取材不受时间、季节的限制，为该药用植物的繁殖
提供了新的途径。而是否可以直接以愈伤诱芽进
行快繁，其他因子对组培快繁的效果有待作进一
步的研究。
参 考 文 献:
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Establishment of the High Efficient Micropropagation System of Polygonum capitatum*
YAN Ji-mei1，2，3，LIU Shi-hui1，3，LONG Feng-rong4，ZHAO De-gang1，3* (1． College of Life Sciences ，Guizhou
University，Guiyang，Guizhou Province 550025;2． Zunyi Normal College，Zunyi，Guizhou 563002;3．
Guizhou Key Laboratory of Agricultural Bioengineering，Guizhou University，Guiyang，Guizhou Province
550025;4． Hong Kang Pharmaceutical Co．，LTD，Longli，Guizhou 551200，China)
Abstract:The micropropagation system of Polygonum capitatum had been established using apical tips of a-
septic seeding and MS basic medium in the present study． The results showed that the optimal shoot-inducing
medium was MS + 2． 0 mg /L 6-BA + 0． 10 mg /L NAA，and the proliferation coefficient was as high as 7． 27．
The optimal shoots multiplication coefficient (10)was observed from MS + 2． 0 mg /L 6-BA + 0． 05 mg /L
NAA． The best effect for root formation was obtained from the 1 /2MS supplemented with 0． 10 mg /L NAA，
from which shortest rooting time and the largest number of root were investigated，and the survival rate in
transplantation was 100% ．
Key words:Polygonum capitatum;Aseptic seedling;Multiple-shoot induction;Micropropagation
084 山地农业生物学报 2012 年