全 文 ：·技术与方法·
生物技术通报
BIOTECHNOLOGY BULLETIN 2012年第12期
根际微生物的定义为植物的根表以及受根系直
接影响的土壤区域中的微生物群落。根际是土壤中
最为活跃的生物区域，是植物生态系统物质交换的
界面。根际微生物无论在数量还是群落结构上都与
根际以外的微生物有所不同。根际微生物数量一般
比根际以外的微生物数量高几倍至几十倍，个别的
细菌群可高达千倍以上。它们和植物间是互生关系，
与植物根系相互作用、相互促进。微生物大量聚集
在根系周围，由呼吸作用放出 CO2 或代谢产酸有助
于难溶矿物质的溶解，增加植物对磷及其他矿质元
素的吸收。此外，其分泌的维生素、生长刺激素等，
收稿日期 ：2012-05-02
基金项目 ：国家转基因生物新品种培育重大专项（2009ZX08003-017B）
作者简介 ：赵佳，男，硕士，研究实习员，研究方向 ：微生物学 ；E-mail: zhaojia.00@163.com
通讯作者 ：孙毅，男，博士，研究方向 ：分子生物学 ；E-mail: sunyi692003@yahoo.com.cn
现代生物技术在根际微生物群落研究中的应用
赵佳  孙毅  梁宏  黄静  杜建中
（山西省农业科学院生物技术研究中心 农业部黄土高原作物基因资源与种质创制重点实验室，太原 030031）
摘 要 ： 根际微生物的定义为植物的根表及受根系直接影响的土壤区域中的微生物群落。根际微生物与植物根系相互作用，
是植物生态系统物质交换的主要媒介。根际微生物群落的研究对于微生物生态学与植物生态学均具有重要意义。近年来现代生物
学技术发展迅速，对根际自然群落中不可培养微生物的研究取得了突破。综述了目前已取得的研究进展，对现代生物技术在根际
微生物群落研究中的应用做了讨论。
关键词 ： 根际微生物 生物技术 生物标记 分子生物学 单一碳源利用
The Application of Modern Biotechnology in the Research of
Rhizosphere Microbial Community
Zhao Jia Sun Yi Liang Hong Huang Jing Du Jianzhong
（Biotechnology Research Center，Shanxi Provincial Academy of Agricultural Sciences，Key Laboratory of Crop Gene Resources and Germplasm
Enhancement on Loess Plateau，Ministy of Agriculture，P.R.China，Taiyuan 030031）
Abstract:  Rhizosphere microorganisms are defined as the microbial community in the area of direct impact on the soil of the root surface
and root of the plant. Rhizosphere microorganisms interact with plant roots are the main medium for the material exchange of plant ecosystems.
Studies on rhizosphere microbial community are essential for microbial ecology and plant ecology. In recent years, with the rapid development
of modern biology techniques, studies on unculturable microbials has made a breakthrough on the natural communities in the rhizosphere. This
article reviews research progresses in the field and summarizes the application of modern biotechnology in the rhizosphere microbial community
to provide a reference for the further in depth study of rhizosphere microorganisms.
