全 文 ：珠子参皂苷诱导骨髓干细胞分化为肝样细胞的体外实验研究
*
张继红1，王心怡2，石孟琼2＊＊，刘 雄1，周继刚1，谈燕清1，罗 涛1，李浩然1，田培琳1
(1 三峡大学中医临床医学院 ＆宜昌市中医医院;2 三峡大学医学院，宜昌 443002)
摘 要 目的:观察珠子参皂苷对骨髓干细胞(bone marrow stem cells，BMSCs)分化为肝细胞的影响。方法:在无菌条件下快
速处死 SD大鼠，收集骨髓细胞，快速悬浮于预冷的 NH4Cl低渗盐溶液中裂解红细胞，离心去上清，收集沉淀的细胞，D-HankS 充分
洗涤后，用含 10%的低糖型 DMEM培养基进行扩增培养;取生长状态良好的第四代细胞，随机选择空白组、HGF组(20ng /ml)、珠子
参皂苷(50、100 和 200μg /ml)组，分别与第 7 天和第 14 天后观察细胞形态、检测细胞合成糖原，摄取 LDL 及分泌尿素的能力，进行
HGF、c-MET、AFP、Albumin、CK18 基因表达和 AFP、Albumin、CK18 蛋白表达分析。结果:珠子参皂苷和 HGF 可诱导 BMSCs 分化为
肝细胞，促进其合成糖原、摄取 LDL 及分泌尿素的能力;可显著增加肝细胞特异性 HGF、c-MET、AFP、Albumin、CK18 基因表达和
AFP、Albumin、CK18 蛋白表达。结论:珠子参皂苷体外能促进 BMSCs分化为肝细胞，本研究为后续体内进行 BMSCs 移植和珠子参
皂苷联用治疗终末期肝病(ESLD)提供了理论基础和实验依据。
关键词 珠子参皂苷;肝细胞;骨髓干细胞;分化
我国由于乙型肝炎病毒感染率较高，感染者进而罹患急慢
性肝炎、肝纤维化乃至肝硬化、肝癌的事件屡见不鲜，肝脏疾病
目前已经成为中国医疗卫生的主要负担之一［1］。肝脏疾病进
展到肝硬化等终末期肝病(end-stage liver disease，ESLD)时，通
常累及广泛肝实质细胞，肝组织再生能力下降，造成肝功能失
代偿并最终导致肝功能衰竭［2］。常规的内科保肝治疗效果不
佳，病死率很高。目前，原位肝移植术是治疗 ESLD 最有效的方
法，虽然近期疗效较好，但由于手术复杂、器官来源困难、费用高
昂、免疫排斥反应及长期使用免疫抑制剂等因素，使其临床广
泛应用受到了一定的限制［3］。近年来干细胞技术的发展为治
疗终末期肝病带来了新的希望，干细胞疗法因其简单易行，创
伤小而成为关注的焦点。骨髓干细胞(bone marrow stem cells，
BMSCs)移植在治疗急慢性肝功能衰竭、终末期肝病及遗传代谢
性肝病等方面有了很大的进展，其在近期疗效、安全性、耐受性
等方面获得了肯定，且因其本身的优势(如费用低廉、取材方
便、不存在免疫排斥反应等)而越来越受到重视。中医药对
BMSCs的影响及促进肝细胞再生方面的研究尚十分匮乏。有
学者研究表明具有活血祛瘀、养血益阴柔肝、清热祛湿功效的
归元方与自体骨髓干细胞移植对急慢性肝损伤有明确的治疗
作用，两者合用可优势互补、协同增效［4］。李瀚旻等人［5］研究
发现左金丸及其含药血清能够提高 BMSCs向肝细胞的转化率，
我们研究也发现珠子参皂苷对 CCl4 致大鼠肝纤维化具有较好
的保护作用，并初步证实与其促进肝细胞的增殖密切相关［6，7］。
本研究在此基础上，观察珠子参皂苷对 BMSCs分化为肝细胞的
影响，为阐明珠子参和干细胞移植配伍应用治疗 ESLD 提供理
论基础和实验依据。
1 材料与方法
1． 1 试验药物 珠子参药材购自神龙架，经三峡大学天然产物
研究与利用湖北省重点实验室汪鋆植教授鉴定为五加科人参
属植物珠子参的根状茎。珠子参皂苷由该实验室提供，其皂苷
含量为 92． 65%，其 HPLC 图谱详见发表在该杂志文章［7］。
1． 2 动物 雄性 Sprague-Dawley(SD)大鼠，质量(200 ± 20)g，
由武汉大学实验动物中心提供，许可证号:SCXK(鄂)2008-
0004，分笼饲养，自由饮水和摄食。
1． 3 试剂 DMEM培养基、胎牛血清，美国 Gibco公司;胰蛋白