Key words:  Rhizosphere microorganisms Biological technology Biomarkers Molecular biology Sole carbon source utilization
还可促进植物的生长［1］。根际微生物种类繁多，数
量庞大，但传统方法只能分离培养一少部分微生物，
自然群落中约 99% 的物种无法得到分离及在人工培
养基上生长［2］。这些不可培养的根际微生物被视作
一个“黑匣子”。如何研究这些不可培养微生物已成
为国内外学者研究的热点。本研究综述了目前已取
得的研究进展，对现代生物学技术在根际微生物研
究中的应用做了讨论，以便为今后进一步深入研究
根际微生物提供一定的参考。
1 现代生物标记方法
利用生物标记的方法来研究根际微生物，不分
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2012年第12期66
离培养根际土壤中的微生物，突破了传统方法对不
可培养微生物研究的局限，可以更直观地反应根际
微生物群落的结构特征。
1.1 磷脂脂肪酸（PLFAs）图法
磷脂脂肪酸（phospholipid fatty acids biomarkers，
PLFAs）图法利用根际微生物细胞壁（膜）上的一
些特征化合物作为研究标记物，广泛用于根际微生
物群落多样性的研究中。根据 PLFAs 的多样性分析，
利用相关的统计分析软件和数据库便可同时得到根
际微生物的群落结构组成多样性、比例和生物量等
信息。PLFAs 分析方法不需要对根际微生物进行分
离培养，直接提取根际微生物群落的脂肪酸，可以
更直观地反应根际微生物群落的结构特征。Cleggt［3］
把 DGGE 与 PLFA 方法结合起来，研究长期的农业
处理方式如无机氮肥的施用和土壤灌溉对土壤假单
胞菌和放线菌群落结构的影响。刘微等［4］以亲本
水稻为对照，利用 PLFA 技术分析转 Bt 基因对水稻
根际微生物多样性的影响。提取水稻根际土壤中的
PLFA，经碱性甲酯化后利用气象色谱分析其中各种
脂肪酸含量，然后利用 SPSS 进行方差分析和主成分
分析。转 Bt 基因水稻与亲本水稻根际均以饱和脂肪
酸和支链脂肪酸为主，苗期、拔节期和抽穗期，转
Bt 基因水稻根际革兰氏阳性菌代表性磷脂脂肪酸含
量显著低于亲本水稻 ；革兰氏阴性菌代表性磷脂脂
肪酸含量显著高于亲本水稻。成熟期两种水稻根际
革兰氏阳性菌和革兰氏阴性菌含量无显著性差异。
在水稻各生育期，转 Bt 基因未对水稻根际土壤菌落
的磷脂脂肪酸含量造成显著性影响。
1.2 稳定同位素探针（SIP）
同位素分为放射性同位素与稳定同位素，由于
稳定同位素没有放射性不会造成二次污染，人们已
把标记物从放射性标记物转向稳定同位素标记物，
稳定同位素也在植物根际微生物群落研究过程中作
为示踪剂而广泛应用。当自然丰度很低的同位素富
集后作为底物被微生物吸收利用，成为生物组分的
一部分，通过检测、跟踪特定组分中同位素的存在
和含量，可以分析微生物的生物量及功能。SIP 技术
最大的优势是通过分析被检测的根际微生物的 DNA
序列来确定其在分类进化树中的位置，确定该微生
物的种属关系及分类地位。当研究过程中有未培养
微生物参与时，这一特点就尤为重要了［5］。在当前
的研究中 13C 同位素高比例的吸收能够显著提高所
标记 DNA 的密度，使得“重的”和“轻的”DNA
得到分离，因而 13C 标记的底物进行稳定同位素探
针试验已成为主流。其原理是先向供试系统中供应
13C 标记底物，然后从根际提取核酸，用超速离心将
核酸分成重核酸（13C 标记）和轻核酸（非 13C 标记）。
用分子生态技术分析 13C 标记和非标记的核酸，用
系统发育分析方法确定微生物的种类。Morris 等［6］
研究土壤中的甲烷氧化细菌，向供试系统（酸性森
林根际土壤）中加入 13C 标记的底物 CH4，从土壤中
提取总 DNA，以 13C-DNA 作为模板，PCR 扩增微生
物的 16S rRNA 和功能基因 pmoA、mxaF 及 mmoX，
构建 13C-DNA 文库。13C-DNA 文库中不仅包括甲烷
氧化细菌，还包含 r-subclass Proteobacteria。
2 分子生物学技术
随着生命科学的不断发展，人们对生物体的认
知已经逐渐深入到微观水平，从单个的生物体到器
官到组织到细胞，再从细胞结构到核酸和蛋白的分
子水平，人们意识到可以通过检测分子水平的线性
结构（如核酸序列），来横向比较不同物种的差异。
这就为人们研究根际微生物群落，提供了一个强有
力的技术平台。分子生物学是生物学的前沿与生长
点，以单链构象多态性分析、限制片段长度多态性、
梯度凝胶电泳、扩增 rDNA 限制酶分析、荧光原位
杂交、DNA 芯片等技术为代表的现代分子生物学技
术的快速发展极大地带动了根际微生物研究的发展。
2.1 限制片段长度多态性（RFLP）与末端限制性
片段长度多态性（T-RFLP）
限制片段长度多态性（RFLP）自问世以来已广
泛运用于多门生物学科研究中，但它运用于根际微
生物多样性的研究还只是近几年的事。RFLP 能对抗
性基因进行定位和分离，提取 DNA，可直接从酶切
后的电泳图谱看出其多态性，利用这一方法可以测
定种群内、种群间不同水平的物种在进化水平上的
差异。T-RFLP 技术以 RFLP 技术为基础，根据保守
区设计通用引物，其中一个引物的 5-末端用荧光物
质标记（HEX、TET 和 6-FAM 等）。提取根际土壤
2012年第12期 67赵佳等 ：现代生物技术在根际微生物群落研究中的应用
样品的中 DNA，进行 PCR 扩增，所得到的 PCR 产
物就带有这种荧光标记，然后用限制性内切酶进行
消化。由于在不同细菌的扩增片段内存在核苷酸序
列的差异，酶切后就会产生很多不同长度的限制性
片段。用自动测序仪测定，可以反应微生物群落的
多样性及群落结构特征［7-9］。这种方法还可以进行
定量分析，在基因扫描图谱上，每个峰面积占总峰
面积的百分数代表这个末端限制性片段的相对数量，
即末端限制性片段的数量越大其所对应的面积越大。
Hein 等［10］对模式生物拟南芥的根际细菌群落进行
研究，以考查系统获得性抗性对细菌群落结构和多
样性的影响。提取供试拟南芥根际土壤的总 DNA，
用 T-RFLP 分析 MspⅠ和 HaeⅢ消化的 16S rDNA，以
乳杆菌为内对照，评估根际群落多样性。结果表明，
拟南芥根际微生物多样性并未减少，但其微生物群
落结构发生了显著变化。
2.2 变性梯度凝胶电泳（DGGE）和温度梯度凝胶
电泳（TGGE）
20 世纪 80 年代初，Lerman 首先发明了变性梯
度 凝 胶 电 泳（denaturing gradient gel electrophoresis，
DGGE）技术，他利用长度相同但序列不同的双链
DNA 在加入了变性剂（尿素和甲酰胺）梯度的聚
丙烯酰胺凝胶中的迁移率不同而将双链 DNA 区分
开［11-13］。Muyzer 等［14］ 在 1993 年首次将其应用于
微生物群落结构研究。后来又发展出其衍生技术温
度梯度凝胶电泳（TGGE）。目前已经发展成为研究
微生物群落结构的主要分子生物学方法之一。当
用 DGGE/TGGE 来研究根际微生物群落多样性时需
要结合 PCR 扩增技术，根据基因中比较保守的碱
基序列设计通用引物，研究根际样品微生物群落结
构。Fantroussi 等［15］利用 DGGE 的方法研究了 3 种