酶，美国 Sigma 公司;台盼蓝、氮唑溴盐(MTT)、二甲基亚砜
(DMSO) :美国 Amresco 公司;β1 转化生长因子，ＲB 公司胰岛
素，通化东宝药业股份有限公司;肝细胞生长因子(HGF) ，Pep-
roTech公司;羊抗大鼠甲胎蛋白(AFP)、羊抗大鼠 CK18 一抗，
SantaCruz公司;羊抗大鼠白蛋白(Albumin)一抗，Abcam 公司;
FITC标记的小鼠抗羊二抗，北京中杉金桥生物技术有限公司。
1． 4 仪器 EcoTM 实时荧光定量 PCＲ 仪:illumina;EDC-810
型基因扩增仪:东胜公司;EPICS XL-4 型流式细胞系统:美国
Beckman Coulte;GeneGenius型凝胶图象分析系统:英国 SYNGE-
NE;H-7500 透射电子显微镜:日本日立公司;NIKON TE2000 型
荧光倒置显微镜:上海衡桥仪器有限公司;Olympus KX41 型倒
置显微镜、3111 CO2 培养箱:美国 Thermo;Stat Fax-2100 型酶联
免疫检测仪:美国 Awareness;S3100 型紫外分光光度计:韩国
Scinco公司;ULTＲACUT Ｒ 超薄切片机:奥地利莱卡公司。
1． 5 方法 在无菌条件下处死大鼠，快速取出股骨，用含胎牛
血清 10%的细胞培养液反复冲洗骨髓腔，收集骨髓细胞悬液，
吹打混匀，离心去含杂细胞以及红细胞裂解碎片上清，收集沉
淀，快速悬浮于预冷的 NH4Cl 低渗盐溶液中裂解红细胞 8min，
离心去上清，收集沉淀的细胞，进行计数，调整细胞密度至 2 ×
106 /ml，接种到细胞培养皿中，置于 CO2 培养箱中培养，48h 后
换液一次细胞，当细胞单层长到 80%时，进行传代培养。
取生长状态良好的第四代细胞，生长汇合后，常规进行消
化，充分分散细胞，计数，将细胞悬液的密度调整为 1 × 105 细
胞 /ml，接种到 6 孔细胞培养板中，每孔加入 2． 5ml细胞悬液;待
细胞完全融合生长时，弃去培养基，用 D-Hanks液洗细胞 3 次，
换成诱导培养基，每 3 天更换培养基 1 次;0 ～ 3 天，第 4 天开始
进行实验分组为:空白组、HGF 组(20ng /ml)、珠子参皂苷(50、
100 和 200μg /ml)组。
1． 5． 1 细胞形态学观察 将上述接种在 6 孔培养板中的各组
301中药药理与临床 2016;32(2)
* 基金项目:国家自然科学基金项目 (No． 81341141) ，湖北省卫生厅项目(No． 2011JX5C21) ＊＊通讯作者
DOI:10.13412/j.cnki.zyyl.2016.02.030
BMSCs经过相应处理后，于显微镜下观察其形态。
1． 5． 2 细胞内糖原检测 BMSCs接种到预制细胞爬片的 6 孔
培养板中，诱导 0、7 和 14 天，用 1%淀粉酶溶液 25℃孵育 1h
后，取出爬片用 4%的多聚甲醛固定后，用 Schiff s 试剂处理
30min，用亚硫酸氢钾冲洗 3 次，用苏木精复染后，在显微镜进行
观测。
1． 5． 3 测定诱导分化后细胞摄取 LDL 的能力 细胞诱导 0、7
和 14 天后，用 D-Hanks液洗细胞 3 次，然后用 10μg /ml Dil-Ac-
LDL培养基 37℃孵育 24h 后，用荧光分光光度计检测荧光强
度。具体方法是:用培养基将 Dil-Ac-LDL 稀释成以下浓度梯
度:10． 0μg /ml、5． 0μg /ml、2． 5μg /ml、1． 0μg /ml、0． 5μg /ml、0．
2μg /ml、0． 1μg /ml、0μg /ml，用荧光分光光度计(激发波长
549nm，发射波长 565nm)检测荧光强度，以荧光强度和浓度做
标准曲线，然后根据标准曲线计算分化后细胞摄取 LDL 的能
力。
1． 5． 4 测定诱导分化后细胞分泌尿素的能力 细胞诱导 0、7
和 14 天后，转化到 6mM的 NH4Cl的诱导液继续培养 24h，然后
1500rpm离心 10min，取上清备用。实验时取空白管、标准管、测
定管分别加双蒸水、尿素标准液、和待测样本个 0． 02ml，然后分
别加入试剂一和二各 1ml，混匀后，100℃水浴 15 分钟，冷却后，
用分光光度计(波长 520nm)测定各管 OD值，用公式［尿素含量
=(测定管 OD 值-空白管 OD 值)/(标准管 OD 值-空白管 OD
值)标准浓度 样本测试前稀释倍数］。
1． 5． 5 实时定量 PCＲ 检测分化后细胞的 HGF、c-MET、AFP、
Albumin、CK18 基因表达 分别于诱导后的 0、7 和 14 天，用 Tr-
izol试剂提取分化后的细胞总 ＲNA，按说明书操作。将提取的
ＲNA反转录为 cDNA(按照反转录试剂盒严格操作);在 ＲNase
Free处理过的反应管中加入 SYBＲ Premix Ex TaqTM II (2X)
12． 5μl，PCＲ Forward Primer(10μM)1μl，PCＲ Ｒeverse Primer
(10μM)1μl，DNA 模板 2μl，dH2O(灭菌蒸馏水)8． 5μl，最终反
应体系为 25μl。将样品放入实时定量 PCＲ 扩增仪中按 95℃预
变性 30s、95℃变性 5s、退火 30s、72℃延伸 20s 条件扩增 40 次。
利用 PCＲ仪汇出扩增曲线，进行结果分析。HGF、c-MET、AFP、
Albumin、CK18 以及 GAPDH(上海生工生物工程有限公司合成，
具体引物序列，见表 1。
表 1 实时定量 PCＲ引物序列
基因
名称
上游引物
序列
下游引物
序列
基因片段
长度 (bp)
HGF GCGAGGAGAAACGCAAACAG CCACGACCAGGAACAATGAC 301
c-MET GGACGCCGCAGAGCAGAC GCCCCCGCCTTGAACTT 222
AFP GCTTCTACCACTGTCTGGGATG GTCTGGAGCGGTCTTCTTGC 483
Albulnin CTGTAGTGGGTCCCTGGTGG GGGTAGCCTGAGATGGTTGTG 323
CK18 GCCCTGGACTCCAGCAACT ACTTTGCCATCCACGACCTT 518
GAPDH GCTGGGGCTCACCTGAAGG GGATGACCTTGCCCACAGCC 343
1． 5． 6 Western blot检测分化后细胞的 AFP、Albumin、CK18 蛋
白表达 于诱导后的 0、7 和 14 天，按照蛋白提取试剂盒说明，
提取细胞的蛋白，进行蛋白定量后，加样品缓冲液煮沸 5min，各
取 20μl 加样;10%聚丙烯酰胺凝胶，在 120V、28mA 条件下电
泳 1． 5h;100mA条件下 PVDF 膜转膜 3h;5%脱脂牛奶封闭，滴
加 AFP、Albumin、CK18 一抗(1:250)，4℃ 过夜;用含 0． 1%
Tween 20 的 TBS冲洗 5min × 3 次，再加辣根过氧化物酶标记的
二抗(1:500)室温下孵育 2h，用 0． 1% TBST 冲洗 15min × 3 次，
ECL发光检测，X光片显影，扫描图像，测得各条带的灰度值，以
β-actin为内对照标准化后，比较蛋白表达量的变化。
1． 5． 8 统计分析 每项试验至少重复 3 次，所有实验结果的数
据以均数 ±标准差(x ± s)表示，数据分析在 SPSS13． 0 统计软
件包上进行，以单因素方差分析(one-way ANOVA)进行多组间
差异的比较，以 Dunnett-t检验比较两组间均数的差异，P ＜ 0． 05
说明差异具有统计学意义。
2 结果
2． 1 珠子参皂苷诱导 BMSCs分化后细胞形态的影响 显微镜
下可见 3 天后，其原始的梭形形态发生了明显改变，7 天后其形
态特征与肝细胞类似，14 天后，绝大多数 BMSCs 呈现类似肝细
胞样的圆形特征，而未用 HGF或珠子参皂苷诱导的空白组未出
现上述变化，见图 1。
图 1 珠子参皂苷诱导 BMSCs分化 14 天后细胞形态