苯脲类除草剂对作物根际土壤微生物群落的影响。
试验以施用和未施用除草剂的根际土壤作为供试样
本提取总 DNA，根据 16S rRNA 基因的高可变区的
碱基序列设计通用引物，DGGE 分析扩增产物。他
发现两个供试样本中的微生物群落差异显著，微生
物群落的多样性因施用苯脲类除草剂而快速下降。
Marschner 等［16］利用 DGGE 比较了不同植物种类、
土壤类型和根区位置所引起的植物根围真核细菌群
落结构的差异。Rumberger 等［17］利用 DGGE 专门分
析了土壤在种植油菜子（canola）之后对根际细菌和
部分真核生物群落结构的影响。DGGE/TGGE 技术的
缺陷在于，没有适合的分子量标准物而难以比较不
同批次的电泳样品，在近期的研究中将 DGGE/TGGE
技术与其他技术相结合已成为一种趋势。
2.3 扩增rDNA限制酶分析（ARDRA）
扩增 rDNA 限制性酶切片段分析法（amplified
ribosomal DNA restriction analysis，ARDRA）是将 PCR
技术和 RFLP 技术相结合衍生的分子技术，目前该方
法已广泛应用于多种生态系统中微生物多样性的研
究［18］。为了减少测序的数量，往往可采用 ARDRA
对文库进行酶切分型，然后根据分型结果对代表菌
株进行测序。李潞滨等［19］研究唐古拉山口高寒地
区的土壤微生态群落，以限制性内切酶 Hae III、Rsa
I 消化从各个克隆子扩增出的 16S rDNA 片段。构建
土壤细菌群落 16S rDNA 文库，通过菌落 PCR 检测
到 90 个阳性克隆，其中的插入片段使用通用引物进
行扩增并酶切。将两种酶切图谱完全相同的克隆划
分为一个分类操作单元（OUT），ARDRA 分型共得
到 23 个 OUT。系统发育分析表明，该克隆文库中
主 要 含 有 Proteobacteria、Firmicutes、Actionbacteria、
Bacteroidetes、Acidobacteria、Planctomycetes 等 8 类细
菌，除此之外该文库还包含大量未培养细菌，其代
表了唐古拉山口地区土壤微生物群落的多样性。
2.4 荧光原位杂交（FISH）
荧光原位杂交（FISH）的基本原理是将 DNA（或
RNA）探针用特殊的核苷酸分子标记（生物素、地
高辛等），然后将探针直接杂交到染色体或 DNA 纤
维切片上，可利用该标记与荧光素标记的特异亲和
素之间的免疫化学反应，经荧光检测体系在镜下对
待测 DNA 进行定性、定量或相对定位分析。FISH
具有安全、快速、灵敏度高、探针能长期保存、能
同时显示多种颜色等优点。FISH 不依赖 PCR，它结
合了分子生物学的精确性和显微镜的可视性信息，
可以在微生物环境中监测和鉴定不同的微生物个体，
同时对微生物群落进行评价。目前，FISH 技术广泛
应用于根际微生物的研究中，已成为分析微生物群
落多样性的重要技术手段。 Kutter 等［20］将食源性
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2012年第12期68
病 原 体 鼠 伤 寒 沙 门 氏 菌（Salmonella typhimurium）
和 3 种 李 斯 特 菌（L. monocytogenes，L. ivanovii，L.
innocua）与大麦共培养，接种菌 1-4 周后计数，并
用荧光标记的寡核苷酸探针和共聚焦激光扫描显微
镜（CLSM）进 FISH 检测。结果表明，S. enterica 在
根毛和根表面密集度高且散布于根被皮层和内皮
层，是大麦根部的内生定殖菌，而李斯特菌的数量
与阴性对照 E. coli HB101（非内生菌）相当，仅为 S.