A:空白组，B:珠子参皂苷 200μg /ml
2． 2 珠子参皂苷诱导 BMSCs 分化后细胞合成糖原的影响
由图 2 可见 BMSCs在经珠子参皂苷诱导 14 天后，空白组不具
有合成糖原的能力，而 HGF或珠子参皂苷组诱导分化后的细胞
具有合成糖原的能力。
图 2 珠子参皂苷诱导 BMSCs分化 14 天后细胞合成糖原的影响
A:空白组，B:珠子参皂苷 200μg /ml
2． 3 珠子参皂苷诱导 BMSCs分化后细胞摄取 LDL能力的影响
由表 2 可知，BMSCs经 HGF和珠子参皂苷诱导刺激分化后可
显著增加分化后细胞摄取 LDL的能力，而且随着诱导分化时间
延长，其表达量进一步增加，其中珠子参皂苷 200μg /ml 组作用
效果与 HGF类似。
表 2 珠子参皂苷诱导 BMSCs分化 7、14 天后摄取 LDL能力的影响
(珋x ± s，n = 4)
组别 剂量 7 天 (U /L) 14 天 (U /L)
空白对照 28． 23 ± 2． 47 29． 17 ± 2． 78
肝细胞生长因子 20ng /ml 50． 93 ± 2． 31 ＊＊ 70． 53 ± 7． 39 ＊＊
珠子参皂苷 50μg /ml 30． 07 ± 3． 17 45． 97 ± 6． 65 *
100μg /ml 34． 83 ± 2． 06 * 52． 73 ± 4． 17 ＊＊
200μg /ml 41． 17 ± 3． 46 ＊＊ 64． 97 ± 4． 84 ＊＊
与空白组比较 * P ＜0． 05，＊＊ P ＜0． 01(下同)
2． 4 珠子参皂苷诱导 BMSCs分化后细胞分泌尿素能力的影响
401 中药药理与临床 2016;32(2)
由表 3 可知，BMSCs经 HGF和珠子参皂苷诱导刺激分化后可
显著增加分化后细胞分泌尿素的能力，而且随着诱导分化时间
延长，其表达量进一步增加，其中珠子参皂苷 200μg /ml 组作用
效果与 HGF类似。
2． 5 珠子参皂苷诱导 BMSCs 分化后细胞 HGF、c-MET、AFP、
Albumin、CK18 基因表达的影响 由表 4、5 可知，BMSCs经 HGF
和珠子参皂苷诱导刺激分化后可显著增加肝细胞特异性 HGF、
c-MET、AFP、Albumin、CK18 基因表达，而且随着诱导分化时间
延长，其表达量进一步增加，其中珠子参皂苷 200μg /ml 组作用
效果与 HGF类似。
表 3 珠子参皂苷诱导 BMSCs分化 7、14 天后分泌尿素能力的影响
(珋x ± s，n = 4)
组别 剂量 7 天(μg /μl) 14 天(μg /μl)
空白对照 3． 31 ± 0． 23 3． 55 ± 0． 27
肝细胞生长因子 20ng /ml 7． 48 ± 0． 43 ＊＊ 8． 05 ± 0． 17 ＊＊
珠子参皂苷 50μg /ml 4． 12 ± 0． 31 * 4． 87 ± 0． 42 ＊＊
100μg /ml 5． 37 ± 0． 78 ＊＊ 6． 53 ± 0． 37 ＊＊
200μg /ml 6． 26 ± 0． 30 ＊＊ 7． 01 ± 0． 16 ＊＊
表 4 珠子参皂苷诱导 BMSCs分化 7 天后细胞 HGF、c-MET、AFP、Albumin、CK18 基因表达的影响(珋x ± s，n = 4)
组别 剂量 HGF /GAPDH c-MET /GAPDH AFP /GAPDH Albumin /GAPDH CK18 /GAPDH
空白对照 0． 23 ± 0． 02 0． 26 ± 0． 02 0． 29 ± 0． 03 0． 23 ± 0． 02 0． 16 ± 0． 05
肝细胞生长因子 20ng /ml 0． 57 ± 0． 08 ＊＊ 0． 36 ± 0． 01 ＊＊ 0． 57 ± 0． 04 ＊＊ 0． 36 ± 0． 03 ＊＊ 0． 33 ± 0． 04 ＊＊
珠子参皂苷 50μg /ml 0． 26 ± 0． 03 0． 28 ± 0． 06 0． 32 ± 0． 02 0． 27 ± 0． 01 * 0． 22 ± 0． 03
100μg /ml 0． 31 ± 0． 04 * 0． 34 ± 0． 03 * 0． 36 ± 0． 03 * 0． 32 ± 0． 03 * 0． 29 ± 0． 05 *
200μg /ml 0． 35 ± 0． 03 ＊＊ 0． 36 ± 0． 02 ＊＊ 0． 43 ± 0． 04 ＊＊ 0． 34 ± 0． 02 ＊＊ 0． 31 ± 0． 01 ＊＊
表 5 珠子参皂苷诱导 BMSCs分化 14 天后细胞 HGF、c-MET、AFP、Albumin、CK18 基因表达的影响(珋x ± s，n = 4)
组别 剂量 HGF /GAPDH c-MET /GAPDH AFP /GAPDH Albumin /GAPDH CK18 /GAPDH
空白对照 0． 24 ± 0． 02 0． 27 ± 0． 02 0． 30 ± 0． 03 0． 24 ± 0． 02 0． 18 ± 0． 02
肝细胞生长因子 20ng /ml 0． 60 ± 0． 03 ＊＊ 0． 39 ± 0． 01 ＊＊ 0． 59 ± 0． 02 ＊＊ 0． 39 ± 0． 03 ＊＊ 0． 40 ± 0． 02 ＊＊
珠子参皂苷 50μg /ml 0． 29 ± 0． 03 0． 34 ± 0． 03 * 0． 36 ± 0． 01 * 0． 30 ± 0． 02 * 0． 25 ± 0． 03 *
100μg /ml 0． 32 ± 0． 04 * 0． 36 ± 0． 02 ＊＊ 0． 40 ± 0． 02 ＊＊ 0． 34 ± 0． 02 ＊＊ 0． 30 ± 0． 04 ＊＊
100μg /ml 0． 37 ± 0． 03 ＊＊ 0． 37 ± 0． 02 ＊＊ 0． 46 ± 0． 03 ＊＊ 0． 37 ± 0． 01 ＊＊ 0． 33 ± 0． 01 ＊＊
2． 6 珠子参皂苷诱导 BMSCs 分化后细胞 AFP、Albumin、CK18
蛋白表达的影响 由表 6 和图 3 可知，BMSCs经 HGF和珠子参
皂苷诱导刺激分化后可显著表达肝细胞特异性 AFP、Albumin、
CK18蛋白表达，而且随着诱导分化时间延长，其表达量进一步
增加，其中珠子参皂苷 200μg /ml组作用效果与 HGF类似。
表 6 珠子参皂苷诱导 BMSCs分化 7 和 14 天后细胞 AFP、Albumin、CK18 蛋白表达的影响(珋x ± s，n = 4)
组别 剂量
珠子参皂苷诱导 BMSCs分化 7 天后
AFP /β-actin Albumin /β-actin CK18 /β-actin
珠子参皂苷诱导 BMSCs分化 7 天后
AFP /β-actin Albumin /β-actin CK18 /β-actin
空白对照 0． 34 ± 0． 04 0． 29 ± 0． 01 0． 26 ± 0． 03 0． 17 ± 0． 04 0． 27 ± 0． 03 0． 28 ± 0． 03
肝细胞生长因子 20ng /ml 0． 73 ± 0． 06 ＊＊ 0． 63 ± 0． 03 ＊＊ 0． 44 ± 0． 05 ＊＊ 0． 72 ± 0． 02 ＊＊ 0． 60 ± 0． 03 ＊＊ 0． 65 ± 0． 07 ＊＊
珠子参皂苷 50μg /ml 0． 45 ± 0． 05 * 0． 31 ± 0． 01 0． 32 ± 0． 03 0． 26 ± 0． 03 * 0． 30 ± 0． 01 0． 34 ± 0． 02 *
100μg /ml 0． 54 ± 0． 07 ＊＊ 0． 38 ± 0． 04 * 0． 35 ± 0． 03 * 0． 34 ± 0． 04 ＊＊ 0． 41 ± 0． 03 ＊＊ 0． 45 ± 0． 04 ＊＊
200μg /ml 0． 62 ± 0． 03 ＊＊ 0． 54 ± 0． 06 ＊＊ 0． 43 ± 0． 04 ＊＊ 0． 64 ± 0． 05 ＊＊ 0． 44 ± 0． 04 ＊＊ 0． 55 ± 0． 06 ＊＊