enterica 的 1/10，且仅定殖于根毛区，根表面的其他
部位未发现定殖，未见李斯特菌的内生定殖。
2.5 宏基因组文库
Handelsman 等［21］ 于 1998 年 首 先 提 出 构 建 宏
基因组的概念。宏基因组学就是一种以环境样品中
的微生物群体基因组为研究对象，以功能基因筛选
和测序分析为研究手段，以微生物多样性、种群结
构、进化关系、功能活性、相互协作关系及与环境
之间的关系为研究目的的新的微生物研究方法。从
根际土壤中直接提取基因组 DNA，一方面可以通过
克隆 DNA 片段找到合适的载体（质粒、粘粒等）而
建立宏基因组库，也可以直接对 DNA 进行高通量测
序［22］。宏基因组文库既包含了可以培养的微生物基
因，又包含了不能培养的微生物基因，避开了微生
物分离培养的问题，极大地扩展了微生物资源的利
用空间，更有利于得到新的微生物物种和生物活性
物质，有助于根际微生物群落分布和功能的深入研
究［23］。2006 年，Voget 等［24］首次研究了从土壤根
际微生物的宏基因组文库中筛选到的一种纤维素酶
的性质，证实了其具有较广的 pH 值和温度适应范
围，并且在较高的盐度时也具有活性，具有工业应
用价值。南京大学杨永华等对大豆根际土壤微生物
群落宏基因组文库进行构建，以大肠杆菌为宿主构
建成含 9 054 个阳性克隆的宏基因组文库，并申请
专利（专利申请号 ：201010614347）。马世宏等［25］
研究转基因棉田土壤微生物的功能多样性，采用直
接法提取转基因棉根际土壤微生物总 DNA，用限制
性内切酶 BamH I 进行部分酶切，回收 2.0-4.0 kb 大
小的片段插入到 pUC19/BamH I 脱磷载体上，转化
到 DH5α 高效感受态细胞，构建宏基因组文库。该
文库的外源插入片段平均长度为 2.4 kb，90% 以上
克隆都含有插入片段，10 个序列中存在着多种功能
的开放式阅读框，包括一些水解酶、脱氢酶、脂解酶、
修饰酶、抗生素及与电子传递链相关的酶类。
2.6 DNA 芯片技术
DNA 芯片技术是指在固相支持物上原位合成寡
核苷酸或者直接将大量预先制备的 DNA 探针以显微
打印的方式有序地固化于支持物表面，然后与标记
的样品杂交，通过对杂交信号的检测分析，获得样
品的遗传信息。Sanguin 等［26］用 16S rRNA 基因芯
片技术研究玉米根际的细菌群落多样性。用 200 个
正核苷酸探针（片段长为 20 个碱基）的 DNA 芯片
检测玉米根际和根外土壤的微生物群落，当以 19 个
农杆菌序列为目标时，根际 DNA 的杂交水平明显
高于根外土壤 ；当用广谱性探针检测时，有 12 个探
针的杂交水平高于根外土壤，41 个探针的杂交水平
却明显低于根外土壤。用 DNA 芯片探测根际微生物
群落，伯克霍尔德氏菌（Burkholderia）和芽孢杆菌
（Bacillus），很容易被 DNA 芯片检测到，但农杆菌
（Agrobacterium）、根瘤菌（Rhizobium）和亚硝化螺
菌（Nitrospira）却很难被测到。这说明利用 DNA 芯
片技术可以对根际微生物群体结构和功能进行高通
量分析，但是技术本身尚存在许多有待完善的地方。
2.7 单链构象多态性分析（SSCP）
单链构象多态性（single strand conformation pol-
ymorphism，SSCP）分析是利用 DNA 或 RNA 单链构
象具有多态性的特点，结合 PCR 技术进行基因检
测的一种分析技术，也称为 PCR-SSCP 技术，用以
分析微生物的遗传学特征和基因突变。由于该方法
对仅有一个碱基差异的两条 DNA 也能得到较好的
分离，采用该方法对细菌 rRNA 基因（16S rRNA 和
23S rRNA）分析，在微生物分类和对绝大多数革兰
氏阳性分离株及分支杆菌属细菌的鉴定上均显示出
良好的分辨效果。Achim 等［27］在播种后的 30 d 和
70 d 提取同一片大田中的玉米与甜菜、转抗除草剂
基因玉米与其亲本的根际土壤总 DNA，利用 PCR-
SSCP 技术建立 16S rDNA 文库并进行图像数字分析，
结果表明，玉米根际的优势菌群为 Proteobacteria、Fl-
avobacterium、Bacteroides、Chlamydiales、Verrucomic-