图 3 珠子参皂苷诱导 BMSCs 分化后细胞 AFP、Albumin、CK18 蛋白表
达影响
A:诱导分化 7 天后细胞蛋白表达，B:诱导分化 14 天后细胞蛋白表达
1:空白组;2:肝细胞生长因子;3:珠子参皂苷 50μg /ml;4:珠子参皂苷
100μg /ml;5:珠子参皂苷 200μg /ml
3 讨论
干细胞是一类具有自我更新和多向分化潜能的原始细胞。
根据其生存阶段可以分为胚胎干细胞和 BMSCs。胚胎干细胞
具有全能性，可分化为体内所有的组织细胞，但是，干细胞的定
向分化是在细胞内外因素的共同作用下完成的，细胞-细胞间的
相互作用及某些生长因子可促使干细胞向某一方向分化，因此，
在体内复杂的微环境中，很难确保其向单一方向分化，研究发现
这种全能干细胞移植后有形成肿瘤(如畸胎瘤)的风险［8 ～ 10］，同
时又因为伦理问题，限制了其在临床上的发展应用。近年来许
多科学家都先后证实 BMSCs 的分化能力是最接近胚胎干细胞
的成体干细胞，可以分化成为心、肝、脑、肌肉、软骨、胰岛等多种
体细胞。BMSCs 因其来源丰富，自体移植可避免疫排斥反应，
不涉及伦理等诸多优点而倍受关注，充分开发利用 BMSCs，将
为心、肝、脑等重要器官致命性疾病的治疗开辟一条新的道路。
Jiang等人［11，12］研究发现 BMSCs 可定向诱导分化为肝样细胞，
这种细胞具有正常肝细胞的形态和功能特点，可合成白蛋白、甲
胎蛋白、尿素等。虽然也有肝干细胞、脐血干细胞等应用于临床
治疗 ESLD的报道。
501中药药理与临床 2016;32(2)
我国也早在 20 世纪中叶就已经开展中药对 BMSCs的生物
学影响研究，应用中药治疗血液病、抗放化疗副作用等取得了
很好的临床效果。我国是肝病大国，肝硬化、肝癌和肝衰竭已成
为众多 ESLD患者的最终归宿。干细胞移植为治疗终末期肝病
提供了新的希望，而 BMSCs 以其独特的优势，得到了许多研究
者的青睐。为此积极开展中药干预 BMSCs 动员、扩增、定向分
化、移植等方面的研究具有重要的重要意义和应用价值。
近年来，我们对珠子参进行了相关研究，发现珠子参皂苷
对 CCl4 致大鼠肝纤维化具有较好的保护作用，并初步证实与其
促进肝细胞的增殖密切相关［6，7］。在本实验研究中，我们通过
观察珠子参皂苷对 BMSCs分化实验研究发现，珠子参皂苷可诱
导 BMSCs分化为肝细胞，使其具有了合成糖原、摄取 LDL 及分
泌尿素的能力;可显著增加肝细胞特异性 HGF、c-MET、AFP、Al-
bumin、CK18 基因表达和 AFP、Albumin、CK18 蛋白表达。本研
究为后续体内进行 BMSCs 移植和珠子参皂苷联用治疗 ESLD
提供了理论基础和实验依据。
参考文献
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The study of saponins from Panacis majoris on the differentiation of bone marrow stem cells into hepatocytes
Zhang Jihong1，Wang Xinyi2，Liu Xiong1，Shi Mengqiong2＊＊，Zhou Jigang1，Tan Yanqing1，Luo Tao1，Li Haoran1，Tian Peilin1
(1 TCM Clinical Hospital ＆ Hospital of TCM;2 Medical Science College，China Three Gorges University，Yichang 443002)
Objective:To observe the influence of saponins from Panacis majoris on the differentiation of hepatocyte from bone marrow stem cells
(BMSCs)． Methods:Under sterile conditions，Sprague Dawley rats were sacrificed，bone marrow cells were collected，suspended in the
NH4Cl hypotonic salt solution (erythroeyte lysis bufferr)for erythrocyte lysis，and centrifuged to collect the cells for cultivating． Low glueose
DMEM (LG-DMEM) ，supplemented with10% fetal bovine serum (FBS)was applied． When the culture reached 80% confluence，it was
preincubated with collagenase for l-2 hours，cells were trysinized and aserial subcultivation began． The fourth generation cells with good
growth state were randomly control，HGF (20ng /ml) ，and the saponins from Panacis majoris (50，100 and 200μg /ml) ，the cell morphology
was observed in seventh days and fourteenth days，respectively，analyzed the cell ability of synthesizing glycogen，uptaking LDL and secreting
urea，The mＲNA expressions of HGF，c-MET，AFP，Albumin and CK18 were detected by real-time polymerase chain reaction;The protein
expressions of AFP，Albumin and CK18 in the cells were detected by western blotting． Ｒesults:Saponins from Panacis majoris (50，100 and
200μg /ml)and HGF (20ng /ml)induced the BMSCs to differentiate into hepatocytes，significantly increased the mＲNA expressions of
HGF，c-MET，AFP，Albumin and CK18，and the protein expressions of AFP，Albumin and CK18． Conclusion:Our present study indica-
ted that saponins from Panacis majoris could effectively promote BMSCs differentiation into hepatocytes in vitro，which provided a theoretical
basis for the following BMSCs transplantation in vivo and the theoretical and experimental basis for the treatment of ESLD with combined ap-
plication．
Key words saponins from Panacis majoris (珠子参皂苷) ;hepatocyte;bone marrow stem cells;differentiation
601 中药药理与临床 2016;32(2)