robium、Planctomyces 和 Holophaga，其 PCR-SSCP 文
2012年第12期 69赵佳等 ：现代生物技术在根际微生物群落研究中的应用
库的菌落多样性显著区别于甜菜，而转基因玉米与
其亲本的 PCR-SSCP 文库的菌落多样性没有显著变
化。说明玉米对除草剂的抗性只存在于地上部分而
未对根际微生物群落产生影响。祖元刚等［28］研究喜
树在控制林业有害植物紫茎泽兰生物入侵的可行性，
采用 PCR-SSCP 技术分析对喜树、紫茎泽兰和二者
混栽体系根际土壤中的真核微生物和细菌微生物群
落结构进行了比较。紫茎泽兰根际土壤中真核微生
物条带数量（多样性）远高于喜树和混栽根际，对
部分条带克隆测序表明喜树根际中 Meristolohmannia
spp. 为主要优势种群 ；3 种根际中真细菌群落多样性
丰富，但没有差别，对喜树根际细菌 16S rDNA 文库
测序比较分析，共包含了 10 个已分类的门，其中 Pro-
teobacteria 门为优势菌群，占 24.71%（其中 δ-Proteo-
bacteria 占 17.65%），Acidobacteria 门占 16.47%，Bac-
teroidetes 门占 10.59%。紫茎泽兰的扩散和蔓延依赖
于特有的真核微生物群落结构模式，并不改变细菌
群落的结构，喜树能够通过根系分泌物改变紫茎泽
兰根际真核微生物群落结构模式，进而制约其外延。
3 单一碳源利用差异检测技术
3.1 BIOLOG微平板ELISA反应分析法
BIOLOG 微平板反应系统是基于菌种不同的单
一碳源利用能力上的差异来研究微生物种群功能多
样性的。将稀释液加到微平板孔中，并将加好样的
BIOLOG 微 平 板 在 25℃ 条 件 下 温 育。 用 ELISA 检
测仪在特定波长下测定各孔吸光值。BIOLOG 板上
ELISA 反应中的植株根际土壤微生物的每孔颜色平
均变化率（average well color development，AWCD）反
应速度和最终能达到的程度与群落内能利用单一碳
底物的微生物数目与种类相关。通过测定不同微生
物群落对微平板中单一碳源底物的利用能力的差异，
获得微生物群落结构和功能多样性方面的不同信息。
陆英等［29］利用 BIOLOG 微平板 ELISA 反应分析法
研究了转基因香蕉根际土壤微生物群落的 AWCD 变
化。结果表明，转基因香蕉植株根际土壤微生物和
对照根际土壤微生物在 AWCD 变化曲线、微生物群
落 5 种主要指数均没有显著差别，进一步说明了转
基因香蕉植株对根际土壤微生物群落的结构和功能
多样性没有产生影响。
3.2 SCSU-ERIC法
单一碳源利用测试（sole-carbon-source utilization
tests，SCSU）通过菌群对不同碳源的代谢能力来区
别群落间的变化。革兰氏阴性菌基因组的基因间区
域含有肠杆菌基因间重复共有序列（ERIC 序列），
它们分布在细菌基因组上的不同位点并以不同的距
离分隔，存在菌株和种属水平上的差异［30］。因此以
ERIC 序列为引物反向 PCR，扩增被分隔的 DNA 序列，
以此作为不同细菌的 DNA 标记来确定细菌的基因
型。这种方法也可用于混合菌群落结构的研究。综
合利用 SCSU 和 ERIC-PCR，对每种单碳源培养基上
的菌群进行 ERIC-PCR，依此了解利用相同碳源的菌
群结构之间的差别，可以更好地体现微生物群落的
多样性。史通麟等［31］利用 SCSU-ERIC 对转基因生
防菌 308R（pCPP430）及其原始菌 308R 进行菌悬
液与无菌水蘸根处理的番茄植株根际菌群进行比较，
SCSU 菌落计数的聚类分析表明，转基因菌和原始菌
处理的根围菌重复之间相似性好，水处理相似性差。
4 结语
植物根系与根际微生物群落相互作用在根际构
成一个复杂的生态系统。近年，根际微生物的研究
正从 “黑匣”向“白匣”阶段过渡，在研究过程中不
断涌现出各种新方法、新技术，而每种方法技术都
有一定的局限性，将各种技术有机结合起来全面反
映根际微生物群落结构信息已成为研究的重要趋势。
参 考 文 献
［1］ 郝大程 , 陈士林 , 肖培根 . 基于分子生物学和基因组学的植物
根际微生物研究 . 微生物学通报 , 2009, 36（6）：892-899.
［2］ Prosser JI. Molecular and functional diversity in soil microorganisms.
Plant Soil, 2002, 244（1-2）：9-17.
［3］ Cleggt CD, Lovell RD, Hobbs PJ. The impact of grass-land manage-
ment regime on the community structure of selected bacterial groups
in soils. FEMS Microbio Eco, 2003, 43（2）：263-270.
［4］ 刘微 , 王树涛 , 等 . 转 Bt 基因水稻根际土壤微生物多样性的磷
脂脂肪酸 PLFAs 表征 . 应用生态学报 , 2011, 22（3）：727-733.
［5］ 李宁 , 吕育财 , 龚大春 . 稳定同位素探针技术在环境微生态领
域的应用 . 安徽农业科学 , 2011, 39（8）：4411-4413, 4415.
［6］ Morris SA, Radajewski S, et al. Identification of the functionally ac-
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2012年第12期70
tive methanotroph population in a peat soil microcosm by stableiso-
tope probing. Appl Environ Microbiol, 2002, 68 ：1446-1453.
［7］ Moeseneder MM, Winter C, Arrieta JM, et al. Terminal-restriction
fragment length polymorphism（T-RFLP）screening of a marine ar-
chaeal clone library to determine the different phylotypes. Microbiol
Methods, 2001, 44（2）：159-172.
［8］ Watts JE, Wu Q, Schreier SB, et al. Comparative analysis of polychlo-
rinated biphenyl-dechlorinating communities in enrichment cultures
using three different molecular screening techniques. Environ Micro-
biol, 2001, 3（11）：710-719.
［9］ Flores-Mireles AL, Winans SC, Holguin G. Molecular characteriza-
tion of diazotrophic and denitrifying bacteria associated with mang-
rove roots. Appl Environ Microbiol, 2007, 73（22）：7308-7321.
［10］ Hein JW, Wolfe GV, Blee KA. Comparison of rhizosphere bacterial
communities in Arabidopsis thaliana mutants for systemic acquired
resistance. Microb Ecol, 2008, 55（2）：333-343.
［11］ Muyzer G, Waal EC, Uitterlinden AG. Profiling of complex micro-
bial populations by denaturing gradient gel eleetrophoresis analysis
of polymerase chain reaction amplified genes encoding for 16S
rRNA. Appl Environ Microblol, 1993, 59 ：695-700.
［12］ Zhang T, Fang HP. Digitization of DGGE（denaturant gradient gel
electrophoresis）profile and cluster analysis of microbial communi-
ties. Biotechnology Letters, 2000, 22 ：399-405.
［13］ Felske A, Woherink A, Lis R. Searching for predominant soil bact-
eria ：16S rDNA cloning versus strain cultivation. FEMS Microbiol
Ecol, 1999, 30 ：137-145.
［14］ Muyzer G, Smalla K. Application of denaturing gradient gel elect-
rophoresis（DGGE）and temperature denaturing gradient gel elec-
trophoresis（TGGE）in microbial ecology. Antonie Van Leeuwen-
hoek, 1998, 73 ：127-135.
［15］ Fantroussi SEI, Verschuere L, Verstraete W, Top EM. Effect of ph-
enylurea herbicides on soil microbial communities estimated by ana-
lysis of 16S rRNA gene fingerprints and community-level physiolo-
gical profiles. Appl Environ Microbiol, 1999, 65（3）：982-988.
［16］ Marschner P, Yang CH, Lieberei R, et al. Soil and plant specific
efects on bacterial community compositionin the rhizosphere. Soil
Biology and Biochemistry, 2001, 33（11）：1437-1445.
［17］ Rumberger A, Marschner P. 2 Phenylethylisothiocyanate concen-
tration and microbial community composition in the rhizosphere of
canola. Soil Biology and Biochemistry, 2003, 35（3）：445-452.
［18］ Coton M, Laplace JM, Coton E. Zymomonas mobilis subspecies
identification by amplified ribosomal DNA restriction analysis.
Letters in Applied Microbiology, 2005, 40（2）：152-157.
［19］ 李潞滨 , 刘振静 , 杨凯 , 等 . 青藏铁路沿线唐古拉山口土壤微
生物的 ARDRA 分析 . 生态学报 , 2008, 28（11）：5482-5487.
［20］ Kutter S, Hartmann A, Schmid M. Colonization of barley（Hordeum
vulgare）with Salmonella enterica and Listeria spp. FEMS Micro-
biol Ecol, 2006, 56（2）：262-271.
［21］ Handelsman J, Rondon MR, Brady SF, et al. Molecular biological
access to the chemistry of unknown soil microbes ：a new frontier
for natural products. Chem Biol, 1998, 5（10）：R245-R249.
［22］ Vieites JM, Guazzaroni ME, Beloqui A, et al. Metagenomics
approaches in systems microbiology. FEMS Microbiol Rev, 2009,
33（1）：236-255.
［23］ 刘威 , 魏晓 , 袁静 , 等 . DNA 稳定同位素探针技术在宏基因组
学中的应用及前景 . 生物工程学报 , 2011, 27（4）：539-545.
［24］ Voget S, Leggewie C, Uesbck A, et al. Prospecting for novel bicoa-
talysts in a soil metagenome. Appl and Environ Microbiol, 2003, 69
（10）：6235-6242.
［25］ 马世宏 , 高国庆 , 等 . 基于宏基因组学的转基因棉田土壤微生
物功能多样性分析 . 安徽农业科学 , 2010（36）：599-562.
［26］ Sanguin H, Remenant B, Dechesne A, et al. Potential of a 16S rRNA-
based taxonomic microarray for analyzing the rhizosphere effects of
maize on Agrobacterium spp. and bacterial communities. Appl Env-
iron Microbiol, 2006, 72（6）：4302-4312.
［27］ Schmalenberger A, Tebbe CC. Bacterial community composition in
the rhizosphere of a transgenic herbicide-resistant maize（Zea ma-
ys）and comparison to its non-transgenic cultivar Bosphore. FEMS
Microbiology Ecology, 2002, 40（1）：29-37.
［28］ 祖元刚 , 高崇洋 , 王文杰 , 等 . 喜树替代紫茎泽兰过程中根际
微生物群落特征 . 中国科学 C 辑 , 2006, 36（5）：459-467.
［29］ 陆英 , 贺春萍 , 吴伟怀 , 等 . 转基因香蕉植株对根际土壤微生
物的影 . 热带作物学报 , 2008, 29（1）：38-41.
［30］ Versalovic J, Koeuth T, et al. Distribution of repetitive DNA seque-
nces in eubacteria and application to fingerprinting of bacterial
genomes. Nucleic Acids Research, 1991, 19（24）：6823-6831.
［31］ 史通麟 , 刘彬彬 , 李艳琴 . 转基因生防菌 308R（pCPP430）对
番茄根围菌群的影响 . 微生物学通报 , 2007, 34（4）：654-658.
（责任编辑 马鑫）